Name: spinal cord neurons isolation and culture from neonatal mice
Uploaded: 2017-07-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice at JoVE.com

למחברים אין תודות.

הטיפול והטיפול בבעלי חיים בהליך זה בוצעו על פי הנחיות הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים ושימוש באוניברסיטת קולורדו. 1. הכנת פתרונות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן ואחסן את כל הפתרונות בטמפרטורות המתאימות, כפי שמוצג בטבלה 1 . </li></ol> 2. ציפוי בארות ושקופיות הערה: נוירונים לא לדבוק היטב פלסטיק או משטחי זכוכית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יום אחד לפני הבידוד של הנוירונים, מעיל את הבארות של צלחת 24 תרבות סטרילית עם 0.5 מ&quot;ל של פולי-D- ליזין (PDL, טבלה 2 ) ולהשאיר אותו ברדס זרימה למינרית O / N. הערה: השיטה המועדפת היא להשתמש 24-גם צלחות מעיל רק בארות מרכז, כמו אידוי מן בארות הפריפריה נוטה להיות מואצת יותר ולהוביל לתוצאות עקבי. בנוסף, זכוכית שקופיות ניתן להציב את הבארות לפני לאO ציפוי. הנוירונים יצרפו את השקופיות זכוכית מצופה ניתן להסיר מאוחר יותר עבור הדמיה מיקרוסקופית נוספת . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום של בידוד, להסיר את PDL מן הבארות. לשטוף עם מים סטריליים במשך כמה דקות לפני הסרת כל המים הנותרים ומאפשר להתייבש במשך שעה 1 (ראה להלן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר ייבוש, מעיל את השקופיות עם laminin ( טבלה 2 ). הערה: כ 10 μL של laminin (10 מיקרוגרם / μL) מספיק כדי מעיל כל טוב של צלחת סטרילית 24 גם. זה מעורבב עם μL 340 בינוני (נפח כולל: 350 μL) על מנת לכסות את כל טוב. תן זה לשבת על 2 שעות ב RT ברדס תרבות ולאחר מכן לשאוב לפני ציפוי התאים. </li></ol> 3. קצירת חוט השדרה הערה: כל המכשירים צריכים להיות autoclaved (135 ° C ו 30 psi עבור מחזורי 4 x 7 דקות) עבור סטריליות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים 1-3 יום בן C57BL / 6 גורים העכבר בחדר עם isoflurane. לַחֲכוֹת30 s לאחר הפסקת התנועה וקמצוץ את הרגל כדי לאשר חוסר תגובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפריד את הראש מן הגוף באמצעות מספריים, עם גור במצב נוטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייצב את הרגליים האחוריות או זנב וזרועות על השולחן ההליך, עם הצד הגב מול המשתמש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את העור באמצעות מספריים איריס מעוקל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את חוט השדרה מן האזור המותני רק מעל הירכיים ולהמשיך לחתוך את שני הצדדים של בית החזה להפריד אותו מהגוף. הערה: זה דורש דיסקציה זהיר של חוט השדרה מאיברים הקרביים, כדי למנוע נזק מכוון לאיברים אחרים ( איור 1 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף ברצף במשך 10 שניות ב 3 x 10 ס&quot;מ צלחות פטרי המכיל 5 מ&quot;ל של 0.2 מיקרומטר מסנן מעוקר פוספט שנאגרו מלוחים (PBS) כדי להסיר רקמת עודף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מחט 22 G מזרק מלא 5 מ&quot;ל של מסנן מעוקר PBS אל קצה הזנב של עמוד השדרה ואת סומק cranially, המאפשר את כבל tO היציאה לתוך צלחת פטרי הרביעי ( איור 1b ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף חוט השדרה בצינור 15 מ&quot;ל עם 5 מ&quot;ל של HABG ( טבלה 1 ) על הקרח. השתמש בזהירות כדי למנוע מוחץ את חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.1-3.8 עבור כל גור במיטה. הערה: באופן אידיאלי, תהליך זה צריך לקחת פחות מ -30 דקות לכל חוט השדרה כדי להבטיח בידוד נוירון בריא. </li></ol> 4. בידוד נוירונים הערה: השלב הבא צריך להתבצע מכסה המנוע זרימה למינרית. היכרות עם טכניקה סטרילית בסיסית צפויה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רקמות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את הצינור המכיל את חוט השדרה ולנער קלות להשעות את הרקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים רקמות מן הצינור לתוך צלחת פטרי 60 מ&quot;מ זכוכית וקוביות עם להב גילוח כדי ליצור חתיכות בסדר ~ 0.5 מ&quot;מ בגודל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את הרקמה עם פיפטה רחב נשא לתוך צינור 15 מ&quot;ל המכיל 5 מ&quot;ל של HABG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים אותו ב30 ° C אמבטיה למשך 30 דקות כדי לאפשר לתאים לאזן בטמפרטורה זו. שמור את התאים על שייקר מספיק רק כדי לאפשר להם להיות מושעה בנוזל. הערה: צעד זה נעשה כדי למנוע מזעזע את התאים עם המעבר מן הקרח המדיום העיכול. שמירה על התאים ב 30 מעלות צלזיוס מסייעת להפחית את המוות התא הקשורים מטבוליזם מוגברת אחרת ב 37 מעלות צלזיוס. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את המדיום העיכול ( טבלה 1 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את שיפוע צפיפות (טבלה 1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן כל אחת 4 שכבות 4 צינורות נפרדים 15 מ&quot;ל, כפי שתואר בטבלה 1 . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל מכל שכבה לתוך צינור 15 מ&quot;ל חדש. התחל עם שכבה 1 בתחתית להוסיף ברצף עד להגיע השכבה 4 בראש. הימנע להפריע את השכבות תוך הוספת. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את צלחות מצופה PDL משלב 2.2. לשטוף עם מים סטריליים במשך כמה דקות לפני הסרת כל המים הנותריםהמאפשר להם להתייבש במשך 1 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את הרקמה המדיום עיכול. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הצינור המכיל רקמות מן האמבט מים שייקר ב 30 מעלות צלזיוס ולאפשר לו להתיישב במשך כמה דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את צינור העיכול בינוני מן האמבט מים 37 מעלות צלזיוס לשאוב אותו לתוך מזרק לנעול leur. