Questo lavoro è stato sostenuto da borse di ricerca dal National Institutes of Health (EY022383 e EY022683; EJD) e Core concessione (P30EY001765), imaging e Microscopia Core Module.

Etica Dichiarazione: Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con le linee guida stabilite dal Comitato Istituzionale cura degli animali e Usa Johns Hopkins University. Nota: I topi utilizzati durante le riprese sono C57BL / 6 topi da Jackson, anche se altri ceppi di roditori o specie possono anche essere usati. Quando si utilizzano altri ceppi o specie, essere consapevoli del fatto che i dosaggi di anestesia e sequenza temporale lesioni possono variare. È importante adattare condizioni I / R per ospitare ceppo, specie e variazioni sperimentali. 1. Preparare il cocktail di anestesia <ol><li> Combinare 1,25 ml ketamina, 0,625 ml Xilazina, 0.375 ml Acepromazine, e 22,75 ml di tampone fosfato salino in una provetta da centrifuga da 50 ml. NOTA: Per il resto del manoscritto, questa soluzione sarà indicato come il cocktail. </li><li> Filtrare il cocktail in una nuova sterili 50 ml provetta utilizzando una siringa da 60 ml ed un filtro 0.20 micron. Etichetta e data di questo nuovo tuessere. </li><li> Completamente avvolgere il tubo di cocktail in un foglio di alluminio per evitare la degradazione indotta dalla luce dell&#39;anestetico. NOTA: Il cocktail può essere conservato a temperatura ambiente e riutilizzato fino alla data di scadenza del suo ingrediente primo-in scadenza. </li></ol> 2. Preparare l&#39;anestesia Booster <ol><li> In una provetta da centrifuga da 50 ml, 4 ml combinare ketamina e 16 ml tampone fosfato salino. NOTA: Questa soluzione sarà d&#39;ora in poi indicato come ripetitore. </li><li> Filtrare il ripetitore in una nuova sterili 50 ml provetta utilizzando una siringa da 60 ml ed un filtro 0.20 micron. Etichetta e data di questo nuovo tubo. NOTA: Il booster può essere conservato a temperatura ambiente e riutilizzato fino alla data di scadenza del suo ingrediente primo-in scadenza. </li></ol> 3. Preparare la sala operatoria <ol><li> Impostare la temperatura ambiente tra 18 ° C e 21 ° C. </li><li> Accendere il tavolo operatorio, e regolare il suo calore superficie al highetemperatura st. </li><li> Coprire tutte le superfici di lavoro con traverse chirurgiche. </li><li> Disporre una gabbia vuota o un altro contenitore sul tavolo operatorio per riscaldarsi. </li><li> Disporre una scala e un tagger orecchio sul piano di lavoro. </li></ol> 4. Preparare la soluzione salina bilanciata con eparina di sodio <ol><li> Aggiungere 0,5 ml di eparina sodica per un IV bottiglia da 500 ml di soluzione salina bilanciata (HBSS). </li><li> Inserire la punta del set primario prepierced tubi Y-site nella bottiglia dello 0,1% eparina sodica. </li></ol> 5. Impostare la IV Polo <ol><li> Appendere la bottiglia dello 0,1% eparina sodica dall&#39;estensione pole IV, e far scattare aprire il tappo del filtro dell&#39;aria sul set primario prepierced tubi Y-site. </li><li> Elevate bottiglia eparina sodica 0,1% a 163 cm (120 mmHg). Misurare l&#39;altezza dal piano del tavolo al picco del gocciolatoio eparina sodica. </li><li> Rimuovere eventuali bolle d&#39;aria nel tubo IV muovendo manualmente il set di primaria prepierced tubi Y-site. </li&gt; </ol> 6. Impostare l&#39;eparina sodica Drip <ol><li> Collegare il set di primaria prepierced tubi Y-site al collettore cinque valvole. </li><li> Collegare 30-gauge ½ aghi pollici per il collettore di cinque-porta con Luer maschio Luer raccordi per tubi di sesso maschile. </li><li> Inserire ciascuno dei aghi da 30 gauge ½ pollice nel proprio segmento 10 pollici di tubo da 30 gauge. </li><li> Utilizzando hemostats, rompere le punte degli aghi dei