המחברים לא תודות לך

בעלי חיים שוכנו במתקן טיפול בבעלי חיים באוניברסיטת דרום דנמרק לפי הנחיות מוסדיים. כל הניסויים בוצעו על פי המדריך מכוני הבריאות הלאומיים עבור טיפול והשתמש של חיות מעבדה. זהו הליך הניתוח חריפה, ההישרדות.
1. הכנת אבובים, אלקטרודה, מכשירי ניתוח
<ol><li>השתמש המיקרוכירורגית הכלים הבאים: מספריים כירורגיים, מספריים מיקרו זוויתי, מלקחיים רקמות, זוג דומונט #7 מלקחיים מיקרו מעוקל #5, בעל מחט מיקרו ואת רטרקטורים. הערה: זה הליך חריפה, הכלים לא צריך להיות מעוקר. לאחר השימוש, לנקות ולמחוק את הטיפים עם 70% אתנול.</li>
	<li>להשרות את הצנרור 70% אתנול, ואז לשטוף את זה עם סטרילי 0.9% NaCl עם הפרין U/mL 100 לפני השימוש. להשאיר את הצנרור מלא כדי להימנע מהחדרה בועות אוויר לתוך המערכת.</li>
	<li>לחתוך חתיכה באורך 20-30 ס מ של פוליאתילן (PE) אבובים-50 כדי להפוך צנתר עבור המידה ICP. ודא לאורך צינור קצר ככל האפשר להפחית את הלחץ לשבור.</li>
	<li>בנד סטרילי 24G מחט--לצד עד המחט שובר באמצע. חברו את פיסת עם שפוע לקצה הדיסטלי של לאורך צינור PE להכנסה לתוך מנ הפין. הכנס השני כמעט עד ה-hub להתחברות מתמר לחץ. למלא את המערכת heparinized מלוחים (100 U/mL).</li>
	<li>כדי להפוך את האלקטרודה מצופה טפלון דו-קוטבי, חוטים לחתוך מיקרומטר 125 שתי כסף כדי באורך שווה. השתמש חתיכה של נייר דבק כדי לצרף את החוטים על קצה השולחן ושרשר אותן יחד. לאחר מכן, לצרף האלקטרודה צלחת שחורה.</li>
	<li>עושים חתך קטן לתוך טפלון ולהשתמש מלקחיים מיקרו #5 להתפשט באורך 4-5 מ מ של ציפוי טפלון את קצות האלקטרודות. חתוך את הטיפים עם איזמל להשיג אורך אפילו וליצור ווים על ידי כיפוף את הקצוות סביב קצה להב סכין קהה.</li>
	<li>קלטת האלקטרודה עם תום הארכת במקצת מעל קצה הלוח השחור עם ווים כלפי מעלה. מערבבים את דבק סיליקון על צלחת פלסטיק עבור 10 s וגלישת בועה דבק מסביב האלקטרודה 1-2 מ מ הקרס.</li>
	<li>לאפשר לו להתייבש במשך כ- 5 דקות לפני השימוש (איור 1). רצועת טפלון של מקטע ארוך יותר בצד השני, כדי לאפשר חיבור ממריץ. הערה: עם מחדש עושה הווים בקצה הדיסטלי, האלקטרודה חוזר פעמים רבות.</li>
</ol>2. הכנת החיה
<ol><li>לאחר מאלחש את החיה, לגלח את החצי התחתון של הבטן, צוואר, שריר חיץ הנקבים. לשפשף את החיה עם אלכוהול 70% ואחריו povidone יוד שלוש פעמים. מניחים את החולדה על כרית מחוממת כירורגי במצב פרקדן. החל הוטרינר העין משחה, לעבור את ההרדמה לידי קונוס האף עם 2.5% חמצן איזופלוריין ו- 0.8 L/min כנשא. הערה: התאם את רמת איזופלוריין וחמצן כדי להשיג רמה סבירה של הרדמה.</li>
</ol>3. הכנה presurgical
<ol><li>בצע את ההליך הכירורגי כולו תחת מיקרוסקופ הפעלה: הגדלה ועד 3.15 X 20 X מספיקה. שימוש בכפפות, לשמור על סביבה נקייה במהלך הניתוח. מניחים את החולדה על תלוי.</li>
</ol>4. Ischiocavernosus שרירים לנתיחה למדידה של ICP
<ol><li>עם סכין, מספריים ישר ושימוש דומונט #7 מעוקל מלקחיים מיקרו לגרום של 1 ס מ אנכי העור חתך רוחבי 5 מ מ עד האמצע מתחיל ברמה של הבסיס של הפין והארכת כלפי מטה (איור 2 א). השתמש מקלון, הפרד בזהירות את הכביש הצדדי fascia אל שק האשכים (איור 2B). לאחר לנתח fascia, לצרף רטרקטורים, ימשש עם כותנה-טיפ-החלפה כדי למצוא את tuberosity ischial (איור 2C).</li>
	<li>לנתח דרך המדיאלי רקמת שומן בנקודה זו עד לשריר ischiocavernosus הוא מדמיין (איור 3 א). השתמש זוג מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7, longitudinally נפרדות השריר. Albuginea tunica יופיעו כמבנה לבנים בהירים (איור 3B). באמצעות מלקחיים מיקרו מיקרו מספריים, לחשוף את albuginea tunica במידה מספקת כדי לראות כמובן שלה (איור 3C).</li>
	<li>לאחר כיול של ההגדרות מערכות, הכנס אבובים דרך העור על חיץ הנקבים, לוודא שהוא אכן פועל במקביל מנ הפין (איור 4). אשאיר את הקו במקום ולשמור את החתך לח עם תמיסת מלח.</li>
</ol>5. CN לנתיחה לגירוי
<ol><li>לעשות 2 ס מ נמוך, קו האמצע החתך בבטן דרך העור, שימוש, ראשית, אזמל, ולאחר מכן עם זוג מספריים ישרים וחדים מיקרו. ליצור חתך התאמת דרך fascia לאורך לינאה אלבה, שרירי הרקמה הבסיסית ולחשוף את שלפוחית השתן, בלוטת הערמונית.</li>
	<li>השתמש רטרקטורים לקבל חשיפה טובה. השתמש מטליות צמר גפן-טיפ הערמונית להפריד רקמת שומן כדי לקבל הדמיה ברורה של גנגליון האגן הגדולות (MPG) ו- CN, פועל על ההיבט דורסולטרלי של הערמונית (איור 5).</li>
