著者は、実験室でゼブラフィッシュを確立するために彼らの初期の努力のためにピーター·カストロとマシューDindayに感謝したいと思います。この作品は、健康EUREKAの助成金（＃R01NS079214-01）の国立研究所によって資金を供給された。

1。卵の生産とコレクション<ol><li>ゼブラフィッシュの飼育は、以前8に記載の標準的な手順に従います。簡単に言えば、成人ゼブラフィッシュは、所定の位置に仕切りとタンク繁殖に設定されています。部屋の明かりは、次の朝に来るとき、分周器は繁殖水槽や魚から削除され邪魔されずに、相手の時間の約20〜60分を許可されています。 </li><li>繁殖タンクから卵がストレーナに集められ、卵水で洗浄する。卵は、その後、卵を水でペトリ皿に移しています。未受精卵とデブリはホールピペットを用いて除去される。 </li><li>インキュベーター（28から32℃）に収集卵を含む場所シャーレ。卵が孵化した後、受精後（DPF）を2日程度、ホールピペットで絨毛膜および他の残骸を削除します。 </li><li>希望する曜日受精後（3〜8 DPF）に室温で実験台の上で自由に泳いで幼虫と場所を含むペトリ皿を取り外します。 </li></ol><ol><li>マイクロピペットプラーを使用して、1.2ミリメートルODホウケイ酸ガラスは、愚かなパテのランプの上に敷設して150ミリメートルペトリ皿または空ピペットボックス内の2本の針や店舗へのキャピラリ引っ張る。針は事前にプルアップすることができます。異なる径ガラスキャピラリーは、使用可能なアンプヘッドステージの種類に応じて使用することができます。 </li><li>ナルゲンシリンジフィルター（4 mm）とMicrofilフィラメント（ワーナー精密機器）を添付して1ミリリットルのシリンジを用いて、細胞外記録溶液（2M N​​aCl）で荷物を積み込む微小電極。残りのほとんどまたは全く泡がなくなるまで、針の先端に向かってボーラスを振ったり、タップします。 </li></ol> 3。寒天で固定化<ol><li>卵の水の1.2％低融点寒天の新鮮な溶液を調製します。 〜37℃の水浴セットに置き寒天溶液</li><li>冷凍庫内の記録室及び場所（5〜10分）でカバースリップを準備します。記録室はMATCべき電気生理学リグで使用する時間。私たちは、ワーナー·インスツルメンツ（モデル、RC-26GLP）からロープロファイルのオープンダイヤモンド風呂イメージングチャンバーを使用しています。 </li><li>パスツールピペットまたは転送、場所きれいなペトリ皿プレートの卵の水の小滴中1幼虫のゼブラフィッシュを用いた。この液滴に、麻酔（0.02％tricaine）と麻痺剤（1 mg / mlのα-ブンガロトキシン）を含む溶液の液滴を追加します。 </li><li>運動の損失（5〜10分）のためにゼブラフィッシュを監視します。 </li><li>冷凍庫からカバーガラス/記録チャンバーを取り外します。実体顕微鏡のステージ上でチャンバーを置きます。ピペットを使用して、液滴とカバースリップ/記録室へ転送ソリューション（魚付き）、1.2％低融点アガロースの数mlを混ぜる。 </li><li>ピペットチップまたは微鈍針、魚の背側面をアガロースゲル表面に露出されるように、実体顕微鏡下で位置の幼虫を用いた。次に平らなへら転送を寒天bを用い、硬化（5-10分）にアガロースを許可電気生理学リグ上で設定記録チャンバーにロックします。 </li></ol> 3。細胞外のフィールド録音<ol><li>録音室にゼブラ記録媒体の2-5 mlを加える。薬の変更は、約1ml /分の速度で記録液で灌流チャンバー必要な場合。記録のソリューションも、酸素は必要ありません。 </li><li>三次元マニピュレーターにマウントアンプヘッドステージに微小電極（約1μmの先端径、MΩの2-7）を挿入します。マニピュレーターは、動きと調整の範囲を可能にするために適切な位置にあることを確認します。オフステージの高い、顕微鏡の視野の面に微小電極の先端を持って来て、すぐ上と若干ゼブラフィッシュの頭の前のポイントに低い粗調整を使用しています。 </li><li> &quot;電流クランプ&quot;モードゼロ電極でアンプ付き。 </li><li>それだけでsを触れるように下部電極の先端を粗調整を使用して少し前脳の前のゼブラフィッシュのurface、。 </li><li>それはゼブラフィッシュの皮膚を穿刺するまで微調整の手順を使用すると、電極先端を進める。前脳に数ミクロンを解決してから電極を前進させることができます。 </li><li> Axoscopeソフトウェアを使用して、電流クランプ·モード内の電気的活動を記録します。データは、10kHzのサンプリングレートで取得されています。 </li></ol>

