We thank our colleagues for cDNA plasmids for template generation. The authors' work is supported by the Swedish Cancer Foundation (CAN 2010/553), the Swedish Foundation for International Cooperation in Research and Higher Education (IG2011-2042) and the Knut and Alice Wallenberg Foundation (KAW2012.0058).

<ol>
	<li>Hauptmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> In Situ Hybridization Methods. , (2015).</li><li>Kosman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiplex+detection+of+RNA+expression+in+Drosophila+embryos.">Multiplex detection of RNA expression in Drosophila embryos.</a> Science. 305 (5685), 846 (2004).</li><li>Itzkovitz, S., van Oudenaarden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validating+transcripts+with+probes+and+imaging+technology.">Validating transcripts with probes and imaging technology.</a> Nature Methods. 8 (4), S12-S19 (2011).</li><li>Kwon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+fluorescence+in+situ+hybridization:+Quantitative+imaging+of+single+RNA+molecules.">Single-molecule fluorescence in situ hybridization: Quantitative imaging of single RNA molecules.</a> Bmb Reports. 46 (2), 65-72 (2013).</li><li>Speel, E. 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Application to immunoassays.</a> J Immunol Methods. 125 (1-2), 279-285 (1989).</li><li>Hauptmann, G., Gerster, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multicolor+whole-mount+in+situ+hybridization.">Multicolor whole-mount in situ hybridization.</a> Methods Mol Biol. 137, 139-148 (2000).</li><li>S&#246;ll, I., Hauptmann, G., Hauptmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manual+and+automated+whole-mount+in+situ+hybridization+for+systematic+gene+expression+analysis+in+embryonic+zebrafish+forebrain.">Manual and automated whole-mount in situ hybridization for systematic gene expression analysis in embryonic zebrafish forebrain.</a> Neuromethods. 99, In situ hybridization methods, 171-206 (2015).</li><li>Bergalet, J., et al., Hauptmann, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcellular+transcript+localization+in+Drosophila+embryos+and+tissues+visualized+by+multiplex+FISH.">Subcellular transcript localization in Drosophila embryos and tissues visualized by multiplex FISH.</a> Neuromethods. 99, In situ hybridization methods, 369-391 (2015).</li><li>Walldorf, U., Gehring, W. 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The authors have nothing to disclose.

放射性標識された核酸プローブとのインサイチュハイブリダイゼーション（ISH）は、しばしば、組織切片上でRNAの局在を検出するために使用されます。放射性ISH法は、しかし、それほど敏感で時間がかかり、全体マウントで完全な転写物の分布パターンの感謝を許可していません。対照的に、本明細書に記載のMC-WISH法は、無傷の胚内での色の対比において、複数の遺伝子発現ドメインの直接比較を可能にします。 MC-WISHは、組織学的コンテキストが直ちに明らかと標準明視野顕微鏡によって簡単に可視化するという利点を有します。これは、可能性が高い精度で互いに地形的遺伝子発現ドメインに関連し、高速で信頼性の高い方法で、ユニークで重複発現部位を定義するために提供します。一方、多重化された蛍光ISH（FISH）は、感度、解像度に関して、より強力であり、細胞の、あるいはサブセルラー再あれば好ましく、使用されていますmRNA検出の溶液が必要です。 MC-WISHによってマップされた転写物の広いスペクトルは、実質的に任意の転写物が胚でなく、幼虫および成体組織およびショウジョウバエ以外の種だけでなく分析することができることを示唆しています。実際、 ショウジョウバエのためにここで詳述説明する手順は、ゼブラフィッシュ胚11,16,22と同様に効率的に動作します。また、MC-WISH法は無脊椎動物および脊椎動物胚および組織標本の多種多様に適用できます。 ハプテン - ラベルとプローブ濃度私たちは日常的にRNAプローブのハプテン標識としてフルオレセイン、ジゴキシゲニン、及びビオチンを使用しています。また、ジニトロフェノールで標識されたプローブは、ゼブラフィッシュWISH実験23-25 ​​に導入された、適用されてもよいです。フルオレセインは、最高の中古Fとなるように、フルオレセイン標識プローブは、他のハプテンのラベルと比較してより低い感度を表示または豊富な転写産物の検出。各新たに転写されたプローブは、最初にその性能を基質としてBCIP / NBTまたはファストレッドを使用していずれかで評価された単一のWISH実験で試験されています。プローブ濃度は、バックグラウンドの発生なしに強いシグナルを数時間に分以内に達成されたときに最適と考えられています。 興味の発現ドメインはMC-WISHによってその全範囲で検出されていることを確認するために、それは最も敏感な基質の組み合わせ、BCIP / NBTを使用して、単一ラベルWISH実験により各転写パターンを可視化することが不可欠です。これは、弱い発現ドメインは、マルチターゲット実験では見落とされていないことを保証します。他の基質の組み合わせの低い感度を補償することは、標準的なBCIP / NBT染色と比較して、プローブ濃度（三倍に）倍を使用することが不可欠です。 低pH不活性化低pH不活性化工程は、につながることができます第二および第三の染色ラウンドで減少し、信号検出結果としてアンチセンスハプテン標識RNAプローブ/センスのmRNAハイブリッドの部分的な崩壊。感度の損失を最小限に抑えるために、不活性化ステップは、可能な限り短いです。我々は、低pHでの10分間のインキュベーション時間は、AP活性を排除するのに十分であることを経験しました。大量の後続の迅速な洗浄は、未結合の抗体-APコンジュゲートの急速な希釈を確保し、ハプテン化プローブに再結合するのを防ぎます。代替手順は、パラホルムアルデヒド固定し、熱不活性化が含まれます。しかし、色の沈殿物の一部は、安定したパラホルムアルデヒド固定がAPの完全な不活性化のために十分ではないかもしれない加熱されません。第1の印加抗体-APコンジュゲートの不完全な不活性化は、検出される第2のmRNA種との表現で偽陽性の重複につながるラウンド以下の検出におけるmRNAパターンの再可視化につながることができます。したがって、対照実験番目でE胚が最初に適用抗体-APコンジュゲートの不活性化した後、2つの画分に分割されます。二次抗体-APコンジュゲートは、制御画分から省略され、第二の色反応の信号を生成してはなりません。第二の色反応を最初に対応する信号分布パターンを生成する場合は、その後不活性化手順は効率的ではなかったです。この場合には、低pHの停止溶液中でのインキュベーション時間は、次の実験のために延長されるべきです。 AP基質アプリケーションの注文感度は検出の後続の各​​ラウンドで降下するので、前より豊富転写物にあまり豊富でmRNAを検出することをお勧めします。ファスト染料が好ましく、より強い表現転写物の検出のための第一の染色ラウンドで適用されるように、また、ファストレッドとファーストブルー基板の組み合わせは、かなりpurpleblue BCIP / NBT染色よりも感度が低いです。これも時間その後のBCIP / NBT染色を監視しpurpleblue信号が軽く高速染料に関連して、あまりにも暗くなるまでの時間で停止させることができる利点など。したがって、標準的な2色の実験では、最初に強く発現されたmRNAは、ファストレッドによって検出され、第二BCIP / NBTずつ弱いです。しかし、しばらくして拡散するようになる沈殿物を生成した黄色INT基質の組み合わせを適用することができるファースト染料の代替として。したがって、BCIP / INTはもっぱら最後の染色ラウンドで適用されます。その結果、三色の実験では、我々は、多くの場合、最初のファストレッド、二BCIP / NBT（またはファーストブルー）と第3のINT基板を組み合わせて使用​​します。それはINTを適用するとき、できるだけ早くステンド胚を撮影することをお勧めであることに注意してください。 アゾ染料の蛍光検出これは、暗い色の沈殿物が軽いものをシャドウイングされたときに発現パターンの重複を認識することが困難な場合があることができます。 Fまたは、例えば、強く開発BCIP / NBT沈殿物を軽量化、高速色素信号をマスクすることができます。この問題を回避する1つの方法は、各染色後すぐに画像をキャプチャし、次の検出のラウンドの前に適用された色の沈殿物を除去することです。この場合、アルコール可溶性アゾ染料（ファストレッド）及びINT沈殿物は、それぞれ、第一及び第二の検出ラウンド後にエタノール洗浄により除去され、BCIP / NBT染色は最後AP-基板26として適用されます。別の可能性は、アゾ染料の蛍光特性を利用することです。ファストレッド、ローダミンフィルターを用いて可視化することができるファストブルー遠赤色フィルタ28,29を用いて観察することができるが、27を設定します 。それはあまりにも稠密になり、アゾ色素の蛍光シグナルを消光しないように、比較または発色および蛍光画像のオーバーレイは、時間で停止しなければならない共distribution.Usingこのアプローチを、BCIP / NBT信号発達の部位を明らかにすることができます反応生成物。

