Name: intratracheal administration of dry powder formulation in mice
Uploaded: 2020-07-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
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著者らは、レイ・リー氏、HCリョン氏、ウォレス氏に対し、光源と粉末のインスフレーターを作る際の親切な支援に感謝したいと考えている。動物イメージングの支援のための教員コア施設。研究助成金協議会(17300319)によって支援されました。

本研究で行われた実験は、香港大学の生きた動物の教育研究用使用委員会(CULATR)によって承認されています。ルシファーゼメッセンジャーRNA(mRNA)の0.5%を含む噴霧凍結乾燥(SFD)によって調製された乾燥粉末製剤は、5%合成ペプチドPEG12KL4および94.5%のマンニトール(w/w)を肺16におけるmRNA発現を実証するために本研究で使用される。SFD粉末の質量中央値空気力学直径(MMAD)は2.4μmです。噴霧乾燥(SD)マンニトール粉末は、粉末分散液16に用いられる空気量の影響を調べるため使用される。SD粉末のMMADは1.5μmです。
1. 乾燥粉末インスフレーターの製造と乾燥粉末のローディング
<ol><li>(オプション)乾燥粉末(バイアル内)の静電荷と200 μLノンフィルター丸いゲルローディングピペットチップを中和します。メーカーの指示に従って、帯電防止銃または脱イオン機能を備えたバランスを使用してください。</li>
	<li>約4cm x 4cmのサイズの計量用紙を用意します。紙を斜めに半分に折り、折り返します。</li>
	<li>計量紙に1〜2mgの乾燥粉末を計量する。</li>
	<li>ゲルローディングピペットチップに、チップの広い開口部を通して粉末を充填します。粉末が先端の狭い端付近に緩い凝集体を形成するまで粉末を軽くたたきます(図1A)。粉末の分散を妨げる可能性があるため、粉末をしっかりと詰め込むのは避けてください。</li>
	<li>パウダーロードされたチップを3方向のストップコックを通して1 mLのシリンジに接続します(図1B)。シリンジのサイズは、粉末を分散させるために使用される空気の量に応じて変更することができます。取り付け時にチップとシリンジを垂直に持ち、粉がこぼれないようにします。投与がすぐに行われない場合は、パラフィルムを使用して先端の開口部を密封し、投与するまで適当な状態で一時的に保管する。</li>
</ol>2. 挿管装置の製造
<ol><li>光源(図2)<ol>
<li>発光ダイオード(LED)トーチと直径0.8~1mmのフレキシブル光ファイバを使用して、カスタムメイドの光源を用意します。</li>
		<li>LEDトーチのクリアレンズに、光ファイバが通り過ぎるのがやっとになるように、ハンドドリルまたはドリルビットで中央のオリフィスを作ります。</li>
		<li>オリフィスを通して光ファイバを挿入します。LEDトーチのスイッチを入れ、光ファイバのもう一方の端で最大の明るさを得るために、位置と挿入深度を調整します。</li>
		<li>透明エポキシ接着剤で光ファイバを位置に貼り付ける。</li>
	</ol>
</li>
	<li>導くカニューレ(図3)<ol>
<li>1 mLプラスチック製のパスツールピペット(図3A)を取り、両端にピペットを持ちなさい。</li>
		<li>アルコールランプ(またはブンゼンバーナーなどの実験室の他の熱源)を使用して、ピペットの真ん中を火炎の上に5〜10cmに置いて加熱する(図3B)。ピペットを回転させて、均一に加熱します。</li>
		<li>プラスチックが柔らかく変形可能になったら、ピペットを炎から離し、ピペットを軽く伸ばします。</li>
		<li>中央に伸ばしたピペットを、はさみでパートAとパートB(図3C-E)に切ります。細かいチップピペットとしてパーツAを使用し、ガイドカニューレとしてパートBを使用します。導くカニューレで挿管が成功する可能性を高めるために、パートBの終わりにベベル(動物を傷つけやすいリスクを高める可能性のある鋭すぎない)を作ります(図3F)。200 μLのゲルローディングピペットチップ(粉末ローディング用)を導くカニューレに挿入すると、カニューレを1~2mm突き出す必要があります。 注:挿管のための適切な次元(内径および外径)を有する導くカニューレ(パートB)は、17ゲージ針の中に収まる一方で、その中に21ゲージの針を収めることができます。適切な寸法を達成するためにピペットを伸ばすに複数の試みが必要な場合があります。</li>
		<li>(オプション):導くカニューレの広い端にある小さな開口部を切り取り、光ファイバを保持しやすくするために、より柔軟にします(図3F)。この開口部はまた液体エアロゾルの管理のためのマイクロスプレイヤーの付属品を可能にする。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 挿管
<ol><li>腹腔内注射によりケタミン(100mg/kg)およびキシラジン(10mg/kg)でマウス(BALB/c、7-9週)を麻酔します。</li>
	<li>プレキシガラス製のプラットフォームを準備し、クランプ付きスタンドに取り付けます(図4A)。麻酔マウスをプラットフォーム上(約60°の傾き)に置きます。プラットフォームの高さと傾斜角度は、スタンドのクランプの位置によって調整できます。</li>
	<li>ナイロンフロスに切歯を掛けてマウスを吊り下げます(図4B)。テープまたはゴムバンドでマウスの位置を固定します。</li>
	<li>誘導カニューレの開口部を持つファイバーレベルの先端を使用して挿管前に誘導カニューレに光ファイバを挿入します。LEDトーチをオンにして点灯します。</li>
	<li>マウスの舌を一対の鉗子で軽く突き出して気管を露出させる。</li>
	<li>もう一方の手を使用して、内部の光ファイバーと導くカニューレを保持します。口腔を通してそれらを挿入します。光ファイバからの照明により、気管の開口部を声帯間のオリフィスとして可視化することができます。</li>
	<li>ガイドカニューレのベベルを開口部の中線に向かって位置合わせします(図5A)。気管開口部でカニューレの最高級先端を狙って、光ファイバーで導くカニューレを気管にそっと挿管します。</li>
