이 작품은 중앙 대학 (020814380018, 020814380077), 중국 장학금 위원회 (CSC, No. 201606195024), 자연 과학 재단의 장쑤 성 (BK20160138), 그리고 프로젝트에 대 한 근본적인 연구 기금에 의해 지원 되었다 과학 및 기술 개발 재단, 난징 의학 대학 (2014NJMUZD053) 지원.

3 개월 및 18 개월 Sprague-Dawley 쥐 현재 연구에 사용 되었다. 모든 동물 관리 및 사용의 실험실 동물에 대 한 NIH 지침에 따라 처리 했다. 동물 주제와 관련 된 절차는 동물 고통 최소화 하는 노력으로 현지 기관 동물 관리 및 윤리 위원회에 의해 승인 되었다. 프로토콜 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC) 난징 기술 대학 (난징, 중국)에 의해 승인 되었다.
쥐가 그들의 연령과 ICP 녹음 전에 APO 유도 발기 기능 테스트에서 예비 성능 두 그룹으로 분할 되었다: 젊은 정상 그룹 (YN 그룹)와 세 발기 부전 그룹 (AE 그룹)10.
1입니다. 수술 전 준비
<ol><li>수동으로 ICP 기록 (그림 1)에 대 한 바이 폴라 전극의 쌍을 확인 합니다. 약간 전극의 끝을 구 부 고 1-2 밀리미터 넓은, 그림 1A와 같이 두 전극 사이의 거리를 조정 합니다.</li>
	<li>두 악어 클램프 (그림 1AB)를 사용 하 여 자극 전극 연결 합니다.</li>
	<li>
카 테 터 시스템 조립: 첫째, 튜빙, 3 방향 자 지를 피하 23 G 바늘을 연결한 다음 압력 트랜스듀서에는 자 지를 연결. 다음, 헤 파 린 염 분을 제공 하기 위해 자 지의 세 번째 끝에 10 mL 주사기를 연결 합니다.</li>
	<li>헤 파 린 염 분 (200 U/mL)와 전체 시스템을 작성 후 누설 신중 하 게 확인 합니다. 그런 다음 주사기 채널 또는 압력 트랜스듀서 채널 (그림 1C)을 3 방향 자 지를 설정 합니다.</li>
	<li>바늘 20 cm 나무 패드의 수준에 올려. 다음 녹화 시스템 20 cm H2o. 압력 보정 그 후, 녹화 시스템의 정확도 확인 하기 위해 바늘의 높이 이동 합니다. 보정을 반복 하 여 정확성을 확인 합니다.</li>
	<li>수술 방, 동물 시설에서 쥐를 전송 하 고 적어도 30 분 동안 수술 실에 하도록 허용.</li>
	<li>압력가 악기는 바로 수술 전에 70% 에탄올 뿌리</li>
</ol>2. 수술 절차
<ol><li>체중 45 mg/kg의 복용량에 나트륨 pentobarbital의 복 주사와 쥐를 anesthetize 하 고 5-10 분 꼬집어 발가락 적절 한 anesthetization를 확인을 위해 기다립니다.</li>
	<li>전기 면도기와 복 부와 목의 털을 면도 하 고 생리대에 그것의 뒤에 쥐를 놓습니다.</li>
	<li>10 %povidone-요오드 솔루션 흠뻑 목화 공 뒤에 70% 에탄올 젖은 면봉으로 수술 영역을 닦으십시오. 또한, 밖으로 건조에서 눈을 방지 하기 위해 안과 연 고를 적용 합니다.</li>
	<li>왼쪽된 경 동맥 catheterize<ol>
<li>집게와 목의 피부를 파악 하 고 목 한가운데 가로 절 개. 근육 incise, 신중 하 게 왼쪽된 경 동맥을 노출 하 고 그릇의 5 mm 섹션을 분리.</li>
		<li>신중 하 게 집게를 사용 하 여 미주 신경에서 경 동맥을 분리, 경 동맥, 아래 실크 봉합 사를 그릴 및 선박의 꼬리 끝에 느슨한 넥타이 넣어 다음 그릇의 두개골 끝에 다른 꽉 매듭 합니다.</li>
		<li>Caudally 혈액 흐름을 중지 하려면 봉합 위에 불독 클램프와 선박 클램프.</li>
		<li>신중 하 게 microsurgical가 위, 선박에 절 개를 확인 하 고 마이크로 해 부 걸과 집게의 도움으로 심장 쪽으로 동맥 카 테 테 르 삽입.</li>
		<li>그것을 확보 하기 위해 카 테 터 주변 느슨한 꼬리 합자를 고정 시킵니다. 혈액의 흐름을 복구 하는 불독 클램프를 제거 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