in situハイブリダイゼーション（ISH）は、細胞、組織および生物体1内の形態学的な文脈におけるRNA転写物の検出及び局在化のための標準的な方法です。 ISH法によって生成された信号は、一般的に、放射性、蛍光および発色検出システムによって可視化されます。近年、蛍光ISH（FISH）2の重要な技術的進歩は、単一分子3,4 .Whileまでの検出および定量RNA発現の単一細胞およびサブ細胞レベルでの及びRNAの可視化を可能にする、劇的に改善された感度と分解能が得られました洗練された単一分子FISH法は、より専門的な用途に使用され、発色ISHは、研究および臨床診断においてインサイチュ検出方法においてルーチンRNAとして普及しています。発色検出用の酵素の沈殿反応が部位に対照的な色に見える製品を生成した、使用されていますハイブリダイゼーション5。これは、RNAの可視化ルーチン組織学的染色および形態学的状況に組み合わせることができる利点は、標準的な明視野顕微鏡により直ちに明らかです。また、適用される色基質の多数は、永久的な試料調製が5を得ることができるように、有機および/ ​​または水性マウント媒体中で安定な析出物を生じます。 ショウジョウバエでは、初期ISHプロトコルを切片材 6上の転写産物を検出するための放射性同位体で標識したプローブを適用しました。それは、組織切片からの全胚または臓器系の完全な転写パターンを再構築することは困難であるが、非放射性標識プローブを用いた発色ISH法の適用は、全マウント7にRNAの分布を検出するグローバルすることができます。発色性ISHの多くのバリエーションが存在するが、典型的にin situハイブリダイゼーション （WISH）プロトコルHYB でホールマウントridizedハプテン標識プローブは、レポーター酵素に結合した抗ハプテン抗体によって検出されたmRNA転写物は、沈殿色原体によって可視化されます。 レポーターによって生成異なる色の沈殿物のパレットは、アルカリホスファターゼ（AP）、西洋ワサビペルオキシダーゼ（POD）、およびβ-ガラクトシダーゼ（GAL）1における複数のターゲットの特徴的な検出と同じサンプル8-14を可能にする酵素。しかしながら、POD酵素活性は、限られた時間の間持続し、追加（チラミド）シグナル増幅なしで15以下豊富な転写物の検出は、これらの酵素に挑戦することができるようにGAL比色反応は、幾分敏感です。対照的に、APの永続的な活性が長く持続する基質代謝回転と高い信号対雑音比を可能にします。そのため、異なる色の基質とAPレポーター酵素を用いて順次検出が効果的に成功を収めており、単一胚における最大3つの異なる転写産物の特徴的な検出10-12,16。 このマルチターゲット発色WISH（MC-WISH）方式（ 図1）14のために、標識アンチセンスRNAプローブを、 インビトロ転写によって生成され、利用可能なハプテンラベルの1つでマーク。胚は、ホルムアルデヒド固定し、メタノール処理およびプロテイナーゼK消化することによって透過されます。胚のハイブリダイゼーションは同時に異なる遺伝子にそれぞれ特異的な3つまでの異なる標識アンチセンスRNAプローブを用いて行われます。ストリンジェンシー洗浄により未結合のプローブを除去した後、各ハプテン標識は、検出の別々のラウンドで可視化されます。単一の検出ラウンドは、ローカライズされた安定した色の沈殿物を生成し、AP-基板を適用することにより、APとRNAの可視化に結合した抗ハプテン抗体と胚のインキュベーションで構成されています。抗体検出および染色した後、適用される抗体-AP conjuゲートは、低pH洗浄によって除去されます。多色実験では、検出の各ラウンドは、異なるハプテン標識を標的とする抗体を使用し、各転写パターンが異なる色の基板（ 表1）によって可視化されます。胚はグリセロールで取り付けられ、微分干渉コントラスト（DIC）光学系を用いた高解像度複合顕微鏡で撮像されます。

