We thank Dr. Antonio Virgilio&#160;Failla for providing the FRET acquisition quantification algorithm and Erwin Bohn for providing the pMK-bla and pMK-ova constructs.

1. שיא פליטה וקביעת הצלב-שיחה (ראה גם איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על מנת לקבוע את פסגות הפליטה וסכום של שיחה בין-בין התורם (V450 נגזר coumarin) וצבעים acceptor (העמסה), לבצע סריקות רפאים של תאים שכותרתו עם שני fluorophores הפרט ב 405 ננומטר עירור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את רוחב פס של 10 ננומטר בשיא של כל צבע שישמש עבור ערוצי תורם acceptor (כאן 455-465 ננומטר ו525-535 ננומטר). העלילה העצמה המנורמלת על הגל ולחשב את האחוז הממוצע של הצטלבות של צבע התורם בערוץ acceptor ולהיפך (איור 2). </li></ol> 2. הכנה של י &#39; enterocolitica זנים לזיהום תרבית תאים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בזנים הבאים: WA-314 PMK-ביציות (WA-314 הפכו עם פלסמידים PMK-בלה 17 וPMK-ביציות 17, בהתאמה) וWA-314ΔYopE PMK-בלה (שר-המים314ΔYopE הפך עם פלסמיד PMK-בלה 17) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפחות יומיים לפני י &#39;פס ההדבקה enterocolitica זני WA-314 PMK-ביציות, WA-314 PMK-בלה וWA-314ΔE PMK-בלה מקריו מניות על צלחות LB-אגר המכילות אנטיביוטיקה הנדרשת (kanamycin לWA-314 PMK-בלה וWA-314 PMK-ביציות ; Kanamycin וטטרציקלין לWA-314ΔE PMK-בלה) ולגדול O / N ב 27 מעלות צלזיוס. לאחר מכן לשמור את הצלחות לעד שבוע ב 4 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יום אחד לפני ההדבקה לחסן 3 מיליליטר של LB-בינוני המכיל אנטיביוטיקה הנדרשת עם מושבה אחת של הזנים המתאימים ודגירת O / N ב 27 ° C שייקר ב 180 סל&quot;ד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום של זיהום לחסן 2 מיליליטר של O / תרבות N ל40 מיליליטר של LB-בינוני טרי ללא אנטיביוטיקה ודגירה של 90 דקות ב 37 מעלות צלזיוס שייקר ב 180 סל&quot;ד לגרום לביטוי של מערכת הפרשת הסוג השלישית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את התרבויות לתוך צינור מתאים ולשמור על התרבויות על קרח או על 4 מעלות צלזיוסמעכשיו. צנטריפוגה התרבויות במשך 10 דקות בXG 5000 ו- 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Resuspend גלולה חיידקים ב2-3 מיליליטר של קרח הקר PBS. לדלל את ההשעיה החיידקים בריכוז של 8 x 10 8 CFU / ml באמצעות ספקטרופוטומטר. לקבוע את הצפיפות האופטית המקבילה בנפרד. שמור השעיה זו על קרח עד הדבקת תאי הלה. </li></ol> 3. תאי ציפוי הלה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני זרע זיהום 1.5 x 10 4 תאי תאי הלה יום אחד בDMEM 200 μl סרום המכיל 10% חום מומת עגל עוברי (FCS) בבארות של צלחת גם 96 ולטפח ב5% CO 2 באינקובטור ב 37 מעלות צלזיוס. זרעי שלוש בארות עבור כל זן (שלוש פעמים דגירה שונות). </li></ol> 4. זיהום של תאי הלה וטעינה עם CCF4 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להדביק תאי הלה על ידי הוספת 3.5 μl של ההשעיה החיידקים לטווח הבינוני ולערבב בעדינות על ידי pipetting בינוני פעמיים. לאפשר לחיידקים למשקעים בלתאים במשרד פנים (מחצית מזיהום) של כ -100 חיידקים לכל תא. לקורס זמן להתחיל זיהומים ב-90 דקות, ודקות -60 דקות -30 ולדגור על 37 מעלות צלזיוס בחממה של 5% CO 2 עד 0 דקות כדי להשיג נקודת סיום משותפת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר הדגירה תושלם, לשאוב בזהירות