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את HABG עודף מן הצינור המכיל רקמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש leur- לנעול 0.2 מסנן מיקרומטר על המזרק להוסיף בינוני עיכול לצינור המכיל רקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הצינור באמבט מים 30 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות. שמור על התאים רועד מספיק רק כדי לאפשר להם להיות מושעה בנוזל. הערה: חשוב לא לשמור את התאים במדיום העיכול זמן רב מדי או לתת לטמפרטורה להגיע גבוה מדי, אשר עלול להוביל לעיכול מופרז וכתוצאה מכך הרקמה הופכת תלויה בתערובת ג&#39;לטין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך תקופה זו, מעיל laminin כמו בשלב 2.3. </li> &lt;Li&gt; לבצע טחינה ( כלומר, הפרדת התאים מן הרקמה). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הצינור מן רועד 30 מעלות צלזיוס אמבט מים ולאפשר לו להסתפק דקות ספורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב עודף מערכת העיכול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשעות את הרקמה ב 2 מ&quot;ל של HABG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות פיפטה צרה נשא, triturate 10x במשך 45 שניות. הערה: זה כנראה הצעד החשוב ביותר אחד יכול להפחית באופן משמעותי את התשואה אם ​​לא נעשה כראוי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את הרקמה לתוך פיפטה ומיד לרוקן את התוכן בחזרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הימנע החדרת אוויר, שכן זה יהיה להפחית באופן משמעותי את התשואה קיימא. הערה: פיפטה האידיאלי הוא פיפטה זכוכית 9. קצה פיפטה צריך להיות מלוטש כדי להחליק את המשטחים הגסים.זה צריך להיות siliconized על ידי מיקום ב 1:20 פתרון של dichlorodimethylsilane (DMDCS) ב chloroform ו שמאל O / N. לאחר מכן, יש להסיר את פיפטה מותר לאוויר יבשהוא יהיה autoclaved עבור עיקור. זהירות: DMDCS ו chloroform הם דליקים מאוד, siliconizing צריך להתבצע במנדף קטר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את מ&quot;ל העליון של supernatant ומכניסים אותו לתוך צינור חדש 15 מ&quot;ל שכותרתו &quot;אוסף&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 4.7.3-4.7.5 שתי פעמים נוספות (צינור איסוף התא צריך 6 מ&quot;ל בסוף). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט להעביר את התוכן צינור אוסף לתוך צינור שיפוע מוכן בשלב 4.2, הימנעות הפרעה של שיפוע. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב זה, להסיר את המדיום neurobasal מוכן מראש ( טבלה 1 ) מהמקרר ולאפשר לו להתחמם ב 37 ° C אמבטיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את הנוירונים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה צינור שפופרת במשך 15 דקות ב 800 xg ו 22 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף את השכבה הרצויה (ים) עם פיפטה ( איור 2 ) ו במקום צינור חדש 15 מ&quot;ל. עבור נוירו הגבוהה ביותר טוהרN בידוד ( כלומר &gt; 90%), לאסוף שכבה 3. לקבלת תשואה יותר עם פחות טוהר ( כלומר &gt; 70-80%), לאסוף שכבות 2 &amp; 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל את שיפוע צפיפות על ידי הוספת 5 מ&quot;ל של HABG לשכבות שנאספו זה עתה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה ב XG 200 דקות 2 ב 22 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק supernatant, מחדש להשעות 5 מ&quot;ל של HABG, וכן קפיצי גלולה להשעות את התאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה ב 2 דקות x 200 ב 22 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק supernatant, resuspend ב 3 מ&quot;ל של המדיום neurobasal, ואת קפיצי גלולה resuspend התאים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת התאים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח 10 μL של הפתרון, עכשיו עם תאים במדיום neurobasal, ומערבבים עם 10 μL של כחול Trypan. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 10 μL של תערובת זו בספירת זכוכית ספירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות תא ספירת זכוכית רגילה, לספור את מספר התאים בכל אחד מארבע 4 x 4 הרביעים. הוסף את כל התאים נספר (n), רברובד של 2 (גורם דילול), לחלק 4 (מספר הרביעים נספר), להכפיל את ידי 3 (נפח המדיום neurobasal), להכפיל ידי 10 4 כדי להשיג את ריכוז התאים בתאים / מ&quot;ל. <img alt="משוואה" src="/files/ftp_upload/55856/55856eq0.jpg" /></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זרע את התאים על לוחות תרבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל את ההשעיה התא 300,000 תאים 1 מ&quot;ל של המדיום neurobasal. הערה: בהתבסס על ריכוז של תאים שהתקבלו בשלבים לעיל, בינוני נוירובאס נוסף נוסף כדי להשיג ריכוז סופי של 3 * 10 5 תאים / מ&quot;ל. המשוואה היא C 1 V 1 = C 2 V 2 , כאשר C 1 הוא הריכוז הראשוני של תאים המתקבלים מן הקציר; V 1 הוא 3 מ&quot;ל; ו C 2 הוא 3 * 10 5 תאים / מ&quot;ל, כפי שפורט לעיל. המשוואה נפתרת עבור V 2 . הוסף את נפח המדיום neurobasal צורך להפוך את הנפח הכולל של תאים בפתרון שווהאשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנער בעדינות כדי להפיץ את התאים בפתרון ולהוסיף 1 מ&quot;ל היטב כל מצופים 24-גם צלחות. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Qayumi, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+model+for+investigation+of+spinal+cord+injury+caused+by+aortic+cross-clamping.">Animal model for investigation of spinal cord injury caused by aortic cross-clamping.</a> J Invest Surg. 10 (1-2), 47-52 (1997).</li><li>Fang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+preconditioning+protects+against+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury+in+rabbits+by+attenuating+blood+spinal+cord+barrier+disruption.">Ischemic preconditioning protects against spinal cord ischemia-reperfusion injury in rabbits by attenuating blood spinal cord barrier disruption.</a> Int J Mol Sci. 14 (5), 10343-10354 (2013).