<table><tbody><tr><td>Deionized, diethylpyrocarbonate (DEPC) treated water</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0603</td><td></td></tr><tr><td>T7 RNA Polymerase&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>EP0111</td><td></td></tr><tr><td>T3 RNA Polymerase&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>EP0101</td><td></td></tr><tr><td>SP6 RNA Polymerase&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>EP0131</td><td></td></tr><tr><td>RiboLock RNase Inhibitor&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>EO0381</td><td></td></tr><tr><td>DNase I, RNase-free&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>EN0521</td><td></td></tr><tr><td>NTP Set</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0481</td><td></td></tr><tr><td>Digoxigenin-11-UTP</td><td>Roche</td><td>11209256910</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescein-12-UTP</td><td>Roche</td><td>11427857910</td><td></td></tr><tr><td>Biotin-16-UTP</td><td>Roche</td><td>11388908910</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium acetate</td><td>Applichem</td><td>A2936</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, absolute&amp;nbsp;</td><td>Merck</td><td>100983</td><td></td></tr><tr><td>di-Sodium hydrogen phosphate</td><td>Scharlau</td><td>SO0339</td><td></td></tr><tr><td>Sodium dihydrogen phosphate</td><td>Scharlau</td><td>SO0331</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma</td><td>32213</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K</td><td>Thermo Scientific</td><td>EO0491</td><td></td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma</td><td>G7126</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid&amp;nbsp;</td><td>Merck</td><td>100317</td><td></td></tr><tr><td>tri-Sodium citrate</td><td>Scharlau</td><td>SO0200</td><td></td></tr><tr><td>deionized formamide</td><td>Applichem</td><td>A2156</td><td></td></tr><tr><td>RNA type VI from torula yeast</td><td>Sigma</td><td>R6625</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium salt</td><td>Applichem</td><td>A3004</td><td></td></tr><tr><td>Dextran sulfate sodium salt</td><td>Sigma</td><td>D6001</td><td></td></tr><tr><td>Sheep serum</td><td>Sigma</td><td>S2263</td><td></td></tr><tr><td>Sheep anti-biotin-AP Fab fragments&amp;nbsp;</td><td>Roche</td><td>11426303001</td><td></td></tr><tr><td>Sheep anti-digoxigenin-alkaline phosphatase (AP) Fab fragments</td><td>Roche</td><td>11093274910</td><td></td></tr><tr><td>Sheep anti-fluorescein-AP Fab fragments</td><td>Roche</td><td>11426303001</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit anti-dinitrophenyl-AP antibody</td><td>Vector laboratories</td><td>MB-3100</td><td></td></tr><tr><td>Tris-(hydroxymethyl)-aminomethane</td><td>Scharlau</td><td>TR04241000</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Scharlau</td><td>MA0036</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Scharlau</td><td>SO0227</td><td></td></tr><tr><td>Levamisole</td><td>Sigma</td><td>L9756</td><td></td></tr><tr><td>N,N-Dimethylformamide</td><td>Sigma</td><td>D4551</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxide</td><td>Applichem</td><td>A3006</td><td></td></tr><tr><td>Fast Red tablet set</td><td>Sigma</td><td>F4648</td><td></td></tr><tr><td>Fast Blue BB salt</td><td>Sigma</td><td>F3378</td><td></td></tr><tr><td>Naphthol-AS-MX-phosphate</td><td>Sigma</td><td>N5000</td><td></td></tr><tr><td>Naphthol-AS-GR-phosphate</td><td>Sigma</td><td>N3625</td><td></td></tr><tr><td>Naphthol-AS-BI-phosphate</td><td>Sigma</td><td>N2250</td><td></td></tr><tr><td>Magenta-Phos</td><td>Biosynth</td><td>B7550</td><td></td></tr><tr><td>INT</td><td>Sigma</td><td>I8377</td><td></td></tr><tr><td>NBT</td><td>Applichem</td><td>A1243</td><td></td></tr><tr><td>BCIP</td><td>Applichem</td><td>A1117</td><td></td></tr><tr><td>INT/BCIP solution</td><td>Roche</td><td>11681460001</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol 86-88%</td><td>Scharlau</td><td>GL0023</td><td></td></tr><tr><td>Universal incubator</td><td>Memmert</td><td>BE400</td><td></td></tr><tr><td>Waterbath</td><td>Memmert</td><td>WB14</td><td></td></tr><tr><td>Heat block</td><td>Grant</td><td>QBT2</td><td></td></tr><tr><td>Netwell&amp;nbsp; inserts 15 mm</td><td>Corning</td><td>3477</td><td></td></tr><tr><td>Netwell carrier kit 15 mm</td><td>Corning</td><td>3520</td><td></td></tr><tr><td>12-well cell culture plate</td><td>Corning</td><td>3513</td><td></td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Sarstedt</td><td>83.3922</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml microtube</td><td>Sarstedt</td><td>72.690.001</td><td></td></tr><tr><td>2.0 ml microtube</td><td>Sarstedt</td><td>72.691</td><td></td></tr></tbody></table>