הבינוני מבלי להסיר תאי הלה ולהוסיף 50 μl של PBS המכיל 20 מיקרוגרם / מיליליטר chloramphenicol להפסיק ביטוי של effectors וprobenecid 2.5 מ&quot;מ להפחתת יצוא של CCF4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב זה להעביר את צלחת 96-היטב לבמת מיקרוסקופ ולהגדיר כתמים מתאימים לניתוח מאוחר יותר בכל טוב. לסיים שלב זה תוך 10 דקות (לפירוט ראה סעיף 5.1 רכישה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בכל טוב, להוסיף 70 μl של פתרון CCF4 / טעינה בבוקר (פתרון 0.24 μl, פתרון B 1.2 μl, 18.56 μl C פתרון (פתרון, B, ו- C הניתן בערכה / טעינה בבוקר CCF4) ו -50 μl PBS (המכיל 20 מיקרוגרם / מיליליטר chloramphenicol ו -2.5 probenecid מ&quot;מ) באמצעות p רבipette דגירה במשך 5 דקות ב RT. מעתה והלאה עבודה ללא הפרעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את פתרון הטעינה ולהוסיף 100 של PBS μl המכיל 20 מיקרוגרם / מיליליטר chloramphenicol וprobenecid 2.5 מ&quot;מ באמצעות פיפטה רבת. לאחר מכן במהירות להעביר את צלחת 96 גם לבמת מיקרוסקופ ולהתחיל רכישה בתוך 10 דקות משאיפה של פתרון הטעינה. </li></ol> 5. סריקת הלייזר מיקרוסקופית וניתוח של נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רכישת תמונה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את תנאי ההדמיה בדרך למקסם את סך ספירת הפוטון ולמזער phototoxicity, photobleaching והעירור צולב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במיקרוסקופ סריקת לייזר confocal מודרני, להשתמש אובייקטיבי מספרית גבוהה 20X טבילת צמצם, לפתוח את חריר הגלאי 2.5 יחידות אווריריות (כלומר חתך אופטי רחב,), לבחור רגישות גבוהה Gaasp גלאי עם ערוצי תורם acceptor בו זמנית פעילים, עומק 8 סיביות , ~ 750 גודל פיקסל ננומטר, מיצוע המסגרת של פי 3 וExcitדואר עם 10% מדיודת לייזר 405 ננומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח כימות נכון להגדיר את רווח הגלאי של שני הערוצים לאותו הערך ולהימנע מכל פיקסלים רוויים. שים לב: כאן, הרווחים נקבעו ל -150%. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא טבילה רציפה על ידי הפצה בינונית טבילה לתחתית הבארות, למשל עם מזרק 1 מיליליטר, ולהימנע מהשמנה של כל בועות אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את האור המועבר ולמצוא שדה נציג של נוף בכל היטב. השתמש בשלב אוטומטי מכויל כראוי ולסמן את המיקום בתוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הסרת הצלחת לצביעה (ראה סעיף 4.3), הכנס שוב את הצלחת ולהוסיף משקל על עליון כדי למנוע סחף מוקדי. סקור את העמדות נשמרו עם מצב סריקת הלייזר ולהתאים את המיקוד ומיקום לרוחב כמו שצריך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הזמן לשגות 2 דקות, את משך הזמן עד שעה 2 ולהתחיל רכישה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כימות תמונה (דוגמאות תינתן לBitplane Softwהם כמו Imaris) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייבא את בסיס הנתונים לתוכנה המאפשרת חישובים אריתמטיים של מטריצות פיקסל. לעשות זאת על ידי גרירה ושחרור של קובץ המקור המכיל את שני התורם וערוץ acceptor על סמל התוכנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפחת את הרקע בשני הערוצים באמצעות אותו הקיזוז. כדי לעשות זאת, לחץ על תפריט ולאחר מכן לחץ על תמונה&gt; עיבוד&gt; Baseline חיסור. בחר כל ערוץ והזן את הערך הבסיסי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את לדמם דרך ערוץ התורם (CH1) לערוץ acceptor (CH2) עם F נקבע מראש תיקון הגורם (ראה 1.1), יצירת ערוץ חדש: CH2 &#39;= CH2 - CH1 * F הערה: לדמם דרכו של acceptor לערוץ התורם לא הייתה לזיהוי על רמת הרעש. