Os autores gostariam de agradecer ao Sr. Ray Lee, Sr. HC Leung e Sr. Wallace So por sua gentil ajuda na fabricação da fonte de luz e do insufrador de pó; e o Centro de Atendimento à Faculdade para a assistência em imagens de animais. O trabalho foi apoiado pelo Research Grant Council, Hong Kong (17300319).

Os experimentos realizados neste estudo foram aprovados pelo Comitê de Uso de Animais Vivos para Ensino e Pesquisa (CULATR), da Universidade de Hong Kong. Formulações de pó seco preparadas pela secagem de congelamento de spray (SFD) contendo 0,5% do RNA mensageiro da luciferase (mRNA), 5% de peptídeo sintético PEG12KL4 e 94,5% de mannitol (w/w) são utilizadas neste estudo para demonstrar a expressão mRNA no pulmão16. O diâmetro aerodinâmico médio de massa (MMAD) do pó SFD é de 2,4 μm. Pó de manitol seco (SD) são usados para investigar o efeito do volume de ar usado na dispersão de pó16. O pó de SD de SD é de 1,5 μm.
1. Fabricação de insufrante de pó seco e carregamento de pó seco
<ol><li>(Opcional) Neutralizar as cargas estáticas de pó seco (em um frasco) e a ponta de pipeta de carregamento de gel redondo de 200 μL. Use uma arma antiestática ou um equilíbrio com função desionizante de acordo com a instrução do fabricante.</li>
	<li>Prepare um papel de pesagem com um tamanho de cerca de 4 cm x 4 cm. Dobre o papel ao meio diagonalmente e, em seguida, desdobre-o.</li>
	<li>Pesar 1-2 mg de pó seco no papel de pesagem.</li>
	<li>Encha uma ponta de pipeta de carregamento de gel com pó através da abertura mais ampla da ponta. Bata suavemente para embalar o pó até que o pó se forme agglomerados soltos perto da extremidade estreita da ponta(Figura 1A). Evite embalar o pó muito fortemente, pois pode dificultar a dispersão do pó.</li>
	<li>Conecte a ponta carregada em pó a uma seringa de 1 mL através de uma torneira de três vias(Figura 1B). O tamanho da seringa pode ser alterado de acordo com o volume de ar usado para dispersar o pó. Segure a ponta e a seringa verticalmente durante a conexão para evitar derramamento de pó. Se a administração não for realizada imediatamente, use o parafilm para selar as aberturas da ponta e armazená-la temporariamente em condições adequadas até a administração.</li>
</ol>2. Fabricação de dispositivo de intubação
<ol><li>Fonte de luz(Figura 2)<ol>
<li>Prepare uma fonte de luz personalizada com uma tocha de diodo emissor de luz (LED) e uma fibra óptica flexível com diâmetro de 0,8-1 mm.</li>
		<li>Faça um orifício centrado na lente clara da tocha LED com uma broca de mão ou uma broca para que a fibra óptica mal possa passar.</li>
		<li>Insira a fibra óptica através do orifício. Ligue a tocha LED para ajustar a posição e a profundidade de inserção para o brilho máximo na outra extremidade da fibra óptica.</li>
		<li>Fixar a fibra óptica em posição com cola epóxi clara.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cânula orientadora (Figura 3)<ol>
<li>Pegue uma pipeta Pasteur de plástico de 1 mL(Figura 3A)e segure a pipeta em ambas as extremidades.</li>
		<li>Use uma lâmpada de álcool (ou outras fontes de calor no laboratório, como um queimador de Bunsen) para aquecer o meio da pipeta colocando-a a 5-10 cm acima da chama(Figura 3B). Gire a pipeta para ter certeza de que está aquecida uniformemente.</li>
		<li>Quando o plástico ficar macio e deformado, mova a pipeta para longe da chama e estique a pipeta suavemente.</li>
		<li>Corte a pipeta esticada no meio com um par de tesouras na Parte A e Parte B(Figura 3C-E). Use a peça A como uma pipeta de ponta fina e parte B como uma cânula guia. Para aumentar a chance de intubação bem sucedida com a cânula guia, faça um bisbigo (não muito afiado que pode aumentar o risco de ferir o animal) no final da Parte B (Figura 3F). Quando uma ponta de pipeta de carregamento de gel de 200 μL (para carregamento em pó) é inserida na cânula guia, ela deve projetar a cânula por 1-2 mm. NOTA: Uma cânula guia (Parte B) com a dimensão apropriada (diâmetro interno e externo) para intubação poderia ter uma agulha de calibre 21 dentro dela, enquanto também pode caber dentro de uma agulha de calibre 17. Podem ser necessárias múltiplas tentativas no alongamento das pipetas para alcançar a dimensão apropriada.</li>