CN을 분리 하 고 전극 배치
	<ol>
<li>집게의 쌍을 가진 피부와 복 부의 근육을 들어올립니다. 해가 위로 중간 절 개를 만들기 위해 성 기에 더 낮은 복 부를 통해 잘라.</li>
		<li>부드럽게 복 부 구멍의 위쪽 부분에 면봉으로 소장을 밀어.</li>
		<li>집게의 쌍을 가진 방광을 잡고 복 부 구멍에서 방광 밖으로 잡아당깁니다. 전립선 요도의 복 부 부분에 있는의 복 부 돌출부를 노출 합니다.</li>
		<li>전립선, 정액 소포, 전립선 등 엽 노출 vas deferens의 복 부 돌출부를 당겨. Vas deferens과 전립선의 접착의 포인트를 찾아.</li>
		<li>전립선 및 vas deferens 사이의 공간을 구분 합니다. 신중 하 게 섬유질 캡슐, 후부 전립선 및 vas deferens의 접합 지점에 있는 노출. 다음 찾을 주요 골반 신경 절 (그림 2). 참고: 주요 골반 신경 절 및 동굴 같은 신경 전립선의 표면에서 볼 수 있습니다.</li>
		<li>메 마른 면봉으로 조심 스럽게 건조 CN 영역입니다. 조심 스럽게 분리 하 고 양극 전극으로 바로 동굴 신경 연결.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
왼쪽된 Crura catheterize
	<ol>
<li>작은 절 개를 성 기의 피부에 해가 위로 잘라내어 다음 신중 하 게 발가 벗기다 음 경 샤프트의 피부.</li>
		<li>전기 성 기 근육 해 부. 치 골 뼈의 위 분 지를 찾아.</li>
		<li>Spongious 전구 커버 bulbospongiosus 근육을 노출 합니다.</li>
		<li>곡선된 겸 자 사용 하 여 ischiocavernosus 근육에서 bulbospongiosus 근육을 나눕니다.</li>
		<li>신중 하 게 곡선된 겸 자와 함께 ischiocavernosus 근육을 분리 하 고 노출 cru 코 퍼스 cavernosum의 흰색 tunica albuginea ischiocavernosus 근육을 잘라.</li>
		<li>Cru 코 퍼스 cavernosum의 해 부 방향에 따라 신중 하 게 흰색 tunica albuginea 통해 cru 코 퍼스 cavernosum에 바늘을 삽입 합니다. 참고: 이것은 성공적인 도관 법을 위한 중요 한 단계입니다. Heparinized 염 분의 작은 금액을 주입 할 수 있습니다, 그리고 약간의 penile 팽창 관찰 해야, 바늘 올바르게 삽입 된 경우.</li>
		<li>신중 하 게 바늘 놓고 어떤 바늘 또는 연결 튜브의 미끄럼 방지. 어떤 누설에 대 한 검사.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. CN 자극
<ol><li>압력 신호 기록에 대 한 소프트웨어 프로그램을 열고 압력 신호 녹음을 시작 합니다.</li>
	<li>자극의 매개 변수 설정: 15 헤르츠, 5 밀리초, 5 볼트, 펄스 폭 및 60 s 기간. 5 ms의 펄스 폭 15 Hz의 주파수에서 CN을 자극. 참고:는 ICP의 날카로운 상승 전기 자극을 적용 하는 동안 관찰할 수 있습니다.</li>
	<li>Stimulations 30 분 휴식 간격을 허용 한다. 각 동물에 연속 자극의 최대 세 번 이다.</li>
</ol>4입니다. 최종 절차
<ol><li>녹음 후 체중 150 mg/kg의 복용량에 pentobarbital 나트륨의 과다 주입 하 여 안락사를 관리 합니다. 그들의 동맥 압력을 확인 하 여 쥐의 죽음을 확인 합니다. 쥐를 제거 하 고 수술 도구를 청소.</li>
</ol>5. 데이터 분석
<ol><li>저장 하 고 소프트웨어에서 데이터를 내보낼. 응답은 일반적으로 조직의 평균 동맥 압력 (지도) ICP의 비로 표현 됩니다. 피크 ICP/지도 비율 발기 기능을 평가 하기 위해 산출 되었다.</li>
	<li>적어도 5 수영장 데이터 쥐, 및 통계 소프트웨어로 분석. 차이 간주 됩니다 통계적 때 p < 0.05, 스튜던트 t-검정을 사용 하 여.</li>
</ol>

