この作品は、心臓や脳卒中財団、カナダからの助成金、そして、モリスとベラ Fainman 財団にサポートされていました。著者は、VEVO770 の超音波イメージング システムの彼女の技術的なヘルプのベロニク ミショーを感謝したいです。

すべてのプロシージャは、機関の動物ケア委員会のマギル大学モントリオール、QC、カナダによって承認されました。必要なすべての機器は、表に記載されて私。
1. マウス (c57bl/6 j) 下大静脈うっ滞プロトコル
<ol><li>手術準備 注: これはサバイバル術、したがって、適切な無菌法は常に続かれるべき必要があります。これには、すべての材料が手もとを確かめる、洗浄および滅菌装置の使用とする前にすべて滅菌材料の作業面の無菌領域を指定することが含まれます。<ol>
<li>すべての手術器具とオートクレーブによる材料を殺菌します。ガラス ビーズ滅菌器は 1 つ以上の手順が同時に行われている場合、動物間の楽器のヒントを殺菌する十分です。</li>
		<li>100% 2.5% と酸素イソフルランの混合物と 8-10 週古い c57bl/6 男性マウスを麻酔します。 注: 必要に応じてイソフルランと酸素の流れを調整します。</li>
		<li>鉗子で指の間動物の後部足を締めつけることにより anesthetization を確認します。ピンチからの応答は、動物の麻酔がないことを示します。</li>
		<li>皮下注射を介して低速リリース鎮痛剤 (ブプレノルフィン) を管理します。マウスの鎮痛剤 (1 mg/kg) の体重の 1 kg あたり 1 mg の線量を与えます。</li>
		<li>プロシージャの持続期間のための角膜の乾燥を防ぐために動物の両方の目の上には、眼軟膏を置きます。</li>
		<li>0.2 - 体重 10 g 当たりの等張液 0.5 mL を皮下に管理します。</li>
		<li>サージカル テープを使用して外科テーブルの場所で動物を修正します。場所動物仰臥位で腹部を公開します。低体温症を防ぐために加熱パッドの上には、手術を行います。</li>
		<li>必要に応じてマウスの腹部から 1-2 分ワイプ腹部のガーゼで拭き取ります、蒸留水、クリーム脱毛のアプリケーションによって髪を削除します。</li>
		<li>また、小さな電気かみそりでシェービングによる腹部から髪を削除します。</li>
		<li>Baxedin (クロルヘキシジン ・ グルコン酸・ BP ・ ソリューション) と腹部を切開する前に殺菌します。アルコールの蒸発によって引き起こされる過度の熱の損失を防ぐために、ガーゼで軽くエタノールを適用します。</li>
	</ol></li>
	<li>下大静脈 (IVC) の露出
	<ol>
<li>外科はさみを使用して、開腹し, 腹腔内を開くを実行します。<ol>
<li>下腹部にピンセットで皮膚を持ち上げ、縦切開をリネアの両側に平行になるようアルバ。リネアの右または左に最初の切開を行うオペレーターの利き手に応じてアルバ。超音波イメージング後に支援するために、正中線から切開です。</li>
			<li>腹部の上部に第二に、水平切開を確認します。 注: の際に腹部への浸透、筋肉が「テント」、外科はさみ腹部臓器に損傷を防ぐため浸透していますいません。</li>
			<li>動物の腹部の筋肉層に垂直方向と水平方向の切開を繰り返します。必ずテントの筋肉の下にある臓器を損傷しないように腹部に浸透中。 警告: 持ち上げ皮膚や腸や他の臓器から筋肉それらを穿刺しないように切開を行う際。</li>
		</ol>
</li>
		<li>皮膚や筋肉腹腔内に公開する切開からを折る。</li>
		<li>傷の開口部の両側に、等張液で湿らせたガーゼを適用し、腸を外部化します。腸の外在化を支援するために腹部の両側に圧力を適用されます。綿の先端アプリケータと穏やかな動きを使用すると、腸内を移動します。等張液にガーゼを浸して、外在の腸の上に置きます。<ol>
<li>ガーゼは必要があります組織に配置する前にあらかじめ湿らせた。</li>
		</ol>
</li>
		<li>任意の腹膜の脂肪を脇へ移動し、腎・総腸骨静脈と下大静脈を公開します。</li>
		<li>明白な側枝の最初の識別を行います。側枝はより小さいと表示されますが、下大静脈、腎と腸骨との間から分岐する重要な静脈静脈。血管系は、マウスによって大きく異なります。マウスは、下大静脈の片側または両側に側枝の存在があります。</li>
	</ol></li>
	<li>側枝の結紮術 注: の側枝が存在する場合、それぞれの次の手順が続いてください。存在しない場合は、手順 4 に進みます: 下大静脈下最初縫合の位置決め。下大静脈結紮部位は側枝の有無にかかわらず、左腎静脈のすぐ遠位になります。<ol>
<li>側枝の両側に鈍的切離を実行します。鈍的切離は、穏やかな圧力、周囲の血管を損傷することがなく筋膜を突破するように鈍い鉗子を繰り返し開くのプロセスです。 注意:穴をあけるまたは静脈の損傷を避けるため。</li>
		<li>枝を持ち上げて静脈下 6-0 絹糸のセクションを渡します。持ち上がるか、または容器を移動するとき常に世話をします。血管の周りの脂肪をつかむことをお勧め、それ以外の場合、容器の損傷の危険性があります。</li>
		<li>縫合鉗子を使用して、標準手術ノット結束テクニックを使用して側枝のまわりに外科的結紮を行います。完全結紮は、100% 閉塞、静脈を確保するため行われます。少なくとも 3 同点スローを使用して、結紮がセキュリティで保護されたことを確認します。</li>
		<li>任意の残りの側枝の 1.3 のステップを繰り返します。</li>
	</ol></li>
	<li>下大静脈から腹部大動脈の解離
	<ol>
<li>左腎静脈から下大静脈のすぐ遠位周り鈍的切離を実行します。腹部大動脈は、筋膜を介して下大静脈に接続されて、そのため下大静脈と腹部大動脈の周りの初期の鈍的切離を実行します。 注意: は、穿刺または静脈を損傷を避けます。破裂したり、どちらかの船を穿刺しないでください。これは、血管損傷のリスクが最も高いと、プロシージャの最も重要な部分です。</li>
