Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss aus dem Herzen und Stroke Foundation of Canada und der Morris und Bella Fainman Family Foundation unterstützt. Die Autoren möchten Veronique Michaud für ihre technische Hilfe mit dem VEVO770 Ultraschall-imaging-System zu danken.

Alle Verfahren wurden von der institutionellen Animal Care Ausschuss der McGill Universität Montréal, QC, Kanada genehmigt. Alle notwendigen Einrichtungen, ist in Tabelle aufgeführt ich.
(1) Murine (C57BL/6J) IVC Stasis Protokoll
<ol><li>OP-Vorbereitung Hinweis: Dies ist eine Operation, überleben und korrekte aseptische Technik muss daher stets befolgt werden. Dabei sicherstellen, dass alle Materialien zur Verfügung stehen, reinigen und Sterilisieren Instrumente vor und zwischen den Einsatz und Benennung eines sterilen Bereichs auf der Arbeitsfläche für alle sterilen Material.<ol>
<li>Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente und Materialien von Autoklaven. Ein Glas Bead Sterilisator ist ausreichend, Sterilisieren Instrument Tipps zwischen den Tieren, wenn mehrere Verfahren gleichzeitig durchgeführt wird.</li>
		<li>8-10 Wochen alte C57Bl/6 männliche Mäuse mit einer Mischung aus 100 % Sauerstoff und 2,5 % Isofluran zu betäuben. Hinweis: Stellen Sie den Fluss von Sauerstoff und Isofluran als notwendig.</li>
		<li>Anesthetization durch die hintere Pfote des Tieres zwischen den Zehen mit Zangen kneifen zu bestätigen. Keine Antwort von der Klemme gibt an, dass das Tier betäubt ist.</li>
		<li>Verabreichen Sie langsame Freisetzung Analgetikum (Buprenorphin) durch subkutane Injektion. Geben Sie Mäuse eine Dosis von 1 mg pro 1 kg Körpergewicht (1 mg/kg) Schmerzmittel.</li>
		<li>Platzieren Sie Augensalbe auf beiden Augen des Tieres keine Hornhaut Austrocknung für die Dauer des Verfahrens sicherzustellen.</li>
		<li>Verabreichen Sie 0,2 - 0,5 mL isotonischer Flüssigkeit pro 10 g Körpergewicht subkutan.</li>
		<li>Fixieren Sie das Tier auf dem OP-Tisch mit chirurgischen Klebeband. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf den Bauch zu entlarven. Operieren Sie auf ein Heizkissen zu Unterkühlung zu verhindern.</li>
		<li>Entfernen Sie Haare aus dem Bauch der Maus durch Anwendung einer Haarentfernung Creme für ca. 1-2 min. Wischen Bauchbereich reinigen mit Gaze und destilliertem Wasser, wenn nötig.</li>
		<li>Alternativ entfernen Sie die Haare aus dem Bauch durch die Rasur mit einem kleinen elektrischen Rasierapparat.</li>
		<li>Den Bauch mit Baxedin (Chlorhexidin Gluconat BP Lösung) vor der Herstellung Einschnitte zu sterilisieren. Gelten Sie Ethanol leicht mit Gaze, übermäßiger Hitze Verlust durch die Verdunstung des Alkohols zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Belichtung der unteren Hohlvene (IVC)
	<ol>
<li>Führen Sie chirurgische Scheren verwenden, eine Laparotomie um die Bauchhöhle zu öffnen.<ol>
<li>Heben Sie Haut mit einer Pinzette am Unterbauch und machen einen vertikalen Schnitt parallel zu beiden Seiten der Linea Alba. Den erste Schnitt zu machen, nach links oder rechts von der Linea Alba, abhängig von der Händigkeit des Betreibers. Der Schnitt erfolgt, bei der Ultraschall-Bildgebung weiter Weg von der Mittellinie.</li>
			<li>Machen Sie einen zweiten, horizontalen Einschnitt an der Spitze des Bauches. Hinweis: Nach dem Eindringen in die Bauchhöhle, die Muskulatur "Zelt" und dann Drang mit chirurgische Scheren zu Schäden an der Bauchorgane zu vermeiden.</li>
			<li>Wiederholen Sie die vertikale und horizontale Einschnitte auf dem Bauchmuskel-Layer des Tieres. Achten Sie darauf, die Muskulatur Zelt beim Eindringen in die Bauchhöhle um nicht unter die Organe zu schädigen. Achtung: Heben Sie Haut und Muskel vom Darm und anderen inneren Organe beim Einschnitte um ihnen Punktion nicht zu machen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Falten Sie die Haut und Muskel vom Einschnitt in die Bauchhöhle aussetzen.</li>
		<li>Gaze, befeuchtet mit Isotone Lösung, um die Seiten der Wunde Öffnung wenden und den Darm zu externalisieren. Druck auf beiden Seiten des Bauches, die Externalisierung des Darms zu unterstützen. Verwenden Sie sanfte Bewegungen mit einem Baumwolle Spitze Applikator, um den Darm zu bewegen. Einweichen Sie Gaze in isotonische Lösung und legen Sie es über das externalisierte Darm.<ol>
<li>Gaze sollte bereits vor der Platzierung auf Gewebe befeuchtet werden.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Bewegen Sie peritonealen Fett beiseite zu, und setzen Sie die IVC zwischen den Nieren- und Beckenkamm Adern.</li>