<ol>
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C., Park, K., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restoration+of+erectile+function+by+suppression+of+corporal+apoptosis,+fibrosis+and+corporal+veno-occlusive+dysfunction+with+rho-kinase+inhibitors+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury.">Restoration of erectile function by suppression of corporal apoptosis, fibrosis and corporal veno-occlusive dysfunction with rho-kinase inhibitors in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Urol. 193 (5), 1716-1723 (2015).</li><li>Hannan, J. L., Matsui, H., Sopko, N. 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J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model.">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li><li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research.">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li><li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. 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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction.">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li><li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation.">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li><li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat.">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li><li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats:+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording.">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li><li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats.">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li></ol>

저자 공개할 게 없다

발기 기능의 직접 측정으로 ICP는 신뢰할 수 있는 방법14. 그것은 기저 ICP, ICP, 피크에 대 한 데이터의 수집 고원 ICP, 발기 및 detumescence 시간 시간, 응답 등의 기간에 대 한 수 있습니다. 이러한 직접 측정 된 매개 변수, 게다가 몇 가지 다른 인덱스 매개 변수는: (1) "T80", 시간 피크 ICP;의 80%에 도달 하 (2) "더 20", 시간 피크 ICP;의 20%로 감소 (3) "ΔT80", T80;에 (초당) 압력에 있는 증?...