</li><li>Taira, Y., Marsala, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+proximal+arterial+perfusion+pressure+on+function,+spinal+cord+blood+flow,+and+histopathologic+changes+after+increasing+intervals+of+aortic+occlusion+in+the+rat.">Effect of proximal arterial perfusion pressure on function, spinal cord blood flow, and histopathologic changes after increasing intervals of aortic occlusion in the rat.</a> Stroke. 27 (10), 1850-1858 (1996).</li><li>Stoppini, L., Buchs, P. -. A., Muller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+organotypic+cultures+of+nervous+tissue.">A simple method for organotypic cultures of nervous tissue.</a> J Neurosci Methods. 37 (2), 173-182 (1991).</li><li>Ahlemeyer, B., Baumgart-Vogt, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+protocols+for+the+simultaneous+preparation+of+primary+neuronal+cultures+of+the+neocortex,+hippocampus+and+cerebellum+from+individual+newborn+(P0.+5)+C57Bl/6J+mice.">Optimized protocols for the simultaneous preparation of primary neuronal cultures of the neocortex, hippocampus and cerebellum from individual newborn (P0. 5) C57Bl/6J mice.</a> J Neurosci Methods. 149 (2), 110-120 (2005).</li><li>Brewer, G. J., Torricelli, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+culture+of+adult+neurons+and+neurospheres.">Isolation and culture of adult neurons and neurospheres.</a> Nat Protoc. 2 (6), 1490-1498 (2007).</li><li>Banker, G. A., Cowan, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+hippocampal+neurons+in+dispersed+cell+culture.">Rat hippocampal neurons in dispersed cell culture.</a> Brain Res. 126 (3), 397-425 (1977).</li><li>Graber, D. J., Harris, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Purification+and+culture+of+spinal+motor+neurons+from+rat+embryos.">Purification and culture of spinal motor neurons from rat embryos.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013 (4), 319-326 (2013).</li><li>Anderson, K. N., Potter, A. C., Piccenna, L. G., Quah, A. K., Davies, K. E., Cheema, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+culture+of+motor+neurons+from+the+newborn+mouse+spinal+cord.">Isolation and culture of motor neurons from the newborn mouse spinal cord.</a> Brain Res Prot. 12 (3), 132-136 (2004).</li><li>Gingras, M., Gagnon, V., Minotti, S., Durham, H. D., Berthod, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+protocols+for+isolation+of+primary+motor+neurons,+astrocytes+and+microglia+from+embryonic+mouse+spinal+cord.">Optimized protocols for isolation of primary motor neurons, astrocytes and microglia from embryonic mouse spinal cord.</a> J Neurosci Methods. 163 (1), 111-118 (2007).</li><li>Brewer, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+survival+of+hippocampal+neurons+in+B27-supplemented+Neurobasal,+a+new+serum-free+medium+combination.">Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination.</a> J Neurosci Res. 35 (5), 567-576 (1993).</li><li>Fang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+preconditioning+protects+against+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury+in+rabbits+by+attenuating+blood+spinal+cord+barrier+disruption.">Ischemic preconditioning protects against spinal cord ischemia-reperfusion injury in rabbits by attenuating blood spinal cord barrier disruption.</a> Int J Mol Sci. 14 (5), 10343-10354 (2013).</li><li>Su, M., Zhong, W., Ren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-dependent+protection+of+reseveratrol+against+spinal+cord+ischemic-reperfusion+injury+in+rats.">Dose-dependent protection of reseveratrol against spinal cord ischemic-reperfusion injury in rats.</a> Trop J Pharm Res. 15 (6), 1225-1233 (2016).</li><li>Haapanen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+ischemic+preconditioning+protects+the+spinal+cord+against+ischemic+insult:+An+experimental+study+in+a+porcine+model.">Remote ischemic preconditioning protects the spinal cord against ischemic insult: An experimental study in a porcine model.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 151 (3), 777-785 (2016).</li><li>Conrad, M. F., Ye, J. Y., Chung, T. K., Davison, J. K., Cambria, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+complications+after+thoracic+aortic+surgery:+long-term+survival+and+functional+status+varies+with+deficit+severity.">Spinal cord complications after thoracic aortic surgery: long-term survival and functional status varies with deficit severity.</a> J Vasc Surg. 48 (1), 47-53 (2008).</li><li>Wong, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+spinal+cord+deficits+after+thoracoabdominal+aortic+aneurysm+repair.">Delayed spinal cord deficits after thoracoabdominal aortic aneurysm repair.</a> Ann Thorac Surg. 83 (4), 1345-1355 (2007).</li><li>Freeman, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha-2+agonist+attenuates+ischemic+injury+in+spinal+cord+neurons.">Alpha-2 agonist attenuates ischemic injury in spinal cord neurons.</a> J Surg Res. 195 (1), 21-28 (2015).</li><li>Freeman, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+protection+via+alpha-2+agonist-mediated+increase+in+glial+cell-line-derived+neurotrophic+factor.">Spinal cord protection via alpha-2 agonist-mediated increase in glial cell-line-derived neurotrophic factor.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 149 (2), 578-586 (2015).</li></ol>