	<li>挿管時に、光ファイバを素早く取り外し、導くカニューレを気管の中に残します(図5B)。正常な呼吸を観察する必要があります。</li>
	<li>導くカニューレの開口部に細かい先端ピペット(パートA)を持ち、マウスの肺に空気の小さなパフ(約0.2 mL)を注入します。マウスの胸部にわずかなインフレが適切な挿管を示す。粉末投与前に細かいチップピペットを取り除きます。</li>
</ol>4. 粉末管理
<ol><li>ステップ 1.5 で説明したように、シリンジに接続されている粉末のチップを保持します。シリンジとチップの間の気流が切断されていることを確認します。</li>
	<li>0.6 mLの空気を引き出すために、シリンジプランジャーを後方に引っ張ります。 注:粉末を分散させるために使用される空気の量は、粉末の特性と粉末の積み込みの量に依存します。これは、結果のセクションで詳しく説明します。</li>
	<li>三方向ストップコックのバルブを回して、シリンジと粉末を積んだ先端の間の気流を接続します。</li>
	<li>粉末を装填したチップを、マウスの気管に既に入れられていた導きカニューレに挿入します(図5C)。導くカニューレを保持し、肺にエアロゾルとして粉末を分散させる1つの連続的なアクションで注射器プランジャーを強引に押します。 メモ:デバイスの前方運動は、動物が傷つくことを避けるために最小限に抑える必要があります。</li>
	<li>先端を取り出し、先端の中の粉が空になっているかどうかを確認します。ない場合は、ステップ 4.1 から 4.4 を繰り返します。 メモ:過度のタッピングのために粉末がしっかりと詰め込みすぎると、適切に分散していない可能性があります。</li>
	<li>投与が完了したら、導くカニューレを気管から取り出します。</li>
	<li>マウスは、気道の封鎖を避けるために、舌を半分突き出した後、縦方向に縦方向に配置して回復させます。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Newman, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+delivery+to+the+lungs:+challenges+and+opportunities.">Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities.</a> Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).</li><li>Setter, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+insulin+for+the+treatment+of+diabetes+mellitus.">Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus.</a> Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).</li><li>Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. 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K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proof-of-Principle+Study+in+a+Murine+Lung+Infection+Model+of+Antipseudomonal+Activity+of+Phage+PEV20+in+a+Dry-Powder+Formulation.">Proof-of-Principle Study in a Murine Lung Infection Model of Antipseudomonal Activity of Phage PEV20 in a Dry-Powder Formulation.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takayama, R., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+Evaluation+Method+for+Gene+Silencing+by+Serial+Pulmonary+Administration+of+siRNA+and+pDNA+Powders:+Naked+siRNA+Inhalation+Powder+Suppresses+Luciferase+Gene+Expression+in+the+Lung.">Establishment of an Evaluation Method for Gene Silencing by Serial Pulmonary Administration of siRNA and pDNA Powders: Naked siRNA Inhalation Powder Suppresses Luciferase Gene Expression in the Lung.</a> Journal of pharmaceutical sciences. 108 (8), 2661-2667 (2019).</li><li>Patil, J. 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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+aerosol+generator+for+homogenous+distribution+of+powder+over+the+lungs+after+pulmonary+administration+to+small+laboratory+animals.">A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).</li><li>Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. 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著者らは開示する利益相反を持っていません。

