저자는 실험실에서 zebrafish를 확립하기 위해 초기 노력에 피터 카스트로와 매튜 Dinday 감사드립니다. 이 작품은 건강 유리카 기금 (# R01NS079214-01)의 국립 연구소에 의해 자금을 지원했다.

1. 계란 생산 및 수집 <ol><li> Zebrafish 축산는 이전 8 설명한 표준 절차를 따릅니다. 간단히, 성인 zebrafish는 장소에 디바이더와 탱크를 사육에 자리 잡고 있습니다. 방에 불이 다음 아침에 왔을 때, 디바이더는 탱크와 생선이 방해받지 결합 시간의 약 20-60 분 수 있습니다 사육에서 제거됩니다. </li><li> 번식 탱크에서 달걀은 스트레이너에 수집 달걀 물에 헹구어 있습니다. 달걀은 다음 달걀 물과 페트리 접시으로 전송됩니다. Unfertilized 달걀과 잔해가 전송 피펫을 사용하여 제거됩니다. </li><li> 보육에 수집 된 계란 (28-32 ° C)를 포함하는 장소 페트리 접시. 계란 이틀 후 수정을 (dpf) 주변, 부화 후, 전송 피펫과 융모막 및 기타 이물질을 제거합니다. </li><li> 원하는 일에 후 수정을 (3-8 dpf)는 실온에서 실험실 벤치에서 자유롭게 수영 유충과 장소를 포함하는 페트리 접시를 제거합니다. </li></ol><ol><li> micropipette의 풀러를 사용하여 1.2 mm OD 붕규산 유리는 바보 퍼티 램프 위에 누워하여 150mm 페트리 접시 또는 빈 피펫 상자에 두 개의 바늘과 가게에 모세관 당긴다. 바늘 사전에 당겨 수 있습니다. 다른 OD 유리 모세 혈관이 가능한 앰프 headstage의 종류에 따라 사용할 수 있습니다. </li><li> Nalgene 주사기 필터 (4 mm)과 Microfil 필라멘트 (워너 정밀 계측기) 첨부와 1 ML의 주사기를 사용하여 세포 녹화 솔루션 (2 M NaCl)과 Backload microelectrode. 남은 몇 또는 전혀 거품이 될 때까지 바늘 끝 방향으로 bolus를 흔들어하거나 누릅니다. </li></ol> 3. 한천의 고정 <ol><li> 계란 물에 1.2 % 낮은 녹는 점 한천의 새로운 솔루션을 준비합니다. ~ 37 ° C.에서 물 목욕 세트의 장소 한천 솔루션 </li><li> 냉장고에 기록 챔버 및 장소 (5-10 분)와 coverslip을 준비합니다. 녹음 챔버 matc해야합니다H는하는 전기 생리학의 장비에 사용됩니다. 우리는 워너 악기 (모델 RC-26GLP)에서 로우 프로파일 공개 다이아몬드 목욕 이미징 챔버를 사용합니다. </li><li> 파스퇴르 또는 전송 피펫, 깨끗한 페트리 접시 판에 달걀 물을 작은 물방울에 놓으 애벌레의 zebrafish을 사용합니다. 이 비말에, 마취 (0.02 % tricaine)과 전신 마비 에이전트 (1 MG / ML α-bungarotoxin)를 포함하는 솔루션의 비말을 추가합니다. </li><li> 운동의 손실 (5-10 분)에 대한 zebrafish를 모니터링합니다. </li><li> 냉동실에서 coverslip / 녹음 챔버를 제거합니다. stereomicroscope의 무대에 챔버를 놓습니다. 전송 피펫 사용 비말과 coverslip / 녹음 챔버로 전송 솔루션 (물고기)에 1.2 % 낮은 녹는 점 아가로 오스의 여러 ML을 섞는다. </li><li> 피펫 팁 또는 고급 무딘 바늘, 물고기의 등 부분은 아가로 오스 겔 표면에 노출 될 수 있도록 stereomicroscope 아래에 위치 애벌레을 사용합니다. 다음 평면 주걱 전송에게 한천 B를 사용하여 강화 (5-10 분)에 아가로 오스 허용전기 생리학의 유정에서 설정 기록 챔버에 고정. </li></ol> 3. 세포 필드 레코딩 <ol><li> 녹음 챔버에 zebrafish 기록 매체 2-5 ML을 추가합니다. 약물 변경 사항은 약 1 ML / 분의 속도로 레코딩 솔루션을 필요 perfuse 챔버 경우. 녹화 솔루션의 어떠한 산소가 필요하지 않습니다. </li><li> 3 차원 micromanipulator에 장착 증폭기 headstage에 microelectrode를 (약 1 μm 팁 직경 MΩ 2-7)를 넣습니다. micromanipulator은 움직임과 조정의 범위를 허용 할 수있는 적절한 위치에 있는지 확인합니다. 무대에서 내려 높은 현미경의 전망의 비행기, 그리고 위하고 약간 zebrafish의 머리 앞의 지점으로 낮은 정밀 조정을 사용하여에 microelectrode 팁을 가져와. </li><li> &quot;전류 클램프&quot;모드 제로 전극의 앰프를 갖추고 있습니다. </li><li> 그냥 s를 만지고 있도록 정밀 조정 할 낮은 전극 팁을 사용하여약간 forebrain 앞의 zebrafish의 urface. </li><li> 이 zebrafish의 피부를 구멍까지 미세 조정 단계를 사용하면 전극 팁을 부활 시켰습니다. forebrain에 몇 미크론를 해결 한 후 전극을 향상 할 수 있도록 허용합니다. </li><li> Axoscope 소프트웨어를 사용하여 전류 클램프 모드에서 전기 활동을 기록합니다. 데이터는 10 kHz에서의 샘플링 속도에서 획득됩니다. </li></ol>