למחברים אין גילויים.

טכניקה זו מאפשרת תרבות אמין של נוירונים חוט השדרה. לאחר מיומנות הטכניקה מושגת, זה לוקח בערך 3.5 שעות כדי להשלים. הצלחנו לבצע את הבידוד של נוירונים מ 2 litters נפרדים (16 סה&quot;כ עכברים) כ 4 שעות. צעד המפתח היתכנות היא היכולת לחלץ את חוט השדרה מן העכברים. התשואה מאפשרת ציפוי כמה ?...

<html> הבנת הפתולוגיה של חוט השדרה מחייבת שימוש במודלים שונים, הן ברמה המקרוסקופית והן ברמת המיקרוסקופיה. דגמי בעלי חיים גדולים וקטנים 1 , 2 , 3 משמשים בחקירות vivo של מחלת חוט השדרה ופציעה. בעוד שלומדים נושאים אלה in vivo יש את היתרונות שלה, ניתוח של חוט השדרה מוגבל homogenate חוט השדרה כולו או לסעיפים רקמות 4 . זה יוצר כמה עמימות כאשר מנסים לבודד תגובות ספציפיות ומטרות בעמוד השדרה בין נוירונים תושביה גליה הסובבים אותה. הזמינות הגוברת של עכברים מניפולציות גנטית מאפשרת חקירות מפורטות יותר של הביולוגיה ברמות תאית ומולקולרית. לכן, מודל העכבר הילוד משמש כאן, המאפשר ללמוד את המאפיינים הייחודיים והביולוגיה של נוירונים חוט השדרה במבחנה . &quot;הבידוד והשימור של נוירונים במבחנה אינו פשוט במיוחד.יש שפע של טכניקות לבידוד נוירון מן רקמת קליפת המוח של מכרסמים בוגרים, כי נראה לגרום למספר ניכר של נוירונים מבודדים ( כלומר מיליונים) 5 , 6 , 7. לעומת זאת, התשואה של נוירונים מרקמת חוט השדרה הוא נמוך 8 , 9 , 10 , בין השאר בשל המסה הקטנה של רקמות.יתר על כן, בעכברים, יש מיעוט יחסית של טכניקות לבידוד של הילודים נוירונים של חוט השדרה, ושיטות קיימות מוגבלים על ידי תשואות נוירונים נמוכות יותר ( כלומר מאות) 9 או מטורפות ומשאבים כבדים טכניקות הדורשות בידוד של עכברים עובריים 10 . בפרוטוקול זה, אנחנולהשתמש בטכניקה המאפשרת בידוד עלות משאבים יעיל של מספר ניכר של נוירונים מן החוט השדרה של עכברים בילודים. כפי נפוץ בטכניקות שפורסמו בעבר, אנו משתמשים papain כמו פרוטאז אנזימטי, המאפשר לשחרור של נוירונים מרקמת חוט השדרה 5 , 6 . בנוסף, אנו משתמשים שיפוע צפיפות הפרדת תאים מעודן, אשר בעבר הוכח להיות יעיל 6 , 10 . בעוד המדיום שבו תאים מודגרת יכול להשתנות, מניסיוננו כפי שפורסם בעבר 11 , תוספת עם תוסף בינוני B27 בינוני הוכיחה להיות קריטי עבור אריכות ימים נוירון. נוירונים הם בדרך כלל קיימא עבור עד 10 ימים, המאפשר טיפול להתבצע.