	<li>לאחר ויזואליזציה של MPG ו- CN, בזהירות פצעים וחתכים fascia המכסים העצב דיסטלי ל MPG 2-5 מ"מ עם מספריים בזווית מיקרו (איור 6a). עם השימוש של מלקחיים מיקרו #5, להפיץ את הרקמה בכל צד של העצב ותחתיו לשחרר חלק ארוך 4 מ מ (איור 6b) והחלק 9-0 בתפר תחת העצב (איור 6 c).</li>
	<li>להעלות את רמת העצב מעט בעזרת התפר (איור 7 א) כדי להקל על השמה של הווים של האלקטרודה דו-קוטבי סביב העצב (איור 7 ב). תן עוזר תערובת דבק סיליקון שני עם קצה אינסולין מחט יבש ס' 5 העצב ולהחיל הדבק על האזור סביב הווים, העצב (איור 7 c, d). לשמור את העצב מוגברות על ידי משיכת מעט האלקטרודה עבור 1 דקות לאפשר את הדבק להתייבש.</li>
	<li>הסר את רטרקטורים, למעט רטרקטורים שבצד ימין כדי להימנע מכל מושך או פיתול של האלקטרודה. הרטב את האיברים החשופים עם גזה מלוחים ושכב טבולים תמיסת מלח מעל החתך.</li>
</ol>6. חלול הגוף תעלות למדידה של ICP
<ol><li>לשחזר את החזיית albuginea tunica באמצעות רטרקטורים. הקפד לא לצרף את רטרקטורים לשריר ischiocavernosus כמו זה יעוות את מנ.</li>
	<li>לצרף את המחט ותורידי את הצנרור עם מלוחים heparinized לפני החדרת אותו לתוך albuginea tunica. שמור את albuginea tunica מתוח, באמצעות מלקחיים מיקרו מעוקל דומונט #7 ביד אחת (הלא-דומיננטי), מחזיק את albuginea tunica ואת שאר השרירים שמעליה דיסטלי עד לנקודה של ההכנסה. . תחזיקי את המחט עם מלקחיים ישר מיקרו ובשניה דומיננטי וודא להציג את זה במקביל עם הקורס של גוף חלול (איור 8).</li>
	<li>לדחוף את המחט 5-8 מ מ לתוך הגוף חלול. לשטוף את הצנרור ולחץ על מנ כדי לבדוק את הקו (איור 9). ודא כי ישנם אין דליפות. הדקו את הצנרור אל השולחן עם קלטת כדי למנוע משיכת בשוגג על הקו. הסר את רטרקטורים.</li>
</ol>7. גירוי של CN
<ol><li>עם התוכנית הקלטה (למשל, ספייק 2) פועל, ללא הרף להקליט שני תרופתי ומרושעת עורקי הלחץ.</li>
	<li>להגדיר את הפרמטרים הבאים ממריץ (למשל, SD9 דשא מכשירים, ראה טבלה של חומרים) לגירוי CN: הנוכחי-mA, תדירות הרץ 16, מתח 3 V, ואת רוחב על גב 5 50 להחיל s של גירוי עם מינימום של 1 דקה של 1.5 לנוח בין stimulations. הערה: Stimulations הראשונה בדרך כלל תוצאה של תגובה מופחתת (איור 10).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Untersuchungen &#252;ber die Erektion des Hundes In: Beitr&#228;ge zur Anatomie und Physiologie. , 123-166 (1863).</li><li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection.">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li><li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model.">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li><li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+the+study+of+penile+erection:+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters.">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li><li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model.">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li><li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury.">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li><li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy:+a+novel+experimental+dissection+model.">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li><li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction.">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li><li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury.">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li><li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+erectile+dysfunction.">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li><li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research.">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li><li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction:+a+consensus+article.">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li><li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigative+models+in+erectile+dysfunction:+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models.">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li><li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat:+is+there+model+dependency.">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li><li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury.">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