nuovi 30 gauge ½ pollici aghi e inserire le loro estremità smussata nel tubo da 30 gauge. Sterilità o la disinfezione delle punte degli aghi saranno necessari per Step 8.3. </li><li> Con del nastro, disporre i tubi 30-gauge con aghi tale che i tubi collegati alle porte interne sono posizionati sulla parte superiore dei tubi collegati alle porte esterne. Questo accordo consentirà di evitare grovigli di tubi durante l&#39;incannulamento della camera anteriore. </li><li> Accendere il flusso eparina 0,1% di sodio al collettore cinque valvole e per ogni singolo porto. <ol><li> Assicurarsi che il 0,1%eparina sodica scorre fortemente per ciascuna porta. Se una porta scorre debolmente, sostituire il porto o cancellarlo con aria da una siringa sterile. </li><li> Lasciare che il eparina 0,1% di sodio di fluire per 2 - 3 minuti per eliminare le bolle d&#39;aria dai tubi da 30 gauge e collettore a 5 valvole. </li></ol></li><li> Spegnere tutte le porte sul collettore a 5 valvole. </li></ol> 7. Preparare i topi per Chirurgia <ol><li> Portare i topi per la sala operatoria. Fornire bottiglie di acqua per ogni gabbia al fine di prevenire la disidratazione animale durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Registrare il peso di ciascun topo. </li><li> Iniettare ogni mouse per via intraperitoneale con 0,02 ml di cocktail per grammo di peso corporeo. </li><li> TAG e registrare il numero di ogni mouse. </li><li> Posizionare tutti i topi nel contenitore vuoto sul tavolo operatorio. Consentire 5-10 min per tutti i topi per ottenere profondità anesthetization come confermato dall&#39;assenza di risposta del pedale recesso a pinch punta. </li><li> Per ogni mouse, somministrare una goccia diTropicamide in ciascun occhio per la dilatazione della pupilla e la lubrificazione a breve termine. </li><li> Per ogni mouse, somministrare una goccia di proparacaina in ciascun occhio per anestesia locale e la lubrificazione a breve termine. </li><li> Disporre i topi nell&#39;ordine di anestesia in modo che il primo mouse da anestetizzato sarà il primo mouse da incannulato. </li><li> Lasciare circa 2 min per il collirio per avere effetto. </li><li> Preparare diritte pezzi 4 pollici di nastro tirando saldamente sul nastro. Mettere da parte un pezzo di nastro per ogni mouse. NOTA: Non riuscendo a tirare saldamente sul nastro comporterà arricciatura del nastro. </li></ol> 8. cannulate camera anteriore <ol><li> Disporre il primo mouse sotto il microscopio operatorio, e mettere a fuoco il microscopio sulla cornea preferito. NOTA: Cannulazione può essere eseguita su entrambi gli occhi. A destra chirurghi dominanti possono trovare it più semplice per cannulare l&#39;occhio sinistro, mentre a sinistra chirurghi dominanti possono preferire il diritto. </li><li> Accendere prima porta eparina sodica 0,1% sul collettore cinque valvole. </li><li> Sotto il microscopio operatorio, utilizzare un paio di pinze per proptose delicatamente l&#39;occhio. Inserire il 30-gauge cannula nella camera anteriore approssimativamente a metà strada tra le fibre zonule e l&#39;apice della cornea. <ol><li> Fare attenzione a non graffiare o pungere l&#39;iride, lente, o superficie corneale interna. </li><li> Evitare di penetrare la cornea una seconda volta. </li><li> Utilizzando un movimento rotatorio delicato per superare l&#39;attrito tra la cannula e la cornea, inserire la cannula profondamente nella camera anteriore. </li></ol></li><li> Utilizzare una striscia di nastro adesivo per fissare il tubo 30-gauge al tavolo. Per ridurre al minimo il movimento della cannula inserita, premere il tubo da 30 gauge contro il piano del tavolo, mentre per raggiungere il nastro. </li><li> Registrare l&#39;ora di inizio della