<table><tbody><tr><td>Hibernate A Medium - 500 mL</td><td>Thermo-Fisher</td><td>A1247501</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/A1247501</td></tr><tr><td>Hibernate A Minus Calcium - 500 mL</td><td>Brainbits</td><td>HA-Ca</td><td>http://www.brainbitsllc.com/hibernate-a-minus-calcium/</td></tr><tr><td>Glutamax 100X - 100 mL</td><td>Thermo-Fisher</td><td>35050061</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/35050079</td></tr><tr><td>B27 Supplement 50X - 10 mL</td><td>Thermo-Fisher</td><td>17504044</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/17504044</td></tr><tr><td>Papain, Lyophilized - 100 mg</td><td>Worthington</td><td>LS003119</td><td>http://www.worthington-biochem.com/pap/cat.html</td></tr><tr><td>Neurobasal A Medium - 500 mL</td><td>Thermo-Fisher</td><td>10888022</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/10888022</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td><td>Thermo-Fisher</td><td>15140122</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/15140122</td></tr><tr><td>Poly-D-Lysine (PDL) hydrobromide - 5 mg</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6407-5MG</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p6407?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Mouse Laminin - 1 mg</td><td>Thermo-Fisher</td><td>23017015</td><td>https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/23017015</td></tr><tr><td>Trypan Blue - 20 mL</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8154-20ML</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/t8154?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>OptiPrep Density Gradient Medium - 250 mL</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D1556-250ML</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/d1556?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Dichlorodimethylsilane (DMDCS, Sigma Silicoat)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>440272-100ML</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/440272?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>288306-1L</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/288306?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Glass Pippette - 9&quot;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13-678-20C</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/cls7095d9?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Pipette bulb - 5 mL</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z186678-3EA</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/z186678?lang=en&amp;amp;region=US&amp;amp;cm_sp=Insite-_-prodRecCold_xviews-_-prodRecCold10-1</td></tr><tr><td>BRAND&lt;sup&gt;&amp;reg;&lt;/sup&gt;&amp;nbsp;Petri dish, glass - 60 x 15 mm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BR455717-10EA</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/aldrich/br455717?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Sterile 24-Well Cell Culture Plate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8812-100EA</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/m8812?lang=en&amp;amp;region=US</td></tr><tr><td>Hausser Hemacytometer (glass counting chamber)</td><td>Fischer Scientific</td><td>02-671-6</td><td>https://www.fishersci.com/shop/products/hausser-bright-line-phase-hemacytometer-hemacytometer/026716</td></tr><tr><td>Glass Slides - 12 mm sterile cover glass - uncoated</td><td>Neuvitro</td><td>GG-12-1.5-Pre</td><td>http://www.neuvitro.com/german-coverslip-12mm-diameter.htm</td></tr><tr><td>NeuN Rabbit Monoclonal Antibody - 100 &amp;micro;L</td><td>Abcam</td><td>ab177487</td><td>After fixing in paraformaldehyde (PFA) and blocking with 5% BSA, cells on a 12 mm coverslip were incubated in the antibody diluted 1:200 for 18 h in 4 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>MAP-2 Mouse Monoclonal Antibody - 50 &amp;micro;L</td><td>Abcam</td><td>ab11267</td><td>After fixing in paraformaldehyde and blocking with 5% BSA, cells on a 12 mm coverslip were incubated in the antibody diluted 1:500 for 18 h in 4 &amp;deg;C</td></tr></tbody></table>