		<li>Machen Sie einen ersten Ermittlung des offensichtlichen Seitenäste. Einem Seitenast erscheint als kleiner, aber bedeutende Ader, die Weg von der IVC, zwischen den Nieren und den Beckenkamm Zweige Venen. Gefäßsystem variieren stark zwischen Mäusen. Mäuse haben Seitenäste vorhanden auf einer oder beiden Seiten von der IVC.</li>
	</ol></li>
	<li>Unterbindung der Seitenäste Hinweis: Wenn Seitenäste vorhanden sind, wird das folgende Verfahren jeweils gefolgt. Falls nicht vorhanden, fahren Sie mit Schritt 4: erste Naht Platzierung unter der IVC. Die Ligatur-Website von der IVC werden unmittelbar distal der linken renal Vene, unabhängig vom Vorhandensein von seitenästen.<ol>
<li>Durchführen Sie stumpfe Dissektion auf jeder Seite des Ortsverbandes Seite. Stumpfe Dissektion ist der Prozess wiederholt stumpfen Pinzette mit sanftem Druck, um die Faszie durchbrechen, ohne Beschädigung der umgebenden Gefäße zu öffnen. Vorsicht: Punktion oder die Vene zu beschädigen zu vermeiden.</li>
		<li>Heben Sie den Zweig und übergeben Sie einen Abschnitt von 6-0 Seide Naht unterhalb der Vene. Immer Vorsicht beim Heben oder bewegen Schiffe. Es empfiehlt sich, das Fett um die Schiffe zu packen, sonst besteht die Gefahr einer Beschädigung des Schiffes.</li>
		<li>Mit Naht Pinzette, machen Sie eine chirurgische Ligatur um den Seitenzweig mit standard chirurgische Knoten binden Technik. Vollständige Unterbindung erfolgt um zu 100 % Okklusion der Vene zu gewährleisten. Verwenden Sie mindestens drei binden wirft, um sicherzustellen, dass die Verbindung sicher ist.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 1.3 für alle verbleibenden Seitenäste.</li>
	</ol></li>
	<li>Dissektion der bauchschlagader von der IVC
	<ol>
<li>Führen Sie stumpfe Dissektion um die IVC unmittelbar distal von der linken renal Vene. Der bauchschlagader ist die IVC über Faszien befestigt, daher führen erste stumpfe Dissektion um die IVC und Bauchaorta. Achtung: Vermeiden Sie punktieren oder die Vene zu beschädigen. Bruch oder Punktion entweder Schiff nicht. Dies ist der wichtigste Teil des Verfahrens, mit dem höchsten Risiko für Schiff Schaden.</li>
		<li>Weiterhin üben Sie sanften Druck über stumpfe Dissektion, bis eine klare Fenster zwischen der Aorta und IVC vorgenommen wird.</li>
	</ol></li>
	<li>Naht-Platzierung und IVC-Ligatur
	<ol>
<li>Übergeben Sie einen Abschnitt von 6-0 Seide Naht unter dem IVC und Bauchaorta.</li>
		<li>Suchen Sie die Naht durch das Fenster zwischen der IVC und Aorta erstellt. Verwenden Sie Zange ziehen die Naht und Fädeln Sie ihn zwischen die Bauchaorta und IVC. Fädeln Sie den Faden durch sorgfältig, versuchte, nicht zu ziehen/Punktion der IVC und Bauchaorta.</li>
		<li>Machen Sie eine chirurgische Verbindung rund um die IVC mit Naht-Zange, ein total Verschluss der Vene zu gewährleisten. Wieder stellen der Ligatur unmittelbar distal von der linken renal Vene.</li>
		<li>Machen Sie drei Naht wirft der Ligatur zu sichern. Hinweis: Es ist auch möglich, die Naht unterhalb der IVC und Aorta vor der Trennung der beiden als eine Alternative zu übergeben. 7-0 Prolene Fäden können alternativ zur Unterbindung von den Seitentrieben und die IVC verwendet werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Wundverschluss und postoperative Pflege
	<ol>
<li>Vergewissern Sie sich, der bauchschlagader ununterbrochene gelassen worden ist und dass alle Seitenäste ligiert worden. Die IVC erscheint dilatative distal von der Ligatur-Website und kein Blut fließen wird sichtbar sein.</li>
		<li>Legen Sie alle peritonealen Fett und den Darm wieder in die Bauchhöhle.</li>
		<li>Schließen Sie die Wunde mit Naht Zange und 6-0 Seide Naht. Verwenden Sie eine laufende Naht (einfach kontinuierliche) und sicherzustellen Sie, dass die Naht nicht zu eng sein wird. Eine enge Naht wird brechen, wenn das Tier wacht auf und bewegt sich in seinem Käfig.<ol>
<li>Alternativ können Sie die PDS, Ethilon, Vicryl, Dexon oder Edelstahl-Clips für Wundverschluss.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Naht die Schicht der Bauchmuskel zunächst mit entsprechenden Naht Technik zu binden.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Nahttechnik für die Haut und überprüfen Sie Wundverschluss ausreicht. Hinweis: Wenn die gleichen Faden Nadel und Faden für mehrere Tiere verwenden, Sterilisieren Sie sowohl in 70 % igem Ethanol vor jedem Gebrauch.</li>
		<li>Entfernen Sie das Tier aus betäubende Gas und legen Sie sie in einem Inkubator 34 ° C für mindestens 30 Minuten.</li>
		<li>Auch hier verabreichen Sie 0,2 - 0,5 mL isotonischer Flüssigkeit pro 10 g Körpergewicht subkutan. Flüssigkeiten können in folgenden Tagen eingeräumt präoperative Körpergewicht bei Bedarf.</li>