		<li>引き続き大動脈、下大静脈間ウィンドウの消去が行われるまで鈍的切離で穏やかな圧力を適用します。</li>
	</ol></li>
	<li>縫合の配置と下大静脈結紮
	<ol>
<li>下大静脈と腹部大動脈の下に 6-0 絹糸のセクションを渡します。</li>
		<li>下大静脈と大動脈の間に作成されたウィンドウを縫合を探します。縫合糸を引くと、腹部大動脈と下大静脈の間スレッド鉗子を使用します。スレッドを縫合に慎重、プル/穿刺下大静脈と腹部大動脈にしようとしています。</li>
		<li>縫合鉗子、静脈の完全閉塞を確保すると下大静脈を結紮を行います。再び、結紮をするすぐに左腎静脈より遠位の。</li>
		<li>3 つの縫合糸を結紮をセキュリティで保護するスローを確認します。 注: 下大静脈と大動脈の前に 2 つの代替オプションとして分離するの下に縫合糸を渡すことが可能ですも。また、7-0 プロレン縫合糸は、側枝の下大静脈結紮に使用できます。</li>
	</ol></li>
	<li>傷の閉鎖と手術後のケア
	<ol>
<li>腹部大動脈が途切れない残されているすべての側枝を結紮されているを確認します。下大静脈が拡張表示されます結紮サイトおよび血から遠位の流れが表示されます。</li>
		<li>すべての腹腔内脂肪を置き、腸が腹腔内でバックアップします。</li>
		<li>縫合鉗子と 6-0 絹糸を使用して傷を閉じます。実行縫合 (簡易連続) 縫合糸はきつくなりますようにしてください。タイトな縫合は動物が目覚めるし、そのケージの周りを移動するときに破裂します。<ol>
<li>また、閉創時に PDS、Ethilon、Vicryl、デキソン、またはステンレス鋼クリップを使用します。</li>
		</ol>
</li>
		<li>まず結束テクニック適切な縫合糸を使用して腹部の筋層を縫合します。</li>
		<li>皮膚の縫合方法を繰り返し、傷の閉鎖が十分なことを確認します。 注: 同じ縫合針と糸を使用して、複数の動物のため場合、両方を使う前に 70% のエタノールで滅菌します。</li>
		<li>麻酔ガスから動物を削除し、少なくとも 30 分間 34 ° C のインキュベーターで配置します。</li>
		<li>再び、0.2 - 体重 10 g 当たりの等張液 0.5 mL を皮下管理します。流体は、必要であれば術前の体重を維持するために次の日に指定できます。</li>
		<li>手術の成功を確認動物の全体的なヘルスを評価し回復まで動物を監視します。 注意:このような侵襲的なプロシージャのわずかな背を丸めて姿勢を期待が、動物は通常、早ければ 30 分後操作動作します。</li>
		<li>独自のケージに動物を配置し、完全に回復するまで他の動物とそれを配置しないでください。</li>
		<li>最大 48 時間以上経過したため毎日鎮痛を再管理します。</li>
		<li>回復中の動物のケージの床に食料を置きます。その他の特別なケアは一般的に必要ありません。</li>
		<li>赤み、腫れ、または放電感染の兆候に傷のサイトを調べます。</li>
		<li>必要な場合は 7-10 日後抜糸します。</li>
		<li>手術が成功した場合、すぐに安楽死を実行 (重要な容器の損傷および/または血液の損失など) または動物が手術後のケアと改善しません。安楽死は、48 時間以上経過したで一般的に行われます。長い実験、腹腔を閉じるに側枝と下大静脈と 5-0 Vicryl の縫合糸を結紮するのに 7-0 プロレンを使用します。<ol>
<li>Anesthetization 5% イソフルランでを除いて、以前ように誘導の動物の安楽死を実行します。これは 100% CO2麻酔中に窒息が続きます。</li>
			<li>窒息 (ハートビートとない呼吸の損失) によって安楽死の確認、完全な安楽死できるように頚部転位を実行します。</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. 高周波超音波プロトコル
注: このプロトコルは高周波超音波イメージングのための女性デイビス研究所齧歯動物フェノタイピング コア SOP から適応です。このプロトコルは 24 時間後手術を実施が、限り、動物は手術にも対応して、早く行うことができます。プロトコルは、健康なマウスでいつでも実施することができ前に、と術後後を比較するためにしばしば行われます。
<ol><li>
動物の作製
	<ol>
<li>誘導区域の動物を置き、100% 2.5% と酸素イソフルランの混合物と動物を麻酔します。</li>
		<li>心拍数、温度モニターをオンにします。手順の中に動物を暖かく保つためにテーブルの上の位置熱ランプ。</li>
		<li>誘導室から動物を削除し、角膜の乾燥を防ぐために目を潤滑します。解析プラットフォームに動物を置き、動物の口/鼻に麻酔のチューブを貼付します。</li>
		<li>温かみのある超音波は 37 ° C へのゲルし、ジェルを動物の腹部。超音波ゲルはゲルのボトルの周りラップ コイルを介して水をポンプに暖かい水暖房システムを使用してウォーム アップします。</li>
		<li>心拍数測定は (必要な) 場合、解析プラットフォームの 4 電極電極ゲルを置く、サージカル テープでプラットフォーム/電極に動物の足を固定します。下大静脈のイメージングの仰臥位に動物を配置します。超音波撮像システムは暖められ、動物を監視するための電極を含む解析プラットフォームが含まれています。</li>
		<li>温度測定温度計に電極ゲルを置くおよび動物の直腸へ挿入します。</li>
		<li>熱ランプとその動物は快適、30-70 bpm の間呼吸、37 ° C で保持されますように、必要に応じて、イソフルランを調整します。</li>
		<li>必要に応じて、動物の腹部を剃るか脱毛クリームで毛を削除します。1-2 分を適用し、ガーゼと水で拭いてください。 注: すぎる髪画像の品質に影響することができます。</li>