spinal cord neurons isolation and culture from neonatal mice

אנו מציגים פרוטוקול לבידוד ותרבות של נוירונים של חוט השדרה. הנוירונים מתקבלים C57BL הילוד / 6 עכברים מבודדים על הלידה 1-3 יום. עכבר המלטה, בדרך כלל 4-10 גורים שנולדו מתוך זוג הרבייה אחד, נאסף לניסוי אחד, מיתרי השדרה נאספים בנפרד מכל עכבר לאחר המתת חסד עם isoflurane. עמוד השדרה הוא גזור החוצה ואז חוט השדרה הוא שוחרר מן הטור. חוט השדרה הם לאחר מכן טחון כדי להגדיל את פני השטח של המשלוח עבור פרוטאז אנזימטי המאפשר נוירונים ותאים אחרים להשתחרר מן הרקמה. Trituration משמש לאחר מכן כדי לשחרר את התאים לתוך פתרון. פתרון זה מחולק לאחר מכן ב שיפוע צפיפות להפריד בין תאים שונים בתמיסה, המאפשר נוירונים להיות מבודדים. בערך 1-2.5 x 10 6 נוירונים יכול להיות מבודדים מקבוצה אחת המלטה. הנוירונים הם seeded אז על בארות מצופה דבק FactoRs המאפשרים צמיחה נכונה והתבגרות. הנוירונים לוקחים בערך 7 ימים כדי להגיע לבגרות במדיום הצמיחה והתרבות וניתן להשתמש בהם לאחר מכן לטיפול וניתוח.

באמצעות טכניקה זו, יחיד המלטה (4-10 גורים) מאפשר בידוד של 1-2.5 10 6 נוירונים מתאים זריעה על צלחות תרבות. בדרך כלל, בארות 4-8 הם seeded בריכוז שהוזכר לעיל ( כלומר 300,000 תאים / מ&quot;ל). איור 3 מראה את המראה של נוירונים בריכוז זה לאחר שבוע בתר?...

Watch this Scientific Journal Video about Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice at JoVE.com

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

מחקר זה מציג טכניקה לבידוד של נוירונים מ WT עכברים neonatal. זה דורש דיסקציה זהיר של חוט השדרה מן העכבר הילוד, ואחריו הפרדת הנוירונים של רקמת חוט השדרה דרך מחשוף מכני אנזימטי.

נוירונים חוט השדרה בידוד ותרבות מ עכברים ניאונטליים

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

spinal-cord-neurons-isolation-and-culture-from-neonatal-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.1K Views.  University of Colorado Anschutz Medical Campus.  מחקר זה מציג טכניקה לבידוד של נוירונים מ WT עכברים neonatal. זה דורש דיסקציה זהיר של חוט השדרה מן העכבר הילוד, ואחריו הפרדת הנוירונים של רקמת חוט השדרה דרך מחשוף מכני אנזימטי. 

Video: Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

Lectin-based Isolation and Culture of Mouse Embryonic Motoneurons

Spinal motoneurons develop towards postmitotic stages through early embryonic nervous system development and subsequently grow out dendrites and axons. Neuroepithelial cells of the neural tube that express Nkx6.1 are the unique precursor cells for spinal motoneurons1. Though postmitotic motoneurons move towards their final position and organize themselves into columns along the spinal tract2,3. More than 90% of all these differentiated and positioned motoneurons express the transcription factors Islet 1/2. They innervate the muscles of the limbs as well as those of the body and the inner organs. Among others, motoneurons typically express the high affinity receptors for brain derived neurotrophic factor (BDNF) and Neurotrophin-3 (NT-3), the tropomyosin-related kinase B and C (TrkB, TrkC). They do not express the tropomyosin-related kinase A (TrkA)4. Beside the two high affinity receptors, motoneurons do express the low affinity neurotrophin receptor p75NTR. The p75NTR can bind all neurotrophins with similar but lower affinity to all neurotrophins than the high affinity receptors would bind the mature neurotrophins. Within the embryonic spinal cord, the p75NTR is exclusively expressed by the spinal motoneurons5. This has been used to develop motoneuron isolation techniques to purify the cells from the vast majority of surrounding cells6. Isolating motoneurons with the help of specific antibodies (panning) against the extracellular domains of p75NTR has turned out to be an expensive method as the amount of antibody used for a single experiment is high due to the size of the plate used for panning. A much more economical alternative is the use of lectin. Lectin has been shown to specifically bind to p75NTR as well7. The following method describes an alternative technique using wheat germ agglutinin for a preplating procedure instead of the p75NTR antibody. The lectin is an extremely inexpensive alternative to the p75NTR antibody and the purification grades using lectin are comparable to that of the p75NTR antibody. Motoneurons from the embryonic spinal cord can be isolated by this method, survive and grow out neurites.

An alternative way of isolating mouse embryonic motoneurons from the spinal cord is described. The method takes into account the fact that lectin can bind to the low affinity nerve growth factor receptor p75NTR. This lectin-based preplating allows a purification similar to that with a specific antibody against the p75NTR.

לקטינים מבוססי בידוד תרבות Motoneurons עכבר עובריים

Spinal motoneurons develop towards postmitotic stages through early embryonic nervous system development and subsequently grow out dendrites and axons. ...