		<li>Überwachen Sie das Tier bis zur Genesung zu gewährleisten erfolgreich operiert und die allgemeine Gesundheit des Tieres zu beurteilen. Vorsicht: Eine leichte Buckliger Haltung für ein invasives Verfahren wie diesem erwarten, aber das Tier verhält sich normalerweise schon 30 Minuten nach der Operation.</li>
		<li>Legen Sie das Tier in seinem eigenen Käfig, und stellen Sie es nicht mit anderen Tieren bis vollständig erholt.</li>
		<li>Neu verwalten Sie Analgetikum täglich für bis zu 48 h op.</li>
		<li>Legen Sie Lebensmittel auf dem Boden des Käfigs für die tierischen While in Genesung. Andere besondere Vorsicht ist in der Regel nicht erforderlich.</li>
		<li>Prüfen der Wundstelle für Rötung, Schwellung, oder Entlastung und andere Anzeichen einer Infektion.</li>
		<li>Entfernen Sie ggf. Fäden nach 7-10 Tagen.</li>
		<li>Euthanasie sofort durchführen, wenn eine Operation nicht erfolgreich ist (z. B. bedeutende Schiff Schäden und/oder Blut Verlust) oder Tier nicht mit Post-operative Betreuung verbessert. Sterbehilfe ist in der Regel in 48 h op durchgeführt. Verwenden Sie für längere Experimente 7-0 Prolene um zu verbinden Seitenäste und die IVC und 5-0 Vicryl Nähte um den Bauchraum zu schließen.<ol>
<li>Durchführen Sie Euthanasie durch Anesthetization des Tieres in eine Induktion wie zuvor beschrieben, außer bei 5 % Isofluran. Es folgt durch ersticken mit 100 % CO2 während betäubt.</li>
			<li>Führen Sie nach Bestätigung der Euthanasie durch Ersticken (Verlust von Herzschlag und keine Atmung) durch zervikale Dislokation um komplette Euthanasie zu gewährleisten.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>(2) Hochfrequenz-Ultraschall-Protokoll
Hinweis: Dieses Protokoll wird von der Lady Davis Institut Nagetier Phänotypisierung Kern SOP für Hochfrequenz-Ultraschall-Bildgebung angepasst. Dieses Protokoll wird 24 Stunden nach der Operation durchgeführt, aber kann schneller erfolgen, solange das Tier gut auf die Operation reagiert. Das Protokoll kann jederzeit an gesunden Mäusen durchgeführt werden und ist oft getan, vor und nach der Operation zu vergleichen.
<ol><li>
Vorbereitung der Tiere
	<ol>
<li>Legen Sie das Tier in eine Induktion Kammer und Betäuben Sie das Tier mit einer Mischung aus 100 % Sauerstoff und 2,5 % Isofluran zu.</li>
		<li>Herzfrequenz und temperaturmonitor einschalten. Stellung Wärmelampe über Tisch Tier warm zu halten während der Prozedur.</li>
		<li>Nehmen Sie das Tier aus der Induktion Kammer und Auge Gleitmittel um Hornhaut Austrocknung zu verhindern. Positionieren Sie das Tier auf die Analyseplattform und kleben Sie die Narkose Rohr zu Mund/Nase des Tieres.</li>
		<li>Warmen Ultraschall gel auf 37 ° C und legen Sie das Gel auf den Bauch des Tieres. Das Ultraschallgel wird erwärmt, mit einem Wasser-Heizung-System, dass Pumpen Warmwasser durch Spulen, die um die Gel-Flasche gewickelt sind.</li>
		<li>Für Messungen der Herzfrequenz (falls erforderlich) die 4 Elektroden die Analyseplattform Elektrodengel aufsetzen und die Pfoten des Tieres auf die Plattform/Elektroden mit chirurgischen Klebeband befestigen. Legen Sie das Tier in Rückenlage für die Bildgebung von der IVC. Die Ultraschall-imaging-System umfasst eine Analyseplattform, die wird erwärmt und Elektroden zur Überwachung des Tieres enthält.</li>
		<li>Für Temperaturmessungen Elektrodengel auf Thermometer und Einfügen in den Enddarm des Tieres.</li>
		<li>Passen Sie Wärmelampe und Isofluran als notwendig, um sicherzustellen, dass Tier ist komfortabel und hat eine Atmung zwischen 30-70 Bpm wird bei 37 ° c gehalten</li>
		<li>Falls erforderlich, Bauch des Tieres zu rasieren oder Haare mit Enthaarungscreme entfernen. Bewerben Sie sich für 1 bis 2 Minuten und wischen Sie mit Gaze und destilliertem Wasser reinigen. Hinweis: Zu viel Haar kann die Qualität der Bilder beeinflussen.</li>
		<li>Platzieren Sie Gaze unter oder auf die Seite des Tieres überschüssige Ultraschallgel zu fangen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bildgebung der IVC und Thrombus
	<ol>
<li>Schalten Sie die imaging-Software und beginnen Sie eine neue Studie.</li>
		<li>Wählen Sie eine geeignete Scanhead für die Bildgebung. Die hier verwendete Scanhead ist für die Bauchorgane (Frequenz: 35 MHz, Brennweite: 12,8 mm).</li>
		<li>Erfassen Sie alle relevanten Informationen über das Tier. Dazu gehören Tier ID, Geschlecht, Gewicht, Geburtsdatum, Stamm.</li>
		<li>Senken Sie die Scanhead nach unten, bis er das Ultraschallgel auf das Tier berührt.</li>
