Name: in vivo microinjection and electroporation of mouse testis
Uploaded: 2014-08-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
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우리는 고환 미세 주입 방법을 가르쳐 뮌스터 대학의 생식 의학 및 남성 의학의 센터되었습니다 Birgit Westernstroeer 감사합니다. 게다가, 우리는 어슐러 Antkewitz 및 기술 지원 페트라 Reckling에게 감사의 말씀을 전합니다. 우리는이 작품 (WE2458 / 10-1)를 지원하기 위해 독일 연구 재단 (DFG)을 감사드립니다. &#160;

모든 수행 동물 실험은 로컬 윤리위원회 (Landesamt 엘리제 Landwirtschaft, Lebensmittelsicherheit 싶게 Fischerei, 메 클렌 부르크 - 포어 포메 른, 독일)에 의해 승인되었습니다. 1 플라스미드 준비 <ol><li> 플라스미드 제제를 들어, 플라스미드 정제 키트 (재료 표 참조) 또는 동물의 면역 반응을 피할 수 있도록 독소 제거 버퍼와 유사한 방법을 사용한다. 설명서의 지시 사항을 따르십시오. 플라스미드 용액을 희석 DDH O 2를 사용한다. </li><li> 최대 속도 (20,000 XG)에서 DNA 용액을 회전시켜 이물질을 제거합니다. 그런 다음 상층 액을 수집합니다. </li><li> 분광 광도계 (자료 참조) 플라스미드 농도를 결정합니다. </li><li> 1-3 μg (DNA) / μL로 DDH 2 O 플라스미드 농도를 조정합니다. 참고 : 높은 농도가 너무 점성 주사액이 발생할 수 있습니다 동안 낮은 농도는 형질 전환 효율을 감소시킬 것이다. 게다가형질 전환 효율은 플라스미드의 크기에 따라 개별적으로 시험되어야한다. </li><li> 주사 이전에, 함께 혼합 용액을 제조 5 ㎕의 PBS (10 배) 및 5 μL 패스트 그린 (0.5 %)과 함께 예 40 μL 플라스미드 대. 패스트 그린 사출 공정의 추적이 필요하다. 바람직하게는, 얇은 벽 PCR 튜브 또는 파라 필름을 사용합니다. 주 : 정소의 크기 따라 20-50 μL의 부피는 각각의 정소에 필요한 것이다. </li></ol> 미세 주입 피펫의 2 준비 <ol><li> 미세 주입 피펫을 제조 붕 규산염 모세관 (재료 표 참조)를 사용합니다. </li><li> 수직 모세관 풀러 유리 모세관을 당겨 (재료 표 참조). </li><li> 부드럽게 밴딩에 의해 집게로 모세관 팁을 휴식. 팁은 보통 50 ~ 80 μm의 직경이 약 1cm 길이입니다. 이러한 조직을 관통 할만큼 딱딱하지 너무 오래 팁을 피하기 위해보십시오. </li><li> 마지막으로, 샤에서마이크로 피펫의 beveler을 (재료 표 참조)를 사용하여 45 ° 각도 30 °에서 팁을 rpen. </li><li> 주사액 믹스와 미세 주입 피펫을로드 (플라스미드 준비 참조). 작은 주사기와 유리 모세관의 뒷면에 솔루션을 적용합니다. 참고 : 전도성을 줄일뿐만 아니라 가능성이 조직 손상의 원인이됩니다 따라서, 그렇지 않으면 이러한 플라스미드 용액과 함께 정 세관에 주입되며,로드하는 동안 공기 방울을 피하기 위해보십시오. </li></ol> 3 마취 및 수술 <ol><li> 멸균 (즉, 주사기, 바늘, 수술기구 등) 소재를 이용하여 무균 조건 하에서 작업을 수행한다. 이는 동물의 감염을 감소시키고 좋은 생존율을 보장 할 것이다. </li><li> 6~8주의 나이에 전기 천공 법 (electroporation)에 대한 수컷 마우스를 사용합니다. </li><li> 수술후 진통제 처리를 초기화하기 위해, 진통제와 마우스가 수술 전에 날 식수 추가 제공한다. 이 엉덩이가능성이 매우 높은 수술 후 hypodipsia (감소 물 섭취량) 가지 경우에 선제 진통제를 유레스. 이를 위해, 예를 들면 소아 이부프로펜 현탁액 (20 ㎎ / ㎖)로 식수 노출. 약용 마시는 물은 일 하나와 동일한 농도의 두 가지 복구에 공급한다. 이 C57BL / 6J 세 팔주에 대한 25g의 5 ㎖ / D 마시는 물과 체중에 대한 유효한 7.5 밀리그램 / kg의 투여 량을 의미한다. 이 진통제 처방은 근본적인 통증 완화와 높은 복지 (26)와 함께 가속 복구를 보장합니다. </li><li> (재료 표 참조) : 1의 비율로 수술 당일 작업 액 마취의​​ 제조, 1 Ketamin 10 % 및 2 %의 자일 라진을 섞는다. </li><li> 마취 솔루션 피하의 0.25 ㎖ / 100 mg을 체중 적용, 동물을 마취 (Ketamin = 0.125 g / kg을, 자일 라진 = 0.025 g / kg)를. 생쥐의 기관 손상 및 손상을 방지하기 위하여 골반과 다리 사이의 주사 부위를 사용한다. 일반적으로, 10 분을 필요때까지 마우스는 깊이 마취됩니다. </li><li> 마취 동안 건조를 방지하기 위해 수의사 연고 마우스 눈을 감아 라. </li><li> 응답의 총 부족에 의한 눈에 띄는 깊은 마취 체포를 테스트합니다. 