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	<li>Clark, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressing+zebrafish+for+behavioral+genetics.">Stressing zebrafish for behavioral genetics.</a> Reviews in Neuroscience. 22 (1), 49 (2011).</li><li>Rinkwitz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+an+integrative+system+for+neurogenomics+and+neurosciences.">Zebrafish: an integrative system for neurogenomics and neurosciences.</a> Progress in Neurobiology. 93 (2), 231 (2011).</li><li>Penberthy, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+human+disease.">The zebrafish as a model for human disease.</a> Frontiers in Bioscience. 7, d1439 (2002).</li><li>Letamendia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+an+automated+high-throughput+system+for+zebrafish+in+vivo+screenings.">Development and validation of an automated high-throughput system for zebrafish in vivo screenings.</a> PLoS One. 7, e36690 (2012).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nature Genetics. 26 (2), 216 (2000).</li><li>Haffter, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+affecting+development+of+the+zebrafish+inner+ear+and+lateral+line.">Mutations affecting development of the zebrafish inner ear and lateral line.</a> Development. 123, 1 (1996).</li><li>Suster, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenesis+in+zebrafish+with+the+tol2+transposon+system.">Transgenesis in zebrafish with the tol2 transposon system.</a> Methods Molecular Biology. 561, 41 (2009).</li><li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function.">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pentylenetetrazole+induced+changes+in+zebrafish+behavior,+neural+activity+and+c-fos+expression.">Pentylenetetrazole induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression.</a> Neuroscience. 131 (3), 759 (2005).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large-scale+mutagenesis+screen+to+identify+seizure-resistant+zebrafish.">A large-scale mutagenesis screen to identify seizure-resistant zebrafish.</a> Epilepsia. 48 (6), 1151 (2007).</li><li>Williams, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+radiotelemetry+to+evaluate+electrographic+seizures+in+rats+with+kainate-induced+epilepsy.">The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 39 (2006).</li><li>Marsh, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interictal+EEG+spikes+identify+the+region+of+electrographic+seizure+onset+in+some,+but+not+all,+pediatric+epilepsy+patients.">Interictal EEG spikes identify the region of electrographic seizure onset in some, but not all, pediatric epilepsy patients.</a> Epilepsia. 51 (4), 592 (2010).</li><li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+application+of+modularly+assembled+zinc-finger+nucleases+in+zebrafish.">Evaluation and application of modularly assembled zinc-finger nucleases in zebrafish.</a> Development. 138 (20), 4555 (2011).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