		<li>ガーゼの下でまたは任意の余分なゲルをキャッチする動物の側に配置します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
下大静脈血栓をイメージング
	<ol>
<li>イメージング ソフトウェアをオンにし、新しい研究を開始します。</li>
		<li>イメージングのための適切な scanhead を選択します。ここで使用される scanhead が腹部臓器 (周波数: 35 MHz、焦点距離: 12.8 mm)。</li>
		<li>動物に関連情報を記録します。これは動物を含めることができますID、性別、体重、生年月日、ひずみなど。</li>
		<li>それは動物に超音波ゲルを触れてまで、scanhead もっと下します。</li>
		<li>動物の 2 D イメージングを開始する scanhead プローブを開始します。このモードでのイメージはさまざまな階調のグレーで、二次元として表されます。</li>
		<li>また z 平面を通る scanhead を移動させながら、x または y 平面全体でマウスのプラットフォームを移動することによって、下大静脈と腹部大動脈を探します。 注: 黒の血容器はほぼ彼らの白の壁と内部の血と表示されます。腹部大動脈がない激しく脈動と厚い壁、イメージ画面、scanhead が動いたとき上下の下大静脈は薄い壁を持っているし、圧縮/展開で簡単に。結紮サイトは静脈が拡張した静脈壁のポイントに来ると、明白であります。内部で形成、血栓は超音波映像下で強固になるし、静脈壁のように簡単に圧縮しません。静脈結紮術、血栓が形成されない上記のみ圧縮します。</li>
		<li>下大静脈および結紮術のサイトを検索する時に中央に、超音波の焦点の最も正確な画像を達成するために。<ol>
<li>場合は、イメージが明確に参照してください、ゲルを調整および綿の先端アプリケータと空気の泡を削除するあまりにも暗いです。</li>
			<li>必要に応じて、scanhead 左または右に 45 ° に傾けるし、静脈をわかりやすいように動物のプラットフォームを再調整。これは、scanhead との干渉がある場合です。このシナリオでは、静脈の縫合を避けるために側角度でイメージを作成する必要があります。 注: イメージ干渉は、動物、悪い傷の縫合位置、その超音波ゲル中の気泡の皮膚の暗いパッチが原因ほとんどの場合です。</li>
		</ol>
</li>
		<li>ソフトウェアを使用すると、任意の目的の構造物の写真を撮るし、任意の測定ツールを使用して測定を行います。一般的な計測には、血栓の断面積または結紮サイトの幅が含まれます。</li>
		<li>パルス波ドップラー血流測定を行うことに画像のモードを変更します。このモードでは、血管・血流イメージングと他の変数間の流速の測定をことができます。</li>
		<li>動物の後端を下げるため解析プラットフォームを傾けます。</li>
		<li>それは動物の後部の端から約 30 ° の角度でゲルをご連絡いたしますので、scanhead の角度/位置を変更します。</li>
		<li>動物のプラットフォームおよび scanhead 再配置します。必要に応じて下大静脈と結紮に移動します。</li>
		<li>うっ滞を確認し、必要に応じて任意の画像を撮影する結紮部位の周り血流測定を行います。血流の一般的な測定には、平均速度、ピーク速度、平均速度が含まれます。</li>
		<li>任意の測定や撮影した画像を保存します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
クリーンアップと動物の回復
	<ol>
<li>最初の位置を初期位置だけでなく、動物のプラットフォームを配置し scanhead が発生します。</li>
		<li>ガーゼで動物をで余分なジェルを取り外します。傷の縫合は破裂しないように、そっとこれを行います。</li>
		<li>動物の直腸から温度計を外し、プラットフォームからの動物を取る。</li>
		<li>そのケージと 34 ° C の定温器に動物を配置します。</li>
		<li>回復まで動物を監視します。手順は非常にマイナーな非侵襲的です。動物がすぐに目覚めます。このプロトコルのセクション 1.6 に従って次の日動物の監視を継続します。</li>
		<li>ガーゼと消毒剤動物プラットフォームをクリーニングします。</li>
		<li>ガーゼと蒸留水ときれいな scanhead で拭きます。 注意:非常に軽く、scanhead をきれいと蒸留水でのみ。</li>
		<li>次の動物のためには、手順 2 を繰り返します。<ol>
<li>すべての科目で行われ、すべての画像と録画が保存されていることを確認します。すべての機器やソフトウェアの電源を切ります。</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Fowkes, F. J., Price, J. F., Fowkes, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+diagnosed+deep+vein+thrombosis+in+the+general+population:+systematic+review.">Incidence of diagnosed deep vein thrombosis in the general population: systematic review.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 25 (1), 1-5 (2003).</li><li>McGuinness, C. 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著者が明らかに何もありません。