이를 위해, 단지 동물의 발가락을 꼬집어. </li><li> 수술을 시작하려면 전기 면도기 또는 유사한 복부와 머리를 제거하고 sterilium 또는 유사한로 작업 영역을 소독. </li><li> 직접 복부의 중앙에 preputial 분비 이상으로 복부 절개를합니다. 그 곳에서, 첫번째 떨어져 피부를 당겨 약 8-14mm의 작은 횡단 피부 상처를 실시하고 있습니다. 그런 다음, 복부 근육 층을 따라 계속합니다. 주 : 동물에게 피해를 감소시키기 위해 가능한 한 병변이 작아야한다. </li><li> 첨부 된 고환을 노출 단지 절개 사이트 (그림 2A) 옆에 사전 준비 방수 일회용 종이 드레이프에 배치 조심스럽게 복부 지방 패드를 당깁니다. </li><li> F에 쌍안경을 사용하여주입 대상의 원심성 덕트 산업사. 동맥관 원심성은 고환과 부고환의 미세 혈관 접합으로 식별됩니다. 그것은 눈에 띄는 고환 동맥에 인접 해 있습니다. 동맥관은 동맥에 45 °의 각도로 거의 실행하고 눈에 띄게 CAPUT의 epididymidis 들어갑니다. 참고 : 마우스의 연령에 따라, 동맥관은 일반적으로 지방 조직에 묻혀있다. </li><li> 이 지방 조직의 원심성 덕트를 취소 미세 집게를 사용합니다. 그 후, 주변 환경을 손상시키지 않고 덕트의 명확한 가시성을 보장하기 위해 무균 종이 스트립에 출시 된 동맥관을 배치합니다. </li></ol> (4) 미세 주입 및 DNA 응용 프로그램 <ol><li> 미세 조작기 / 인젝터 장치에 플라스미드 솔루션과 함께로드되는 미세 주입 피펫을 연결합니다. </li><li> 끝이 RETE의 정소 (그림 2B)를 가리키는 원심성 덕트에 미세 주입 바늘 평행하게 배치합니다. </li><li> 미세 핀셋을 사용하여미세 주입 피펫을 통해 덕트를 제거. 이를 통해 당기면서 모세관 덕트에 평행하게 유지되어 있는지 확인합니다. 참고 :이 절차는 미세 조작기로 바늘을 이동하여 배를 관통보다 편리합니다. </li><li> 고환을 향해 조심스럽게 바늘을 지시하고의 Tunica albuginea (그림 2C) 바로 아래에 RETE의 고환을 관통로 그만. 주 : RETE의 정소를 과한의 경우, 플라스미드 용액 격자 간 공간으로 누출된다. 이것은 일반적으로 정 세관을 형질의 실패로 이어집니다. </li><li> PI : 100 고전력 증폭기, TI : 0.2 초 및 pc : 0 고전력 증폭기 (그림 2D) 플라스미드 용액의 주입을 위해 다음과 같은 설정으로 microinjector를 사용합니다. </li><li> 녹색의 도움으로 충전 상태를 관찰하여 정소 전체 주입 프로세스를 모니터링. 고환에만 PL과의 볼륨의 2/3까지 가득주의해야asmid 솔루션 (그림 2E). 주 : 분사량을 초과하면, 정소 조직을 다치게 할 수있다. </li></ol> 고환의 5 일렉트로 <ol><li> 효과적인 일렉트로 수 있도록 PBS (1 배)에 트위터 전극을 담가합니다. 이것은 충분한 전도성을 보장합니다. </li><li> 부드럽게 젖은 전극 (그림 2 층) 사이의 고환을 짠다. electroporator와 전기 저항을 측정합니다. </li><li> 고환에 현재 적용합니다. 50 밀리 초 펄스 시간 950 밀리 초 간격 시간의 일정 기간에 4 개의 고환 사이트에서 40 V의 팔 사각형 펄스를 수행합니다. </li></ol> (6) 상처 봉합하고 수술 후 <ol><li> 전기 천공이 완료되면 다시 원래 위치에 배치 정소. </li><li> 수술 봉합 (자료 참조) 내부 근육 층을 바느질. </li><li> 봉합 클립 (재료 표 참조) 이용하여 피부를 닫습니다. 피부까지 재치를 당겨시간 핀셋. 근육 층을 제외해야합니다. 하게는 5 mm 이하의 거리에서 클립, 각 놓습니다. 주 : 외과 용 봉합이 마우스 삼킬 수 있으므로, 봉합 클립 피부 병변을 폐쇄 선호된다. </li><li> 마우스가 37 ° C 따뜻한 패드에 강화 된 무균 빈 마우스 케이지에 넣고 멸균 종이 타월에 마취에서 회복 할 수 있습니다. 패드는 열 구배를 생성 케이지의 절반의 온난화를 확인해야합니다. 동물의 경우이 때문에 케이지의 온도 다양한 개인, 가장 편안한 지역을 검색 할 수 있습니다. 또한, 응력이 더욱 감소 될 수 있도록 멸균 종이 타월 시트와 마우스를 포함한다. 주 : 마우스의 신체 표면은 체질량과 관련된 대단히 높기 때문에 더 큰 동물과 비교했을 때, 열 지원 설치류의 성공적인 복구에 특히 중요하다. </li><li> 운영하는 동물이 완전히 깨어 때, 난을 전송완전히 장착 된 새로운 마우스 케이지을 추가로 복구 t. 옛 케이지 또는 쥐의 그룹에 다시 동물을 넣지 마십시오. 케이지는 상처의 감염을 방지하기 위해 가능한 한 깨끗하고 무균 있는지 확인하십시오. 전체 복구 프로세스를 모니터링합니다. 완전히 회복하고 정상적으로 작동하도록 나타납니다 때까지 다시 동물 보호 시설에 마우스를 전송하려면 기다립니다. 주 : 추가 당과 수술 후 전략 (Pritchett)의 코닝 KR 외 (6)에 의해 설명되어 있습니다. </li></ol>