에 드 달성 또는 음 경 발기를 유지 하는 무 능력으로 정의 그리고 일반적인 남성의 성적 장애1되고있다. 실험 동물 사용 되 고 발기 기능2조사를 재현할 수 있는 모델을 제공 합니다. 오랜 시간에 대 한 몇 가지 큰 동물 모델 발기 기능3,,45조사에 대 한 고용 있다. 설치류는 다른 동물에 비해 상대적으로 작은, 그들은 또한 남성 발기 부전 때문에 몇 가지 장점6전시의 연구에 사용 됩니다. 첫째, 인간의 형태와 기능 성적 특성은 설치류에 지는. 둘째,에 드 연구에 사용 하는 더 큰 동물에 비해, 설치류는 더 경제적인 구입, 집, 및 유지. 셋째, 유전자 변형 쥐 모델 재현할 수 및 후속 행동으로 신경 생리학 연구에서 장점을 제공합니다. 따라서, 설치류는 남성 발기 부전의 연구에 사용 된 기본 동물 신속 하 게 되었다.
순수한 유전 배경 및 일관 된 문화 조건에서 혜택, 설치류 모델 일관 되 게 재현할 수 데이터5,6,,78제공. 발기 기능, apomorphine (APO)의 많은 측면에 관련 된 다 수 연구 중-유도 발기 응답 테스트 및 전기 자극 유발 ICP 응답 테스트는 안정적으로 발기를 반영 하는 가장 널리 사용된 방법 기능9,10,,1112. Heaton 연구진이 개발한 APO 유도 발기 기능 테스트 13, apomorphine 쥐의 발기와 최 elicits 현상을 이용 하는 바이오-분석 이다. 비 침범 성, 쉽고 안정적인 바이오-분석 결과 발기 기능을 평가 하기 위해,으로 APO 유도 발기 기능 테스트는 많은 연구에서 널리 이용 된다. 그러나,이 분석 결과 발기 나 발기 응답14와 관련 된 혈액의 흐름에 동적 변경 품질을 적절 하 게 반영 하지 않습니다. ICP 측정 퀸 란 외. 에 의해 처음 개발 되었다 15.이 방법에서는, 카 테 터는 조직 혈압을 측정 하는 경 동맥에 배치 되 고 다른 카 테 테 르는 ICP 기록 cru 코 퍼스 cavernosum에 삽입 됩니다. 전에 또는 기록, vasoactive 에이전트 및 주요 골반 신경 절 (MPG)의 전기 분야 자극 ICP 중 또는 CN 쥐14에 종종 받았다. 이 분석 결과 드에 대 한 치료와 의약품을 평가 하기 위한 신뢰할 수 있는 도구가 고 미래의6에서 중요 한 평가 방법으로 사용 될 가능성이.
쉽게 수행 APO 유도 하는 발기 기능 테스트에 비해, 성공적인 ICP 녹음 세부 사항, 연습, 및 작업 방법 준수 관심을 필요 합니다. 따라서, 여기, 우리는 ICP 녹화를 수행 하는 방법에 대 한 자세한 설명을 제공 합니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Animal&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Strain: Sprague-Dawley Age: 2-3 month</td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Strain: Sprague-Dawley Age: 15-18 month</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>dissolve 8.5 gram sodium chloride in distilled water</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodium solution</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>dissolve 1 gram in 100 ml saline</td></tr><tr><td>Povidone-iodine</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10% (V/V)</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70% (V/V)</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>dissolve 20000U heparin in 100 ml saline</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypodermic needle</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&amp;nbsp;</td><td>23G</td><td></td></tr><tr><td>Syringe</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Electrode</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Catheter tube</td><td>Chengdu Instrument factory</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic operating scissors</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic forceps</td><td>Shanghai operation equipment factory</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>MicroScissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>WAA260</td><td></td></tr><tr><td>silk suture</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&amp;nbsp;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, 5 ms pulse, 5 V, 60 s duration and 5 minutes interval</td></tr><tr><td>Multichannel signal collection processing system</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>Blood pressure model</td></tr><tr><td>Pressure transducer</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

intracavernosal pressure recording to evaluate erectile function in rodents

발기 부전 (ED) 달성 하거나 유지, 음 경의 발기 불능으로 정의 되 고이 유행 남성 성적 장애 되고있다. 설치류는 발기 기능의 생리/병 리 연구를 많은 연구에 의해 고용 됩니다. 설치류에서 발기 기능 intracavernosal 압력 (ICP)를 측정 하 여 평가할 수 있습니다. 실제로, ICP 동굴 같은 신경 (CNs)의 전기 자극에 따라 모니터링 수 있습니다. (평균 동맥 압력) 경 동맥의 동맥 압력은 ICP에 대 한 참조로 사용 됩니다. ICP 기록 프로토콜을 사용 하 여, 발기 기능의 많은 주요 매개 변수는 ICP 응답 곡선에서 측정할 수 있습니다. ICP 측정 apomorphine 유발 성 기 발기 테스트 보다 더 많은 정보를 제공 하 고 만드는이 방법은 발기 기능을 평가 하는 가장 인기 있는 한 코 퍼스 spongiosum 경의 telemetric 모니터링 보다 저렴. 그러나 성공적인 ICP 녹음 관심 세부 사항, 연습, 및 작업 방법 준수가 필요 쉽게 수행 APO 유도 하는 발기 기능 테스트에 비해. 이 작품에서는, 쥐에 기록 하는 ICP에 대 한 소개 절차를 효율적으로 보완 하기 위해 제공 됩니다.