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	<li>Clark, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressing+zebrafish+for+behavioral+genetics.">Stressing zebrafish for behavioral genetics.</a> Reviews in Neuroscience. 22 (1), 49 (2011).</li><li>Rinkwitz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+an+integrative+system+for+neurogenomics+and+neurosciences.">Zebrafish: an integrative system for neurogenomics and neurosciences.</a> Progress in Neurobiology. 93 (2), 231 (2011).</li><li>Penberthy, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+human+disease.">The zebrafish as a model for human disease.</a> Frontiers in Bioscience. 7, d1439 (2002).</li><li>Letamendia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+an+automated+high-throughput+system+for+zebrafish+in+vivo+screenings.">Development and validation of an automated high-throughput system for zebrafish in vivo screenings.</a> PLoS One. 7, e36690 (2012).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nature Genetics. 26 (2), 216 (2000).</li><li>Haffter, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+affecting+development+of+the+zebrafish+inner+ear+and+lateral+line.">Mutations affecting development of the zebrafish inner ear and lateral line.</a> Development. 123, 1 (1996).</li><li>Suster, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenesis+in+zebrafish+with+the+tol2+transposon+system.">Transgenesis in zebrafish with the tol2 transposon system.</a> Methods Molecular Biology. 561, 41 (2009).</li><li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function.">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pentylenetetrazole+induced+changes+in+zebrafish+behavior,+neural+activity+and+c-fos+expression.">Pentylenetetrazole induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression.</a> Neuroscience. 131 (3), 759 (2005).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large-scale+mutagenesis+screen+to+identify+seizure-resistant+zebrafish.">A large-scale mutagenesis screen to identify seizure-resistant zebrafish.</a> Epilepsia. 48 (6), 1151 (2007).</li><li>Williams, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+radiotelemetry+to+evaluate+electrographic+seizures+in+rats+with+kainate-induced+epilepsy.">The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 39 (2006).</li><li>Marsh, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interictal+EEG+spikes+identify+the+region+of+electrographic+seizure+onset+in+some,+but+not+all,+pediatric+epilepsy+patients.">Interictal EEG spikes identify the region of electrographic seizure onset in some, but not all, pediatric epilepsy patients.</a> Epilepsia. 51 (4), 592 (2010).</li><li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+application+of+modularly+assembled+zinc-finger+nucleases+in+zebrafish.">Evaluation and application of modularly assembled zinc-finger nucleases in zebrafish.</a> Development. 138 (20), 4555 (2011).</li></ol>

特別な利害関係は宣言されません。

ここに提示された細胞外記録法は、脳活動の非常に高感度で迅速な分析を可能にします。これらの録音は、一般的にてんかん患者11と12のげっ歯類モデルにおける異常放電（ すなわち 、発作）の存在を評価するために使用する脳波計（EEG）の監視に類似しています。ここに示されているように外の録音は、薬理学的操作と組み合わせることができます。録音のこれらの...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬の名称 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> コメント（オプション） </td></tr><tr><td>低融点アガロース</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> BP1360-100 </td><td> 1.2％の胚メディアに溶解</td></tr><tr><td>記録媒体</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> BP3581、P330-3、BP410-1、BP214-500、D16-1、C77-500 </td><td> 1 mMのNaCl、2.9 mMのKCl、10mMのHEPES、1.2mMのMgCl 2、10mMのブドウ糖、2.1 mMのCaCl 2 1N NaOHで約7.3のpH </td></tr><tr><td> Tricaine </td><td>アージェント·ラボ</td><td> MS-222 </td><td> 0.02パーセント</td></tr><tr><td> α-ブンガロトキシン</td><td>バイオサイエンスTocris </td><td> 2133 </td><td> 1 mg / mlの</td></tr><tr><td>ガラスキャピラリーチューブ</td><td>ワーナー·インスツルメンツ</td><td> G120TF-3 </td><td> 2MΩ-7の抵抗にプル</td></tr><tr><td>パッチクランプ増幅器</td><td>ワーナー·インスツルメンツ</td><td> PC-505B </td><td>我々は、現在のクランプモードでワーナー·アンプを使用し、ゲインは2Kに設定2 mVの/ PA、ベッセルフィルタで設定します。匹敵するモデルは、製造元の指示に従って使用することができます。 </td></tr><tr><td>フィルタ/アンプ</td><td>シグナステクノロジー</td><td> FLA-01 </td><td>我々はCygnusプリアンプを使用し、10月20日に設定されたゲイン,1-2Kに設定カットオフ周波数、ノッチフィルターに。匹敵するモデルは、製造元の指示に従って使用することができます。 </td></tr><tr><td>アクソン、A / DボードとAxoscopeソフトウェア</td><td>分子デバイス</td><td>アクソンDigidata 1320A; Axoscope 8.2 </td><td>データは、ギャップのないアクイジションモードを使用してAxoscopeに収集され、10kHzでサンプリング。匹敵するモデルとプログラムは、製造者の指示に従って使用することができます。 </td></tr><tr><td>卵海水</td><td&gt;インスタントオーシャン</td><td></td><td> 3グラムインスタントオーシャン、海塩、10mlの脱イオン水で2 mlの0.1％メチレンブルー</td></tr></tbody></table>