המטרה העיקרית של מחקר זה היה לתיאור טכניקה כירורגית פשוטה של תעלות הפין מנ להקלטה של ICP ובידוד של CN עבור electrostimulation. הצגנו שינויים הקרע של גוף חלול כדי לפשט את הניתוח לשחזור הקלטות של העלייה של ICP לספק גירוי CN. עם חתך אנכי העור 1 ס מ, לרוחב לבסיס של הפין, באמצעות את tuberosity ischial מוחשי כמו הדרכה, השג...

מחקר in vivo של תפקוד זיקפה אצל חיות ניסוי החלה בשנת 1863 עם ניסיוני עבודתה החלוצית של אקהארט1. Electrostimulation של העצבים האגן שימש כדי לעודד את ICP מוגבר בכלבים. לאורך כלהמאה ה-20, פרוטוקולים ניסויים דומים שימשו חיות גדולות כגון כלבים, קופים, חתולים, ארנבים. הערכת תפקוד זיקפה ב עכברוש פותחה לראשונה על ידי קווינלן. et al. 19892. השיטה מאז ששינה, מתעדכנת על-ידי מספר השני קבוצות34. כיום, החולדה היא הנפוצה ביותר במודל חיה לומדים הפתולוגיה של אין-אונות, הערכת אפשרויות הטיפול המתעוררים. השלבים העיקריים של ההליך כוללים, הקלטה לחץ דם סיסטמי באמצעות קו העורק הראשי, תעלות של מנ הפין מודדים ICP, גירוי של CN לזירוז גידול ICP. למרות מספר חוקרים יש מעודן. המודל שלה הפארמצבטית נותרה בעיה, התוצאות משתנה דווחו על ידי מעבדות שונות. מספר מלכודות עדיין נמשכות.
הקודם מאמרים5,6,7,8,9,10 לתאר את השימוש של חשיפה מלאה הפין עם degloving של הפין עבור גוף חלול תעלות. זו לא גישה אופטימלית כמו מניפולציה וגורם לנתיחה משובש לפגיעה מבנים, המהווה מרכיב חיוני לתפקוד זיקפה. ניתוח CN כבר מתואר היטב10,11, אבל גירוי של העצב אינה אופטימלית עקב גורמים רבים יכולים להשפיע על תוצאות הניסוי. הטכניקה של גירוי CN כולל הרמת העצב מן הרקמה שמסביב על ידי משיכת האלקטרודה הוק דו-קוטבי, אשר ממוקם סביב העצב, וייבוש העצב לפני כל גירוי. זה יכול להוביל דרגות שונות של נזק עצבי ודליפה חשמל הנוכחי, והתוצאה תהיה תגובה מופחתת או כוזב עלייה ICP באמצעות גירוי של מסלולים חלופיים למשל, שרירי רצפת האגן, שלפוחית השתן, מערכת העיכול בדרכי12. כל הגורמים הללו מגבילים הפארמצבטית.
במהלך המחקר, הבחנו כי עומק והן בסוג ההרדמה יש השפעה עמוקה ICP. שימשו הן סודיום פנטוברביטל, קטמין/חריגות השירותים הווטרינריים או קטמין/midazolam הזרקה או שאיפת חמצן/איזופלוריין.
כאן אנו מתארים שיטה כירורגית פשוטה ולספק נתונים כדי לתמוך סטנדרטיזציה של פרוטוקול נסיוני.