		<li>Starten Sie die Scanhead-Sonde um 2-D-Bildgebung des Tieres zu beginnen. In diesem Modus werden Bilder als zweidimensional in unterschiedlichen Graustufen dargestellt.</li>
		<li>Suchen Sie die IVC und bauchschlagader durch Bewegen der Maus-Plattform innerhalb des x- bzw. y-Ebene, während der Bewegung auch die Scanhead durch die Z-Ebene. Hinweis: Blut Schiffe mit ihren weißen Mauern und das Blut im Inneren erscheint fast schwarz. Bauchschlagader wird intensiv Pulsieren und haben dickere Wände, während der IVC haben dünnere Wände und Kompresse/erweitern leicht auf das Bild-wenn die Scanhead nach oben verschoben und nach unten. Die Ligatur-Website werden offensichtlich, da die Vene geweitet wird und die Vene Wand wird zu einem Punkt kommen. Jede Thrombus innerhalb gebildet werden solide unter Ultraschall-Bildgebung und wird nicht leicht komprimieren, wie die Wand der Vene. Die Vene wird erst oberhalb der Ligatur komprimieren, wo kein Thrombus gebildet wird.</li>
		<li>Bei der Ortung Zentrieren der IVC und die Ligatur-Seite Sie sie auf den Mittelpunkt des Ultraschalls, um die genaueste Bild zu erreichen.<ol>
<li>Wenn das Bild zu dunkel ist, um klar zu sehen, stellen das Gel und entfernen eventuell vorhandene Luftbläschen mit einem Baumwolle Spitze Applikator.</li>
			<li>Falls erforderlich, Scanhead 45° nach links oder rechts kippen und Nachjustieren der Tieren-Plattform um die Vene klar zu sehen. Dies geschieht wenn gibt es Interferenzen mit der Scanhead. In diesem Szenario muss die Vene in einem Seite-Winkel um die Naht zu vermeiden abgebildet werden. Hinweis: Bildstörungen verursacht in den meisten Fällen durch dunkle Flecken der Haut auf dem Tier, schlechte Wunde Naht Platzierung oder Luftblasen in das Ultraschallgel.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Mit der Software machen Sie Fotos von jedem gewünschten Strukturen und machen Sie Messungen Messung Werkzeug. Gemeinsamen Messungen umfassen Querschnittsfläche von den Thrombus oder Breite des Standortes Ligatur.</li>
		<li>Ändern Sie die bildgebenden Modus auf Pulswelle Doppler, Blut Durchflussmessungen zu machen. Dieser Modus ermöglicht die Darstellung der vaskulären Blutfluss und die Messung der Strömungsgeschwindigkeit, unter anderen Variablen.</li>
		<li>Kippen Sie die Analyseplattform um das hintere Ende des Tieres zu senken.</li>
		<li>Ändern Sie die Winkelstellung der Scanhead, so dass sie das Gel in einem Winkel von etwa 30° vom hinteren Ende des Tieres in Verbindung setzen wird.</li>
		<li>Positionieren Sie die Tier-Plattform und Scanhead. Die IVC und Ligatur zu verlagern, wenn nötig.</li>
		<li>Machen Sie Blut fließen Messungen rund um die Ligatur-Website zu bestätigen Stase und nehmen alle gewünschten Bilder. Gemeinsamen Messungen des Blutflusses enthalten Durchschnittsgeschwindigkeit, Peak Velocity oder mittlere Geschwindigkeit.</li>
		<li>Speichern Sie Messungen oder Aufnahmen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Clean-Up und Tier Erholung
	<ol>
<li>Erhöhen der Scanhead zur Ausgangsposition und tierischen Plattform in die Ausgangsposition zu positionieren.</li>
		<li>Entfernen Sie überschüssiges Gel aus dem Tier mit Gaze. Tun Sie dies sanft, so dass die Wunde Naht nicht gebrochen werden.</li>
		<li>Entfernen Sie das Thermometer aus dem Tier Rektum und nehmen Sie das Tier von der Plattform zu.</li>
		<li>Legen Sie das Tier in seinem Käfig und ein 34 ° C Inkubator.</li>
		<li>Überwachen Sie das Tier bis zur Genesung. Das Verfahren ist sehr kleine und nicht-invasiv. Das Tier wird schnell aufwachen. Weiterhin Tier in den folgenden Tagen gemäß Abschnitt 1.6 dieses Protokolls.</li>
		<li>Reinigen Sie die tierische Plattform mit Gaze und Desinfektionsmittel.</li>
		<li>Wischen Sie die Scanhead mit Gaze und destilliertem Wasser reinigen. Vorsicht: Reinigen der Scanhead sehr vorsichtig und nur mit destilliertem Wasser.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 2 für das nächste Tier.<ol>
<li>Wenn fertig mit allen Themen, stellen Sie sicher, dass alle Bilder und Aufnahmen gespeichert wurden. Dann schalten Sie alle Geräte und Software.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Es gibt mehrere wichtige Schritte für erfolgreiche venöse thrombusbildung mit dem Stase-Modell. Induktion einer Beinvenenthrombose ist eine größere Herausforderung in alten Mäusen durch die Anhäufung von Fett rund um die minderwertige Vena Cava und Aorta. Idealerweise sollte Mäuse durchläuft diese Prozedur 8 - 10 Wochen alt sein. Große Sorgfalt sollte nicht induzieren endothelschäden in der IVC während der stumpfe Dissektion und Ligatur. Darüber hinaus ist es entscheidend, das Tier in einem Inkubator 34 ° C ...