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על תפריט&gt; עיבוד תמונה&gt; ערוץ האריתמטיקה ולהיכנס ABS (ch2- (CH1 * 0.33)). לאחר מכן למחוק ערוץ 2 על ידי לחיצה על תפריט&gt; ערוך&gt; מחק ערוצים. ודא שלדמם דרך ערוץ acceptor תיקן נשאר כערוץ החדש 2. אופציונליים: שנה את צבע ערוץ מאפור לצבע המקורי על ידי לחיצה על תפריט&gt; מאפייני Edit&gt; תמונה. בחר ערוץ 4&gt; צבע&gt; צבע בסיס ממופה ולשנות אותו לדוגמה, ירוק. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת ערוץ חדש עם הפעולה הבאה כדי לקבוע את מקדם סריג היחסי: CH3 CH2 = &quot;/ (CH1 CH2 + &#39;) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור לתפריט&gt; עיבוד תמונה&gt; ערוץ האריתמטיקה ולהיכנס CH2 ./ (CH1 CH2 +) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להדמיה תקינה של ערוץ סריג בתמונה 8 סיביות, ליצור ערוץ רביעי: CH4 = 255 CH3 * <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור לתפריט&gt; עיבוד תמונה&gt; ערוץ האריתמטיקה ולהיכנס 255 CH3 *. שינוי צבע הערוץ על ידי לחיצה על תפריט&gt; מאפייני Edit&gt; תמונה. בחר 4&gt; קובץ ממופה ערוץ הצבע&gt; צבע שולחן&gt; Jet. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מסנן חציון 3x3 לCH3 ערוצים וtha CH4לא יפחית את הרעש בתמונות. כדי לעשות זאת, לחץ על תפריט&gt; עיבוד תמונה&gt;&gt; סינון חציון החלקה. בחר בשני הערוצים ולהחיל גודל מסנן &quot;3x3x1&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכימות של אותות סלולריים, לזהות את התאים בCH4 ידי הגדרה כראוי קיזוז ולסנן את המבנים לפי גודל שלא לכלול מבנים קטנים מדי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר לעלות הצג ולחץ על הסמל &quot;הוסף משטחים חדשים&quot;. הגדר את הפרמטרים אלגוריתם זיהוי בחלון Surface. לעיבוד מהיר יותר, להפעיל את שתי תיבות סימון &quot;מגזר רק אזור של עניין&quot; ו- &quot;תמונה כל תהליך סוף סוף&quot;. הגדר את האזור של עניין על ידי עריכת ממדיו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר ערוץ 4 כערוץ המקור ולקבוע את הסף על ידי קביעת ערכי סף&gt; רקע חיסור (ניגודיות המקומית) ולהגדיר קוטר 10 מיקרומטר. הגדר את סף מינימום העצמה ידני ל0 ואת הסף המרבי להתעצם המרביטאי. סנן את המבנים על ידי אזור ולהגדיר את הערך המינימאלי לדוגמה, μm² 187. לסיים את זיהוי פני השטח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלץ את הערכים הממוצעים לעוצמת הקרינה תורם (CH1) ומקדם סריג יחסי (CH3) וסטיות התקן שלהם בישות הסלולרית. כדי לעשות זאת, ללכת למאפייני פני השטח. לשנות את המראה של המבנים על ידי בחירה&gt; משטח / איכות סגנון משטחים. בחר את כל המבנים על ידי לחיצה על כרטיסיית המסננים. לאחד את המבנים שזוהו על ידי הולך לתהליך בחירה&gt; לאחד. לייצא את הנתונים הסטטיסטיים משטח ל- MS Excel על-ידי לחיצה על הכרטיסייה בסטטיסטיקה&gt; סטטיסטיקה יצוא לקובץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עלילה ערכים אלה לאורך זמן. זהה את מרווח 10 דקות של שיפוע המרבי של עליית הקרינה ערוץ תורם לכל מצב כפרמטר סביר לייצג את כמות מפעיל translocated. חשב את השיפוע כמטר = עוצמת הקרינה תורם Δ / שעת Δ (דקות). </li></ol></li&gt; </ol>