うっ滞モデルを使用して成功した静脈血栓形成のためのいくつかの重要な手順があります。静脈血栓症の誘発は、古いマウス下大静脈と大動脈の周りの脂肪の蓄積のためにより困難です。理想的には、このプロシージャを受けるマウスは 8 - 10 週齢をする必要があります。鈍的切離および合字中に下大静脈の内皮細胞の損傷を誘発するように細心の注意する必要があります。さらに、手術後?...

構成される深部静脈血栓症 (DVT) 肺塞栓症、静脈血栓症 (静脈血栓塞栓症) は、心筋梗塞や脳卒中後の心血管死の 3 番目の主要な原因です。500 の 11の年間発生率と人口の 1-2% に影響を与える一般的な条件です。静脈血栓塞栓症につながることができます: 1) 死肺塞栓症;2) 血栓後症候群、慢性的な足の痛み、腫れ、潰瘍; 特徴または、3) 慢性の肺高血圧が重大な慢性呼吸障害の結果します。静脈血栓塞栓症は多因子疾患、血管壁および/または凝固と線溶系のバランスの破綻による凝固亢進状態への損傷、血流うっ滞起因するかもしれないようにそれは 100 年以上前に記載されています。ウィルヒョウがウィルヒョウのトライアドとして知られています。
ほとんどの場合人間の深部静脈血栓症のサンプルを得ることはない、ために、研究者は、深部静脈血栓症の実験動物モデルを開発しました。ラット2マウス3ウサギ4豚5犬の6、および非ひと霊長類7を含むいくつかの動物が使用されています。マウスは遺伝子組み換えできる、深部静脈血栓症を研究する最も頻繁に使用される動物です。ただし、すべての動物のように自発的な DVT ないマウスで観察です。したがって、静脈壁の物理的あるいは化学的変化はマウスで血栓が作成されます。以前マウス8,9,10の下大静脈 (IVC) の血栓症を誘発する塩化第二鉄モデルを使いました。このモデルは確実に数分閉塞血栓を生産の利点を持って、急性深部静脈血栓症に抗凝固・抗血小板薬の役割を調査するため使用することができます。ただし、ターミナルの手順です。このように、急性および慢性の深部静脈血栓症を研究するうっ滞モデルが適しています。このモデルでは、深部静脈血栓症の開発のためのウィルヒョウのトライアドの要因の一つ下大静脈の血流の完全な中断による血栓形成。このモデルは、深部静脈血栓症の形成とした FeCl3モデル11と比較して利点である解像度を検討する使用ことができます。
我々 はマイクロ イメージング高周波超音波システム12を使用して時間をかけて血栓形成と解決に従う非侵襲的手法を開発しました。我々 は以前、病理組織学的に得られた血栓と超音波で静脈血栓症の測定が好意的に関連を実証しました。2 その後の研究で栓重量と組織化学9,10によって定量化血栓領域超音波相関と測定値が得られることを確認しました。もっと重要なは、その高周波超音波を使用してマウス12深部静脈血栓症の形成を監視するあることを示した。非侵襲的な方法で血栓分解能の定量化にも使えます。
ここでは、うっ滞による血栓症マウス モデルとどのように血栓形成は高周波の超音波を使用して時間をかけて非侵襲的監視できるを使用して血栓形成を許可するプロトコルについて述べる。