Venöse Thromboembolien (VTE), die tiefe Venenthrombose (DVT) und Lungenembolie besteht, ist die dritthäufigste Ursache von Herz-Kreislauf-Tod nach Herzinfarkt und Schlaganfall. Es ist eine häufige Erkrankung, die Auswirkungen auf 1-2 % der Bevölkerung, mit einer jährlichen Inzidenz von 1 in 500-1. VTE-Risiko kann zu führen: 1) Tod durch Lungenembolie; (2) Post-thrombotischen Syndrom, gekennzeichnet durch chronische Beinschmerzen, Schwellungen und Geschwüre; oder 3) Chronische pulmonale Hypertonie, was zu erheblichen chronischen Atemwegserkrankungen Kompromiss. VTE ist eine multifaktorielle Erkrankung und kann aus der Stasis des Blutflusses, Schäden an Gefäßwänden und/oder Hypercoagulable Staaten aufgrund einer Störung des Gleichgewichts zwischen der Koagulation und die fibrinolytische Systeme führen, wie es vor über hundert Jahren beschrieben wurde von Virchow und ist bekannt als die Virchow-Trias.
Da in den meisten Fällen unmöglich, Humanproben TVT erhalten ist, haben Forscher experimentelle Tiermodelle der DVT entwickelt. Mehrere Tiere einschließlich Ratte2, Maus3, Kaninchen4, Schwein5, Hund6und nicht-menschlichen Primaten7 wurden verwendet. Mäuse können gentechnisch verändert und sind die am häufigsten verwendeten Tiere DVT zu studieren. Wie bei allen Tieren ist spontane DVT jedoch nicht bei Mäusen beobachtet. So werden physikalische oder chemische Veränderungen der Vene Wand zur Thrombose bei Mäusen zu erstellen. Wir haben zuvor das Eisenchlorid Modell verwendet, um Thrombose in der minderwertigen Vena Cava (IVC) Mäuse8,9,10induzieren. Dieses Modell hat den Vorteil, zuverlässig produzieren okklusive Thromben innerhalb von Minuten und kann verwendet werden, um die Rolle der Antigerinnungsmittel und Anti-Thrombozyten Drogen während akuter TVT untersuchen. Es ist jedoch ein terminal Verfahren. So, um akute und chronische DVT zu untersuchen, ist die Stasis-Modell besser geeignet. In diesem Modell wird durch die vollständige Unterbrechung des Blutflusses in der IVC, einer der Faktoren im Virchow Trias für DVT Entwicklung thrombusbildung induziert. Dieses Modell lässt sich studieren, DVT-Bildung und Auflösung, die ein Vorteil im Vergleich zu den FeCl3 Modell11ist.
Wir haben eine nicht-invasive Methode zur thrombusbildung und Auflösung im Laufe der Zeit mit einem Micro-Imaging Hochfrequenz-Ultraschall-System12folgen entwickelt. Wir haben zuvor gezeigt, dass die Messung der venösen Thrombose mit Ultraschall positiv korreliert mit Thromben pathologisch erhalten. Wir haben in zwei weiteren Studien bestätigt, dass Messungen mit Ultraschall korrelieren mit Thromben Gewicht und Thrombus durch Histochemie9,10quantifiziert. Noch wichtiger ist, haben wir gezeigt, dass hochfrequente Ultraschall verwendet werden kann, um die Bildung von tiefen Venenthrombose in Mäusen12zu überwachen. Es kann auch zur Auflösung des Thrombus in eine nicht-invasive Weise quantifizieren.
Hier beschreiben wir das Protokoll so dass thrombusbildung mit der Stasis-induzierte Thrombose-Maus-Modell und wie thrombusbildung nicht-invasiv im Laufe der Zeit mittels Hochfrequenz Ultraschall überwacht werden kann.