Culturing Microglia from the Neonatal and Adult Central Nervous System

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and pathological processes such as CNS maturation in development, multiple sclerosis, and spinal cord injury. Microglia can be activated and recruited to action by neuronal injury or stimulation, such as axonal damage seen in MS or ischemic brain trauma resulting from stroke. These immunocompetent members of the CNS are also thought to have roles in synaptic plasticity under non-pathological conditions. We employ protocols for culturing microglia from the neonatal and adult tissues that are aimed to maximize the viable cell numbers while minimizing confounding variables, such as the presence of other CNS cell types and cell culture debris. We utilize large and easily discernable CNS components (e.g. cortex, spinal cord segments), which makes the entire process feasible and reproducible. The use of adult cells is a suitable alternative to the use of neonatal brain microglia, as many pathologies studied mainly affect the postnatal spinal cord. These culture systems are also useful for directly testing the effect of compounds that may either inhibit or promote microglial activation. Since microglial activation can shape the outcomes of disease in the adult CNS, there is a need for in vitro systems in which neonatal and adult microglia can be cultured and studied.

We outline methods for the efficient and quick isolation/culture of viable microglia from the neonatal cerebral cortex and adult spinal cord. The dissection and plating of cortical microglia can be accomplished within 90 minutes, with the subsequent microglial harvest taking place ~ 10 days following the initial dissection.

Microglia culturing ממערכת העצבים המרכזי וילודים למבוגרים

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and ...

Immunology and Infection

Spinal Cord Electrophysiology

The neonatal mouse spinal cord is a model for studying the development of neural circuitries and locomotor movement. We demonstrate the spinal cord dissection and preparation of recording bath artificial cerebrospinal fluid used for locomotor studies. Once dissected, the spinal cord ventral nerve roots can be attached to a recording electrode to record the electrophysiologic signals of the central pattern generating circuitry within the lumbar cord.

A demonstration of the isolation of neonatal mouse spinal cord for electrophysiologic studies.

חוט השדרה Electrophysiology

The neonatal mouse spinal cord is a model for studying the development of neural circuitries and locomotor movement. We demonstrate the spinal cord ...

Biology

Primary Culture of Neurons Isolated from Embryonic Mouse Cerebellum

The use of primary cell cultures has become one of the major tools to study the nervous system in vitro. The ultimate goal of using this simplified model system is to provide a controlled microenvironment and maintain the high survival rate and the natural features of dissociated neuronal and nonneuronal cells as much as possible under in vitro conditions. In this article, we demonstrate a method of isolating primary neurons from the developing mouse cerebellum, placing them in an in vitro environment, establishing their growth, and monitoring their viability and differentiation for several weeks. This method is applicable to embryonic neurons dissociated from cerebellum between embryonic days 12&ndash;18.

Conducting in vitro experiments to reflect in vivo conditions as adequately as possible is not an easy task. The use of primary cell cultures is an important step toward understanding cell biology in a whole organism. The provided protocol outlines how to successfully grow and culture embryonic mouse cerebellar neurons.

התרבות הראשית של הנוירונים מבודדים מתוך עכבר ממוח עובריים

The use of primary cell cultures has become one of the major tools to study the nervous system in vitro. The ultimate goal of using this simplified model ...

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) when compared to spinal motor neurons (SMNs). The ability to isolate and culture primary mouse CN3s, CN4s, and SMNs would provide an approach to study mechanisms underlying this selective vulnerability. To date, most protocols use heterogeneous cell cultures, which can confound the interpretation of experimental outcomes. To minimize the problems associated with mixed-cell populations, pure cultures are indispensable. Here, the first protocol describes in detail how to efficiently purify and cultivate CN3s/CN4s alongside SMNs counterparts from the same embryos using embryonic day 11.5 (E11.5) IslMN:GFP transgenic mouse embryos. The protocol provides details on the tissue dissection and dissociation, FACS-based cell isolation, and in vitro cultivation of cells from CN3/CN4 and SMN nuclei. This protocol adds a novel in vitro CN3/CN4 culture system to existing protocols and simultaneously provides a pure species- and age-matched SMN culture for comparison. Analyses focusing on the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of motor neurons are feasible in this culture system. This protocol will enable research into the mechanisms that define motor neuron development, selective vulnerability, and disease.

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

This work presents a protocol to yield homogeneous cell cultures of primary oculomotor, trochlear, and spinal motor neurons. These cultures can be used for comparative analyses of the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of ocular and spinal motor neurons.

בידוד ותרבות של והעושות, טרוליר, ושדרה מוטוריים נוירונים מ בטרום לידתי : עכברים הטרנסגניים

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral ...

