ברצוננו להודות רומא Wieczorek, פיטר Kurdybacha לסיוע עריכה מעולה שלהם, ואת ליאון דקר Uli Heuter לסיוע טכני מעולה שלהם.

הליכים הכוללים נושאים בעלי חיים אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה (IACUC) ב RWTH מאוניברסיטת אאכן, AZ 84-02.04.2012.A234.
 הערה: ההליך הוכח שימוש בעכברים בוגרים זכר פראי סוג CD1 רקע. לשמור על העכברים ביחידת המעבדה המקצועית לפני ואחרי הניתוח, שמבטיח גישה מתאימה מזון, ביקורת וטרינרית המקצועית של הטיפול. אם בעלי החיים הם רכשו מכל בחוץ, לאפשר הסתגלות שבוע לפני ביצוע הניתוח.
 1. הכנה של התורם <ol><li>להשתמש מכשירים וחומרים סטרילי כדי לשמור על תנאים סטריליים במהלך הניתוח כדי למנוע זיהומים.</li>
	<li>עזים ומתנגד לכל העכבר בתערובת של 1.5% על-ידי אחסון איזופלוריין ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים. הנח העכבר על פלטפורמה נמצא במצב פרקדן הקלטת כל הרגליים שלה על שולחן הניתוחים. בדוק את הרפלקסים שלו על ידי צובט את הרגליים האחוריות כדי להיות בטוח כי העכבר. הוא מורדם במידה מספקת. במקום אופטלמולוגיות משחה על העיניים כדי למנוע התייבשות במהלך ההליך.</li>
	<li>להסיר שיער כל הבטן בעזרת ג'ל depilatory או להשתמש של מכונת הגילוח. לבצע את הפעולה בתנאים סטריליים. לחטא את הבטן עם מתחלפים קרצוף של chlorhexidine ובמים סטריליים.</li>
	<li>להסיר את העורקים התורם דרך חתך בבטן קו האמצע עם מספריים או סכין. משכי את המעי באופן ידני מימין. בעדינות ידנית לשקף את המעיים מעל לצד באמצעות אבקה כפפות בחינם.
	<ol><li>למקם את המעי על פיסת גזה שנרטבו עם תמיסת מלח כדי לשמור על לחות.</li>
		<li>לנתח משם. העורק בזהירות רבה מן הרקמה שמסביב באמצעות ניתוח בוטה עם פינצטה.</li>
		<li>נפרדים על הקטע של אבי העורקים בין העורקים הכליות שלו נגע הסתעפות של הווריד הנבוב עם פינצטה.</li>
		<li>מאובטח בכל ענפי קטע זה מאוד בזהירות באמצעות 11-0 monofilament יחידה תפר קטן.</li>
		<li>לפני הסרת אבי העורקים, להזריק 0.5 מיליליטר (מ"ל) תמיסת מלח המכיל 50 U של הפארין לתוך הכלילי התחתון.</li>
		<li>תן החיה תורם תדמם לאחר הסרת על הקטע של אבי העורקים.</li>
		<li>לשטוף את השתל באופן מלא עם תמיסת מלח ולאחר מכן להעביר אותו מיד אל גורם מכיל של תמיסת מלח קרה כקרח.</li>
	</ol></li></ol> 2. הכנה של הנמען <ol><li>עזים ומתנגד החיה הנמען בתערובת של 1.5% על-ידי אחסון איזופלוריין ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים, ולאחר מכן להסיר את השיער ולחטא (סעיף 1). עושים חתך קו אמצע מ מצאתי על האגן עם איזמל ומשכו את הקירות בטן. במקום אופטלמולוגיות משחה על העיניים למניעת יובש במהלך ההליך.</li>
	<li>גלישת המעי הגס בתמיסת לחלח גזה, תחסיר בעדינות לחיה &#39; צודקת.</li>
	<li>Dissect העורקים מתחת לכליות חינם בין העורקים כליות הציר הקרוב, ההסתעפות רחוק עם פינצטה.</li>
	<li>מאובטח בכל ענפי קטע זה מאוד בזהירות באמצעות 11-0 monofilament יחידה תפר קטן.</li>
	<li>תהדק את החלקים הפרוקסימלית ו דיסטלי של אבי העורקים בתפר משי יחידה 6-0-</li>
	<li>לחלק את העורקים באמצע בין התפסים, להרוות את הקצוות לחתוך עם מלוחים heparinized ריקון הפתוח לומן.</li>
	<li>למקם את השתל המיקום orthotopic עם תום כלי האכלה לתוך כלי המקבל ואחריו תפירת עם 11-0 monofilament מקפיד להימנע כל פיתול של אבי העורקים על ידי יישור כראוי את התורם ואת (נמענים איור 1) 10.</li> <li>בקפידה לשחרר את ליגטורות לאחר חקירה של ההשקה. לשחרר את המלחציים דיסטלי קודם. התוצאה היא לחץ נמוך מחזיק הקירות יחד לפני שחרור הצד בלחץ גבוה הפרוקסימלית.</li>
	<li>Perfuse השתל מיד, תבדוק את הדופק גלוי. הסר בעדינות את שרידי המשי. האורך האופטימלי חפיפה בין התורם העורקים הנמען הוא 1-2 מ מ.</li>
	<li>להחזיר את תוכן הבטן אל חלל הבטן ולסגור את כל פצע רץ 3-0 polyglycolic חומצה בתפר.</li>
	<li>לתת את הבופרנורפין העכבר (0.05 מ"ג/ק"ג משקל גוף subcutaneously (SC)) לפני סיום ההרדמה.</li>
	<li>לא להשאיר בעל חיים ללא השגחה עד שהוא יהיה בהכרה מלאה. ניהול כאב טיפול עם buprenophine 0.05 מ"ג/ק"ג משקל גוף מנוהל SC שלוש פעמים ביום למשך שלושה ימים אחרי הניתוח כפי שאושר על ידי הגוף המוסדי פיקוח.</li>
	<li>עבור רקמות לקצור, עזים ומתנגד העכברים הנמען כפי שתוארו לעיל, מיושרות כלי בתמיסת באגירה פוספט (PBS) ואחריו 4% פורמלדהיד/PBS, (pH = 7.4) על ידי דקירה בלב. הסר בעדינות את השתלים. לאחר קיבוע לילה 4% פורמלדהיד/PBS, תהליך דגימות בהמשכים, להטביע פרפין.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging.">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li><li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+atherosclerosis.">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li><li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+arteriosclerosis:+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts.">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li><li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms.">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li><li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines+in+atherosclerosis:+an+update.">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li><li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection.">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li><li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat.">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li><li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat.">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li><li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathology+of+microarterial+anastomoses:+end-to-end+versus+end-in-end+(sleeve)+technique.">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li><li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation.">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li><li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338 (2012).</li></ol>