chirurgia. </li><li> Utilizzando il microscopio, verify che nessuna perdita è evidente. Se la perdita è presente, il movimento di fluido sarà visibile vicino all&#39;occhio. </li><li> Visivamente confermare distensione oculare osservando che l&#39;occhio I / R è maggiore l&#39;occhio controlaterale. Insieme, l&#39;assenza di perdite e la presenza di distensione oculare dimostrano una elevazione successo della pressione intraoculare. </li><li> Applicare ipromellosa in entrambi gli occhi. Ipromellosa serve a lubrificare le microperdite cornea e di tenuta. Riapplicare ipromellosa, se necessario (circa ogni 30 minuti) per la lubrificazione sostenuta. </li><li> Ripetere il punto 8 fino a quando tutti gli animali sono stati cannulata. </li></ol> 9. Monitor anestesia <ol><li> Utilizzare il pizzico punta, l&#39;osservazione visiva dei baffi, o l&#39;osservazione visiva della coda per verificare che ogni mouse rimane anestetizzato. Nel caso di un mouse dare prova di una risposta del pedale di ritiro, spasmi baffo, o il movimento della coda, procedere immediatamente al punto 9.2. </li><li> Se un mouse comincia a risvegliare durante l&#39;intervento chirurgico, ascensorela coda di iniettare 0,05 ml di richiamo per via intraperitoneale nel basso addome da dietro il mouse. Lasciare 1 - 2 min per il richiamo abbia effetto. </li><li> Nel caso di un mouse richiede sedazione supplementari, ripetere il passo 9, se necessario. </li></ol> 10. Rimuovere la cannula dalla camera anteriore <ol><li> Per ciascun animale, dopo 90 minuti sono trascorsi, tirare delicatamente la cannula dalla camera anteriore. </li><li> Untape il mouse dal tavolo operatorio, facendo attenzione a non disturbare il tubo della cannula di animali adiacenti. </li><li> Lubrificare entrambi gli occhi con gel lubrificante. </li><li> Come cannule successive vengono rimossi, organizzare i topi nel contenitore vuoto sul tavolo operatorio per recuperare da un intervento chirurgico. Non spegnere il calore del tavolo operatorio. </li><li> Consentire, come minimo, 2 - 3 ore per il recupero sul tavolo operatorio riscaldato. Osservare i topi spesso fino a quando non hanno pienamente recuperato dal anestesia. </li></ol> 11. Pulire l&#39;EqAZIONE DEI DISPOSITIVI <ol><li> Disinfettare le cannule utilizzando cotone imbevuto di alcol. NOTA: Altri metodi per la disinfezione o sterilizzazione, come autoclave, può essere sostituito. </li><li> Espellere 0,1% di sodio eparina dal collettore 5 valvole, aghi 30 gauge, tubazione 30 gauge e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempita con aria. </li><li> Lavare il collettore a 5 valvole, aghi da 30 gauge, tubi 30-gauge, e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempita con acqua distillata. </li><li> Espellere l&#39;acqua distillata dal collettore a 5 porte, aghi da 30 gauge, tubi 30-gauge, e cannule utilizzando una siringa da 60 ml riempito di aria. </li><li> Dopo la disinfezione cannule e il risciacquo l&#39;apparato tubi, conservare questa apparecchiatura per il riutilizzo. </li><li> Negozio, scartare, o spegnere tutte le altre apparecchiature. Lasciare il calore del tavolo chirurgico su. </li></ol> 12. Ritorno Tutti i topi nelle loro gabbie per la casa <ol><li> Dopo che i topi si svegliano da un intervento chirurgico (dopo 2 - 3 ore), tornare ogni animale alla sua gabbia casa. Fornire cibo gel per ogni gabbia. Rientro tutte le gabbie nelle loro stanze designate. </li><li> Spegnere il fuoco del tavolo operatorio. Eliminare tutti i rifiuti, e pulire la suite chirurgica. </li></ol> 13. Effettuare la valutazione della retina <ol><li> Se del caso, raccogliere retine per l&#39;analisi istologica o scuro adattarsi topi per la registrazione elettroretinogramma. </li></ol>