		<li>(Opcional): Corte uma pequena abertura na extremidade mais larga da cânula guia para torná-la mais flexível para que seja mais fácil segurar a fibra óptica(Figura 3F). Esta abertura também permite a montagem de um microsprayer para a administração de aerossol líquido.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Intubação
<ol><li>Anestesiar o rato (BALB/c, 7-9 semanas) com cetamina (100 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg) por injeção intraperitoneal.</li>
	<li>Prepare uma plataforma feita de Plexiglass e monte-a em um suporte com um grampo(Figura 4A). Coloque o mouse anestesiado na plataforma (em torno de 60° de inclinação) em uma posição supina. A altura e o ângulo de inclinação da plataforma poderiam ser ajustados pela posição do grampo no suporte.</li>
	<li>Suspenda o mouse enganchando seus incisivos em um fio dental de nylon(Figura 4B). Fixar a posição do mouse por um pedaço de fita ou um elástico.</li>
	<li>Insira a fibra óptica na cânula guia antes da intubação com a ponta do nível de fibra com a abertura da cânula guia. Ligue a tocha led para iluminar.</li>
	<li>Saliente suavemente a língua do rato com um par de fórceps para expor sua traqueia.</li>
	<li>Use a outra mão para segurar a cânula guia com fibra óptica dentro. Insira-os através da cavidade oral. Com a iluminação da fibra óptica, a abertura da traqueia pode ser visualizada como um orifício entre as cordas vocais.</li>
	<li>Alinhe o chanfrado da cânula guia para a linha média da abertura (Figura 5A). Entuba suavemente a cânula guia com fibra óptica na traqueia, apontando a melhor ponta da cânula na abertura traqueal.</li>
	<li>Após a intubação, remova rapidamente a fibra óptica e deixe a cânula guia dentro da traqueia (Figura 5B). Uma respiração normal deve ser observada.</li>
	<li>Segure a pipeta de ponta fina (Parte A) na abertura da cânula guia e insufre um pequeno sopro de ar (cerca de 0,2 mL) no pulmão do camundongo. Uma ligeira inflação no peito do mouse indica intubação adequada. Remova a pipeta de ponta fina antes da administração do pó.</li>
</ol>4. Administração de pó
<ol><li>Segure a ponta carregada em pó que está conectada à seringa conforme descrito na etapa 1.5. Certifique-se de que o fluxo de ar entre a seringa e a ponta esteja desconectado.</li>
	<li>Puxe o êmbolo da seringa para trás para retirar 0,6 mL de ar. NOTA: O volume de ar utilizado para dispersar o pó depende das propriedades do pó e da quantidade de pó carregado. Isso é descrito ainda na seção de resultados.</li>
	<li>Gire a válvula da torneira de três vias para conectar o fluxo de ar entre a seringa e a ponta carregada em pó.</li>
	<li>Insira a ponta carregada em pó na cânula guia que já foi colocada na traqueia do mouse(Figura 5C). Segure a cânula guia e empurre o êmbolo da seringa com força em uma ação contínua para dispersar o pó enquanto aerossóis para dentro do pulmão. NOTA: Qualquer movimento dianteiro do dispositivo deve ser minimizado para evitar ferir o animal.</li>
	<li>Retire a ponta e verifique se o pó dentro da ponta foi esvaziado. Se não, repita o passo 4.1 para 4.4. NOTA: Se o pó estiver muito apertado devido ao toque excessivo, pode não ser dispersado corretamente.</li>
	<li>Uma vez que a administração esteja completa, remova a cânula guia da traqueia.</li>
	<li>Deixe o mouse se recuperar posicionando-o horizontalmente em uma posição supina com a língua meio salientes para evitar o bloqueio das vias aéreas.</li>
</ol>

<ol>
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Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.