forebrain electrophysiological recording in larval zebrafish

てんかんは、米国では約300万人、最大50万人が世界中に影響を与えます。自発的ないわれのない発作の発生として定義され、てんかんは、脳や遺伝子変異に対する侮辱の結果として取得することができる。動物でのモデル発作への取り組みは、主にげっ歯類で取得侮辱（痙攣薬、刺激や脳損傷）と遺伝子操作（アンチノックダウン、相同組換えや遺伝子組み換え）を利用してきました。ゼブラフィッシュは、げっ歯類ベースのてんかんの研究に貴重な代替手段を提供することができる脊椎動物モデル系1〜3アール。ゼブラフィッシュは脊椎動物遺伝学や開発の研究で広く使用され、哺乳動物への遺伝的類似性の高度を示し、既知のヒト単一遺伝子てんかん変異の約85％のために同族を表現しています。その小さなサイズ（長さ4〜6 mm）のため、ゼブラフィッシュの幼虫を早期に開発し、ARRA中に100μlのできるだけ低い流体ボリュームで維持することができるマルチウェルプレートでyed。試薬は、薬物投与を簡素化し、試験化合物4 の in vivoスクリーニングで急速可能胚が開発した溶液に直接添加することができる。合成オリゴヌクレオチド（モルホリノ）、突然変異誘発、ジンクフィンガーヌクレアーゼとトランスジェニックアプローチが急速に5月7日 、ゼブラフィッシュの遺伝子ノックダウンや変異を生成するために使用することができます。これらのプロパティは、ゼブラフィッシュの研究にてんかんなどの神経疾患の研究では、げっ歯類の上前例のない統計的検出力分析の利点を与える。てんかん研究のための&quot;ゴールドスタンダード&quot;は、中央脳構造（ すなわち 、発作）、効率的に幼虫のゼブラフィッシュの脳活動を記録する方法に由来する異常な放電を監視し、分析することであるため、ここで説明されます。この方法は、従来の細胞外記録技術を適応したものです、無傷のゼブラフィッシュの幼虫の脳活動の長期安定的な監視が可能となります。 S十分な録音が痙攣薬、遺伝子組み換え魚に記録されている自発的な発作の浴アプリケーションによる急性発作のために示されている。

寒天包埋したゼブラフィッシュ幼生の前脳に記録されている電子写真発作のような放電の例を図1に示す。または1mMのピクロトキシン（Bの、8 DPF）、これらの試料中の大振幅マルチスパイクバースト放電が痙攣薬浴のアプリケーション、40mMのピロカルピン（6 DPFにおける）によって誘発された。これらの録音では、固定化され、寒天包埋したゼブラフィッシュを連続最大90分まで?...

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Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

ゼブラフィッシュ幼生前脳における細胞外電場電位を記録するためのシンプルな方法が記載されている。方法は、堅牢を提供<em生体内で&gt;</em&gt;発作のような活動の読み出し。この手法は、てんかん関連遺伝子または痙攣薬の投与により誘発される発作を運んで遺伝的に修飾されたゼブラフィッシュの幼虫と一緒に使用することができます。

ゼブラフィッシュ幼生における前脳電気生理学的記録

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

forebrain-electrophysiological-recording-in-larval-zebrafish

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.0K ビュー.  University of California, San Francisco. ゼブラフィッシュ幼生前脳における細胞外電場電位を記録するためのシンプルな方法が記載されている。方法は、堅牢を提供発作のような活動の読み出し。この手法は、てんかん関連遺伝子または痙攣薬の投与により誘発される発作を運んで遺伝的に修飾されたゼブラフィッシュの幼虫と一緒に使用することができます。