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The authors have no disclosures.

I retina / infortunio R da elevata IOP ha dimostrato la sua utilità nella modellazione danni cellulari e disfunzioni, soprattutto neurodegenerazione, nel roditore unità retina neurovascolare. Questa procedura fornisce un tessuto controllo robusto ed è facilmente raggiungibile in termini di sofisticazione tecnica. È stato notato in questo e altri modelli di pregiudizio I / R che aumentando la pressione e la durata di ischemia può aumentare la gravità delle lesioni 24. Per questo motivo, alcuni praticanti...

Retina ischemia-riperfusione (I / R) caratterizza molte patologie retiniche umane, compreso il glaucoma, retinopatia diabetica, e occlusioni vascolari retiniche 1. In retina I / R, riduzione del flusso sanguigno (ischemia) nei vasi della retina crea uno stato di ipersensibilità della retina di ossigeno e altre sostanze nutritive, precipitando gravi ossidativo e danno infiammatorio quando la circolazione viene successivamente ripristinato (riperfusione) 2. La retina neurale appare particolarmente vulnerabili a questi cambiamenti, con neurodegenerazione retinica è forse la caratteristica più saliente del danno I / R-indotta. Qui presentata è un protocollo per modellare retinica lesioni I / R nel topo. Questa tecnica consente ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi e strategie di trattamento per le malattie umane dell&#39;unità neurovascolare della retina. Lanciato nel 1952 da chirurghi cercano di capire le conseguenze neurodegenerative di anemia chirurgica 3, rodent della retina I / R da elevata pressione intraoculare (IOP) è stata ristabilita nel 1991 con lo scopo di uniformare gli endpoint neurodegenerative dopo insulto ischemico 4. Utilizzando la goccia di un serbatoio di soluzione salina per aumentare IOP sopra la pressione sanguigna sistolica, questi studi hanno dimostrato che sotto pressione incannulamento oculare è stato sufficiente a sospendere la circolazione retinica e quindi avviare la degenerazione neuronale. Più recenti sforzi utilizzando retina I / R da elevata IOP hanno iniziato ad elaborare i meccanismi alla base di I / R-indotta neurodegenerazione retinica 5-12. Diversi gruppi hanno riportato alterazioni patologiche aggiuntive, tra cui l&#39;infiammazione 13,14, la permeabilità vascolare 15,16, e capillare degenerazione 14,17. Presi insieme, questi studi hanno stabilito retina lesione di I / R da elevata IOP come modello di malattia neurovascolare della retina, più in generale. Caratterizzazione dei meccanismi di danno I / R è essenziale per lo studio di vamalattia scular. Retinica lesioni I / R da elevata IOP è uno dei tanti modelli di lesioni indotta da ipossia, tra cui le lesioni di I / R in polmone 18, il cuore, il cervello 19 20, fegato, reni 21 22, e intestino 23. Questi modelli sono stati di primaria importanza nel promuovere la nostra comprensione della malattia vascolare e dei suoi rimedi clinici. Estendendo lo studio dei processi di I / R per tessuti oculari, ho retina / lesioni R da elevata IOP aiuta a dipingere un quadro più completo di queste condizioni correlate. Corrispondente a stretto contatto con le condizioni cliniche neurodegenerative in retina, ho retina / lesioni R da elevata IOP presenta uno strumento prezioso per i ricercatori interessati ad esplorare patogenesi ischemica. Il protocollo qui descritto è mirato, trattabili, e accessibile. Si è completato bene da endpoint in degenerazione neuronale, come la quantificazione dei neuroni della retina, la misurazione dello spessore della retina, e R elettrofisiologicoecording della funzione dei neuroni della retina. Questo modello ha dimostrato la sua utilità nel portare avanti un&#39;indagine neurovascolare, e si vede promessa a guadagnare status di un protocollo fondamentale nella ricerca della medicina visiva.