<table><tbody><tr><td>Adson forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>ToughCut Mayo scissor</td><td>Fine Science Tool</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Miniature Vannas Spring scissor</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesive</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Teflon coated silver wire 0.125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Elastic wire retractors</td><td>Custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>23 G Needle</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Square Pulse Stimulator</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Blood pressure transducer and cable</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Cotton-tipped Applicators</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Ocular Sticks</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25 mL Syringe</td><td>Odense University Hospital</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vet eye ointment - Viscotears</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>silver wires&amp;nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicon Glue&amp;nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat

הגירוי של העצב חלול (CN) ומדידת הלחץ תרופתי (ICP) נעשה שימוש נרחב על בדיקה והערכה של טיפולים לבעיות בזקפה. אולם, האמצעים שננקטו להשתנות בין המעבדות, החסרונות עדיין קיימים. מטרת מחקר זה הייתה לתיאור טכניקה כירורגית שיספק מודל לשחזור ואמין. על ידי חשיפת השריר ischiocavernosus בנקודה של ההכנסה על tuberosity ischial, יכול לצינוריות מנ הפין עם ניתוח מינימלי ופציעה למבנים מעורב בפונקציה זיקפה. גירוי חוזר ונשנה של CN, ללא צורך להרים וייבוש, הושג על-ידי שימוש של 125 µm אלקטרודת כסף דו קוטבית ודבק הסיליקון מסתיימים לבודד את המתחם אלקטרודה-עצב. שיטה זו מונעת neuropraxia על-ידי הפחתת מתיחה וייבוש העצב ומספק בבידוד מוחלט של העצב, שלילת זליגת חשמל ולמניעת גירוי של מסלולים חלופיים.

השימוש של הפרוטוקול עם ההגדרות המומלצות גירוי, בהרדמה אינהלציה עם איזופלוריין 2.0% חמצן 0.8 L/דקה, צריך לייצר תוצאות כמוצג באיור 11 ואיור12, בו יש מספר גב אל גב stimulations בין 75-80 מ מ כספית. איור 13 מציגה אותה תגובה יציב לאורך 20-מין גי...

Watch this Scientific Journal Video about Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat at JoVE.com

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

מחקר זה מתאר הליך כירורגי מפושטת עם טכניקה לביצוע גירוי עצבי חלול עם הבידוד של האלקטרודה העצב מורכבים באמצעות דבק סיליקון או תרופתי לחץ מידה.

גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

cavernous-nerve-stimulation-recording-intracavernous-pressure

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K Views.  University of Southern Denmark. מחקר זה מתאר הליך כירורגי מפושטת עם טכניקה לביצוע גירוי עצבי חלול עם הבידוד של האלקטרודה העצב מורכבים באמצעות דבק סיליקון או תרופתי לחץ מידה.

Video: Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and cardiac arrest. This elevation may result in further neurological injury, in the form of transtentorial herniation1,2,3,4, midbrain compression, neurological deficit or increased cerebral infarct2,4. Current therapies are often inadequate to control elevated ICP in the clinical setting5,6,7 . Thus there is a need for accurate methods of ICP measurement in animal models to further our understanding of the basic mechanisms and to develop new treatments for elevated ICP.
In both the clinical and experimental setting ICP cannot be estimated without direct measurement. Several methods of ICP catheter insertion currently exist. Of these the intraventricular catheter has become the clinical 'gold standard' of ICP measurement in humans8. This method involves the partial removal of skull and the instrumentation of the catheter through brain tissue. Consequently, intraventricular catheters have an infection rate of 6-11%9. For this reason, subdural and epidural cannulations have become the preferred methods in animal models of ischemic injury. 
Various ICP measurement techniques have been adapted for animal models, and of these, fluid-filled telemetry catheters10 and solid state catheters are the most frequently used11,12,13,14,15. The fluid-filled systems are prone to developing air bubbles in the line, resulting in false ICP readings. Solid state probes avoid this problem (Figure 1). An additional problem is fitting catheters under the skull or into the ventricles without causing any brain injury that might alter the experimental outcomes. Therefore, we have developed a method that places an ICP catheter contiguous with the epidural space, but avoids the need to insert it between skull and brain. 
An optic fibre pressure catheter (420LP, SAMBA Sensors, Sweden) was used to measure ICP at the epidural location because the location of the pressure sensor (at the very tip of the catheter) was found to produce a high fidelity ICP signal in this model. There are other manufacturers of similar optic fibre technologies13 that may be used with our methodology. Alternative solid state catheters, which have the pressure sensor located at the side of the catheter tip, would not be appropriate for this model as the signal would be dampened by the presence of the monitoring screw. 
Here, we present a relatively simple and accurate method to measure ICP. This method can be used across a wide range of ICP related animal models.