<ol>
	<li>Galan, J. E., Lara-Tejero, M., Marlovits, T. C., Wagner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+Type+III+Secretion+Systems:+Specialized+Nanomachines+for+Protein+Delivery+into+Target+Cells.">Bacterial Type III Secretion Systems: Specialized Nanomachines for Protein Delivery into Target Cells.</a> Annu Rev Microbiol. 68, 415-438 (2014).</li><li>Aepfelbacher, M., Trasak, C., Ruckdeschel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effector+functions+of+pathogenic+Yersinia+species.">Effector functions of pathogenic Yersinia species.</a> Thromb Haemost. 98 (3), 521-529 (2007).</li><li>Heesemann, J., Sing, A., Trulzsch, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yersinia's+stratagem:+targeting+innate+and+adaptive+immune+defense.">Yersinia's stratagem: targeting innate and adaptive immune defense.</a> Curr Opin Microbiol. 9 (1), 55-61 (2006).</li><li>Viboud, G. I., Bliska, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yersinia+outer+proteins:+role+in+modulation+of+host+cell+signaling+responses+and+pathogenesis.">Yersinia outer proteins: role in modulation of host cell signaling responses and pathogenesis.</a> Annu Rev Microbiol. 59, 69-89 (2005).</li><li>Dewoody, R. S., Merritt, P. M., Marketon, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+the+Yersinia+type+III+secretion+system:+traffic+control.">Regulation of the Yersinia type III secretion system: traffic control.</a> Front Cell Infect Microbiol. 3, 10-3389 (2013).</li><li>Pettersson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+virulence+factor+expression+by+pathogen+target+cell+contact.">Modulation of virulence factor expression by pathogen target cell contact.</a> Science. 273 (5279), 1231-1233 (1996).</li><li>Schweer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytotoxic+necrotizing+factor+of+Yersinia+pseudotuberculosis+(CNFY)+enhances+inflammation+and+Yop+delivery+during+infection+by+activation+of+Rho+GTPases.">The cytotoxic necrotizing factor of Yersinia pseudotuberculosis (CNFY) enhances inflammation and Yop delivery during infection by activation of Rho GTPases.</a> PLoS Pathog. 9 (11), e1003746 (2013).</li><li>Wolters, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytotoxic+necrotizing+factor-Y+boosts+Yersinia+effector+translocation+by+activating+Rac+protein.">Cytotoxic necrotizing factor-Y boosts Yersinia effector translocation by activating Rac protein.</a> J Biol Chem. 288 (32), 23543-23553 (2013).</li><li>Mejia, E., Bliska, J. B., Viboud, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yersinia+controls+type+III+effector+delivery+into+host+cells+by+modulating+Rho+activity.">Yersinia controls type III effector delivery into host cells by modulating Rho activity.</a> PLoS Pathog. 4 (1), e3 (2008).</li><li>Aili, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+Yersinia+Yop-effector+delivery+by+translocated+YopE.">Regulation of Yersinia Yop-effector delivery by translocated YopE.</a> Int J Med Microbiol. 298 (3-4), 183-192 (2008).</li><li>Gaus, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Destabilization+of+YopE+by+the+ubiquitin-proteasome+pathway+fine-tunes+Yop+delivery+into+host+cells+and+facilitates+systemic+spread+of+Yersinia+enterocolitica+in+host+lymphoid+tissue.">Destabilization of YopE by the ubiquitin-proteasome pathway fine-tunes Yop delivery into host cells and facilitates systemic spread of Yersinia enterocolitica in host lymphoid tissue.</a> Infect Immun. 79 (3), 1166-1175 (2011).</li><li>Nordfelth, R., Wolf-Watz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=YopB+of+Yersinia+enterocolitica+is+essential+for+YopE+translocation.">YopB of Yersinia enterocolitica is essential for YopE translocation.</a> Infect Immun. 69 (5), 3516-3518 (2001).</li><li>Radics, J., Konigsmaier, L., Marlovits, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+a+pathogenic+type+3+secretion+system+in+action.">Structure of a pathogenic type 3 secretion system in action.</a> Nat Struct Mol Biol. 21 (1), 82-87 (2014).</li><li>Sory, M. P., Cornelis, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translocation+of+a+hybrid+YopE-adenylate+cyclase+from+Yersinia+enterocolitica+into+HeLa+cells.">Translocation of a hybrid YopE-adenylate cyclase from Yersinia enterocolitica into HeLa cells.</a> Mol Microbiol. 14 (3), 583-594 (1994).</li><li>Schlumberger, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+type+III+secretion:+Salmonella+SipA+injection+into+host+cells.">Real-time imaging of type III secretion: Salmonella SipA injection into host cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (35), 12548-12553 (2005).</li><li>Charpentier, X., Oswald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+secretion+and+translocation+domain+of+the+enteropathogenic+and+enterohemorrhagic+Escherichia+coli+effector+Cif,+using+TEM-1+beta-lactamase+as+a+new+fluorescence-based+reporter.">Identification of the secretion and translocation domain of the enteropathogenic and enterohemorrhagic Escherichia coli effector Cif, using TEM-1 beta-lactamase as a new fluorescence-based reporter.</a> J Bacteriol. 186 (16), 5486-5495 (2004).</li><li>Koberle, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yersinia+enterocolitica+targets+cells+of+the+innate+and+adaptive+immune+system+by+injection+of+Yops+in+a+mouse+infection+model.">Yersinia enterocolitica targets cells of the innate and adaptive immune system by injection of Yops in a mouse infection model.</a> PLoS Pathog. 5 (8), e1000551 (2009).</li><li>Geddes, K., Cruz, F., Heffron, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+cells+targeted+by+Salmonella+type+III+secretion+in+vivo.">Analysis of cells targeted by Salmonella type III secretion in vivo.</a> PLoS Pathog. 3 (12), e196 (2007).</li><li>Marketon, M. M., DePaolo, R. W., DeBord, K. L., Jabri, B., Schneewind, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plague+bacteria+target+immune+cells+during+infection.">Plague bacteria target immune cells during infection.</a> Science. 309 (5741), 1739-1741 (2005).</li><li>Mills, E., Baruch, K., Aviv, G., Nitzan, M., Rosenshine, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+type+III+secretion+system+activity+of+enteropathogenic+Escherichia+coli.">Dynamics of the type III secretion system activity of enteropathogenic Escherichia coli.</a> MBio. 4 (4), (2013).</li><li>Mills, E., Baruch, K., Charpentier, X., Kobi, S., Rosenshine, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+analysis+of+effector+translocation+by+the+type+III+secretion+system+of+enteropathogenic+Escherichia+coli.">Real-time analysis of effector translocation by the type III secretion system of enteropathogenic Escherichia coli.</a> Cell Host Microbe. 3 (2), 104-113 (2008).</li><li>Heesemann, J., Laufs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+a+mobilizable+Yersinia+enterocolitica+virulence+plasmid.">Construction of a mobilizable Yersinia enterocolitica virulence plasmid.</a> J Bacteriol. 155 (2), 761-767 (1983).</li><li>Zumbihl, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cytotoxin+YopT+of+Yersinia+enterocolitica+induces+modification+and+cellular+redistribution+of+the+small+GTP-binding+protein+RhoA.">The cytotoxin YopT of Yersinia enterocolitica induces modification and cellular redistribution of the small GTP-binding protein RhoA.</a> J Biol Chem. 274 (41), 29289-29293 (1999).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