Neste artigo, são apresentados dispositivos personalizados para insuficiência de pó seco e intubação intratraqueal. Na etapa de carga em pó, o pó seco é carregado em uma ponta de pipeta de carregamento de gel de 200 μL. É importante tocar suavemente a ponta para permitir a embalagem solta de pó na extremidade estreita da ponta. No entanto, se o pó estiver muito apertado, eles ficarão presos na ponta e não poderão ser devidamente dispersos. Recomenda-se neutralizar as cargas estáticas do pó e da ponta da ...

A rota pulmonar da administração oferece diversos benefícios na entrega de terapêuticas para ações locais e sistêmicas. Para o tratamento de doenças pulmonares, a alta concentração de medicamentos locais pode ser alcançada por parto pulmonar, reduzindo assim a dose necessária e diminuindo a incidência de efeitos colaterais sistêmicos. Além disso, as atividades enzimáticas relativamente baixas no pulmão podem reduzir o metabolismo de drogas prematuras. Os pulmões também são eficientes para a absorção de medicamentos para ação sistêmica devido à grande e bem perfusada superfície, a camada de célula epitelial extremamente fina e o alto volume sanguíneo em capilares pulmonares1.
Formulações em pó seco inaladas têm sido amplamente investigadas para a prevenção e tratamento de diversas doenças como asma, doença pulmonar obstrutiva crônica, diabetes mellitus evacinaçãopulmonar 2,3,4. As drogas no estado sólido são geralmente mais estáveis do que na forma líquida, e os inaladores de pó seco são mais portáteis e fáceis de usar do que os nebulizadores5,6. No desenvolvimento de formulações de pó seco inalado, a segurança, o perfil farmacocinético e a eficácia terapêutica precisam ser avaliados em modelos animais pré-clínicos após a administração pulmonar7. Ao contrário dos humanos que podem inalar pó seco ativamente, a entrega pulmonar de pó seco para animais de pequeno porte é um desafio. É necessário estabelecer um protocolo eficiente de entrega de pó seco aos pulmões dos animais.
Os camundongos são amplamente utilizados como modelos animais de pesquisa porque são econômicos e se reproduzem bem. Eles também são fáceis de manusear e muitos modelos de doenças são bem estabelecidos. Existem duas abordagens principais para administrar pó seco no pulmão do camundongo: inalação e administração intratraqueal. Para inalação, o camundongo é colocado em uma câmara de corpo inteiro ou nariz, onde o pó seco é aerossolizado e os animais respiram no aerossol sem sedação8,9. Equipamentos caros são necessários e a eficiência de entrega de medicamentos é baixa. Embora a câmara do corpo inteiro possa ser tecnicamente menos desafiadora, a câmara de exposição apenas para nariz poderia minimizar a exposição de drogas à superfície do corpo. Independentemente disso, ainda é difícil controlar com precisão e determinar a dose entregue aos pulmões. O pó seco é depositado principalmente na região da nasofaringe, onde o despejo mucociliar é proeminente10. Além disso, os camundongos dentro da câmara estão sob estresse significativo durante o processo de administração porque são constrangidos e privados de alimentos e abastecimento de água11. Para a administração intratraqueal, geralmente refere-se à introdução da substância diretamente na traqueia. Existem duas técnicas diferentes para conseguir isso: traqueotomia e intubação orotraqueal. O primeiro requer um procedimento cirúrgico que faça uma incisão na traqueia, que é invasiva e raramente utilizada para administração de pó. Apenas a segunda técnica é descrita aqui. Em comparação com o método de inalação, a administração intratracheal é o método mais utilizado para a entrega pulmonar no camundongo devido à sua alta eficiência de entrega com perda mínima de medicamentos12,13. É um método simples e rápido para entregar precisamente uma pequena quantidade de pó dentro de alguns miligramas para o mouse. Embora o camundongo seja anatomicamente e fisiologicamente distinto dos seres humanos e a anestesia seja necessária durante o processo de intubação, a administração intratraqueal contorna o trato respiratório superior e oferece uma maneira mais eficaz de avaliar as atividades biológicas da formulação de pó seco, como a absorção pulmonar, a biodisponibilidade e os efeitos terapêuticos14,15.
Para administrar pó seco intratracheicamente, o rato tem que ser entubado, o que pode ser desafiador. Neste artigo, descreve-se a fabricação de um insuflê de pó seco feito sob medida e um dispositivo de intubação. Os procedimentos de intubação e insuficiência de pó seco no pulmão do camundongo são demonstrados.