<table><tbody><tr><td>6-0 perma-hand silk suture</td><td>Ethicon</td><td>706G</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Suture tying forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>blunt forceps (straight and curved)</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Needle Driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Moria Spring Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15396-00</td><td></td></tr><tr><td>1ml syringes</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>26G needles</td><td>Becton Dickinson &amp;amp; Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VEVO 770 High Resolution Imaging System</td><td>Visualsonics</td><td>No longer sold</td><td></td></tr><tr><td>SR Buprenorphine</td><td>ZooPharm</td><td></td><td>Given to LDI by Vet</td></tr><tr><td>Surgery Microscope</td><td>Leica</td><td>Leica M651</td><td></td></tr><tr><td>Systan eye oinment</td><td>Alcon</td><td>288/28062-0</td><td></td></tr><tr><td>2x2 sterile Gauze</td><td>CDMV</td><td>#104148</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tip Applicators</td><td></td><td></td><td>from JGH</td></tr><tr><td>Transpore hypoallergenic surgical tape</td><td>CDMV</td><td>#7411</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound gel (Aquasonic-100)</td><td>Dufort &amp;amp; Lavigne</td><td>#AKEN4061</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthetic chamber,hoses, and adminstration equipment</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hair remover</td><td>Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Water heated hard pad</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>#HHP-2</td><td></td></tr><tr><td>Gaymar heater water pump TP500</td><td>MATVET Inc.</td><td>#R-500305</td><td></td></tr><tr><td>Infra-red heating lamp</td><td>electrimat inc.</td><td>#1R175R-PAR</td><td></td></tr><tr><td>Mouse rectal temperature prope</td><td>emkaTECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile water</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr></tbody></table>