אנחנו כאן מיושמים בהצלחה מבוססת assay כתב בטא לקטמאז TEM-1 לניתוח כמותי של טרנסלוקציה מפעיל על ידי י &#39; enterocolitica. וריאציות שונות של טכניקה רגישה, ספציפית ופשוטה יחסית זו תוארו בספרות. במחקר זה מיקרוסקופ סריקת לייזר נערך לגילוי רגיש והמדויק ביותר של אותות הקרינה. באופ?...

III מערכות הפרשת סוג מכונות חלבון-יצוא מיוחד מנוצל על ידי genera של חיידקי גרם שלילי לספק ישירות חלבוני מפעיל מקודדים bacterially לתאי יעד האיקריוטים שונה. בעוד מכונות ההפרשה עצמו שמור ביותר, סטים מיוחדים של חלבוני מפעיל התפתחו בין מיני חיידקים השונים כדי לתפעל מסלולי איתות תאיים ולהקל אסטרטגיות אלימות חיידקים ספציפיות 1. במקרה של Yersinia, עד שבעה חלבוני מפעיל, (חלבונים חיצוניים Yersinia) Yops שנקרא, הם translocated במגע תא מארח ולפעול יחד כדי לחתור תחת תגובות תא חיסון כגון ייצור phagocytosis וציטוקינים, כלומר, כדי לאפשר הישרדות תאית של החיידקים 2-4. התהליך של טרנסלוקציה נשלט בחוזקה בשלבים שונים 5. הוא קבע כי הפעלה ראשונית של T3SS מופעלת על ידי המגע שלה ליעד לספירהLL 6. עם זאת, המנגנון המדויק של חניכה זו הוא עדיין לא הובהר. בYersinia רמה שנייה של מה שנקרא כוונון עדין של טרנסלוקציה מושגת על ידי למעלה או פעילות של חלבוני Rho GTP מחייב Rac1 הסלולריים או RhoA ויסות כלפי מטה. הפעלה של Rac1 למשל על ידי גורם necrotizing invasin או ציטוטוקסיות Y (CNF-Y) מובילה לטרנסלוקציה עלתה 7-9, ואילו הפער (GTPase הפעלת חלבון) פונקציה של YopE translocated מסדירה את הפעילות-Rac1 ובהתאם יורד טרנסלוקציה ידי סוג משוב שלילי של מנגנון 10,11. שיטות תקפות ומדויקות הן התנאי ההכרחי כדי לחקור כיצד טרנסלוקציה מוסדרת במהלך האינטראקציה תא המארח Yersinia. מערכות רבות ושונות המשמשות למטרה זו, כל אחד עם יתרונות וחסרונות מסוימים. גישות יש להסתמך על תמוגה של תאים נגועים אך לא חיידקים על ידי חומרי ניקוי שונים ואחריו ניתוח כתם מערבי. החסרון משותף דואר של שיטות אלה הוא שתמוגה חיידקי קטין אך בלתי נמנעת שעלולה מזהמת את lysate התא עם הקשורים חיידקי חלבוני מפעיל. עם זאת, טיפול בתאים עם K proteinase להשפיל חלבוני מפעיל תאיים והשימוש הבא של digitonin לתמוגה סלקטיבית של התאים האיקריוטים הוצעו כדי למזער בעיה זו 12. חשוב לציין, מבחני אלה תלויים באופן מכריע על נוגדנים נגד מפעיל באיכות גבוהה, שהם בעיקר לא זמינים באופן מסחרי. ניסיונות להשתמש שילובי translational של חלבוני מפעיל וחלבוני ניאון כמו GFP לעקוב אחר טרנסלוקציה לא היו מוצלחים ככל הנראה בשל המבנה הכדורי שיישונים של חלבוני הניאון וחוסר היכולת של מנגנון ההפרשה להתפתח לפני ההפרשה 13. עם זאת תחום, כמה תגי כתב שונים כמו cya (cyclase adenylate calmodulin תלוי) של רעלן שעלת Bordetella cyclolysin 14 או פלאשתג שימש בהצלחה לניתוח טרנסלוקציה. בassay לשעבר הפעילות האנזימטית של cya משמשת כדי להגביר את האות של חלבון ההיתוך תאיים, ואילו תג פלאש, תג מוטיב tetracysteine ​​קצר מאוד (4Cys), מאפשר לתיוג עם פלאש הצבע biarsenical מבלי להפריע לתהליך של הפרשה 15. הגישה מיושמת כאן דווחה לראשונה על ידי שרפנטייה et al., והוא מבוסס על ההמרה תאית של CCF4 צבע תהודת העברת אנרגיית פורסטר (סריג) על ידי שילובי translocated מפעיל TEM-1 בטא לקטמאז 16 (איור 1 א). CCF4 / AM הוא תרכובת תא-permeant בי נגזר coumarin (תורם) ומחצית העמסה (acceptor) צמודות על ידי ליבת צפלוספורין. עם הכניסה פסיבית לתוך התא אוקריוטים, לא פלורסנט אסטרי מתחם CCF4 / AM מעובד על ידי esterases הסלולרי לCCF4 הטעון וניאון ולכודים ובכךבתוך התא. עירור של מחצית coumarin ב 405 ננומטר תוצאות בסריג למחצית והעמסת, אשר פולטת אותות הקרינה ירוקים ב530 ננומטר. לאחר המחשוף של ליבת צפלוספורין ידי סריג בטא לקטמאז מופר ועירור של מחצית coumarin מוביל לפליטת הקרינה הכחולה at460 ננומטר. יישומים שונים של שיטה זו תוארו בספרות הדגשה צדדיות שלה. השיטה מאפשרת ניתוח של טרנסלוקציה במבחנה וגם בin vivo, למשל, את הטכניקה הייתה בשימוש במודל זיהום עכבר כדי לזהות את אוכלוסיות יקוציט ממוקדות עבור טרנסלוקציה in vivo 17-19. קריאת נתונים של אותות ניתן לבצע באמצעות קוראי צלחת, ניתוח FACS או מיקרוסקופ פלואורסצנטי. ראוי לציין, השיטה מספקת גם את האפשרות לעקוב אחר טרנסלוקציה בזמן אמת על ידי מיקרוסקופ לחיות התאים במהלך 20,21 תהליך ההדבקה. כאן מיקרוסקופ פלואורסצנטי סריקת הלייזר יושם לreadouלא של אותות הקרינה כפי שהוא מספק רגישות ודיוק הגבוהות ביותר. בפרט, את היכולת להתאים את חלון הפליטה עם דיוק ננומטר בשילוב עם גלאים גבוהים רגישים מקל מותאמת גילוי הקרינה ולמזער הצטלבות. בנוסף התקנת מיקרוסקופיה זה יכולה להיות מותאם לניטור של טרנסלוקציה בזמן אמת ובאופן פוטנציאלי מאפשרת לניתוח בו זמני של אינטראקציה מארח הפתוגן ברמה התאית. בשיעורי טרנסלוקציה מחקר זה של י &#39; זן enterocolitica פראי סוג ומוטצית מחיקת YopE מציגה פנוטיפ hypertranslocator 10,11 נותחו exemplarily.