本論文では乾燥粉末の浸潤と気管内挿管用のカスタムメイドの装置を紹介する。粉末ローディングステップでは、乾燥粉末を200 μLのゲルローディングピペットチップに積み込みます。先端の狭い端で粉の緩いパッキングを可能にするために、先端を軽くタップすることが重要です。ただし、粉末が固く詰めすぎると、先端に詰まり、適切に分散することはできません。特に低密度で相対湿度...

肺投与経路は、局所的および全身的な行動の両方の治療薬を提供する上で様々な利点を提供する。肺疾患の治療のために、高い局所薬物濃度は肺分娩によって達成され、それにより必要な用量を減少させ、全身的な副作用の発生率を低下させる。さらに、肺における比較的低い酵素活動は、早期薬物代謝を減少させることができる。肺はまた、大きく、よく浸透した表面積、極めて薄い上皮細胞層および肺毛細血管における高血中量による全身作用のための薬物吸収のために有効である1。
吸入乾燥粉末製剤は、喘息、慢性閉塞性肺疾患、糖尿病および肺ワクチン接種2、3、4などの様々な疾患の予防および治療のために広く検討されている。固体状態の薬物は、一般的に液体の形態よりも安定しており、乾燥粉末吸入器はネブライザー5、6よりも携帯性と使いやすさである。吸入乾燥粉末製剤の開発において、安全性、薬物動態プロファイルおよび治療効果は、肺投与7に続く前臨床動物モデルにおいて評価される必要がある。乾燥粉末を積極的に吸い込むことができる人間とは異なり、乾燥粉末を小動物に肺分娩することは困難である。動物の肺に乾燥粉末を送達する効率的なプロトコルを確立する必要があります。
マウスは経済的で繁殖性が高いため、研究動物モデルとして広く使用されています。彼らはまた、扱いやすく、多くの疾患モデルが確立されています。マウスの肺に乾燥粉末を投与する2つの主要なアプローチがあります: 吸入と気管内投与.吸入のために、マウスは乾燥粉末がエアロゾル化され、動物がセデレーション8、9なしでエアロゾルで呼吸する全身または鼻のみのチャンバーに置かれる。高価な機器が必要であり、薬物送達効率が低い。全身室は技術的にはそれほど難しいかもしれませんが、鼻のみの暴露室は身体表面への薬物の暴露を最小限に抑えることができます。いずれにせよ、肺に送達される用量を正確に制御し、決定することは依然として困難である。乾燥粉末は主に、粘液性クリアランスが顕著である鼻咽頭領域に堆積する10.また、チャンバー内のマウスは、食糧および水供給11を制約し、奪われるため、投与プロセス中に大きなストレスを受けている。気管内投与の場合、一般的に気管内に直接物質を導入することをいう。これを達成するための2つの異なる技術があります:気管切開術と口内挿管。前者は、侵襲的で粉末投与にめったに使用されない気管の切開を行う外科的処置を必要とする。ここでは、2 番目のテクニックのみを説明します。吸入方法と比較して、気管内投与は、薬物損失を最小限に抑える12,13の高い送達効率のためにマウスでの肺送達のためにより一般的に使用される方法である。これは、マウスに数ミリグラム以内の粉末を正確に少量を提供する簡単で迅速な方法です。マウスはヒトに対して解剖学的および生理的に区別され、挿管過程では麻酔が必要であるが、気管内投与は上気道をバイパスし、肺吸収、生体利用能および治療効果14、15などの乾燥粉末製剤の生物学的活性を評価するより効果的な方法を提供する。
乾燥粉末を気管内に投与するには、マウスを挿管する必要があり、これは困難である可能性があります。本論文では、カスタムメイドのドライパウダーインスフレーターと挿管装置の製造について説明する。マウスの肺における乾燥粉末の挿管および浸潤の手順が実証されている。