<table><tbody><tr><td>6-0 perma-hand silk suture</td><td>Ethicon</td><td>706G</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Suture tying forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>blunt forceps (straight and curved)</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Needle Driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Moria Spring Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15396-00</td><td></td></tr><tr><td>1ml syringes</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>26G needles</td><td>Becton Dickinson &amp;amp; Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VEVO 770 High Resolution Imaging System</td><td>Visualsonics</td><td>No longer sold</td><td></td></tr><tr><td>SR Buprenorphine</td><td>ZooPharm</td><td></td><td>Given to LDI by Vet</td></tr><tr><td>Surgery Microscope</td><td>Leica</td><td>Leica M651</td><td></td></tr><tr><td>Systan eye oinment</td><td>Alcon</td><td>288/28062-0</td><td></td></tr><tr><td>2x2 sterile Gauze</td><td>CDMV</td><td>#104148</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tip Applicators</td><td></td><td></td><td>from JGH</td></tr><tr><td>Transpore hypoallergenic surgical tape</td><td>CDMV</td><td>#7411</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound gel (Aquasonic-100)</td><td>Dufort &amp;amp; Lavigne</td><td>#AKEN4061</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthetic chamber,hoses, and adminstration equipment</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hair remover</td><td>Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Water heated hard pad</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>#HHP-2</td><td></td></tr><tr><td>Gaymar heater water pump TP500</td><td>MATVET Inc.</td><td>#R-500305</td><td></td></tr><tr><td>Infra-red heating lamp</td><td>electrimat inc.</td><td>#1R175R-PAR</td><td></td></tr><tr><td>Mouse rectal temperature prope</td><td>emkaTECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile water</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr></tbody></table>