여기에 제시된 세포 녹화 방법은 뇌 활동의 매우 민감하고 빠른 분석이 가능합니다. 이 음반은 일반적으로 간질 환자 11 12 쥐 모델에서 비정상적인 전기 방전 (즉, 발작)의 존재를 평가하는 데 사용 electroencephalographic (EEG) 모니터링 유사합니다. 여기에 표시된대로 세포 녹음, 약리 조작과 함께 사용할 수 있습니다. 레코딩 이러한 유형의도 유전자 변형 zebrafish 잠재적 인 간질 phenotypes?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 (선택 사항) </td></tr><tr><td> 아가로 오스 낮은 녹는 </td><td> 피셔 - 과학 </td><td> BP1360-100 </td><td> 1.2 %에서 배아 미디어에서 디졸브 </td></tr><tr><td> 기록 미디어 </td><td> 피셔 - 과학 </td><td> BP3581, P330-3, BP410-1, BP214-500, D16-1, C77-500 </td><td> 1 ㎜ NaCl, 2.9 MM KCl, 10 MM의 HEPES, 1.2 MM MgCl 2, 10 MM 덱스 트로 오스, 2.1 MM CaCl 2 1 N NaOH로 약 7.3로 산도를 </td></tr><tr><td> Tricaine </td><td> 은빛 연구소 </td><td> MS-222 </td><td> 0.02 % </td></tr><tr><td> α-bungarotoxin </td><td> Bioscience Tocris </td><td> 2133 </td><td> 1 MG / ML </td></tr><tr><td> 모세관 유리 튜브 </td><td> 워너 악기 </td><td> G120TF -3 </td><td> MΩ이 -7의 저항에 당겨 </td></tr><tr><td> 패치 클램프 증폭기 </td><td> 워너 악기 </td><td> PC-505B </td><td> 우리는 전류 클램프 모드에서 워너 증폭기를 사용하여, 이득은 2K로 설정 2 MV / PA 및 베셀 필터에서 설정합니다. 비교 모델은 제조업체의 지침에 따라 사용할 수 있습니다. </td></tr><tr><td> 필터 / 앰프 </td><td> 백조 기술 </td><td> FLA-01 </td><td> 10-20에서 설정 게인; 1 2K로 설정 컷 - 오프 주파수, 노치 필터에 우리는 백조 사전 증폭기를 사용합니다. 비교 모델은 제조업체의 지침에 따라 사용할 수 있습니다. </td></tr><tr><td> 축삭 A / D 보드와 Axoscope 소프트웨어 </td><td> 분자 장치 </td><td> 축삭 Digidata 1320A, Axoscope 8.2 </td><td> 데이터는 간격이없는 수집 모드를 사용 Axoscope에 수집, 10 kHz에서에서 샘플링. 비교 모델 및 프로그램은 제조업체의 지침에 따라 사용할 수 있습니다. </td></tr><tr><td> 달걀 물을 </td><td&gt; 인스턴트 오션 </td><td></td><td> 3g 인스턴트 오션 바다 소금, 10 ML 탈 이온수 2 ML 0.1 % 메틸렌 블루 </td></tr></tbody></table>

forebrain electrophysiological recording in larval zebrafish

간질은 미국에서 3 백만 명에 이르는 사람들과 최대 50,000,000명 전 세계적으로 영향을 미칩니다. 자연 부당한 발작의 발생으로 정의, 간질은 뇌 또는 유전자 변이에 대한 모욕의 결과로 획득 할 수 있습니다. 동물 모델 압류에 대한 노력은 주로 활용 설치류의 모욕 (convul​​sant 약물, 자극 또는 뇌 손상)과 유전자 조작을 (안티센스 최저, 상동 재조합 또는 transgenesis) 획득했습니다. Zebrafish는 쥐 기반 간질 연구에 귀중한 대안을 제공 할 수 척추 모델 시스템 1~3아르. Zebrafish는 척추 동물의 유전자 또는 개발 연구에서 널리 사용되며, 포유 동물에 대한 유전 적 유사성의 높은 학위를 전시 및 알려진 인간 단일 유전자 간질 변이 ~ 85 %를 homologs을 표현한다. 때문에 자신의 작은 크기 (길이 4~6mm)로, zebrafish의 유충은 초기 개발 및 arra 동안 100 μl의 낮은 유체 볼륨에 유지 할 수 있습니다멀티 잘 접시에 yed. 시약은 배아는 약물 관리를 단순화하고 테스트 화합물 4 생체 검사에서 빠른 있도록 개발 된 솔루션에 직접 추가 할 수 있습니다. 합성 oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, 아연 손가락 nuclease와 유전자 변형 접근 방식은 빠른 속도로 5-7 zebrafish의 유전자 최저 또는 돌연변이를 생성하는 데 사용할 수 있습니다. 이 속성은 zebrafish 연구 한테 그런 간질과 같은 신경 질환의 연구에서 동물에 비해 전례없는 통계 전력 분석 이점을 여유. 간질 연구를위한 &quot;금 표준&quot;중앙 뇌 구조 (즉, 발작), 효율적으로 애벌레의 zebrafish의 뇌 활동을 기록하는 방법에 발생한 이상 전기 방전을 감시하고 분석하는 것입니다 때문에 여기에 설명되어 있습니다. 이 방법은 기존의 세포 녹화 기술의 적응이며, 그대로 zebrafish 애벌레의 뇌 활동의 안정적인 장기 모니터링 할 수 있습니다. 에스충분한 녹음은 유전자 변형 물고기에 기록 convul​​sant 마약과 자연 발작의 목욕 응용 프로그램에 의해 유도 급성 발작에 표시됩니다.