multi-target chromogenic whole-mount in situ hybridization for comparing gene expression domains in drosophila embryos

胚発生および器官形成の間に活性な遺伝子調節ネットワークを解析するためには、正確に異なる遺伝子をその場で互いに空間的関係で表現する方法を定義することが不可欠です。マルチターゲット発色ホールマウントin situハイブリダイゼーション （MC-WISH）は、同じサンプル試料の色の対比で異なるmRNA種の独特の視覚化を可能にするように大きく、遺伝子発現パターンの瞬間比較を容易に 。これにより、高精度な地形的相互に遺伝子発現ドメインを関連付けるために、固有の重複発現部位を定義する可能性を提供します。提示されたプロトコルでは、我々は、 ショウジョウバエ胚における種々の遺伝子のmRNA発現パターンを比較するためにMC-WISH手順を説明します。 3 RNAプローブを、それぞれ別の遺伝子に特異的な、異なるハプテンによって標識まで、同時に胚サンプルにハイブリダイズされ、その後、アルカリによって検出NEフォスファターゼ基づく比色免疫組織化学。説明する手順は、 ショウジョウバエのためにここで詳述するが、ゼブラフィッシュ胚と同様に動作します。

記載されているプロトコルは、異なる色で複数の転写パターンの同時可視化を可能にします。 MC-WISHは直接、同じ胚における異なる遺伝子の発現パターンを比較する利点を提供します。一例として、 空気門の発現パターン（EMS）19、 フシtarazu（FTZ）20とずさんなペアの 1（SLP1）21を直接 キイロショウジョウバエの胚盤葉期胚に比べ、色の色合いの様々な可視化されている（ 図4） 。 異なるAP基質の組み合わせは、対照的な色の沈殿物（ 表1）のパネルを得るために利用可能です。ファストレッドおよびBCIP / NBTによって生成紫色の沈殿によって生成される赤色の沈殿を容易に区別することができるので、最も一般的に使用され二色実験におけるLY（ 図4A）。ファストレッド色が転写物の部分的な同時分布の場合には偽装されるように、しかし、BCIP / NBT染色はすぐにではなく、暗い色になることができます。したがって、ファストブルーの適用はそれぞれ、NAMP、NAGPとNABPと組み合わせて、青色、緑色、紫色の製品を生成する、有利で​​ある （表1）であることができます。 NAMPでのファーストブルーの組み合わせは 、EMSとそれぞれ赤と青で可視化SLP1発現部位（ 図4B）のために、ここで示すように、隣接または重複表現ドメインにおけるファストレッド製品から容易に識別可能であるライトブルーの色を提供します。緑のEMSドメインが明らかに赤SLP1の発現部位（ 図4C）から独特であるように、ファーストブルーNAGPの組み合わせは、ファストレッド染色に似た強いコントラストを提供します。しかし、EMSとSLP1発現部位が解除された場合ファーストブルーNABPとファストレッドによりtected、それぞれ、結果として紫と赤の色の析出物が（ 図4D）以下に識別可能です。前述したようにSLP1と赤と緑でFTZ式で示されるように、ファストレッドとファーストブルーNAGPはそれぞれ、（ 図4D）を区別するのは簡単です。 INTとの組み合わせでMagentaPhosはFTZ（ 図 4C、E）の分節式を明らかにするために使用された黄色の沈殿物を生成します。それぞれファーストブルーNAMPとMAG / INT、（ 図 4E）とSLP1とFTZの検出によって例示されるような黄色の沈殿物が青色の基材への良好なコントラストを生成します。しかし、黄色の沈殿物がファストレッド製品からあまり容易に識別可能です。 EMSの黄色に染色された発現領域はほとんどdistiすることができます<html>赤（ 図 4F）に示すSLP1の吻側式からnguished。したがって、色基質の組み合わせは、各実験のために慎重に選択しなければなりません。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53830/53830fig1.jpg" /> MC-WISHの図1のフローチャート。3つのユニークな転写パターンの色とりどりの可視化のために、異なる抗体-APコンジュゲートと各検出サイクルの色基質の組み合わせのどちらかを選択します。略語：AP​​、アルカリホスファターゼ; BIO、ビオチン; DIG、ジゴキシゲニン。 FLUO、フルオレセイン。他の略語は伝説4と表図 1を参照してください。 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53830/53830fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> S / ftp_upload / 53830 / 53830fig2.jpg &quot;/&gt; 胚担体として図2のインサート。（A）15 mmの直径および74ミクロンのメッシュサイズのポリエステル膜と底部に取り付けられたインサートは、 ショウジョウバエ胚担体として使用されます。 （B）インサートを種々の溶液のための貯蔵トレーとして機能する12ウェルプレート内に組み立てられます。 （C）利用可能なキャリアとハンドルを同時に（D）12インサート/胚サンプルの処理が可能になります。 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53830/53830fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53830/53830fig3.jpg" /> 染色された胚の図3のマウント。胚は、スペーサとして機能するカバーガラス、の2つのスタック間で70％グリセロールの低下に取り付けられます。アプリのジェントル移動嘘をついた大型カバーガラスは、観察や写真撮影のために所望の向きに取り付けられた胚を回転させるのに役立ちます。 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53830/53830fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53830/53830fig4.jpg" /> 図4。 ショウジョウバエの 胚における mRNA転写物の多色の可視化 。 ショウジョウバエの胚におけるMC-WISH実験の例は、横方向のビューから表示されます。 空気門 （EMS）のmRNAの発現パターン、 フシtarazu（FTZ）とずさんなペア1（SLP1） は各パネルに表示されている別のAPの色の基質の組み合わせによって可視化されます。転写物は、（A）FTZ FLUO および EMS DIG、（によって検出しました<stroNG&gt; B）はFLUO、EMS BIO、およびFTZ DIG、（C）EMS BIO、FLUOはSLP1、およびFTZ DIG、（D）FTZ BIO、FLUOはSLP1、 および EMS DIG、（E）SLP1 FLUO、EMS DIGをSLP1と、バイオFTZ FTZ BIO、（F）は 、FLUOをSLP1、 および EMS DIGが標識プローブ。ハプテン標識プローブは、免疫組織化学的に記載された順序で次々と検出されました。略語：FBファーストブルー。 FR、ファストレッド錠。他の略語は、伝説が1と表図 1を参照してください。 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53830/53830fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> 基板の組み合わせ </td><td> 1ミリリットルAPのバッファに追加 </td><td> Concentraン[/ mlの] </td><td> APバッファ </td><td> 色 </td><td> 信号感度 </td></tr><tr><td> BCIP NBT </td><td> 3.5μlの4.5μL </td><td> 175 337.5 </td><td> SB9.5 </td><td>パープル</td><td> +++ </td></tr><tr><td> MAGのINT </td><td> 5μlの5μL </td><td> 250 250 </td><td> SB9.5 </td><td>黄</td><td> + </td></tr><tr><td> BCIP / INT原液</td><td> 7.5μL </td><td> 250 250 </td><td> SB9.5 </td><td>黄</td><td> + </td></tr><tr><td>ファーストブルーNAMP </td><td> 5μlの5μL </td><td> 250 250 </td><td> SB8.2 </td><td>ブルー</td><td> ++ </td></tr><tr><td>ファーストブルーNABP </td><td> 20μlの10μlの</td><td>千500 </td><td> SB8.2 </td><td>バイオレット</td><td> ++ </td></tr><tr><td>ファーストブルーNAGP </td><td> 10μlの10μlの</td><td> 500 500 </td><td> TT8.2 </td><td>緑色</td><td> + </td></tr><tr><td>ファストレッドNAMP </td><td> 1錠</td><td>千400 </td><td> TT8.2 </td><td>赤</td><td> ++ </td></tr></tbody></table> 表1 基質の組み合わせ略語：+++、強いです;。 ++、媒体と、 +、弱いNBT、4-ニトロブルーテトラゾリウムクロリド; BCIP、5-ブロモ-4-クロロ-3-インドリル - ホスフェート。 INT、2-（4-ヨードフェニル）-3-（4-ニトロフェニル）-5-フェニルテトラゾリウムクロリド。 MAG、マゼンタフォス、5-ブロモ-6-クロロ-3-インドリル - ホスフェート、NAMP、ナフトールAS-MXリン酸; NABP、ナフトールAS-BIリン酸; NAGP、ナフトールAS-GR-リン酸塩; SB9.5、pHは9.5で染色緩衝液; SB8.2、pHは8.2で染色緩衝液; TT8.2、pHは8.2でトリス - トゥイーンバッファー。