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마틴 미카엘, 알렉산더 Sobczak, 요아킴 M. WEITZEL는 생식 생물학 연구소, 가축 생물학에 대한 라이프니츠 연구소 (FBN), Dummerstorf에서 독일 고용 그들은 더 경쟁 금전적 이해 관계가 없다고 선언합니다.

특히 남성 불임 필연적으로 정자의 지역에서 생식 생물학 분야의 연구는 살아있는 유기체에 의존합니다. 고환의 기능을 검사하기 위해, 어떠한 적절한 세포 배양 / 시험 관내 시스템은 반수체 성숙한 정자에 1,2 이배체 spermatogonium 모든 중요한 형태 학적 변화를 반영 할 수있는 확립되지 않았다. 따라서, 유전자 변형 동물의 발생이 종종 필요하고 남성 생식 생물학 등으?...

포유 동물은 성숙한 정자 반수체 정자로 개발하기 위해서는 순차 유사 분열, 감수 분열 및 분화를 겪고 자기 갱신 줄기 세포의 복잡한 과정으로 간주된다. 이러한 형태 학적 변화는 다양한 세포 유형에 의해 조율되는 중후 시도에도 불구하고, 세포 배양 1,2에서 이러한 프로세스를 모방 여전히 불가능하다. 따라서, 지금까지의 정자에 대한 연구는 생체 내 모델로 살아있는 유기체에 의존한다. 일반적으로, 유전자 기능 연구는 일반적으로 형질 전환 동물에 기초한다. 그러나, 생성하여 동물 모델이 종류를 유지하는 것은 시간 소모적이고 비용 집약적 꽤 정교하다. 이것은 생성하고 세대 위에 유전자를 유지하기위한 필수 사육 긴 프로세스에 기인한다. 또한, 형질 전환 또는 녹아웃 방법에 의해 전체 유기체의 유전자 조작은 g을 타겟팅 생리적 장애를 유발하는 경향이있다예를 들어 여러 지역에서 필수적인 기능, 고환 외부 또는 체계적으로 ENES. 또한, 일부 과도 형질 전환 방법은 몇 가지 중요한 단점과 연관되어 있습니다. 리포 펙 3 및 마이크로 입자 충돌 (4) 조직을 손상시킬 수있는 충분한 형질 전환 효율을위한 특정 세포 깊이로 제한되어있는 반면 예를 들어, 바이러스 매개 유전자 전달의 일반적인 단점은, 면역 반응 및 추가 안전 규정의 가능한 도발이다. 대조적으로, 일시 발현의 또 다른 일반적인 방법으로 전기 천공 (EP)은 생체 내 형질 감염과 일관된 생체 유전자 분석에서 활성화하는 유망한 기술을 구성하는 것으로 보인다. 일반적으로, EP는 나노초 이내 결과적 매개 기공 로컬 막 관통 전압에 따라 동적 현상이라한다. 이러한 갭은 밀리 초 동안 유지 될 수 있고, 충분한 tO DNA, RNA 또는 작은 분자 (5)에 대한 액세스 권한을 부여. 인가 전압이 너무 높으면, 일반적으로 EP의 과도 특성은 열에 의한 생산과 셀 (5)의 결과적으로 돌이킬 수없는 손상이 너무 광범위한 permeabilization 유도로 상쇄된다. 여기서는 일렉트로가 생체 내에서 고환 유전자 특성을 규명하기 위하여 유전 정소 변환을 위해 이용 될 수있는 효과적이고 경제적 인 형질 전환 시스템임을 보여준다. 이 문서에서는 원심성 덕트 및 마우스 고환의 후속 일렉트로을 통해 플라스미드 준비, 미세 주입을 해결합니다. 이 절차는 정자 생성의 과정을 조사하기 위해 생체 내 마우스 고환의 정 세관의 신속하고 효율적인 특정 형질 감염을 달성하기 위해 선택하는 수단이 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Centrifuge</td><td>Sigma</td><td>1-15 PK</td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotometer</td><td>Nanodrop</td><td>ND-1000</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette puller</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>vertical capillary puller</td></tr><tr><td>Microinjection capillaries</td><td>Clark</td><td>GC100-10</td><td>borosilicate standard wall</td></tr><tr><td>Micropipette beveler</td><td>Bachofer</td><td>Typ 462</td><td>rotating disk beveler</td></tr><tr><td>Electroporator</td><td>Nepagene</td><td>CUY 21EDIT</td><td>square wave electroporator</td></tr><tr><td>Tweezer electrodes</td><td>Nepagene</td><td>CUY 650P5</td><td>5 mm &amp;Oslash; disk electrodes</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr><tr><td>Cold light source</td><td>Zeiss</td><td>KL 1500LCD</td><td></td></tr><tr><td>Microinjection