<table><tbody><tr><td>LB-Agar</td><td>Roth</td><td>X969.2</td><td></td></tr><tr><td>LB-Medium</td><td>Roth</td><td>X968.2</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Phosphate Buffered Saline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8662-500ML</td><td></td></tr><tr><td>96-well plate (black, clear bottom)</td><td>Greiner Bio One</td><td>655087</td><td></td></tr><tr><td>DMEM, high glucose, GlutaMAX Supplement, pyruvate</td><td>Gibco/Life Technologies</td><td>31966-047</td><td></td></tr><tr><td>Probenecid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8761-25G</td><td></td></tr><tr><td>LiveBLAzer FRET-B/G Loading Kit with CCF4-AM</td><td>Life Technologies</td><td>K1095</td><td></td></tr><tr><td>Lectin from Triticum vulgaris (wheat) FITC conjugate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L4895</td><td>Used for peak emission and cross-talk determination</td></tr><tr><td>V450 Rat anti-Mouse CD8a</td><td>BD Bioscience</td><td>560469</td><td>Used for peak emission and cross-talk determination</td></tr><tr><td>Immersol W immersion oil&amp;nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>444969-0000-000</td><td>Refractive index = 1.3339 @ 23 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>TCS SP5 II confocal laser scanning microscope</td><td>Leica microsystems</td><td></td><td>2x GaAsP-Hybrid detectors, 4 channel spectrometer, acusto optical beam spliter, motorized XY stage, adjustable pinhole, objective 20X HC PL APO CS IMM/CORR, 405&amp;#160;nm diode laser 50&amp;#160;mW</td></tr><tr><td>Imaris 7.6 software</td><td>Bitplane</td><td></td><td>Plugins included ImarisXT and MeasurementPro</td></tr><tr><td>MatLab compiler runtime</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prism 5</td><td>GraphPad software</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