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Multi-target Chromogenic Whole-mount In Situ Hybridization for Comparing Gene Expression Domains in Drosophila Embryos

我々は、色の沈殿物を対照することによって三つの異なるmRNAの分布パターンの同時および特定の検出を可能にする、完全なショウジョウバエの胚におけるマルチターゲット発色性ホールマウントin situハイブリダイゼーション （MC-WISH）の手順を説明します。

マルチターゲット発色ホールマウント<em&gt;その場で</em&gt;ハイブリダイゼーションにおける遺伝子発現のドメインを比較します<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚

To analyze gene regulatory networks active during embryonic development and organogenesis it is essential to precisely define how the different genes are ...

multi-target-chromogenic-whole-mount-situ-hybridization-for-comparing

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Multi-target Chromogenic Whole-mount In Situ Hybridization for Comparing Gene Expression Domains in Drosophila Embryos

11.4K ビュー.  Stockholm University. 我々は、色の沈殿物を対照することによって三つの異なるmRNAの分布パターンの同時および特定の検出を可能にする、完全なショウジョウバエの胚におけるマルチターゲット発色性ホールマウントin situハイブリダイゼーション （MC-WISH）の手順を説明します。 

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High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

In our efforts to determine the patterns of expression and subcellular localization of Drosophila RNAs on a genome-wide basis, and in a variety of tissues, we have developed numerous modifications and improvements to our original fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol. To facilitate throughput and cost effectiveness, all steps, from probe generation to signal detection, are performed using exon 96-well microtiter plates. Digoxygenin (DIG)-labelled antisense RNA probes are produced using either cDNA clones or genomic DNA as templates. After tissue fixation and permeabilization, probes are hybridized to transcripts of interest and then detected using a succession of anti-DIG antibody conjugated to biotin, streptavidin conjugated to horseradish peroxidase (HRP) and fluorescently conjugated tyramide, which in the presence of HRP, produces a highly reactive intermediate that binds to electron dense regions of immediately adjacent proteins. These amplification and localization steps produce a robust and highly localized signal that facilitates both cellular and subcellular transcript localization. The protocols provided have been optimized to produce highly specific signals in a variety of tissues and developmental stages. References are also provided for additional variations that allow the simultaneous detection of multiple transcripts, or transcripts and proteins, at the same time.