deep vein thrombosis induced by stasis in mice monitored by high frequency ultrasonography

Venenthrombose ist eine häufige Erkrankung, die Auswirkungen auf 1-2 % der Bevölkerung, mit einer jährlichen Inzidenz von 1 in 500. Venenthrombose führt zum Tod durch Lungenembolie oder Ergebnisse in der Post-thrombotischen Syndrom, gekennzeichnet durch chronische Beinschmerzen, Schwellungen und Geschwüre oder Chronische pulmonale Hypertonie, was zu erheblichen chronischen Atemwegserkrankungen Kompromiss. Dies ist die häufigste kardiovaskuläre Erkrankung nach Myokardinfarkt und ischämischen Schlaganfall und ist eine klinische Herausforderung für alle medizinischen Disziplinen, wie es den Kurs von anderen Erkrankungen wie Krebs, systemische Erkrankung, Operation und schweres Trauma erschweren kann.
Experimentelle Modelle sind notwendig, um diese Mechanismen zu untersuchen. Die Stasis-Modell induziert konsistente Thrombus Größe und eine messbare Menge des Thrombus. Allerdings ist es notwendig, systematisch verbinden Seitenäste der minderwertigen Vena Cava Variabilität in den Thrombus Größen und jede fehlerhafte Dateninterpretation zu vermeiden. Wir haben eine nicht-invasive Technik zur Messung der Thrombus Größe mittels Ultraschall entwickelt. Mit dieser Technik können wir Thrombus Entwicklung und Auflösung im Laufe der Zeit in der selben Tier bewerten. Diese Vorgehensweise schränkt die Anzahl der Mäuse für die Quantifizierung der Venenthrombose Einklang mit dem Grundsatz der Ersatz, Abbau und Veredelung von Tieren in der Forschung erforderlich. Wir haben bewiesen, dass Thromben Gewicht und histologischen Untersuchung des Thrombus Größe korrelieren mit Messung mit Ultraschall erhalten. Daher beschreibt die aktuelle Studie induzieren tiefe Venenthrombose bei Mäusen mit dem minderwertigen Vena Cava-Stasis-Modell und wie es mittels Hochfrequenz Ultraschall überwacht.