<table><tbody><tr><td>BALB/c mouse</td><td></td><td></td><td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td></tr><tr><td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td><td>TriLink Biotechnology</td><td>L-7602</td><td></td></tr><tr><td>Dry Powder Insufflator</td><td>PennCentury</td><td>Model DP-4M</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 10%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Light emitting diode (LED) torch</td><td>Unilite Internation</td><td>PS-K1</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td><td>Roquette</td><td>450001</td><td></td></tr><tr><td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &amp;micro;L)</td><td>Labcon</td><td>1034-800-000</td><td></td></tr><tr><td>Nylon floss</td><td>Reach</td><td>30017050</td><td></td></tr><tr><td>One milliliter syringe without needle</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Optical fibre</td><td>Fibre Data</td><td>OMPF1000</td><td></td></tr><tr><td>PEG12KL4 peptide</td><td>EZ Biolab</td><td></td><td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td></tr><tr><td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td><td>Alpha Labotatories</td><td>LW4061</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Braun</td><td>D201</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 2%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Zerostat 3 anti-static gun</td><td>MILTY</td><td>5036694022153</td><td></td></tr></tbody></table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

吸入可能な乾燥粉末製剤の開発では、前臨床動物モデルにおけるそれらの生物学的活性を評価することが不可欠である。本論文では、マウスにおける乾燥粉末製剤の非侵襲的な方法を紹介する。3方向のストップコックを介して1 mLシリンジに接続された200 μLのゲルローディングピペットチップから成る乾燥粉末ローディング装置が提示されます。少量の乾燥粉末(1〜2mg)をピペットチップに装填し、0.6mLの空気をシリンジに分散させます。ピペットチップは使い捨てで安価であるため、異なる乾燥粉末製剤を事前に異なるチップにロードすることができます。様々な製剤は、デバイスの洗浄および用量補充なしで同じ動物実験で評価することができ、それによって時間を節約し、残留粉末からの交差汚染のリスクを排除する。粉末分散の程度は、ピペットチップに残っている粉末の量によって検査することができる。カスタムメイドの光源と導くカニューレを使用したマウスの挿管のプロトコルが含まれています。適切な挿管は、マウスの深部肺領域への乾燥粉末製剤の気管内送達に影響を与える重要な要因の1つである。

乾燥粉末インスフレーターを使用して動物の肺に粉末エアロゾルを送達する場合、使用される空気の量は、安全性と粉末分散効率に影響を与えるため、非常に重要です。この方法を最適化するために、異なる量の空気(0.3mL、0.6mLおよび1.0mL)を用いて乾燥粉末(1mgの噴霧乾燥マンイトール)を分散させ、マウスの体重を投与後48時間監視した(図6)。0.3 mLおよび0.6 mLの空気の使?...

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Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

吸入用の乾燥粉末製剤は、呼吸器疾患の治療に大きな可能性を秘めています。ヒト研究に入る前に、前臨床試験における乾燥粉末製剤の有効性を評価する必要がある。気管内経路を介したマウスにおける乾燥粉末の投与の簡便かつ非侵襲的な方法が提示される。

マウスにおける乾燥粉末製剤の気管内投与

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

intratracheal-administration-of-dry-powder-formulation-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.0K ビュー.  The University of Hong Kong. 吸入用の乾燥粉末製剤は、呼吸器疾患の治療に大きな可能性を秘めています。ヒト研究に入る前に、前臨床試験における乾燥粉末製剤の有効性を評価する必要がある。気管内経路を介したマウスにおける乾燥粉末の投与の簡便かつ非侵襲的な方法が提示される。

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Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