수많은 연구는 발기 부전 세에 남성 일반적인 문제가 되고있다. 그러나, 의료 치료는 노화 관련에 드16의 관리에 제한 됩니다. 노화와 관련 된에 드의 설치류 모델에서 많은 치료 세 쥐의 발기 기능에 테스트 합니다. 우리가 위에서 도입, ICP 녹음 테스트는 또한 발기 기능에 잠재적인 치료 또는 약물의 효과 계량 하는 귀중 한 실험 동물의 전체 인구에서에 ...

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Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Intracavernosal 압력 기록 설치류에 발기 기능을 평가 하

Intracavernosal 압력 기록 (ICP)는 실험 동물의 발기 기능을 평가 하는 중요 한 방법입니다. 여기, 상세한 프로토콜 crura 음 경 catheterizing 하 고 다음 전기 쥐 동굴 신경을 자극 하 여 ICP의 기록 절차에 대 한 설명 했다.

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

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JoVE Journal

Biology

14.1K 조회수.  Nanjing University. Intracavernosal 압력 기록 (ICP)는 실험 동물의 발기 기능을 평가 하는 중요 한 방법입니다. 여기, 상세한 프로토콜 crura 음 경 catheterizing 하 고 다음 전기 쥐 동굴 신경을 자극 하 여 ICP의 기록 절차에 대 한 설명 했다.

비디오: Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and cardiac arrest. This elevation may result in further neurological injury, in the form of transtentorial herniation1,2,3,4, midbrain compression, neurological deficit or increased cerebral infarct2,4. Current therapies are often inadequate to control elevated ICP in the clinical setting5,6,7 . Thus there is a need for accurate methods of ICP measurement in animal models to further our understanding of the basic mechanisms and to develop new treatments for elevated ICP.
In both the clinical and experimental setting ICP cannot be estimated without direct measurement. Several methods of ICP catheter insertion currently exist. Of these the intraventricular catheter has become the clinical 'gold standard' of ICP measurement in humans8. This method involves the partial removal of skull and the instrumentation of the catheter through brain tissue. Consequently, intraventricular catheters have an infection rate of 6-11%9. For this reason, subdural and epidural cannulations have become the preferred methods in animal models of ischemic injury. 
Various ICP measurement techniques have been adapted for animal models, and of these, fluid-filled telemetry catheters10 and solid state catheters are the most frequently used11,12,13,14,15. The fluid-filled systems are prone to developing air bubbles in the line, resulting in false ICP readings. Solid state probes avoid this problem (Figure 1). An additional problem is fitting catheters under the skull or into the ventricles without causing any brain injury that might alter the experimental outcomes. Therefore, we have developed a method that places an ICP catheter contiguous with the epidural space, but avoids the need to insert it between skull and brain. 
An optic fibre pressure catheter (420LP, SAMBA Sensors, Sweden) was used to measure ICP at the epidural location because the location of the pressure sensor (at the very tip of the catheter) was found to produce a high fidelity ICP signal in this model. There are other manufacturers of similar optic fibre technologies13 that may be used with our methodology. Alternative solid state catheters, which have the pressure sensor located at the side of the catheter tip, would not be appropriate for this model as the signal would be dampened by the presence of the monitoring screw. 
Here, we present a relatively simple and accurate method to measure ICP. This method can be used across a wide range of ICP related animal models.