analysis of yersinia enterocolitica effector translocation into host cells using beta-lactamase effector fusions

חיידקי גרם שלילי רבים, כולל spp Yersinia פתוגניים. להעסיק סוג שלישי מערכות הפרשה לtranslocate חלבוני מפעיל לתאי יעד האיקריוטים. בתוך התא המארח חלבוני מפעיל לתפעל פונקציות סלולריות לטובת החיידקים. כדי להבין את השליטה של ​​הפרשת III הסוג במהלך אינטראקציה תא מארח, רגישה ומבחנים מדויקים יותר למדידת טרנסלוקציה נדרשים. אנחנו כאן לתאר את היישום של assay המבוסס על השילוב של שבר חלבון מפעיל Yersinia enterocolitica (חלבון החיצוני Yersinia; YopE). עם TEM-1 בטא לקטמאז לניתוח כמותי של טרנסלוקציה assay מסתמך על מחשוף של תא permeant סריג צבע (CCF4 / AM) על ידי היתוך בטא לקטמאז translocated. לאחר המחשוף של ליבת צפלוספורין של CCF4 ידי בטא לקטמאז, סריג מcoumarin להעמסה מופרת והעירור של מחצית coumarin מוביל לפליטת הקרינה כחולה.יישומים שונים של שיטה זו תוארו בספרות הדגשה צדדיות שלה. השיטה מאפשרת ניתוח של טרנסלוקציה במבחנה וגם בin vivo, למשל, במודל של עכברים. זיהוי של אותות הקרינה יכול להתבצע באמצעות קוראי צלחת, ניתוח FACS או מיקרוסקופ פלואורסצנטי. בהתקנה המתוארת כאן, בטרנסלוקציה מבחנה של שילובי מפעיל לתאי הלה על ידי מוטציות Yersinia שונות מנוטר על ידי מיקרוסקופ סריקת לייזר. הקלטת המרה תאית של כתב סריג על ידי היתוך מפעיל בטא לקטמאז בזמן אמת מספקת תוצאות כמותיות חזקות. אנחנו כאן להראות נתונים למופת, מדגימים טרנסלוקציה המוגברת על ידי י &#39; המוטציה enterocolitica YopE בהשוואה לזן מהסוג בר.