מוח עכבר עוברי מעורב תרביות תאים כדי לחקור זיהום וחסינות מולדת

Establishing Mixed Neuronal and Glial Cell Cultures from Embryonic Mouse Brains to Study Infection and Innate Immunity

Models of the central nervous system (CNS) must recapitulate the complex network of interconnected cells found in vivo. The CNS consists primarily of neurons, astrocytes, oligodendrocytes, and microglia. Due to increasing efforts to replace and reduce animal use, a variety of in vitro cell culture systems have been developed to explore innate cell properties, which allow the development of therapeutics for CNS infections and pathologies. Whilst certain research questions can be addressed by human-based cell culture systems, such as (induced) pluripotent stem cells, working with human cells has its own limitations with regard to availability, costs, and ethics. Here, we describe a unique protocol for isolating and culturing cells from embryonic mouse brains. The resulting mixed neural cell cultures mimic several cell populations and interactions found in the brain in vivo. Compared to current equivalent methods, this protocol more closely mimics the characteristics of the brain and also garners more cells, thus allowing for more experimental conditions to be investigated from one pregnant mouse. Further, the protocol is relatively easy and highly reproducible. These cultures have been optimized for use at various scales, including 96-well based high throughput screens, 24-well microscopy analysis, and 6-well cultures for flow cytometry and reverse transcription-quantitative polymerase chain reaction (RT-qPCR) analysis. This culture method is a powerful tool to investigate infection and immunity within the context of some of the complexity of the CNS with the convenience of in vitro methods.

מחבר זרקור: ביסוס תרביות תאי עצב וגליה מעורבים ממוחות עכברים עובריים לחקר זיהום וחסינות מולדת  

This protocol presents a unique way of generating central nervous system cell cultures from embryonic day 17 mouse brains for neuro(immuno)logy research. This model can be analyzed using various experimental techniques, including RT-qPCR, microscopy, ELISA, and flow cytometry.

ביסוס תרביות תאי עצב וגליה מעורבים ממוחות עכברים עובריים לחקר זיהומים וחסינות מולדת

Models of the central nervous system (CNS) must recapitulate the complex network of interconnected cells found in vivo. The CNS consists primarily of ...

חילוץ יעיל של אסטרוציטים ותאי מיקרוגליה מחוט השדרה של העכבר הבוגר

Isolation of Pure Astrocytes and Microglia from the Adult Mouse Spinal Cord For In Vitro Assays and Transcriptomic Studies

Astrocytes and microglia play pivotal roles in central nervous system development, injury responses, and neurodegenerative diseases. These highly dynamic cells exhibit rapid responses to environmental changes and display significant heterogeneity in terms of morphology, transcriptional profiles, and functions. While our understanding of the functions of glial cells in health and disease has advanced substantially, there remains a need for in vitro, cell-specific analyses conducted in the context of insults or injuries to comprehensively characterize distinct cell populations. Isolating cells from the adult mouse offers several advantages over cell lines or neonatal animals, as it allows for the analysis of cells under pathological conditions and at specific time points. Furthermore, focusing on spinal cord-specific isolation, excluding brain involvement, enables research into spinal cord pathologies, including experimental autoimmune encephalomyelitis, spinal cord injury, and amyotrophic lateral sclerosis. This protocol presents an efficient method for isolating astrocytes and microglia from the adult mouse spinal cord, facilitating immediate or future analysis with potential applications in functional, molecular, or proteomic downstream studies.

מחבר זרקור: בידוד תאי גליה מחוט השדרה של העכבר הבוגר 

This protocol outlines the isolation of purified astrocytes and microglia from the adult mouse spinal cord, facilitating subsequent applications such as RNA analysis and cell culture. It includes detailed cell dissociation methods and procedures designed to enhance both the quality and yield of isolated cells.

בידוד אסטרוציטים טהורים ותאי מיקרוגליה מחוט השדרה של העכבר הבוגר עבור בדיקות חוץ גופיות ומחקרי שעתוק

Astrocytes and microglia play pivotal roles in central nervous system development, injury responses, and neurodegenerative diseases. These highly dynamic ...

נוירונים חוט השדרה בידוד ותרבות מ עכברים ניאונטליים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

לקטינים מבוססי בידוד תרבות Motoneurons עכבר עובריים

Microglia culturing ממערכת העצבים המרכזי וילודים למבוגרים

חוט השדרה Electrophysiology

התרבות הראשית של הנוירונים מבודדים מתוך עכבר ממוח עובריים

בידוד ותרבות של והעושות, טרוליר, ושדרה מוטוריים נוירונים מ בטרום לידתי : עכברים הטרנסגניים

ביסוס תרביות תאי עצב וגליה מעורבים ממוחות עכברים עובריים לחקר זיהומים וחסינות מולדת

ביסוס תרביות תאי עצב וגליה מעורבים ממוחות עכברים עובריים לחקר זיהומים וחסינות מולדת

ביסוס תרביות תאי עצב וגליה מעורבים ממוחות עכברים עובריים לחקר זיהומים וחסינות מולדת

בידוד אסטרוציטים טהורים ותאי מיקרוגליה מחוט השדרה של העכבר הבוגר עבור בדיקות חוץ גופיות ומחקרי שעתוק

בידוד אסטרוציטים טהורים ותאי מיקרוגליה מחוט השדרה של העכבר הבוגר עבור בדיקות חוץ גופיות ומחקרי שעתוק