pump</td><td>Eppendorf</td><td>Femtojet</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>homemade</td><td></td><td>XYZ cross table</td></tr><tr><td>Surgical instruments</td><td>FST</td><td></td><td>scissors, forceps, needle holder</td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>FST</td><td>Dumont #5, #7</td><td>efferent ducts preparation</td></tr><tr><td>Michel clip applying stapler</td><td>FST</td><td>Michel, 12029-12</td><td></td></tr><tr><td>Michel suture clips</td><td>FST</td><td>Michel, 12040-01</td><td>7.5 x 1.75 mm</td></tr><tr><td>Surgical suture</td><td>Catgut, Markneukirchen, Germany</td><td>Catgut 00</td><td></td></tr><tr><td>Syringe with 30 G needle</td><td>B. Braun</td><td>Omnican 40</td><td>to load micropipette and for anesthesia</td></tr><tr><td>Plasmid isolation kit</td><td>Promega</td><td>Cat. # A2495</td><td>plasmid Midiprep</td></tr><tr><td>Plasmid pEGFP-C1</td><td>Clontech</td><td>Cat. #6084-1</td><td>CMV-promoter + EGFP</td></tr><tr><td>Plasmid pDsRed2-N1</td><td>Clontech</td><td>Cat. #6084-1</td><td>CMV-promoter + DsRed2</td></tr><tr><td>Fast Green dye</td><td>Sigma</td><td>F7258-25G</td><td>for dilution in ddH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>10% Ketamine</td><td>Serum Werk, Bernburg, Germany</td><td>Urotamin</td><td>mix in a rate 1:1 with xylazine</td></tr><tr><td>2% Xylazine</td><td>Serum Werk, Bernburg, Germany</td><td>Xylazin</td><td>mix in a rate 1:1 with ketamine</td></tr><tr><td>Sterilium</td><td>Bode Chemie</td><td>Sterillium</td><td>disinfection</td></tr><tr><td>Vet ointment</td><td>S&amp;amp;K Pharma, GmbH</td><td>Kerato Biciron 5%, Augensalbe</td><td>opthalmic ointment to prevent eye dryness</td></tr><tr><td>To-Pro-3 iodide</td><td>Invitrogen</td><td>T3605</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;10x PBS, pH 7.4&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>1.37 M NaCl</td><td>Carl Roth</td><td>3957.1</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen, Dolormin</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Consumer Health Care Germany</td><td>01094902</td><td>analgesic pediatric solution (NSAID) for postsurgery pain relief</td></tr><tr><td>27 mM KCl</td><td>Carl Roth</td><td>6781.1</td><td></td></tr><tr><td>100 mM Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;middot;2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Carl Roth</td><td>T106.2</td><td></td></tr><tr><td>18 mM KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Carl Roth</td><td>3904.1</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo microinjection and electroporation of mouse testis