המחברים מצהירים כי יש להם אינטרסים כלכליים אין מתחרים.

לפני מחקר זה היו שונים דגמים אחרים השתלת בעכברים ביסודיות ניתחו3,6,7,10,13,14. המודל של השתלת אב העורקים באמצעות הטכניקה שרוול עם שינויים על-ידי. Dambrin et al. נבחר כפי זה לקריטריונים שלנו והראו אמינות גבוהה של ההשקה השרוול לעומת שיטות קונבנציונליות תפר קצה-לקצה 1 , 10.
טכניקה זו היא חיובית מבחינות רבות עם מלחציים צולבים זמן מופחת במידה ניכרת למזער את הנזק העורקים במהלך הניתוח. שיעור נמוך של פקקת נצפתה בנוסף חוסר התאמה פוטנציאלית קוטר הכלי בין התורם הנמען. התצפיות הנ ל לבצע טכניקה זו המתאים מאוד לצרכי חוקר מחלת כלי דם באבי העורקים השתלות בעכברים.
במחקר מעקב שבו בוצע אולטרסאונד 8 שבועות לאחר ההשתלה, אותרו ללא שינויים משמעותיים. זה אישר הנחות כי נזק העורקים במהלך הניתוח יהיה מינימלי1.
ההליך grafting שהוצגו במאמר זה מבטיח אין ליקוי הן שלמות שתל והן את תפקידה. לכן, ניתן להסיק שמקדם את מודל השתלת ניסיוני זה עשוי לשמש כלי רב ערך עבור חקירות תרופתי המולקולריים עתידיות למחלות ניווניות כלי בעכברים מהונדסים גנטית.
אנו מאמינים כי מדריך וידאו יכולה לתפקד מלמד הממחיש את השימוש של מודל arterio-עורקים פשוטה זה שזה יתרום יותר פורה לדיון בנושאים חשובים רבים בפתולוגיות כלי הדם. ניתן להשתמש בשיטה זו השקה מהירה מאוד ללמוד מחלת כלי דם בעכברים מהונדסים גנטית. זה עשוי לשמש גם שינוי במודל מפרצת בשילוב עם השתלת.
ישנן נקודות קריטיות במהלך ההליך. הצבת התפר עצמו הוא השלב הקריטי ביותר. המנתח חייב לטפל כדי למנוע כל פיתול של אבי העורקים על ידי יישור תקין של התורם, הנמען. התפסים יוסרו בקפידה לאחר בדיקה של ההשקה. מוטב שנשחרר את המלחציים דיסטלי תמיד קודם וכתוצאה מכך לחץ נמוך מחזיק הקירות יחד לפני שחרורו proximal בצד בלחץ גבוה. היה מדמם. תוצאה לא תקינה בעקבות הרצף של שחרור.