High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

The described RNA in situ hybridization protocol allows the detection of RNA in whole Drosophila embryos or dissected tissues. Using 96-well microtiter plates and tyramide signal amplification, transcripts can be detected at high resolution, sensitivity, and throughput, and at a relatively low cost.

ショウジョウバエの胚とパスチラミドシグナル信号増幅を利用した生体表面の高解像度蛍光In Situハイブリダイゼーション

In our efforts to determine the patterns of expression and subcellular localization of Drosophila RNAs on a genome-wide basis, and in a variety of ...

遺伝学

Generation of Genome-wide Chromatin Conformation Capture Libraries from Tightly Staged Early Drosophila Embryos

Investigating the three-dimensional architecture of chromatin offers invaluable insight into the mechanisms of gene regulation. Here, we describe a protocol for performing the chromatin conformation capture technique in situ Hi-C on staged Drosophila melanogaster embryo populations. The result is a sequencing library that allows the mapping of all chromatin interactions that occur in the nucleus in a single experiment. Embryo sorting is done manually using a fluorescent stereo microscope and a transgenic fly line containing a nuclear marker. Using this technique, embryo populations from each nuclear division cycle, and with defined cell cycle status, can be obtained with very high purity. The protocol may also be adapted to sort older embryos beyond gastrulation. Sorted embryos are used as inputs for in situ Hi-C. All experiments, including sequencing library preparation, can be completed in five days. The protocol has low input requirements and works reliably using 20 blastoderm stage embryos as input material. The end result is a sequencing library for next generation sequencing. After sequencing, the data can be processed into genome-wide chromatin interaction maps that can be analyzed using a wide range of available tools to gain information about topologically associating domain (TAD) structure, chromatin loops, and chromatin compartments during Drosophila development.

Generation of Genome-wide Chromatin Conformation Capture Libraries from Tightly Staged Early Drosophila Embryos

This work describes a protocol for the generation of high resolution in situ Hi-C libraries from tightly staged pre-gastrulation Drosophila melanogaster embryos.

しっかりと段階的な初期のショウジョウバエの胚からゲノムワイドなクロマチン構造キャプチャ ライブラリの生成

Investigating the three-dimensional architecture of chromatin offers invaluable insight into the mechanisms of gene regulation. Here, we describe a ...

Double Whole Mount in situ Hybridization of Early Chick Embryos

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  gene expression in brain, neural tube, somite and heart primordia formation. This video demonstrates the different steps in 2-color whole mount in situ hybridization; First, the embryo is dissected from the egg and fixed in paraformaldehyde. Second, the embryo is processed for prehybridization. The embryo is then hybridized with two different probes, one coupled to DIG, and one coupled to FITC.  Following overnight hybridization, the embryo is incubated with DIG coupled antibody. Color reaction for DIG substrate is performed, and the region of interest appears blue. The embryo is then incubated with FITC coupled antibody. The embryo is processed for color reaction with FITC, and the region of interest appears red. Finally, the embryo is fixed and processed for phtograph and sectioning. A troubleshooting guide is also presented.

This video demonstrates 2-color whole mount in situ hybridization, a method by which the spatial and temporal expression pattern of 2 different genes can be visualized in young chick embryos. This method was originally introduced by David Wilkinson, Domingos Henrique, Phil Ingham and David Ish -Horowicz.

初期のニワトリ胚のin situハイブリダイゼーションダブルホールマウント

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

生物学

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

Visualizing Cytoskeleton-Dependent Trafficking of Lipid-Containing Organelles in Drosophila Embryos

Early Drosophila embryos are large cells containing a vast array of conventional and embryo-specific organelles. During the first three hours of embryogenesis, these organelles undergo dramatic movements powered by actin-based cytoplasmic streaming and motor-driven trafficking along microtubules. The development of a multitude of small, organelle-specific fluorescent probes (FPs) makes it possible to visualize a wide range of different lipid-containing structures in any genotype, allowing live imaging without requiring a genetically encoded fluorophore. This protocol shows how to inject vital dyes and molecular probes into Drosophila embryos to monitor the trafficking of specific organelles by live imaging. This approach is demonstrated by labeling lipid droplets (LDs) and following their bulk movement by particle image velocimetry (PIV). This protocol provides a strategy amenable to the study of other organelles, including lysosomes, mitochondria, yolk vesicles, and the ER, and for tracking the motion of individual LDs along microtubules. Using commercially available dyes brings the benefits of separation into the violet/blue and far-red regions of the spectrum. By multiplex co-labeling of organelles and/or cytoskeletal elements via microinjection, all the genetic resources in Drosophila are available for trafficking studies without the need to introduce fluorescently tagged proteins. Unlike genetically encoded fluorophores, which have low quantum yields and bleach easily, many of the available dyes allow for rapid and simultaneous capture of several channels with high photon yields.

Visualizing Cytoskeleton-Dependent Trafficking of Lipid-Containing Organelles in Drosophila Embryos

In the early Drosophila embryo, many organelles are motile. In principle, they can be imaged live via specific fluorescent probes, but the eggshell prevents direct application to the embryo. This protocol describes how to introduce such probes via microinjection, and then analyze bulk organelle motion via particle image velocimetry.

ショウジョウバエ胚における脂質含有細胞小器官の細胞骨格依存性トラフィッキングの可視化

Early Drosophila embryos are large cells containing a vast array of conventional and embryo-specific organelles. During the first three hours of ...