이 비디오 및 문서 기여 미세 주입 및 생체 내에서 마우스 고환의 일렉트로의 포괄적 인 설명을 제공합니다. 고환 마우스 셀이 특정 형질 전환 기술은 정자의 고유 한 프로세스의 연구를 할 수 있습니다. 다음 프로토콜 플라스미드 구성체와 마우스 정소 세포의 형질 전환에 초점을 맞추고있다. 특히, 우리는 적색 형광 단백질 (DsRed2)을 표현하는 녹색 형광 단백질 (eGFP는) 또한 pDsRed2-N1 벡터를 강화 표현하는 기자 벡터 pEGFP-C1을 사용했다. 두 부호화 리포터 유전자는 인간 사이토 메갈로 바이러스의 즉시 초기 프로모터 (CMV)의 제어하에 있었다. 마우스 정소에 유전자 전달을 수행하기 위해, 리포터 플라스미드 구성체는 살아있는 마우스의 고환에 주입된다. 이를 위해, 마취 동물의 정소는 노출 및 마이크로 인젝션의 사이트가 제조된다. 우리의 선호하는 장소주입은 고환과 부고환의 정자의 해부학 전송 경로와 궁극적으로 연결 RETE의 고환과, 원심성 덕트입니다. 이러한 방식으로, 마이크로 인젝션 후 정 세관의 충전은 양호 인해 DNA 염색 용액의 사용을 관리하고 제어한다. 그 컬러 세관 구조 정소의 충분한 충전을 관찰 한 결과, 기관은 전기 천공이다. 이는 고환 세포 내로 DNA 용액의 전송을 가능하게한다. 배양 3 일 후, 정소 제거하고, 형질 전환의 성공을 나타내는, 녹색 또는 적색의 형광 현미경으로 조사 하였다. 일반적으로,이 프로토콜은 DNA- 또는-RNA를 전달하기 위해 이용 될 수는하기 위해 살아있는 마우스 정소로 구성한다 (위에) 표현 또는 생체 내 유전자 기능 분석에 용이하게 유전자를 노크. 또한, 리포터 구조 또는 추정되는 유전자 REGULA 공부 적합토리 요소입니다. 따라서, 전기 천공 기술의 주요 장점은 다른 기술에 비해 낮은 필요한 노력뿐만 아니라 적당한 기술 장비 및 기술과 함께 빠른 성능이다.

그것이 사용되는 바와 같이 생체 내에서 마우스 정소의 미세 주입 및 전기 천공을 수행하는 프로토콜에 따라 대한 실험 환경은 그 공업 적 제조 마이크로 피펫을 획득 할 수있다하더라도.도 1에 도시되어, 우리는 (도 1a 당기는 자체 피펫을 생성하는 것이 바람직 있도록) 및 베벨 (그림 1B) 유리 모세관 그들은 우리의 요구를 장착. 마이크로 인젝션 용 및 ...

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In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

고환 마우스 세포에 대한 형질 전환 기술은 정자의 고유 한 프로세스를 공부로이 문서에서는 생체 내에서 미세 주입 및 마우스 고환의 일렉트로에 대해 설명합니다. 제시된 프로토콜은 전기 천공 법 (electroporation)에 의해 유리 모세관 준비, 원심성 덕트를 통해 미세 주입하고, 형질 전환의 단계를 포함한다.

마우스 고환의 생체 내 미세 주입 및 Electroporation에에서

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular ...

in-vivo-microinjection-and-electroporation-of-mouse-testis

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

27.8K 조회수.  Leibniz Institute for Farm Animal Biology (FBN).  고환 마우스 세포에 대한 형질 전환 기술은 정자의 고유 한 프로세스를 공부로이 문서에서는 생체 내에서 미세 주입 및 마우스 고환의 일렉트로에 대해 설명합니다. 제시된 프로토콜은 전기 천공 법 (electroporation)에 의해 유리 모세관 준비, 원심성 덕트를 통해 미세 주입하고, 형질 전환의 단계를 포함한다. 