deep vein thrombosis induced by stasis in mice monitored by high frequency ultrasonography

静脈血栓症は、1 で 500 の年次発生率と人口の 1-2% に影響を与える一般的な状態です。静脈血栓症は肺塞栓症や血栓後症候群、慢性的な足の痛み、腫れ、潰瘍、特徴または重要な慢性結果慢性的な肺高血圧症の結果によって死につながることができます呼吸器系妥協。これは最も一般的な心血管疾患は、心筋梗塞や虚血性脳卒中後やすべての医療分野の臨床的課題は、それは癌、全身性疾患、手術、および主要な外傷などの他の疾患のコースを複雑にすることができます。
実験モデルは、これらのメカニズムを勉強する必要があります。うっ滞モデルが誘発するは、一貫性のある血栓サイズと血栓量を定量化できます。しかし、体系的に血栓のサイズ変動や誤ったデータ解釈を避けるために下大静脈の側枝を結紮する必要があります。超音波検査法による血栓のサイズを測定する非侵襲的手法を開発しました。この手法を使用すると、我々 は同じ動物で時間をかけて血栓開発および解像度を評価できます。このアプローチは、代替・削減、・研究における動物の絞り込みの原則に一貫して静脈血栓症の定量化に必要なマウスの数を制限します。血栓重量および組織学的測定と血栓サイズ相関解析が超音波検査で得られたことを確認しました。したがって、現在の研究では、下大静脈うっ滞モデルを用いたマウスにおける深部静脈血栓症を誘発する方法と高周波超音波を用いたそれを監視する方法について説明します。

うっ血静脈血栓症モデル
うっ滞モデルのマウスを麻酔し、切開下大静脈 (IVC) を公開します。超音波プローブを妨害しない方法で正中開腹ではなくマウスの左右に切開します。腹部の筋肉と皮膚、フォールド バック下大静脈 (図 1) を公開します。まず、側枝が 6-0 絹糸 (図...