フローサイトメトリーによる肺および肺リンパ節の分析とマウスの非外科的気管内注入

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

免疫・感染学

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

マウス肺への溶質の直接気管点眼

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

生物学

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

挿管媒介気管内（IMIT）点眼：非侵襲的、肺特異的送達システム

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

医学

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and bronchodilator drugs. Despite the availability of multiple treatments, both diseases are growing public health concerns. The majority of asthma patients are well controlled on current inhaled therapies but a substantial number of patients with severe asthma are not. Asthma affects an estimated 300 million people worldwide and approximately 20 percent have a severe form of the disease. In contrast to asthma, there are few effective therapies for COPD. An estimated 10% of the population has COPD and the trend in death rates is increasing for COPD while decreasing for other major diseases. Although developing drugs for inhaled delivery is challenging, the nose-only inhalation unit enables direct delivery of novel drugs to the lung of rodents for pre-clinical efficacy and safety/toxicology studies. Inhaled drug delivery has multiple advantages for respiratory diseases, where high concentration in the lung improves efficacy and minimizes systemic side effects. Inhaled corticosteroids and bronchodilators benefit from these advantages and inhaled delivery may also hold potential for future biologic therapies. The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs of rodents, key data required before initiating clinical development.

The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs; key data enabling clinical inhaled drug development.

乾燥粉末および医薬品の霧状エアロゾルを吸入すると、鼻のみの露光装置を用いてマウスに配信します

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

肺疾患を治療するための新生児げっ歯類における薬物の気管内点滴のための低侵襲方法

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

マウスに乾燥粉末エアゾール薬を送達するためのカスタマイズ可能な使い捨てドセーター

Disposable Dosators Intended for Dry Powder Delivery to Mice

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus metering and dosing, and a propellant-free dispersal mechanism. To develop pharmaceutical dry powder aerosol products, robust in vivo testing is essential. Typically, initial studies involve using a murine model for preliminary evaluation before conducting formal studies in larger animal species. However, a significant limitation in this approach is the lack of suitable device technology to accurately and reproducibly deliver dry powders to small animals, hindering such models&#39; utility. To address these challenges, disposable syringe dosators were developed specifically for intrapulmonary delivery of dry powders in doses appropriate for mice. These dosators load and deliver a predetermined amount of powder obtained from a uniform bulk density powder bed. This discrete control is achieved by inserting a blunt needle to a fixed depth (tamping) into the powder bed, removing a fixed quantity each time. Notably, this dosing pattern has proven effective for a range of spray-dried powders. In experiments involving four different model spray-dried powders, the dosators demonstrated the ability to achieve doses within the range of 30 to 1100 &#181;g. The achieved dose was influenced by factors such as the number of tamps, the size of the dosator needle, and the specific formulation used. One of the key benefits of these dosators is their ease of manufacturing, making them accessible and cost-effective for delivering dry powders to mice during initial proof-of-concept studies. The disposable nature of the dosators facilitates use in animal procedure rooms, where cleaning and refilling reusable systems and weighing materials is inconvenient. Thus, developing disposable syringe dosators has addressed a significant hurdle in murine dry powder delivery for proof-of-concept studies, enabling researchers to conduct more accurate and reproducible preliminary studies in small animal models for pulmonary drug delivery.

著者スポットライト:小動物モデルにおける乾燥粉末吸入器の前臨床試験のための使い捨てドーゼレーターの開発 

Pharmaceutical dry powder development necessitates reliable in vivo testing, often using a murine model. Device technology for accurately and reproducibly delivering dry powder aerosols to mice is restricted. This study presents disposable dosators for pulmonary drug delivery at mouse-relevant doses, aiding initial proof-of-concept research.

マウスへの乾燥粉末送達を目的としたディスポーザブルドセーター

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus ...

マウスにおける乾燥粉末製剤の気管内投与

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フローサイトメトリーによる肺および肺リンパ節の分析とマウスの非外科的気管内注入

マウス肺への溶質の直接気管点眼

挿管媒介気管内（IMIT）点眼：非侵襲的、肺特異的送達システム

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

乾燥粉末および医薬品の霧状エアロゾルを吸入すると、鼻のみの露光装置を用いてマウスに配信します

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

肺疾患を治療するための新生児げっ歯類における薬物の気管内点滴のための低侵襲方法

マウスへの乾燥粉末送達を目的としたディスポーザブルドセーター

マウスへの乾燥粉末送達を目的としたディスポーザブルドセーター

マウスへの乾燥粉末送達を目的としたディスポーザブルドセーター