비디오: In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

In Utero Intraventricular Injection and Electroporation of E15 Mouse Embryos

In-utero in-vivo injection and electroporation of the embryonic mouse neocortex provides a powerful tool for the manipulation of individual progenitors lining the walls of the lateral ventricle. This technique is now widely used to study the processes involved in corticogenesis by over-expressing or knocking down genes and observing the effects on cellular proliferation, migration, and differentiation. In comparison to traditional knockout strategies, in-utero electroporation provides a rapid means to manipulate a population of cells during a specific temporal window. In this video protocol we outline the experimental methodology for preparing mice for surgery, exposing the uterine horns through laporatomy, injecting DNA into the lateral ventricles of the developing embryo, electroporating DNA into the progenitors lining the lateral wall, and caring for animals post-surgery. Our laboratory uses this protocol for surgeries on E13-E16 mice, however, it is most commonly performed at E15, as shown in this video. 

E15 마우스 태아의 Utero의 심실 주입 및 Electroporation에

In-utero in-vivo injection and electroporation of the embryonic mouse neocortex provides a powerful tool for the manipulation of individual progenitors ...

연구

생물학

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

마우스 망막 신경절 세포 Transfection로 생체내에 Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

신경과학

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

개발 마우스 망막의 생체내 Electroporation에

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance molecules, local gene transfer or knock- out is required. Gene targeting knock-in or knock-out into local regions is possible to perform with combination with a specific CRE line, which is laborious, costly, and time consuming. Therefore, a simple transfection method, an in utero electroporation technique, which can be performed with short time, will be handy to test the possible function of candidate genes prior to the generation of transgenic animals 1,2. In addition to this, in utero electroporation targets areas of the brain where no specific CRE line exists, and will limit embryonic lethality 3,4. Here, we present a method of in utero electroporation combining two different types of electrodes for simple and convenient gene transfer into target areas of the developing brain. First, a unique holding method of embryos using an optic fiber optic light cable will make small embryos (from E9.5) visible for targeted DNA solution injection into ventricles and needle type electrodes insertion to the targeted brain area 5,6. The patterning of the brain such as cortical area occur at early embryonic stage, therefore, these early electroporation from E9.5 make a big contribution to understand entire area patterning event. Second, the precise shape of a capillary prevents uterine damage by making holes by insertion of the capillary. Furthermore, the precise shape of the needle electrodes are created with tungsten and platinum wire and sharpened using sand paper and insulated with nail polish 7, a method which is described in great detail in this protocol. This unique technique allows transfection of plasmid DNA into restricted areas of the brain and will enable small embryos to be electroporated. This will help to, open a new window for many scientists who are working on cell differentiation, cell migration, axon guidance in very early embryonic stage. Moreover, this technique will allow scientists to transfect plasmid DNA into deep parts of the developing brain such as thalamus and hypothalamus, where not many region-specific CRE lines exist for gain of function (GOF) or loss of function (LOF) analyses.

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

A gene transfer method into the developing mouse brain is described by using a unique surgical method and special shape of electrodes. This unique technique allows transfection of plasmid DNA temporally and spatially, which will aid many neuroscientists in studying brain development.

마우스 Utero에 Electroporation : 통제 Spatiotemporal 진 Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and the organ of Corti in the coiled cochlea. The cristae and maculae contain vestibular hair cells that transduce mechanical stimuli to subserve the special sense of balance, while auditory hair cells in the organ of Corti are the primary transducers for hearing 1. Cell fate specification in these sensory epithelia and morphogenesis of the semicircular canals and cochlea take place during the second week of gestation in the mouse and are largely completed before birth 2,3. Developmental studies of the mouse inner ear are routinely conducted by harvesting transgenic embryos at different embryonic or postnatal stages to gain insight into the molecular basis of cellular and/or morphological phenotypes 4,5. We hypothesize that gene transfer to the developing mouse inner ear in utero in the context of gain- and loss-of-function studies represents a complimentary approach to traditional mouse transgenesis for the interrogation of the genetic mechanisms underlying mammalian inner ear development6.
The experimental paradigm to conduct gene misexpression studies in the developing mouse inner ear demonstrated here resolves into three general steps: 1) ventral laparotomy; 2) transuterine microinjection; and 3) in vivo electroporation. Ventral laparotomy is a mouse survival surgical technique that permits externalization of the uterus to gain experimental access to the implanted embryos7. Transuterine microinjection is the use of beveled, glass capillary micropipettes to introduce expression plasmid into the lumen of the otic vesicle or otocyst. In vivo electroporation is the application of square wave, direct current pulses to drive expression plasmid into progenitor cells8-10. 
We previously described this electroporation-based gene transfer technique and included detailed notes on each step of the protocol11. Mouse experimental embryological techniques can be difficult to learn from prose and still images alone. In the present work, we demonstrate the 3 steps in the gene transfer procedure. Most critically, we deploy digital video microscopy to show precisely how to: 1) identify embryo orientation in utero; 2) reorient embryos for targeting injections to the otocyst; 3) microinject DNA mixed with tracer dye solution into the otocyst at embryonic days 11.5 and 12.5; 4) electroporate the injected otocyst; and 5) label electroporated embryos for postnatal selection at birth. We provide representative examples of successfully transfected inner ears; a pictorial guide to the most common causes of otocyst mistargeting; discuss how to avoid common methodological errors; and present guidelines for writing an in utero gene transfer animal care protocol.