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Deep Vein Thrombosis Induced by Stasis in Mice Monitored by High Frequency Ultrasonography

この議定書では、うっ滞モデルを用いた静脈血栓症を取得する手順について説明します。さらに、時間の経過とともに血栓形成と解像度を測定する非侵襲的な方法を用いています。

高周波超音波による監視マウスのうっ滞による深部静脈血栓症

Venous thrombosis is a common condition affecting 1 - 2% of the population, with an annual incidence of 1 in 500. Venous thrombosis can lead to death ...

deep-vein-thrombosis-induced-stasis-mice-monitored-high-frequency

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

9.9K ビュー.  McGill University. この議定書では、うっ滞モデルを用いた静脈血栓症を取得する手順について説明します。さらに、時間の経過とともに血栓形成と解像度を測定する非侵襲的な方法を用いています。

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Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

静脈血栓症の電解下大静脈モデル（EIM）

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

医学

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

下大静脈血栓症のマウス完全な停滞のモデル

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

血管クリップを使用したマウスがんモデルにおける静脈血栓症アッセイの最適化

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

著者スポットライト:げっ歯類モデルにおけるがん関連血栓症研究の進歩 

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

癌のマウスモデルにおける静脈血栓症アッセイ

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

がん研究

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

下大静脈狭窄: 深部静脈血栓症のマウスモデル

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

免疫・感染学

Methods for Acute and Subacute Murine Hindlimb Ischemia

Peripheral artery disease (PAD) is a leading cause of cardiovascular morbidity and mortality in developed countries, and animal models that reliably reproduce the human disease are necessary to develop new therapies for this disease. The mouse hindlimb ischemia model has been widely used for this purpose, but the standard practice of inducing acute limb ischemia by ligation of the femoral artery can result in substantial tissue necrosis, compromising investigators&#39; ability to study the vascular and skeletal muscle tissue responses to ischemia. An alternative approach to femoral artery ligation is the induction of gradual femoral artery occlusion through the use of ameroid constrictors. When placed around the femoral artery in the same or different locations as the sites of femoral artery ligation, these devices occlude the artery over 1 - 3 days, resulting in more gradual, subacute ischemia. This results in less substantial skeletal muscle tissue necrosis, which may more closely mimic the responses seen in human PAD. Because genetic background influences outcomes in both the acute and subacute ischemia models, consideration of the mouse strain being studied is important in choosing the best model. This paper describes the proper procedure and anatomical placement of ligatures or ameroid constrictors on the mouse femoral artery to induce subacute or acute hindlimb ischemia in the mouse.

Surgical induction of hindlimb ischemia in the mouse is useful to examine angiogenesis, however this is compromised in certain inbred mouse strains that display marked ischemia-induced tissue necrosis. Methods are described to induce subacute limb ischemia using ameroid constrictors to circumvent this problem through the induction of gradual arterial occlusion.

急性および亜急性ネズミ後肢虚血のための方法

Peripheral artery disease (PAD) is a leading cause of cardiovascular morbidity and mortality in developed countries, and animal models that reliably ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

ヘアレスマウスの耳たぶにおける生体顕微鏡および血栓誘導

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

流出狭窄を伴う大軌道瘻を用した中枢静脈狭窄のマウスモデル

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A problem encountered in experimental studies using murine models of SAH is that methods for in vivo monitoring of cerebral vasospasm in mice are lacking. Here, we demonstrate the application of high frequency ultrasound to perform transcranial Duplex sonography examinations on mice. Using the method, the internal carotid arteries (ICA) could be identified. The blood flow velocities in the intracranial ICAs were accelerated significantly after induction of SAH, while blood flow velocities in the extracranial ICAs remained low, indicating cerebral vasospasm. In conclusion, the method demonstrated here allows functional, noninvasive in vivo monitoring of cerebral vasospasm in a murine SAH model.

The aim of this manuscript is to present a sonography-based method that allows in vivo imaging of blood flow in cerebral arteries in mice. We demonstrate its application to determine changes in blood flow velocities associated with vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage (SAH).

高周波経頭蓋二重超音波を用いたくも膜下出血のマウスモデルにおける脳血管れん縮の解析

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

高周波超音波による監視マウスのうっ滞による深部静脈血栓症

要約

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静脈血栓症の電解下大静脈モデル（EIM）

下大静脈血栓症のマウス完全な停滞のモデル

癌のマウスモデルにおける静脈血栓症アッセイ

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癌のマウスモデルにおける静脈血栓症アッセイ

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流出狭窄を伴う大軌道瘻を用した中枢静脈狭窄のマウスモデル

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