A novel technique to record the pressures within the skull is described. The minimally invasive method uses a fibre-optic pressure sensing system to accurately measure intracranial pressure (ICP) in anaesthetized rats without causing significant brain trauma. The technique may be used in a wide range of experimental models.

מדידת לחץ תוך גולגולתי אפידורל בחולדות באמצעות מתמר סיבים אופטיים לחץ

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and ...

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

חיבור אלחוטי, ממשק דו-כיווני ההקלטה In Vivo גירוי של פעילות עצבית להתנהג בחופשיות חולדות

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Behavior

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

ההקלטה סימולטני אלקטרוקרדיוגרם ודם פולשנית בלחץ מדידה בחולדות

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. Several recent studies have demonstrated the effectiveness of chronic VNS in enhancing central nervous system plasticity to improve motor rehabilitation, extinction learning, and sensory discrimination. Construction of chronically implantable devices for use in such studies is challenging due to rats&#8217; small size, and typical protocols require extensive training of personnel and time-consuming microfabrication methods. Alternatively, commercially available implantable cuff electrodes can be purchased at a significantly higher cost. In this protocol, we present a simple, low-cost method for construction of small, chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in rats. We validate the short and long-term reliability of our cuff electrodes by demonstrating that VNS in ketamine/xylazine anesthetized rats produces decreases in breathing rate consistent with activation of the Hering-Breuer reflex, both at the time of implantation and up to 10 weeks after device implantation. We further demonstrate the suitability of the cuff electrodes for use in chronic stimulation studies by pairing VNS with skilled lever press performance to induce motor cortical map plasticity.

Existing approaches for constructing chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in small rodents often require specialized equipment and/or highly trained personnel. In this protocol we demonstrate a simple, low-cost approach for fabricating chronically implantable cuff electrodes, and demonstrate their effectiveness for vagus nerve stimulation (VNS) in rats.

הכנת אלקטרודות גירוי עצבי היקפי להשתלה כרונית בחולדות

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. ...

Neuroscience

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological characteristics in the intact spinal network and holds significant advantages relative to classical in vitro or extracellular recording techniques. An advantage of in vivo intracellular recordings is that this method can be performed on adult animals with a fully mature nervous system, and therefore many observed physiological mechanisms can be translated to practical applications. In this methodological paper, we describe this procedure combined with externally applied constant current stimulation, which mimics polarization processes occurring within spinal neuronal networks. Trans-spinal direct current stimulation (tsDCS) is an innovative method increasingly used as a neuromodulatory intervention in rehabilitation after various neurological injuries as well as in sports. The influence of tsDCS on the nervous system remains poorly understood and the physiological mechanisms behind its actions are largely unknown. The application of the tsDCS simultaneously with intracellular recordings enables us to directly observe changes of motoneuron membrane properties and characteristics of rhythmic firing in response to the polarization of the spinal neuronal network, which is crucial for the understanding of tsDCS actions. Moreover, when the presented protocol includes the identification of the motoneuron with respect to an innervated muscle and its function (flexor versus extensor) as well as the physiological type (fast versus slow) it provides an opportunity to selectively investigate the influence of tsDCS on identified components of spinal circuitry, which seem to be differently affected by polarization. The presented procedure focuses on surgical preparation for intracellular recordings and stimulation with an emphasis on the steps which are necessary to achieve preparation stability and reproducibility of results. The details of the methodology of the anodal or cathodal tsDCS application are discussed while paying attention to practical and safety issues.