A novel technique to record the pressures within the skull is described. The minimally invasive method uses a fibre-optic pressure sensing system to accurately measure intracranial pressure (ICP) in anaesthetized rats without causing significant brain trauma. The technique may be used in a wide range of experimental models.

광섬유 압력 변환기를 사용하여 쥐에서 경막외 Intracranial 압력 측정

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and ...

연구

의학

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different systemic challenges (pharmacological or physiological) to the CNS. For example, one can directly measure how the animal's midbrain dopamine projections respond to dopamine-releasing drugs like d-amphetamine or natural stimuli like food. In this video, we show you how to implant guide cannulas targeting specific sites in the rat brain, how to insert and implant a microdialysis probe and how to use high performance liquid chromatography coupled with electrochemical detection (HPLC-EC) to measure extracellular levels of oxidizable neurotransmitters and metabolites. Local precise introduction of drugs through the microdialysis probe allows for refined work on site specificity in a compound s mechanism of action. This technique has excellent anatomical and chemical resolution but only modest time resolution as microdialysis samples are usually processed every 20-30 minutes to ensure detectable neurotransmitter levels. Complementary ex vivo tools (i.e., slice and cell culture electrophysiology) can assist with monitoring real-time neurotransmission.

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

The monitoring of extracellular neurotransmitter levels in distinct brain regions of freely moving animals offers insights on the link between neurotransmitter release and behavior. In vivo microdialysis coupled with electrochemical detection provides excellent anatomical and chemical resolution; and information on how basal neurotransmission is altered by pharmacological or physiological manipulations.

설치류에 살아서 Stereotaxic 외과

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different ...

생물학

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

자궁 원격 측정은 마우스 수축 압력을 측정하는<em&gt; 생체</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

동굴 같은 신경 자극 및 쥐에 Intracavernous 압력의 녹음

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

동시 심전도 기록 및 침략 적 혈액 압력 측정 쥐에

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. Therefore, accurate measurement of urothelial ATP release in a physiological setting is an important first step in studying the mechanisms that control purinergic signaling in the urinary bladder. Existing techniques to study mechanically evoked urothelial ATP release utilize cultured cells plated on flexible supports or bladder tissue pinned into Ussing chambers; however, each of these techniques does not fully emulate conditions in the intact bladder. Therefore, an experimental setup was developed to directly measure ATP concentrations in the lumen of the rodent urinary bladder.
In this setup, the bladders of anesthetized rodents are perfused through catheters in both the dome of the bladder and via the external urethral orifice. Pressure in the bladder is increased by capping the urethral catheter while perfusing sterile fluid into the bladder through the dome. Measurement of intravesical pressure is achieved using a pressure transducer attached to the bladder dome catheter, akin to the setup used for cystometry. Once the desired pressure is reached, the urethral catheter's cap is removed, and fluid collected for ATP quantification by luciferin-luciferase assay. Through this experimental setup, the mechanisms controlling both mechanical and chemical stimulation of urothelial ATP release can be interrogated by including various agonists or antagonists into the perfusate or by comparing results between wildtype and genetically modified animals.

In Vivo Luminal Measurement of Distension-Evoked Urothelial ATP Release in Rodents

This protocol describes the procedure for measuring ATP concentrations in the lumen of the bladder in an anesthetized rodent.

생체 내 설치류에서 팽창 유발 요로 상피 ATP 방출의 내강 측정

ATP, released from the urothelium in response to bladder distension, is thought to play a significant sensory role in the control of micturition. ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

반복된 측정에 대 한 수 있도록 전극 이식된 카 테 터와 깨어 있는 쥐에 Cystometric 및 외부 요도 괄약근 측정

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile dysfunction (ED) for evaluating the effect of clinical therapeutic methods. However, the methods of CN injury model construction are flawed and varied in the ED research field. It is CN crush injury that is the most commonly used method in recent years. This study aims to provide a detailed description of the procedure of bilateral CN injury rat model construction and measurement of intracavernous pressure (ICP) recording, providing a reliable and reproducible CN injury rat model. This work successfully developed the CN injury method of hemostat crush injury using a syringe needle as hard support and a hemostat with a rubber sleeve. Also, this method concludes that a voltage of 1.0 V, frequency of 20 Hz, and pulse-width of 5 ms are the optimized stimulation parameters for ICP recording in a bilateral CN injury rat model.