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Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

トランスジェニックフィッシュの無傷の脳内で識別ニューロンからの電気的活動を記録する

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

神経科学

Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For functional measurements of visual performance, electroretinography (ERG) is an ideal non-invasive method, which has been well established in higher vertebrate species. This approach is increasingly being used for examining the visual function in zebrafish, including during the early developmental larval stages. However, the most commonly used recording electrode for larval zebrafish ERG to date is the glass micropipette electrode, which requires specialized equipment for its manufacture, presenting a challenge for laboratories with limited resources. Here, we present a larval zebrafish ERG protocol using a cone-shaped sponge-tip electrode. The novel electrode is easier to manufacture and handle, more economical, and less likely to damage the larval eye than the glass micropipette. Like previously published ERG methods, the current protocol can assess outer retinal function through photoreceptor and bipolar cell responses, the a- and b-wave, respectively. The protocol can clearly illustrate the refinement of visual function throughout the early development of zebrafish larvae, supporting the utility, sensitivity, and reliability of the novel electrode. The simplified electrode is particularly useful when establishing a new ERG system or modifying existing small-animal ERG apparatus for zebrafish measurement, aiding researchers in the visual neurosciences to use the zebrafish model organism.

Here, we present a protocol that simplifies the measurement of light evoked electroretinogram responses from larval zebrafish. A novel cone-shaped sponge-tip electrode can help to make the study of visual development in larval zebrafish using the electroretinogram ERG easier to achieve with reliable outcomes and lower cost.

A 小説円錐状スポンジ チップ電極を用いたゼブラフィッシュ稚魚における網膜電図記録

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For ...

発生生物学

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

無傷アダルトゼブラフィッシュの脳における電気生理学的記録

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

ゼブラフィッシュ<em&gt;その場での</em&gt;脊髄脊髄感覚運動ニューロンからの電気生理学的記録のための準備

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Behavioral And Physiological Analysis In A Zebrafish Model Of Epilepsy

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research have uncovered a large spectrum of genes implicated in various forms of epilepsy, highlighting the heterogeneous nature of this disorder. Appropriate animal models are essential for investigating the pathological mechanisms triggered by genetic mutations implicated in epilepsy and for developing specialized, targeted therapies. In recent years, zebrafish has emerged as a valuable vertebrate organism for modeling epilepsies, with the use of both genetic manipulation and exposure to known epileptogenic drugs, such as pentylenetetrazole (PTZ), to identify novel anti-epileptic therapeutics. Deleterious mutations in the mTOR regulator DEPDC5 have been associated with various forms of focal epilepsies and knock-down of the zebrafish orthologue causes hyperactivity associated with spontaneous seizure-like episodes, as well as enhanced electrographic activity and characteristic turn wheel swimming. Here, we described the method involved in generating the DEPDC5 loss-of-function model and illustrate the protocol for assessing motor activity at 28 and 48 h post fertilization (hpf), as well as a method for recording field activity in the zebrafish optic tectum. An illustration of the effect of the epileptogenic drug PTZ on neuronal activity over time is also provided.

Here, we present a protocol for the development and the characterization of a zebrafish model of epilepsy resulting from the transient inhibition of the DEPDC5 gene.

てんかんのゼブラフィッシュモデルにおける行動と生理学的解析

Epilepsy represents one of the most common neurological disorders, affecting an estimated 50 million people worldwide. Recent advances in genetic research ...

In vivo Imaging of Fully Active Brain Tissue in Awake Zebrafish Larvae and Juveniles by Skull and Skin Removal

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at cellular and subcellular resolution. Advances in molecular and imaging technologies have allowed us to gain numerous detailed insights into cellular and molecular mechanisms of brain development in the transparent zebrafish embryo. Recently, processes of refinement of neuronal connectivity that occur at later larval stages several weeks after fertilization, which are for example control of social behavior, decision making or motivation-driven behavior, have moved into focus of research. At these stages, pigmentation of the zebrafish skin interferes with light penetration into brain tissue, and solutions for embryonic stages, e.g., pharmacological inhibition of pigmentation, are not feasible anymore.
Therefore, a minimally invasive surgical solution for microscopy access to the brain of awake zebrafish is provided that is derived from electrophysiological&#160;approaches. In teleosts, skin and soft skull cartilage can be carefully removed by micro-peeling these layers, exposing underlying neurons and axonal tracts without damage. This allows for recording neuronal morphology, including synaptic structures and their molecular contents, and the observation of physiological changes such as Ca2+ transients or intracellular transport events. In addition, interrogation of these processes by means of pharmacological inhibition or optogenetic manipulation is feasible. This brain exposure approach provides information about structural and physiological changes in neurons as well as the correlation and interdependence of these events in live brain tissue in the range of minutes or hours. The technique is suitable for in vivo brain imaging of zebrafish larvae up to 30 days post fertilization, the latest developmental stage tested so far. It, thus, provides access to such important questions as synaptic refinement and scaling, axonal and dendritic transport, synaptic targeting of cytoskeletal cargo or local activity-dependent expression. Therefore, a broad use for this mounting and imaging approach can be anticipated.