<table><tbody><tr><td>Heparin Sodium Injection, USP</td><td>Abraxis Pharmaceutical Products</td><td></td><td>1,000 USP/ml</td></tr><tr><td>BSS Sterile Irrigating Solution</td><td>Alcon Laboratories, Inc.</td><td>9007754-0212</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>SC-2 kg Digital Pocket Scale</td><td>American Weigh Scales, Inc.</td><td>SC-2 kg</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>1% (10 mg/ml)</td></tr><tr><td>Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>0.5% (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>427400</td><td>Inner diameter: 427400</td></tr><tr><td>30 G 1/2 PrecisionGlide Needles</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>BC 1 ml TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26 G x 3/8</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>BD 60 ml Syringe Luer-Lok Tip</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>000000-1179-101</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Syringe Filter</td><td>Corning Inc.</td><td>CLS431224</td><td>0.20 &amp;micro;m</td></tr><tr><td>Durasorb Underpads</td><td>Covidien</td><td>1038</td><td>23 x 24 inches</td></tr><tr><td>Alcohol Prep</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td>2 Ply, Medium</td></tr><tr><td>Student Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Hartman Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1x)</td><td>Invitrogen</td><td>10010-049</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>15230-204</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>C57BL/6J Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td><td>LLOYD, Inc.</td><td></td><td>20 mg/ml</td></tr><tr><td>Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td><td>MediChoice</td><td></td><td>3-Gram Packet</td></tr><tr><td>NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td><td>Navilyst Medical, Inc.</td><td>70039355</td><td>5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td></tr><tr><td>Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td><td>OCuSOFT, Inc.</td><td></td><td>2.5% (25 mg/ml)</td></tr><tr><td>Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td><td>Pfizer, Inc.</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Trans-Pal I.V. Stand&amp;nbsp;</td><td>Pryor Products</td><td>372</td><td>Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td></tr><tr><td>Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td><td>Vet One</td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td><td>VSSI</td><td>100-4041-21</td><td></td></tr><tr><td>Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td><td>Warner Instruments</td><td>64-1579</td><td></td></tr></tbody></table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

Retina ischemia-riperfusione (I / R) è un processo fisiopatologico contribuire al danno cellulare in più condizioni oculari, inclusi il glaucoma, retinopatia diabetica, e occlusioni vascolari retiniche. modelli di roditori di danno I / R stanno fornendo spunti significativi in ​​meccanismi e strategie di trattamento per I / R ferita umana, soprattutto per quanto riguarda i danni neurodegenerativo nell&#39;unità neurovascolare della retina. Presentato qui è un protocollo per indurre retina lesioni I / R nei topi attraverso l&#39;elevazione della pressione intraoculare (IOP). In questo protocollo, la camera anteriore oculare è cannulata con un ago, attraverso il quale scorre la goccia di un serbatoio salina elevata. Utilizzando questa goccia per aumentare IOP sopra sistolica pressione arteriosa, un professionista interrompe temporaneamente il flusso di sangue interno della retina (ischemia). Quando la circolazione viene ripristinato (riperfusione) per la rimozione della cannula, gravi danni cellulari ne deriva, in ultima analisi, con conseguente nella neurodegenerazione della retina. Stud recentii dimostrano l&#39;infiammazione, la permeabilità vascolare, e capillare la degenerazione come ulteriori elementi di questo modello. Rispetto alle metodologie di I / R retina alternativi, come la legatura delle arterie della retina, ho retinica / infortunio R da elevata IOP offre vantaggi nella sua specificità anatomica, trattabilità sperimentale, e l&#39;accessibilità tecnica, proponendosi come uno strumento prezioso per l&#39;esame patogenesi neuronale e terapia in l&#39;unità neurovascolare della retina.