発生生物学

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures are lengthy and technically demanding with multiple important steps that collectively contribute to the quality of the final result. This protocol describes in detail several key quality control steps for optimizing probe labeling and performance. Overall, our protocol provides a detailed description of the critical steps necessary to reproducibly obtain high quality results. First, we describe the generation of digoxygenin (DIG) labeled RNA probes via in vitro transcription of DNA templates generated by PCR. We describe three critical quality control assays to determine the amount, integrity and specific activity of the DIG-labeled probes. These steps are important for generating a probe of sufficient sensitivity to detect endogenous mRNAs in a whole mouse embryo. In addition, we describe methods for the fixation and storage of E8.5-E11.5 day old mouse embryos for in situ hybridization. Then, we describe detailed methods for limited proteinase K digestion of the rehydrated embryos followed by the details of the hybridization conditions, post-hybridization washes and RNase treatment to remove non-specific probe hybridization. An AP-conjugated antibody is used to visualize the labeled probe and reveal the expression pattern of the endogenous transcript. Representative results are shown from successful experiments and typical suboptimal experiments.

Whole Mount in Situ Hybridization of E8.5 to E11.5 Mouse Embryos

This whole mount in situ hybridization protocol discusses critical steps that ensure reproducible high quality results for gene expression studies in E8.5-E11.5 day old mouse embryos.

全体のマウント<em&gt;上皮内</emE11.5マウス胚へのE8.5&gt;ハイブリダイゼーション

Whole mount in situ hybridization is a very informative approach for defining gene expression patterns in embryos. The in situ hybridization procedures ...

Quantitative Comparison of cis-Regulatory Element (CRE) Activities in Transgenic Drosophila melanogaster

Gene expression patterns are specified by cis-regulatory element (CRE) sequences, which are also called enhancers or cis-regulatory modules. A typical CRE possesses an arrangement of binding sites for several transcription factor proteins that confer a regulatory logic specifying when, where, and at what level the regulated gene(s) is expressed. The full set of CREs within an animal genome encodes the organism&prime;s program for development1, and empirical as well as theoretical studies indicate that mutations in CREs played a prominent role in morphological evolution2-4. Moreover, human genome wide association studies indicate that genetic variation in CREs contribute substantially to phenotypic variation5,6. Thus, understanding regulatory logic and how mutations affect such logic is a central goal of genetics. 
Reporter transgenes provide a powerful method to study the in vivo function of CREs. Here a known or suspected CRE sequence is coupled to heterologous promoter and coding sequences for a reporter gene encoding an easily observable protein product. When a reporter transgene is inserted into a host organism, the CRE&prime;s activity becomes visible in the form of the encoded reporter protein. P-element mediated transgenesis in the fruit fly species Drosophila (D.) melanogaster7 has been used for decades to introduce reporter transgenes into this model organism, though the genomic placement of transgenes is random. Hence, reporter gene activity is strongly influenced by the local chromatin and gene environment, limiting CRE comparisons to being qualitative. In recent years, the phiC31 based integration system was adapted for use in D. melanogaster to insert transgenes into specific genome landing sites8-10. This capability has made the quantitative measurement of gene and, relevant here, CRE activity11-13 feasible. The production of transgenic fruit flies can be outsourced, including phiC31-based integration, eliminating the need to purchase expensive equipment and/or have proficiency at specialized transgene injection protocols. 
Here, we present a general protocol to quantitatively evaluate a CRE&prime;s activity, and show how this approach can be used to measure the effects of an introduced mutation on a CRE&prime;s activity and to compare the activities of orthologous CREs. Although the examples given are for a CRE active during fruit fly metamorphosis, the approach can be applied to other developmental stages, fruit fly species, or model organisms. Ultimately, a more widespread use of this approach to study CREs should advance an understanding of regulatory logic and how logic can vary and evolve.

Quantitative Comparison of cis-Regulatory Element CRE Activities in Transgenic Drosophila melanogaster

Phenotypic variation for traits can result from mutations in cis-regulatory element (CRE) sequences that control gene expression patterns. Methods derived for use in Drosophila melanogaster can quantitatively compare the levels of spatial and temporal patterns of gene expression mediated by modified or naturally occurring CRE variants.

の定量的比較シス</emトランスジェニックで> -調節エレメント（CRE）の活動キイロショウジョウバエ</em

Gene expression patterns are specified by cis-regulatory element (CRE) sequences, which are also called enhancers or cis-regulatory modules. A typical CRE ...

Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) using Drosophila tissue

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at different developmental stages. Epigenetic regulation contributes to a broad spectrum of biological processes, including cellular differentiation during embryonic development and homeostasis in adulthood. A critical strategy in epigenetic studies is to examine how various histone modifications and chromatin factors regulate gene expression. To address this, Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) is used widely to obtain a snapshot of the association of particular factors with DNA in the cells of interest.
ChIP technique commonly uses cultured cells as starting material, which can be obtained in abundance and homogeneity to generate reproducible data. However, there are several caveats: First, the environment to grow cells in Petri dish is different from that in vivo, thus may not reflect the endogenous chromatin state of cells in a living organism. Second, not all types of cells can be cultured ex vivo. There are only a limited number of cell lines, from which people can obtain enough material for ChIP assay.
Here we describe a method to do ChIP experiment using Drosophila tissues. The starting material is dissected tissue from a living animal, thus can accurately reflect the endogenous chromatin state. The adaptability of this method with many different types of tissue will allow researchers to address a lot more biologically relevant questions regarding epigenetic regulation in vivo1, 2. Combining this method with high-throughput sequencing (ChIP-seq) will further allow researchers to obtain an epigenomic landscape.