<table><tbody><tr><td>BALB/c mouse</td><td></td><td></td><td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td></tr><tr><td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td><td>TriLink Biotechnology</td><td>L-7602</td><td></td></tr><tr><td>Dry Powder Insufflator</td><td>PennCentury</td><td>Model DP-4M</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 10%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Light emitting diode (LED) torch</td><td>Unilite Internation</td><td>PS-K1</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td><td>Roquette</td><td>450001</td><td></td></tr><tr><td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &amp;micro;L)</td><td>Labcon</td><td>1034-800-000</td><td></td></tr><tr><td>Nylon floss</td><td>Reach</td><td>30017050</td><td></td></tr><tr><td>One milliliter syringe without needle</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Optical fibre</td><td>Fibre Data</td><td>OMPF1000</td><td></td></tr><tr><td>PEG12KL4 peptide</td><td>EZ Biolab</td><td></td><td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td></tr><tr><td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td><td>Alpha Labotatories</td><td>LW4061</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Braun</td><td>D201</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 2%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Zerostat 3 anti-static gun</td><td>MILTY</td><td>5036694022153</td><td></td></tr></tbody></table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

No desenvolvimento de formulações inaláveis de pó seco, é essencial avaliar suas atividades biológicas em modelos animais pré-clínicos. Este artigo introduz um método não invasivo de entrega intratraqueal de formulação de pó seco em camundongos. Um dispositivo de carregamento de pó seco que consiste em uma ponta de pipeta de carregamento de gel de 200 μL conectada a uma seringa de 1 mL através de uma torneira de três vias é apresentado. Uma pequena quantidade de pó seco (1-2 mg) é carregada na ponta da pipeta e dispersada por 0,6 mL de ar na seringa. Como as pontas da pipeta são descartáveis e baratas, diferentes formulações de pó seco podem ser carregadas em diferentes pontas com antecedência. Várias formulações podem ser avaliadas no mesmo experimento animal sem limpeza de dispositivos e recarga de dose, economizando tempo e eliminando o risco de contaminação cruzada do pó residual. A extensão da dispersão do pó pode ser inspecionada pela quantidade de pó restante na ponta da pipeta. Um protocolo de entubação no mouse com uma fonte de luz personalizada e uma cânula orientadora está incluído. A intubação adequada é um dos fatores-chave que influencia a entrega intratraqueal da formulação de pó seco para a região pulmonar profunda do camundongo.

Quando um insuflê de pó seco é usado para fornecer aerossol em pó para o pulmão de um animal, o volume de ar utilizado é crítico, pois afeta a segurança, bem como a eficiência de dispersão em pó. Para otimizar o método, foram utilizados diferentes volumes de ar (0,3 mL, 0,6 mL e 1,0 mL) para dispersar o pó seco (1 mg de mannil seco com spray) e o peso dos camundongos foi monitorado por 48 horas após a administração(Figura 6). O uso de 0,3 mL e 0,6 mL de ar não causou perda d...

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Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Formulações de pó seco para inalação têm grande potencial no tratamento de doenças respiratórias. Antes de entrar em estudos humanos, é necessário avaliar a eficácia da formulação de pó seco em estudos pré-clínicos. É apresentado um método simples e não invasivo de administração de pó seco em camundongos através da rota intratraqueal.

Administração Intratraqueal de Formulação de Pó Seco em Camundongos

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

intratracheal-administration-of-dry-powder-formulation-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.1K visualizações.  The University of Hong Kong. Formulações de pó seco para inalação têm grande potencial no tratamento de doenças respiratórias. Antes de entrar em estudos humanos, é necessário avaliar a eficácia da formulação de pó seco em estudos pré-clínicos. É apresentado um método simples e não invasivo de administração de pó seco em camundongos através da rota intratraqueal.