Gli effetti neurodegenerativi di I / R retina di elevata pressione intraoculare sono comunemente valutata utilizzando due approcci standard. NeuN immunomarcatura dei nuclei neuronali ha rivelato una significativa perdita di cellule neuronali seguenti I / R insulto (Figura 1). In breve, gli occhi enucleati 7 giorni dopo I / R sono state fissate in paraformaldeide, etichettato con il marcatore delle cellule neuronali NeuN, e tutto montato. Le immagini sono state catturate ...

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Questo articolo descrive una procedura per l&#39;induzione della retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare nei topi. Retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare serve per modellare patologie umane caratterizzate da ossigeno compromessa e consegna dei nutrienti nella retina, consentendo ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi cellulari e trattamenti per le malattie umane dell&#39;unità neurovascolare della retina.

Un modello murino di retina ischemia-riperfusione lesioni a causa di aumento della pressione intraoculare

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

a-mouse-model-retinal-ischemia-reperfusion-injury-through-elevation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K Views.  Johns Hopkins University.  Questo articolo descrive una procedura per l'induzione della retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare nei topi. Retina danno da ischemia-riperfusione da elevata pressione intraoculare serve per modellare patologie umane caratterizzate da ossigeno compromessa e consegna dei nutrienti nella retina, consentendo ai ricercatori di esaminare i potenziali meccanismi cellulari e trattamenti per le malattie umane dell'unità neurovascolare d...

Video: A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Laser-Induced Chronic Ocular Hypertension Model on SD Rats

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Laser-Induced cronica ipertensione oculare su Ratti modello SD

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular ...

Ricerca

Biologia

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

Un modello di topo indotta da laser di cronica ipertensione oculare per caratterizzare difetti visivi

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Medicina

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

Glaucoma inducono Procedura in un<em&gt; In Vivo</em&gt; Modello di ratto e tutto il montaggio Retina Preparazione

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Un modello del Glaucoma indotto da sutura Circumlimbal nei ratti e nei topi

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Reversible Silicon Oil-Induced Ocular Hypertension Model in Mice

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing stable IOP elevation in mice that mimics the post-operative complication of using silicone oil (SO) as a tamponade agent in human vitreoretinal surgery. In this protocol, SO is injected into the anterior chamber of the mouse eye to block the pupil and prevent inflow of aqueous humor. The posterior chamber accumulates aqueous humor and this in turn increases the IOP of the posterior segment. A single SO injection produces reliable, sufficient, and stable IOP elevation, which induces significant glaucomatous neurodegeneration. This model is a true replicate of secondary glaucoma in the eye clinic. To further mimic the clinical setting, SO can be removed from the anterior chamber to reopen the drainage pathway and allow inflow of aqueous humor, which is drained through the trabecular meshwork (TM) at the angle of the anterior chamber. Because IOP quickly returns to normal, the model can be used to test the effect of lowering IOP on glaucomatous retinal ganglion cells. This method is straightforward, does not require special equipment or repeat procedures, closely simulates clinical situations, and may be applicable to diverse animal species. However, minor modifications may be required.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse eyes by intracameral injection of silicone oil and the procedure for silicone oil removal from the anterior chamber to return elevated intraocular pressure to normal.