This protocol describes developing a stable bilateral cavernous nerve injury rat model of radical prostatectomy associated with erectile dysfunction and intracavernous pressure measurement.

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile ...

Performing Cavernous Nerve Stimulation in Rats to Measure Intracavernous Pressure

Source: Hox, M., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/56807">Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the isolation and stimulation of the cavernous nerve in an anesthetized rat to study blood pressure changes in the cavernous body.

해면체 내 압력을 측정하기 위해 쥐에서 해면체 신경 자극 수행

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuroscience

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Recording Changes in Renal Sympathetic Nerve Activity in Response to Arterial Pressure in Rats

Before arterial cannulation, inspect the pressure-sensing catheter under high magnification to confirm that the catheter is free of bubbles and debris and has an intact meniscus between the fluid and gel-filled components. Prior to each implantation, refill the gel at the distal tip of the catheter, and use a magnet to turn on the transmitter. Place a loose overhand half knot in the proximal suture to briefly occlude the femoral artery, and holding the catheter introducer in the non-dominant hand, use vessel cannulation forceps to grasp the tip of the cannula of the telemetry unit to avoid displacing the gel from the tip.
Use a bent 22-gauge needle tip to puncture a hole in the artery and insert the cannula into the artery as far as possible. Then, secure the pressure catheter with the proximal and distal suture ties, and tuck the body of the telemetry implant inside the flank adjacent to the incision. Gently move the rat into the prone position in a stereotaxic surgery frame with the head between the ear bars.
To isolate the renal sympathetic nerves, connect a wire Renal Sympathetic Nerve Activity or RSNA electrode to a 10X preamplifier in a microelectrode amplifier, and make a scalpel incision extending from 4 to 5 centimeters below the ribs in the caudal direction, slightly lateral to the spine.
Blunt-dissect to visualize the paraspinal muscles and make a very superficial 1 to 2-centimeter rostrocaudal incision where the fat meets the muscle. Using cotton-tipped applicators, spread the fat away from the muscle to visualize the kidney without entering the peritoneal space, and use retractors to gently separate the kidney from the paraspinal muscles to visualize the renal artery and abdominal aorta, and use high magnification to identify the renal nerves in the incision pocket.
The nerve bundles are most easily visible in the right angle formed by the aorta and the renal artery, closely following the renal artery from the aorta to the kidneys. Then, use micro-dissecting tweezers to gently dissect a segment of the nerve bundle to be placed on the recording electrode from the surrounding tissue. Secure the wire RSNA electrode in a holder and lower the electrode to the level of the nerve segment.
Use a nerve hook to gently lift the segment of the renal nerve onto the electrode without stretching the nerve and fill the incision with mineral oil to keep the exposed renal sympathetic nerve hydrated. Attach a grounding clip to the animal, in the other end to the Faraday cage, and use high and low pass filtering to direct the signal to the amplifiers. Then, adjust the gain up to 10 kilohertz, including an audio monitor, to assess the bursting pattern of the RSNA.
To assess the quality of the RSNA recording, evoke the baroreflex with a 100-microliter bolus intravenous injection of 10 micrograms per milliliter of phenylephrine to increase the blood pressure and to inhibit the renal sympathetic nerve activity, adjusting the position of the electrodes to improve the signal as necessary. Once a clear signal has been obtained, aspirate the mineral oil, and secure the electrode in place with silica gel.

Intracavernosal 압력 기록 설치류에 발기 기능을 평가 하

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