Vídeo: Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

Imunologia e Infecção

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

Instilação traqueal direta de Solutos em pulmão de rato

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biologia

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Intratraqueal (IMIT) instilação mediada por intubação: A não-invasiva, sistema de entrega Lung-specific

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Medicina

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and bronchodilator drugs. Despite the availability of multiple treatments, both diseases are growing public health concerns. The majority of asthma patients are well controlled on current inhaled therapies but a substantial number of patients with severe asthma are not. Asthma affects an estimated 300 million people worldwide and approximately 20 percent have a severe form of the disease. In contrast to asthma, there are few effective therapies for COPD. An estimated 10% of the population has COPD and the trend in death rates is increasing for COPD while decreasing for other major diseases. Although developing drugs for inhaled delivery is challenging, the nose-only inhalation unit enables direct delivery of novel drugs to the lung of rodents for pre-clinical efficacy and safety/toxicology studies. Inhaled drug delivery has multiple advantages for respiratory diseases, where high concentration in the lung improves efficacy and minimizes systemic side effects. Inhaled corticosteroids and bronchodilators benefit from these advantages and inhaled delivery may also hold potential for future biologic therapies. The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs of rodents, key data required before initiating clinical development.

The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs; key data enabling clinical inhaled drug development.

Pó seco e nebulizada de inalação de aerossóis de produtos farmacêuticos entregue no Ratos Usando um nariz somente Sistema de Exposição

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

Um método minimamente invasivo para a instilação intratraqueal de drogas em roedores neonatais para tratar doenças pulmonares

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Dosadores descartáveis personalizáveis para administrar medicamentos em aerossol em pó seco a camundongos

Disposable Dosators Intended for Dry Powder Delivery to Mice

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus metering and dosing, and a propellant-free dispersal mechanism. To develop pharmaceutical dry powder aerosol products, robust in vivo testing is essential. Typically, initial studies involve using a murine model for preliminary evaluation before conducting formal studies in larger animal species. However, a significant limitation in this approach is the lack of suitable device technology to accurately and reproducibly deliver dry powders to small animals, hindering such models&#39; utility. To address these challenges, disposable syringe dosators were developed specifically for intrapulmonary delivery of dry powders in doses appropriate for mice. These dosators load and deliver a predetermined amount of powder obtained from a uniform bulk density powder bed. This discrete control is achieved by inserting a blunt needle to a fixed depth (tamping) into the powder bed, removing a fixed quantity each time. Notably, this dosing pattern has proven effective for a range of spray-dried powders. In experiments involving four different model spray-dried powders, the dosators demonstrated the ability to achieve doses within the range of 30 to 1100 &#181;g. The achieved dose was influenced by factors such as the number of tamps, the size of the dosator needle, and the specific formulation used. One of the key benefits of these dosators is their ease of manufacturing, making them accessible and cost-effective for delivering dry powders to mice during initial proof-of-concept studies. The disposable nature of the dosators facilitates use in animal procedure rooms, where cleaning and refilling reusable systems and weighing materials is inconvenient. Thus, developing disposable syringe dosators has addressed a significant hurdle in murine dry powder delivery for proof-of-concept studies, enabling researchers to conduct more accurate and reproducible preliminary studies in small animal models for pulmonary drug delivery.

Autor em destaque: Desenvolvimento de um dosador descartável para testes pré-clínicos de inaladores de pó seco em modelos de pequenos animais 

Pharmaceutical dry powder development necessitates reliable in vivo testing, often using a murine model. Device technology for accurately and reproducibly delivering dry powder aerosols to mice is restricted. This study presents disposable dosators for pulmonary drug delivery at mouse-relevant doses, aiding initial proof-of-concept research.

Dosadores descartáveis destinados à entrega de pó seco a ratos

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus ...

Administração Intratraqueal de Formulação de Pó Seco em Camundongos

Resumo

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Instilação traqueal direta de Solutos em pulmão de rato

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Dosadores descartáveis destinados à entrega de pó seco a ratos

Dosadores descartáveis destinados à entrega de pó seco a ratos

Dosadores descartáveis destinados à entrega de pó seco a ratos