Un modello di ipertensione oculare indotta da olio di silicone reversibile nei topi

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

Modello di retinopatia indotta dall'ossigeno per le malattie retiniche ischemiche nei roditori

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic nerve and retinal ganglion cell (RGC) degeneration, resulting in visual dysfunction by interrupting the transmission of visual information from the eye to the brain. Elevated intraocular pressure is the most important risk factor; thus, several models of ocular hypertension have been developed in rodents by either genetic or experimental approaches to investigate the causes and effects of the disease. Among those, some limitations have been reported such as surgical invasiveness, inadequate functional assessment, requirement of extensive training, and highly variable extension of retinal damage. The present work characterizes a simple, low-cost, and efficient method to induce ocular hypertension in rodents, based on low-temperature, full-circle cauterization of the limbal vascular plexus, a major component of aqueous humor drainage. The new model provides a technically easy, noninvasive, and reproducible subacute ocular hypertension, associated with progressive RGC and optic nerve degeneration, and a unique post-operative clinical recovery rate that allows in vivo functional studies by both electrophysiological and behavioral methods.

The goal of this protocol is to characterize a novel model of glaucomatous neurodegeneration based on 360&#176; thermic cauterization of limbal vascular plexus, inducing subacute ocular hypertension.

Cauterizzazione a cerchio completo del plesso vascolare limbare per il glaucoma indotto chirurgicamente nei roditori

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

Neuroscienze

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

Un modello murino di lesione retinica ischemica indotta dall'occlusione dell'arteria carotide comune transiente

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Monitoring Dynamic Growth of Retinal Vessels in Oxygen-Induced Retinopathy Mouse Model

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), proliferative diabetic retinopathy (PDR), and retinal vein occlusion (RVO). Most OIR studies observe retinal neovascularization at specific time points; however, the dynamic vessel growth in live mice along a time course, which is essential for understanding the OIR-related vessel diseases, has been understudied. Here, we describe a step-by-step protocol for the induction of the OIR mouse model, highlighting the potential pitfalls, and providing an improved method to quickly quantify areas of vaso-obliteration (VO) and neovascularization (NV) using immunofluorescence staining. More importantly, we monitored vessel regrowth in live mice from P15 to P25 by performing fluorescein fundus angiography (FFA) in the OIR mouse model. The application of FFA to the OIR mouse model allows us to observe the remodeling process during vessel regrowth.

This protocol describes a detailed method for the preparation and immunofluorescence staining of mice retinal flat mounts and analysis. The use of fluorescein fundus angiography (FFA) for mice pups and image processing are described in detail as well.

Monitoraggio della crescita dinamica dei vasi retinici in un modello murino di retinopatia indotta da ossigeno

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), ...

<meta charset="utf8"></head><body>Modello murino per lesione da ischemia-riperfusione retinica per studiare le patologie retiniche

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, and other vaso-occlusive conditions. This manuscript presents a method for inducing ischemia-reperfusion injury in a mouse model. The method utilized anterior chamber cannulation attached to a saline reservoir, generating hydrostatic pressure to raise the intraocular pressure to 90-100 mmHg. This method effectively caused constriction of retinal capillaries to induce retinal ischemia. At the end of the ischemic period (60 min), the intraocular pressure was normalized (&#8804;20 mmHg) before removing the cannula from the anterior chamber to initiate reperfusion. Days after the ischemia/reperfusion procedure, the eyes were collected and sectioned for histological staining. The histopathology of the retinal sections was scored by evaluating eight parameters of retinal injury: folds, hemorrhage, deformation, cell loss in the ganglion cell, inner nuclear, outer nuclear, and photoreceptor layers, and damage to retinal pigment epithelial cells. This method provided a reproducible model to study the mechanisms and pathology of retinal ischemia/reperfusion injury. In addition, this model can facilitate the discovery of potential therapeutic targets to treat retinal ischemia/reperfusion injury, advancing the study of retinal pathologies and improving patient outcomes.

<meta charset="utf8"></head><body>Induzione di lesioni da ischemia-riperfusione retinica in un modello di occhio murino

This protocol models retinal ischemia-reperfusion injury in a mouse eye by inducing retinal ischemia via anterior chamber cannulation and intraocular pressure elevation, followed by intraocular pressure normalization to initiate the reperfusion.

Induzione di lesioni da ischemia-riperfusione retinica in un modello di occhio murino

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, ...