This protocol describes in vivo intracellular recording of rat lumbar motoneurons with simultaneous trans-spinal direct current stimulation. The method enables us to measure membrane properties and to record rhythmic firing of motoneurons before, during and after anodal or cathodal polarization of the spinal cord.

ב Vivo הקלטה תאית של מוטונורון עמוד השדרה חולדה מזוהה סוג במהלך גירוי זרם ישיר טרנס-עמוד השדרה

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological ...

VNS בטני לטיפול במצבים דלקתיים במודלים של חולדות

Implantation Surgery for Abdominal Vagus Nerve Stimulation and Recording Studies in Awake Rats

Abdominal vagus nerve stimulation (VNS) can be applied to the subdiaphragmatic branch of the vagus nerve of rats. Due to its anatomical location, it does not have any respiratory and cardiac off-target effects commonly associated with cervical VNS. The lack of respiratory and cardiac off-target effects means that the intensity of stimulation does not need to be lowered to reduce side effects commonly experienced during cervical VNS. Few recent studies demonstrate the anti-inflammatory effects of abdominal VNS in rat models of inflammatory bowel disease, rheumatoid arthritis, and glycemia reduction in a rat model of type 2 diabetes. Rat is a great model to explore the potential of this technology because of the well-established anatomy of the vagus nerve, the large size of the nerve that allows easy handling, and the availability of many disease models. Here, we describe the methods for cleaning and sterilizing the abdominal VNS electrode array and surgical protocol in rats. We also describe the technology required for confirmation of suprathreshold stimulation by recording evoked compound action potentials. Abdominal VNS has the potential to offer selective, effective treatment for a variety of conditions, including inflammatory diseases, and the application is expected to expand similarly to cervical VNS.

מחבר זרקור: חקר VNS בטן עבור מצבים דלקתיים

The present protocol describes the surgical technique for implanting an electrode array onto the abdominal vagus nerve in rats, along with methods for chronic electrophysiology testing and stimulation using the implanted device.

ניתוח השתלה לגירוי עצב הואגוס בטני ותיעוד מחקרים בחולדות ערות

Abdominal vagus nerve stimulation (VNS) can be applied to the subdiaphragmatic branch of the vagus nerve of rats. Due to its anatomical location, it does ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

הקלטה Intracavernosal לחץ כדי להעריך את תפקוד זיקפה אצל מכרסמים

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Biology

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile dysfunction (ED) for evaluating the effect of clinical therapeutic methods. However, the methods of CN injury model construction are flawed and varied in the ED research field. It is CN crush injury that is the most commonly used method in recent years. This study aims to provide a detailed description of the procedure of bilateral CN injury rat model construction and measurement of intracavernous pressure (ICP) recording, providing a reliable and reproducible CN injury rat model. This work successfully developed the CN injury method of hemostat crush injury using a syringe needle as hard support and a hemostat with a rubber sleeve. Also, this method concludes that a voltage of 1.0 V, frequency of 20 Hz, and pulse-width of 5 ms are the optimized stimulation parameters for ICP recording in a bilateral CN injury rat model.

This protocol describes developing a stable bilateral cavernous nerve injury rat model of radical prostatectomy associated with erectile dysfunction and intracavernous pressure measurement.

גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

מדידת לחץ תוך גולגולתי אפידורל בחולדות באמצעות מתמר סיבים אופטיים לחץ

חיבור אלחוטי, ממשק דו-כיווני ההקלטה In Vivo גירוי של פעילות עצבית להתנהג בחופשיות חולדות

ההקלטה סימולטני אלקטרוקרדיוגרם ודם פולשנית בלחץ מדידה בחולדות

הכנת אלקטרודות גירוי עצבי היקפי להשתלה כרונית בחולדות

ב Vivo הקלטה תאית של מוטונורון עמוד השדרה חולדה מזוהה סוג במהלך גירוי זרם ישיר טרנס-עמוד השדרה

ניתוח השתלה לגירוי עצב הואגוס בטני ותיעוד מחקרים בחולדות ערות

ניתוח השתלה לגירוי עצב הואגוס בטני ותיעוד מחקרים בחולדות ערות

ניתוח השתלה לגירוי עצב הואגוס בטני ותיעוד מחקרים בחולדות ערות

הקלטה Intracavernosal לחץ כדי להעריך את תפקוד זיקפה אצל מכרסמים

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model