한천 - 임베디드 zebrafish 애벌레의 forebrain에 기록 electrographic 발작과 같은 방전의 예는 그림 1에 표시됩니다. 또는 1 밀리미터 picrotoxin (B에, 8 dpf),이 샘플에서 큰 진폭 멀티 스파이크 버스트 방전은 convul​​sant 약의 목욕 응용 프로그램을, 40 밀리미터 pilocarpine (6 dpf의)에 의해 evoked했다. 이 음반에 고정하고 한천 - 임베디드 zebrafish는 지속적으로 90 분에에 모니터링하고 있습니다. 물고?...

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Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

애벌레의 zebrafish forebrain에서 세포 필드 잠재력을 기록하는 간단한 방법이 설명되어 있습니다. 방법은 강력한를 제공합니다<em&gt; 생체 내</em&gt; 읽기에서의 활동 압수 같은. 이 기술은 간질 관련 유전자 또는 convul​​sant 약의 투여에 의해 evoked 발작을 들고 유전자 변형 zebrafish의 애벌레와 함께 사용할 수 있습니다.

애벌레의 Zebrafish의 Forebrain Electrophysiological 기록

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

forebrain-electrophysiological-recording-in-larval-zebrafish

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.0K 조회수.  University of California, San Francisco. 애벌레의 zebrafish forebrain에서 세포 필드 잠재력을 기록하는 간단한 방법이 설명되어 있습니다. 방법은 강력한를 제공합니다 생체 내 읽기에서의 활동 압수 같은. 이 기술은 간질 관련 유전자 또는 convul​​sant 약의 투여에 의해 evoked 발작을 들고 유전자 변형 zebrafish의 애벌레와 함께 사용할 수 있습니다.

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Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

형질 전환 생선의 본래 뇌에서 발견 뉴런의 전기적 활동을 기록

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

연구

신경과학

Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For functional measurements of visual performance, electroretinography (ERG) is an ideal non-invasive method, which has been well established in higher vertebrate species. This approach is increasingly being used for examining the visual function in zebrafish, including during the early developmental larval stages. However, the most commonly used recording electrode for larval zebrafish ERG to date is the glass micropipette electrode, which requires specialized equipment for its manufacture, presenting a challenge for laboratories with limited resources. Here, we present a larval zebrafish ERG protocol using a cone-shaped sponge-tip electrode. The novel electrode is easier to manufacture and handle, more economical, and less likely to damage the larval eye than the glass micropipette. Like previously published ERG methods, the current protocol can assess outer retinal function through photoreceptor and bipolar cell responses, the a- and b-wave, respectively. The protocol can clearly illustrate the refinement of visual function throughout the early development of zebrafish larvae, supporting the utility, sensitivity, and reliability of the novel electrode. The simplified electrode is particularly useful when establishing a new ERG system or modifying existing small-animal ERG apparatus for zebrafish measurement, aiding researchers in the visual neurosciences to use the zebrafish model organism.

Here, we present a protocol that simplifies the measurement of light evoked electroretinogram responses from larval zebrafish. A novel cone-shaped sponge-tip electrode can help to make the study of visual development in larval zebrafish using the electroretinogram ERG easier to achieve with reliable outcomes and lower cost.

스폰지 팁 전극 A 소설 원추형을 사용 하 여 애벌레 Zebrafish에 기록 하는 Electroretinogram

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For ...

발생학

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

온전한 성인 Zebrafish의의 뇌에 전기 생리학 기록

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

Zebrafish의<em&gt; 시츄</em&gt; 척수 척추 감각과 운동 뉴런 전기 생리 녹음 준비

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Behavioral And Physiological Analysis In A Zebrafish Model Of Epilepsy

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research have uncovered a large spectrum of genes implicated in various forms of epilepsy, highlighting the heterogeneous nature of this disorder. Appropriate animal models are essential for investigating the pathological mechanisms triggered by genetic mutations implicated in epilepsy and for developing specialized, targeted therapies. In recent years, zebrafish has emerged as a valuable vertebrate organism for modeling epilepsies, with the use of both genetic manipulation and exposure to known epileptogenic drugs, such as pentylenetetrazole (PTZ), to identify novel anti-epileptic therapeutics. Deleterious mutations in the mTOR regulator DEPDC5 have been associated with various forms of focal epilepsies and knock-down of the zebrafish orthologue causes hyperactivity associated with spontaneous seizure-like episodes, as well as enhanced electrographic activity and characteristic turn wheel swimming. Here, we described the method involved in generating the DEPDC5 loss-of-function model and illustrate the protocol for assessing motor activity at 28 and 48 h post fertilization (hpf), as well as a method for recording field activity in the zebrafish optic tectum. An illustration of the effect of the epileptogenic drug PTZ on neuronal activity over time is also provided.