Stase Venenthrombose Modell
In die Stasis-Modell Mäusen werden betäubt, und ein Schnitt gemacht, der unteren Hohlvene (IVC) verfügbar zu machen. Der Schnitt erfolgt auf der linken oder rechten Seite der Maus anstelle einer Mittellinie Laparotomie in einer Weise, die nicht mit der Ultraschallsonde stören würde. Die Abdominal-Muskeln und der Haut sind Falten zurück zu entlarven die IVC (...

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Deep Vein Thrombosis Induced by Stasis in Mice Monitored by High Frequency Ultrasonography

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zum Venenthrombose mit einem Stasis-Modell zu erhalten. Darüber hinaus verwenden wir eine nicht-invasive Methode um thrombusbildung und Auflösung im Laufe der Zeit zu messen.

Tiefe Venenthrombose, induziert durch Stauung in den Mäusen durch Hochfrequenz-Sonographie überwacht

Venous thrombosis is a common condition affecting 1 - 2% of the population, with an annual incidence of 1 in 500. Venous thrombosis can lead to death ...

deep-vein-thrombosis-induced-stasis-mice-monitored-high-frequency

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

9.9K Aufrufe.  McGill University. Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zum Venenthrombose mit einem Stasis-Modell zu erhalten. Darüber hinaus verwenden wir eine nicht-invasive Methode um thrombusbildung und Auflösung im Laufe der Zeit zu messen.

Serie: Deep Vein Thrombosis Induced by Stasis in Mice Monitored by High Frequency Ultrasonography

Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

Elektrolytische Inferior Vena Cava Model (EIM) von Venenthrombosen

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

Forschung

Medizin

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Maus Komplette Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombose

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Optimierter Venenthrombose-Assay in einem Mauskrebsmodell mit Gefäßclips

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

Autor im Rampenlicht: Förderung der krebsassoziierten Thromboseforschung in Nagetiermodellen 

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

Krebsforschung

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

Stenose der minderwertigen Vena Cava: ein Mausmodell der tiefen Venenthrombose

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

Immunologie und Infektion

Methods for Acute and Subacute Murine Hindlimb Ischemia

Peripheral artery disease (PAD) is a leading cause of cardiovascular morbidity and mortality in developed countries, and animal models that reliably reproduce the human disease are necessary to develop new therapies for this disease. The mouse hindlimb ischemia model has been widely used for this purpose, but the standard practice of inducing acute limb ischemia by ligation of the femoral artery can result in substantial tissue necrosis, compromising investigators&#39; ability to study the vascular and skeletal muscle tissue responses to ischemia. An alternative approach to femoral artery ligation is the induction of gradual femoral artery occlusion through the use of ameroid constrictors. When placed around the femoral artery in the same or different locations as the sites of femoral artery ligation, these devices occlude the artery over 1 - 3 days, resulting in more gradual, subacute ischemia. This results in less substantial skeletal muscle tissue necrosis, which may more closely mimic the responses seen in human PAD. Because genetic background influences outcomes in both the acute and subacute ischemia models, consideration of the mouse strain being studied is important in choosing the best model. This paper describes the proper procedure and anatomical placement of ligatures or ameroid constrictors on the mouse femoral artery to induce subacute or acute hindlimb ischemia in the mouse.

Surgical induction of hindlimb ischemia in the mouse is useful to examine angiogenesis, however this is compromised in certain inbred mouse strains that display marked ischemia-induced tissue necrosis. Methods are described to induce subacute limb ischemia using ameroid constrictors to circumvent this problem through the induction of gradual arterial occlusion.

Methoden für die akute und subakute Murine hindlimb Ischemia

Peripheral artery disease (PAD) is a leading cause of cardiovascular morbidity and mortality in developed countries, and animal models that reliably ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Intravitalmikroskopie und Thrombusinduktion im Ohrläppchen eines Hairless Maus

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A problem encountered in experimental studies using murine models of SAH is that methods for in vivo monitoring of cerebral vasospasm in mice are lacking. Here, we demonstrate the application of high frequency ultrasound to perform transcranial Duplex sonography examinations on mice. Using the method, the internal carotid arteries (ICA) could be identified. The blood flow velocities in the intracranial ICAs were accelerated significantly after induction of SAH, while blood flow velocities in the extracranial ICAs remained low, indicating cerebral vasospasm. In conclusion, the method demonstrated here allows functional, noninvasive in vivo monitoring of cerebral vasospasm in a murine SAH model.

The aim of this manuscript is to present a sonography-based method that allows in vivo imaging of blood flow in cerebral arteries in mice. We demonstrate its application to determine changes in blood flow velocities associated with vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage (SAH).

Analyse des zerebralen Vasospasmus in einem murinen Modell der Subarachnoidalblutung mit hochfrequenten transkraniellen Duplex-Ultraschall

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

Tiefe Venenthrombose, induziert durch Stauung in den Mäusen durch Hochfrequenz-Sonographie überwacht

Zusammenfassung

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Elektrolytische Inferior Vena Cava Model (EIM) von Venenthrombosen

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Venöser Thrombose-Assay in einem Mausmodell für Krebs

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