Here we present a method to image the zebrafish embryonic brain in vivo upto larval and juvenile stages. This microinvasive procedure, adapted from electrophysiological approaches, provides access to cellular and subcellular details of mature neuron and can be combined with optogenetics and neuropharmacological studies for characterizing brain function and drug intervention.

目覚めしたゼブラフィッシュ幼虫と頭蓋骨と皮膚除去による若年組織の完全に活性な脳組織のインビボイメージング

Understanding the ephemeral changes that occur during brain development and maturation requires detailed high-resolution imaging in space and time at ...

ゼブラフィッシュの前脳における行動追跡と神経活動パターン

Two-Photon Calcium Imaging of Forebrain Activity in Behaving Adult Zebrafish

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used for measuring activities across brain regions through optical imaging methods. However, reports on the recording of brain activity in behaving adult zebrafish have been scarce. The present study describes procedures to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish. We focus on steps to restrain adult zebrafish from moving their heads, which provides stability that enables laser scanning imaging of the brain activity. The head-restrained animals can freely move their body parts and breathe without aids. The procedure aims to shorten the time of head restraint surgery, minimize brain motion, and maximize the number of neurons recorded. A setup for presenting an immersive visual environment during calcium imaging is also described here, which can be used to study neural correlates underlying visually triggered behaviors.

著者スポットライト:成体ゼブラフィッシュの脳研究の進歩 

Here, we present a protocol to perform two-photon calcium imaging in the dorsal forebrain of adult zebrafish.

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

Adult zebrafish (Danio rerio) exhibit a rich repertoire of behaviors for studying cognitive functions. They also have a miniature brain that can be used ...

In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural circuitry facilitate the use of optogenetic techniques in cellular analyses of behavior. Fluorescent indicators of in vivo neural activity, such as GCaMP6s, have been widely used to study the neural activity associated with simple behaviors in larval zebrafish. Here, we present a protocol for detecting sensory-induced activity in semi-restrained zebrafish larvae using the transgenic line Tg(elav3:GCaMP6s). In particular, we use the chemical agent allyl isothiocyanate to induce a robust, reproducible fluorescent response in a brain region at the border of the hindbrain and spinal cord. We discuss the potential uses of GCaMP6s for optical monitoring of neural activity during a range of behavioral paradigms and the limitations of this technique. Our protocol outlines an accessible approach for monitoring dynamic, behavior-related in vivo neural activity in the larval zebrafish brain.

Here, we present a detailed protocol to examine neural activity in brain regions of transgenic zebrafish that express GCaMP calcium indicators using confocal microscopy.

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural ...

ゼブラフィッシュ幼生における前脳電気生理学的記録

要約

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この動画の章

トランスジェニックフィッシュの無傷の脳内で識別ニューロンからの電気的活動を記録する

A 小説円錐状スポンジチップ電極を用いたゼブラフィッシュ稚魚における網膜電図記録

無傷アダルトゼブラフィッシュの脳における電気生理学的記録

ゼブラフィッシュ

てんかんのゼブラフィッシュモデルにおける行動と生理学的解析

目覚めしたゼブラフィッシュ幼虫と頭蓋骨と皮膚除去による若年組織の完全に活性な脳組織のインビボイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

ゼブラフィッシュ幼生における前脳電気生理学的記録

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トランスジェニックフィッシュの無傷の脳内で識別ニューロンからの電気的活動を記録する

A 小説円錐状スポンジ チップ電極を用いたゼブラフィッシュ稚魚における網膜電図記録

無傷アダルトゼブラフィッシュの脳における電気生理学的記録

ゼブラフィッシュ

てんかんのゼブラフィッシュモデルにおける行動と生理学的解析

目覚めしたゼブラフィッシュ幼虫と頭蓋骨と皮膚除去による若年組織の完全に活性な脳組織のインビボイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

ゼブラフィッシュ成魚の行動性における前脳活動の2光子カルシウムイメージング

In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

A 小説円錐状スポンジチップ電極を用いたゼブラフィッシュ稚魚における網膜電図記録