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mouse inner ear is a placode-derived sensory organ whose developmental program is elaborated during gestation. We define an in utero gene transfer technique consisting of three steps: mouse ventral laparotomy, transuterine microinjection, and in vivo electroporation. We use digital video microscopy to demonstrate the critical experimental embryological techniques.

에 의해 개발 마우스 내이 (内耳)에 진 전송<em&gt; VIVO에서</em&gt; Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

DNA Transfection of Mammalian Skeletal Muscles using In Vivo Electroporation

A growing interest in cell biology is to express transgenically modified forms of essential proteins (e.g. fluorescently tagged constructs and/or mutant variants) in order to investigate their endogenous distribution and functional relevance. An interesting approach that has been implemented to fulfill this objective in fully differentiated cells is the in vivo transfection of plasmids by various methods into specific tissues such as liver1, skeletal muscle2,3, and even the brain4. We present here a detailed description of the steps that must be followed in order to efficiently transfect genetic material into fibers of the flexor digitorum brevis (FDB) and interosseus (IO) muscles of adult mice using an in vivo electroporation approach. The experimental parameters have been optimized so as to maximize the number of muscle fibers transfected while minimizing tissue damages that may impair the quality and quantity of the proteins expressed in individual fibers. We have verified that the implementation of the methodology described in this paper results in a high yield of soluble proteins, i.e. EGFP and ECFP3, calpain, FKBP12, &beta;2a-DHPR, etc. ; structural proteins, i.e. minidystrophin and &alpha;-actinin; and membrane proteins, i.e. &alpha;1s-DHPR, RyR1, cardiac Na/Ca2+ exchanger , NaV1.4 Na channel, SERCA1, etc., when applied to FDB, IO and other muscles of mice and rats. The efficient expression of some of these proteins has been verified with biochemical3 and functional evidence5. However, by far the most common confirmatory approach used by us are standard fluorescent microscopy and 2-photon laser scanning microscopy (TPLSM), which permit to identify not only the overall expression, but also the detailed intracellular localization, of fluorescently tagged protein constructs. The method could be equally used to transfect plasmids encoding for the expression of proteins of physiological relevance (as shown here), or for interference RNA (siRNA) aiming to suppress the expression of normally expressed proteins (not tested by us yet). It should be noted that the transfection of FDB and IO muscle fibers is particularly relevant for the investigation of mammalian muscle physiology since fibers enzymatically dissociated from these muscles are currently one of the most suitable models to investigate basic mechanisms of excitability and excitation-contraction coupling under current or voltage clamp conditions2,6-8.

DNA Transfection of Mammalian Skeletal Muscles using In Vivo Electroporation

We describe detailed procedures for the efficient transfection of plasmid DNA into the fibers of foot muscles of live mice using electroporation and the subsequent visualization of protein expression using fluorescence microscopy.

사용 포유류 골격 근육의 유전자 Transfection VIVO에서 Electroporation

 A growing interest in cell biology is to express transgenically modified forms of essential proteins (e.g. fluorescently tagged constructs and/or mutant ...

Somatic Genome-Engineered Mouse Models Using In Vivo Microinjection and Electroporation