כפי ציינתי במחקר הקודם, תשומת לב רבה הוקדשה מודלים מאתר השתלת אב העורקים אשר מאפשרים אפליה בין תגובות ספציפיות בכלי הדם נגרמת על ידי השתל עצמו גורמים מערכתית מסוימים הקשורים סביבה arteriogenic 1 , 2 , 3. הגורם משחק כאן תפקיד מכריע הוא הזמינות של נוקאאוט, העכברים הטרנסגניים. מעורבותם במודל כזה מציע את האפשרות של זיהוי וקביעת משעולים pathophysiological חדשים הקשורים להתפתחות מחלות כלי דם ניווניות, כגון טרשת עורקים, מפרצת היווצרות4, 5.
ראוי לציין כי במהלך הרכבה של איסכמיה/פגיעה reperfusion מהותי לפגיעה בכלי הדם המיועדים להשתלה עשויים להופיע. לכן, המופע של בעיות ספציפיות עם שתל שלמות או לתגובה דלקתית לא צפויה במהלך התקופה שלאחר הניתוח לא ייכללו אולי מסלק שינויים הקשורים pathophysiological ניווניות מחלות לב וכלי דם3 ,4,5,6,7. שרוול השקה היא שיטת קצה-ב חלופי עורקי השקה של כלי בקוטר של פחות מ 1 מילימטר, הוחל בהצלחה בכליות, לב השתלת בחולדות הותאמה לאחר מכן אבי העורקים השתלת בעכברים על ידי. Dambrin et al. 8 , 9 , 10 , 11.
אבי העורקים נזק בטכניקה השתלת שרוול ממוזער, בקצב נמוך מאוד כשל טכני, עקב זה שנמשך רק 20 דקות בממוצע. התוצאות הקודמות שלנו הראו מאפיינים מבניים פונקציונלי מעולה של isograft של ויוו לאחר ההשתלה באמצעות טכניקה שרוול1. . Dambrin et al. לתאר את זה אחרי עקומת לימוד קצרה שיעור ההצלחה היה מעל 78%10. סיבוכים כגון פקקת הם נדירים, לדוגמה Engelbrecht. et al. לא להתבונן פקקת בטכניקה שרוול ב השתלת כליות עכברוש8.
המודל מאתר השתלת אב העורקים עם שרוול. חיבור הוא כלי מהיר וקל ללמוד iso/להשתלת בתגובות הכלי המושתלים. וידאו זה מדגים את הליך השתלת אב העורקים מתבצעת במעבדה שלנו. מודל זה השתלת עשויה להועיל בהגדרת המנגנונים פתולוגיים הבסיסית של כלי דם מחלות ניווניות, עשוי לתרום הערכה נוספת של התערבויות תרופתי המולקולריים12.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12001-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5-45 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-35&#8232;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps -</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lexer-Baby Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Micro Needle Holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Scissors</td>
			<td>Aesculap, Germany</td>
			<td>Typ OC498R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Suture Forceps</td>
			<td>Geuder, Germany</td>
			<td>19015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 silk black (Silk)</td>
			<td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td>
			<td>18020-60- FST</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>11-0 monofilament (Ethilon)</td>
			<td>Ethicon, Norderstedt, Germany</td>
			<td>EH7438G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 polyglycolic acid suture (Serafit)</td>
			<td>Serag-Wiessner, Naila, Germany</td>
			<td>60203214</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluorane</td>
			<td>Any genericon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Any genericon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% saline</td>
			<td>Any genericon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Any genericon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthene eye and nose cream</td>
			<td>Bayer, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscop</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Opmi MDO/S5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporiser</td>
			<td>Eickemeyer</td>
			<td>TEC3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound</td>
			<td>Vevo, Canada</td>
			<td>770,2100</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using the sleeve technique in a mouse model of aortic transplantation - an instructional video