Here, we present a protocol for the development and the characterization of a zebrafish model of epilepsy resulting from the transient inhibition of the DEPDC5 gene.

간질의 제브라피시 모델의 행동 및 생리학적 분석

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research ...

In vivo Imaging of Fully Active Brain Tissue in Awake Zebrafish Larvae and Juveniles by Skull and Skin Removal

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at cellular and subcellular resolution. Advances in molecular and imaging technologies have allowed us to gain numerous detailed insights into cellular and molecular mechanisms of brain development in the transparent zebrafish embryo. Recently, processes of refinement of neuronal connectivity that occur at later larval stages several weeks after fertilization, which are for example control of social behavior, decision making or motivation-driven behavior, have moved into focus of research. At these stages, pigmentation of the zebrafish skin interferes with light penetration into brain tissue, and solutions for embryonic stages, e.g., pharmacological inhibition of pigmentation, are not feasible anymore.
Therefore, a minimally invasive surgical solution for microscopy access to the brain of awake zebrafish is provided that is derived from electrophysiological&#160;approaches. In teleosts, skin and soft skull cartilage can be carefully removed by micro-peeling these layers, exposing underlying neurons and axonal tracts without damage. This allows for recording neuronal morphology, including synaptic structures and their molecular contents, and the observation of physiological changes such as Ca2+ transients or intracellular transport events. In addition, interrogation of these processes by means of pharmacological inhibition or optogenetic manipulation is feasible. This brain exposure approach provides information about structural and physiological changes in neurons as well as the correlation and interdependence of these events in live brain tissue in the range of minutes or hours. The technique is suitable for in vivo brain imaging of zebrafish larvae up to 30 days post fertilization, the latest developmental stage tested so far. It, thus, provides access to such important questions as synaptic refinement and scaling, axonal and dendritic transport, synaptic targeting of cytoskeletal cargo or local activity-dependent expression. Therefore, a broad use for this mounting and imaging approach can be anticipated.

Here we present a method to image the zebrafish embryonic brain in vivo upto larval and juvenile stages. This microinvasive procedure, adapted from electrophysiological approaches, provides access to cellular and subcellular details of mature neuron and can be combined with optogenetics and neuropharmacological studies for characterizing brain function and drug intervention.

두개골과 피부 제거에 의해 깨어 얼룩말 물고기 애벌레와 청소년에서 완전히 활성 뇌 조직의 생체 내 이미징

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at ...

제브라피시 전뇌의 행동 추적 및 신경 활동 패턴

Two-Photon Calcium Imaging of Forebrain Activity in Behaving Adult Zebrafish

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used for measuring activities across brain regions through optical imaging methods. However, reports on the recording of brain activity in behaving adult zebrafish have been scarce. The present study describes procedures to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish. We focus on steps to restrain adult zebrafish from moving their heads, which provides stability that enables laser scanning imaging of the brain activity. The head-restrained animals can freely move their body parts and breathe without aids. The procedure aims to shorten the time of head restraint surgery, minimize brain motion, and maximize the number of neurons recorded. A setup for presenting an immersive visual environment during calcium imaging is also described here, which can be used to study neural correlates underlying visually triggered behaviors.

저자 스포트라이트: 성체 제브라피시 뇌 연구의 발전 

Here, we present a protocol to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish.

행동하는 성인 제브라피쉬의 전뇌 활동에 대한 Two-Photon Calcium Imaging

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used ...

In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural circuitry facilitate the use of optogenetic techniques in cellular analyses of behavior. Fluorescent indicators of in vivo neural activity, such as GCaMP6s, have been widely used to study the neural activity associated with simple behaviors in larval zebrafish. Here, we present a protocol for detecting sensory-induced activity in semi-restrained zebrafish larvae using the transgenic line Tg(elav3:GCaMP6s). In particular, we use the chemical agent allyl isothiocyanate to induce a robust, reproducible fluorescent response in a brain region at the border of the hindbrain and spinal cord. We discuss the potential uses of GCaMP6s for optical monitoring of neural activity during a range of behavioral paradigms and the limitations of this technique. Our protocol outlines an accessible approach for monitoring dynamic, behavior-related in vivo neural activity in the larval zebrafish brain.

Here, we present a detailed protocol to examine neural activity in brain regions of transgenic zebrafish that express GCaMP calcium indicators using confocal microscopy.

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural ...

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