Germline genetically engineered mouse models (G-GEMMs) have provided valuable insight into in vivo gene function in development, homeostasis, and disease. However, the time and cost associated with colony creation and maintenance are high. Recent advances in CRISPR-mediated genome editing have allowed the generation of somatic GEMMs (S-GEMMs) by directly targeting the cell/tissue/organ of interest.
The oviduct, or fallopian tube in humans, is considered the tissue-of-origin of the most common ovarian cancer, high-grade serous ovarian carcinomas (HGSCs). HGSCs initiate in the region of the fallopian tube distal to the uterus, located adjacent to the ovary, but not the proximal fallopian tube. However, traditional mouse models of HGSC target the entire oviduct, and thus do not recapitulate the human condition. We present a method of DNA, RNA, or ribonucleoprotein (RNP) solution microinjection into the oviduct lumen and in vivo electroporation to target mucosal epithelial cells in restricted regions along the oviduct. There are several advantages of this method for cancer modeling, such as 1) high adaptability in targeting the area/tissue/organ and region of electroporation, 2) high flexibility in targeted cell types (cellular pliancy) when used in combination with specific promoters for Cas9 expression, 3) high flexibility in the number of electroporated cells (relatively low frequency), 4) no specific mouse line is required (immunocompetent disease modeling), 5) high flexibility in gene mutation combination, and 6) possibility of tracking electroporated cells when used in combination with a Cre reporter line. Thus, this cost-effective method recapitulates human cancer initiation.

Somatic Genome-Engineered Mouse Models Using In Vivo Microinjection and Electroporation

This protocol describes microinjection and in vivo electroporation for regionally restricted CRISPR-mediated genome editing in the mouse oviduct.

생체 내 미세주입 및 전기천공을 사용한 체세포 게놈 공학 마우스 모델

Germline genetically engineered mouse models (G-GEMMs) have provided valuable insight into in vivo gene function in development, homeostasis, and disease. ...

암 연구학

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

배아 세포 이식 및 Testis 조직 마우스에 Xenografting

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms of human diseases such as cancer. Transgenic and conditional knockout mice have been frequently used for gene overexpression or ablation in specific tissues or cell types in vivo. However, generating germline mouse models can be time-consuming and costly. Recent advancements in gene editing technologies and the feasibility of delivering DNA plasmids by viral infection have enabled rapid generation of non-germline autochthonous mouse cancer models for several organs. The bladder is an organ that has been difficult for viral vectors to access, due to the presence of a glycosaminoglycan layer covering the urothelium. Here, we describe a novel method developed in lab for efficient delivery of DNA plasmids into the mouse bladder urothelium in vivo. Through intravesical instillation of pCAG-GFP DNA plasmid and electroporation of surgically exposed bladder, we show that the DNA plasmid can be delivered specifically into the bladder urothelial cells for transient expression. Our method provides a fast and convenient way for overexpression and knockdown of genes in the mouse bladder, and can be applied to building GEMMs of bladder cancer and other urological diseases.

We describe a novel method for the delivery of DNA plasmid into the urothelial cells of mouse bladder in vivo through urethra catheterization and electroporation. It offers a fast and convenient way for generating autochthonous mouse models of bladder diseases.

새로운 방식의 마우스 방광 Urothelium Electroporation에 의해 플라스 미드 DNA 전달

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

Functional Assessment of Kinesin-7 CENP-E in Spermatocytes Using In Vivo Inhibition, Immunofluorescence and Flow Cytometry

In eukaryotes, meiosis is essential for genome stability and genetic diversity in sexual reproduction. Experimental analyses of spermatocytes in testes are critical for the investigations of spindle assembly and chromosome segregation in male meiotic division. The mouse spermatocyte is an ideal model for mechanistic studies of meiosis, however, the effective methods for the analyses of spermatocytes are lacking. In this article, a practical and efficient method for the in vivo inhibition of kinesin-7 CENP-E in mouse spermatocytes is reported. A detailed procedure for testicular injection of a specific inhibitor GSK923295 through abdominal surgery in 3-week-old mice is presented. Furthermore, described here is a series of protocols for tissue collection and fixation, hematoxylin-eosin staining, immunofluorescence, flow cytometry and transmission electron microscopy. Here we present an in vivo inhibition model via abdominal surgery and testicular injection, that could be a powerful technique to study male meiosis. We also demonstrate that CENP-E inhibition results in chromosome misalignment and metaphase arrest in primary spermatocytes during meiosis I. Our in vivo inhibition method will facilitate mechanistic studies of meiosis, serve as a useful method for genetic modifications of male germ lines, and shed a light on future clinical applications.

Functional Assessment of Kinesin-7 CENP-E in Spermatocytes Using In Vivo Inhibition, Immunofluorescence and Flow Cytometry

This article reports an in vivo inhibition of CENP-E through abdominal surgery and testicular injection of GSK923295, a valuable model for male meiotic division. Using the immunofluorescence, flow cytometry and transmission electron microscopy assays, we show that CENP-E inhibition results in chromosome misalignment and genome instability in mouse spermatocytes.

In Vivo Inhibition, Immunofluorescence 및 Flow Cytometry를 이용한 정자 세포 내 Kinesin-7 CENP-E의 기능 평가

In eukaryotes, meiosis is essential for genome stability and genetic diversity in sexual reproduction. Experimental analyses of spermatocytes in testes ...