השתלת אב העורקים Orthotopic בטכניקה שרוול מפחית לפגיעה העורקים עם השלילי של 10-20% בלבד. הזמן anastomose העורקים בעכברים באמצעות השיטה שרוול היה קצר ולא קל ממוצע של 20 דקות, המתיר מחקרים שתלי iso/מאפשר. המאמר הבא מתאר את הליך השתלת אב העורקים בשימוש המעבדה שלנו. העכברים היו מרדימים עם תערובת של איזופלוריין נפח 1.5% ו 100% חמצן דרך מסיכת פנים. בשלב זה, הקטע של אבי העורקים בין העורקים הכליות שלו נגע הסתעפות הופרד מן הווריד הנבוב, בחופשיות מוכן clampedat מקטעי לקרע, בתפר משי יחיד. לפני ההסרה של אבי העורקים תמיסת מלח המכיל הפארין היה מוזרק הכלילי התחתון. לאחר מכן אבי העורקים נחתך בין התפסים, פתרון הפארין מלוחים שימש ריקון לומן. הטכניקה שרוול בתפרים monofilament שימשה על מנת להשתיל. העורק בתפקיד orthotopic.

העכברים התאוששה הרדמה תוך 15-30 דקות עם ליקוי פיזי, נצפתה אין למרות שהיה סיכון גבוה של קרישי דם. אולטראסאונד שימשה במהלך המעקב לאחר הניתוח. העכברים פראי סוג השתמשו במחקר הציג שאין שינוי ממדי שלהם לומן. בהתאם לכך, לא stenoses ולא aneurysmal תצורות נצפו. החיות ההשתלה נכשלה מוצג התפתחות רובד של כלי הדם (איור 2).
קונבנציונלי הליכים מכתימים כגון פראפין יכול לשמש כדי לקבוע את הפלאק, דפוס של תאי שריר חלק, והצטברות של מקרופאגים. במחקר שלנו היסטולוגית ובוצע נוגדן 6 שבועות לאחר הרכבה כדי לבדוק את התקינות של השתל. צביעת היסטולוגית (Hematoxylin אאוזין (HE), immunohistochemical מכתים (אקטין שריר חלק (SMA) ו מקרופאג (MAC2)) (איור 3) הראה לנו ללא שינוי דפוסי ההפצה של תאי שריר חלק, ללא פגע תא אנדותל רירית, ולא הצטברות תאים אינטימה. ממצאים אלה מצביעים על כי אין הפעלת משמעותית של הנגע או תא זוהה כלי המושתל (איור 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
איור 1 : שרוול טכניקה. . העורק הראשי הושתלה בטכניקה שרוול. בהליך זה, אבי העורקים של התורם הושם בתנוחה orthotopic עם נוכחות כלי האכלה שטחית עקיצות. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
איור 2 : פוסט תמונות אולטרסאונד. דוגמאות מהנוף פוסט ניתוחית (necropsy) של השתלים 6 שבועות לאחר השתלת (A), שלה אולטרסאונד תלת ממדי (B) ו- B-מצב תצוגה (C). לעקוב לאחר הניתוח נערך באמצעות אולטרסאונד. התמונות להראות patency של השתל ללא שינוי בממדי לומן. בנוסף, לא stenoses או תצורות aneurysmal נצפו. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
איור 3 : היסטולוגית ותמונות אימונוהיסטוכימיה. היסטולוגית ו אימונוהיסטוכימיה נציג דמויות של חיות המושתלים בגיל 6 שבועות לאחר ההשתלה. אין חבלות משמעותיות נצפתה על ידי היסטולוגיה aortas המושתלים (Hematoxylin ואאוזין, הוא, 100 X הגדלה, סולם בר = 50 מיקרומטר), immunohistochemical מכתים (שריר חלק אקטין SMA (אדום) או מקרופאג MAC2 (ירוק), 200 X הגדלה, סולם בר = 25 מיקרומטר). הגרעינים היו נגד מוכתמת דאפי (כחול). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video at JoVE.com

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

אנו מציגים מודל השתלת אבי העורקים orthotopic בטכניקה שרוול בעכברים. זו שיטה השקה מהירה מאוד, אשר יכול להיות מועסק במחקרים של מחלת כלי דם.