Chromatin Immunoprecipitation ChIP using Drosophila tissue

Recently high-throughput sequencing technology has greatly increased sensitivity of Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) experiment and prompted its application using purified cells or dissected tissue. Here we delineate a method to use ChIP technique with Drosophila tissue, which can address the endogenous chromatin state in a well-characterized biological system.

を使用してクロマチン免疫沈降（ChIP）ショウジョウバエ組織

Epigenetics remains a rapidly developing field that studies how the chromatin state contributes to differential gene expression in distinct cell types at ...

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Assessing the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization properties of its transcribed RNA, are key features for understanding its biological function during development. RNA in situ hybridization (RNA-ISH) is a powerful method used for visualizing RNA distribution properties, be it at the organismal, cellular or subcellular levels 1. RNA-ISH is based on the hybridization of a labeled nucleic acid probe (e.g. antisense RNA, oligonucleotides) complementary to the sequence of an mRNA or a non-coding RNA target of interest 2. As the procedure requires primary sequence information alone to generate sequence-specific probes, it can be universally applied to a broad range of organisms and tissue specimens 3. Indeed, a number of large-scale ISH studies have been implemented to document gene expression and RNA localization dynamics in various model organisms, which has led to the establishment of important community resources 4-11. While a variety of probe labeling and detection strategies have been developed over the years, the combined usage of fluorescently-labeled detection reagents and enzymatic signal amplification steps offer significant enhancements in the sensitivity and resolution of the procedure 12. Here, we describe an optimized fluorescent in situ hybridization method (FISH) employing tyramide signal amplification (TSA) to visualize RNA expression and localization dynamics in staged Drosophila embryos. The procedure is carried out in 96-well PCR plate format, which greatly facilitates the simultaneous processing of large numbers of samples.

Whole Mount RNA Fluorescent in situ Hybridization of Drosophila Embryos

Here we describe a whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol for determining the expression and localization properties of RNAs expressed during embryogenesis in the fruit fly, Drosophila melanogaster.

ホールマウントRNAを蛍光<em&gt;その場で</emの&gt;ハイブリダイゼーション<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;胚

Assessing  the expression pattern of a gene, as well as the subcellular localization  properties of its transcribed RNA, are key features for ...

Multiplex Detection of Gene Expression in the Intact Drosophila Brain Using Expansion-Assisted Iterative Fluorescence In Situ Hybridization

Understanding gene expression is essential for deciphering cellular functions. However, methods for analyzing the expression of numerous genes in situ within a given tissue remain limited. The EASI-FISH protocol described here has been adapted to detect the expression of dozens of genes in the intact adult Drosophila central nervous system (CNS) using commercially available reagents. This protocol includes a new gel formulation that enhances gel robustness, enabling multiple rounds of hybridization and allowing the embedding of multiple brains per gel. This improvement increases throughput, facilitates optimal comparison of experimental conditions, and reduces reagent costs. Additionally, by employing the GAL4-UAS system for co-detection of green fluorescent protein (GFP), gene expression can be visualized in specific neuronal or glial cell types. Notably, the high resolution achieved through expansion microscopy, combined with the sensitivity of the method, allows for the detection of single RNA transcripts. This approach effectively integrates high image quality with high throughput, making it a powerful tool for studying gene expression throughout the intact fly brain.

Expansion-Assisted Iterative Fluorescence In Situ Hybridization (EASI-FISH) is a robust technique that combines expansion microscopy with fluorescence in situ hybridization (FISH) to detect the expression of multiple genes in thick tissue. This protocol outlines recent advancements in the method and its adaptation for labeling the intact Drosophila central nervous system..

Understanding gene expression is essential for deciphering cellular functions. However, methods for analyzing the expression of numerous genes in situ ...

マルチターゲット発色ホールマウント

要約

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ショウジョウバエの胚とパスチラミドシグナル信号増幅を利用した生体表面の高解像度蛍光In Situハイブリダイゼーション

しっかりと段階的な初期のショウジョウバエの胚からゲノムワイドなクロマチン構造キャプチャライブラリの生成

初期のニワトリ胚のin situハイブリダイゼーションダブルホールマウント

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

ショウジョウバエ胚における脂質含有細胞小器官の細胞骨格依存性トラフィッキングの可視化

全体のマウント

の定量的比較シス -調節エレメント（CRE）の活動キイロショウジョウバエ

を使用してクロマチン免疫沈降（ChIP）ショウジョウバエ組織

ホールマウントRNAを蛍光

Multiplex Detection of Gene Expression in the Intact Drosophila Brain Using Expansion-Assisted Iterative Fluorescence In Situ Hybridization

マルチターゲット発色ホールマウント

要約

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ショウジョウバエの胚とパスチラミドシグナル信号増幅を利用した生体表面の高解像度蛍光In Situハイブリダイゼーション

しっかりと段階的な初期のショウジョウバエの胚からゲノムワイドなクロマチン構造キャプチャ ライブラリの生成

初期のニワトリ胚のin situハイブリダイゼーションダブルホールマウント

ゼブラフィッシュの全マウント高分解能二重蛍光上皮内ハイブリダイゼーション

ショウジョウバエ胚における脂質含有細胞小器官の細胞骨格依存性トラフィッキングの可視化

全体のマウント

の定量的比較シス -調節エレメント（CRE）の活動キイロショウジョウバエ

を使用してクロマチン免疫沈降（ChIP）ショウジョウバエ組織

ホールマウントRNAを蛍光

Multiplex Detection of Gene Expression in the Intact Drosophila Brain Using Expansion-Assisted Iterative Fluorescence In Situ Hybridization

しっかりと段階的な初期のショウジョウバエの胚からゲノムワイドなクロマチン構造キャプチャライブラリの生成