בטכניקה שרוול במודל של עכברים של אבי העורקים השתלת - סרט הדרכה

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

using-sleeve-technique-mouse-model-aortic-transplantation-an

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

8.9K Views.  Ruhr- University Bochum. אנו מציגים מודל השתלת אבי העורקים orthotopic בטכניקה שרוול בעכברים. זו שיטה השקה מהירה מאוד, אשר יכול להיות מועסק במחקרים של מחלת כלי דם.

Video: Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopic אבי העורקים להשתלות: מודל עכברוש לחקר התפתחות vasculopathy כרונית

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

במודל עכבר של בתוך הרחם השתלה

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

השתלת אב עורקים בעכברי orthotopic לחקר מחלת כלי דם

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

באמצעות PCR כמוני בזמן אמת לקביעת engraftment תא התורם במודל תחרותי Murine מח עצם השתלה

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Creation and Transplantation of an Adipose-derived Stem Cell (ASC) Sheet in a Diabetic Wound-healing Model

Artificial skin has achieved considerable therapeutic results in clinical practice. However, artificial skin treatments for wounds in diabetic patients with impeded blood flow or with large wounds might be prolonged. Cell-based therapies have appeared as a new technique for the treatment of diabetic ulcers, and cell-sheet engineering has improved the efficacy of cell transplantation. A number of reports have suggested that adipose-derived stem cells (ASCs), a type of mesenchymal stromal cell (MSC), exhibit therapeutic potential due to their relative abundance in adipose tissue and their accessibility for collection when compared to MSCs from other tissues. Therefore, ASCs appear to be a good source of stem cells for therapeutic use. In this study, ASC sheets from the epididymal adipose fat of normal Lewis rats were successfully created using temperature-responsive culture dishes and normal culture medium containing ascorbic acid. The ASC sheets were transplanted into Zucker diabetic fatty (ZDF) rats, a rat model of type 2 diabetes and obesity, that exhibit diminished wound healing. A wound was created on the posterior cranial surface, ASC sheets were transplanted into the wound, and a bilayer artificial skin was used to cover the sheets. ZDF rats that received ASC sheets had better wound healing than ZDF rats without the transplantation of ASC sheets. This approach was limited because ASC sheets are sensitive to dry conditions, requiring the maintenance of a moist wound environment. Therefore, artificial skin was used to cover the ASC sheet to prevent drying. The allogenic transplantation of ASC sheets in combination with artificial skin might also be applicable to other intractable ulcers or burns, such as those observed with peripheral arterial disease and collagen disease, and might be administered to patients who are undernourished or are using steroids. Thus, this treatment might be the first step towards improving the therapeutic options for diabetic wound healing.

Creation and Transplantation of an Adipose-derived Stem Cell ASC Sheet in a Diabetic Wound-healing Model

Adipose-derived stem cells (ASCs) are easily isolated and harvested from the fat of normal rats. ASC sheets can be created using cell-sheet engineering and can be transplanted into Zucker diabetic fatty rats exhibiting full-thickness skin defects with exposed bone and then covered with a bilayer of artificial skin.

יצירת והשתלות של גיליון נגזר שומן בתאי גזע (ASC) במודל של ריפוי פצע סוכרתי

Artificial skin has achieved considerable therapeutic results in clinical practice. However, artificial skin treatments for wounds in diabetic patients ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

העכבר מודל עבור השתלת לבלב בטכניקה השינוי הצמיד

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Contractility איזומטרי מדידה של עורק מצע המעי העליון העכבר באמצעות חוט Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

מורי צוואר הרחם מורנה השתלת מודל באמצעות שינוי שאינו תפר שיטה השרוול

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...