כדי להדגים את היכולת של השיטה המתוארת לנתח טרנסלוקציה מפעיל לתאי יעד כמותית, שני זני Yersinia עם קינטיקה טרנסלוקציה שונה נחקרו: י &#39; זן enterocolitica סוג בר WA-314 (serogroup O8, מחסה פלסמיד הארסיות 22 pYVO8) וWA-314ΔYopE (WA-314 מחסה pYVO8ΔYopE 23) הנגזרים שלה. העבודה קודמת הרא...

Watch this Scientific Journal Video about Analysis of Yersinia enterocolitica Effector Translocation into Host Cells Using Beta-lactamase Effector Fusions at JoVE.com

Analysis of Yersinia enterocolitica Effector Translocation into Host Cells Using Beta-lactamase Effector Fusions

Effector translocation into host cells via a type III secretion system is a common virulence strategy among gram-negative bacteria. A beta-lactamase effector fusion based assay for quantitative analysis of translocation was applied. In Yersinia infected cells, conversion of a FRET reporter by the beta-lactamase is monitored using laser scanning microscopy.

ניתוח של<em&gt; Enterocolitica Yersinia</em&gt; מפעיל טרנסלוקציה לתאי מארח שימוש בטא לקטמאז מפעיל Fusions

Many gram-negative bacteria including pathogenic Yersinia spp. employ type III secretion systems to translocate effector proteins into eukaryotic target ...

analysis-yersinia-enterocolitica-effector-translocation-into-host

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Analysis of Yersinia enterocolitica Effector Translocation into Host Cells Using Beta-lactamase Effector Fusions

8.5K Views.  University Medical Center Hamburg-Eppendorf. Effector translocation into host cells via a type III secretion system is a common virulence strategy among gram-negative bacteria. A beta-lactamase effector fusion based assay for quantitative analysis of translocation was applied. In Yersinia infected cells, conversion of a FRET reporter by the beta-lactamase is monitored using laser scanning microscopy.

Video: Analysis of Yersinia enterocolitica Effector Translocation into Host Cells Using Beta-lactamase Effector Fusions

Single Cell Measurements of Vacuolar Rupture Caused by Intracellular Pathogens

Shigella flexneri are pathogenic bacteria that invade host cells entering into an endocytic vacuole. Subsequently, the rupture of this membrane-enclosed compartment allows bacteria to move within the cytosol, proliferate and further invade neighboring cells. Mycobacterium tuberculosis is phagocytosed by immune cells, and has recently been shown to rupture phagosomal membrane in macrophages. We developed a robust assay for tracking phagosomal membrane disruption after host cell entry of Shigella flexneri or Mycobacterium tuberculosis. The approach makes use of CCF4, a FRET reporter sensitive to &beta;-lactamase that equilibrates in the cytosol of host cells. Upon invasion of host cells by bacterial pathogens, the probe remains intact as long as the bacteria reside in membrane-enclosed compartments. After disruption of the vacuole, &beta;-lactamase activity on the surface of the intracellular pathogen cleaves CCF4 instantly leading to a loss of FRET signal and switching its emission spectrum. This robust ratiometric assay yields accurate information about the timing of vacuolar rupture induced by the invading bacteria, and it can be coupled to automated microscopy and image processing by specialized algorithms for the detection of the emission signals of the FRET donor and acceptor. Further, it allows investigating the dynamics of vacuolar disruption elicited by intracellular bacteria in real time in single cells. Finally, it is perfectly suited for high-throughput analysis with a spatio-temporal resolution exceeding previous methods. Here, we provide the experimental details of exemplary protocols for the CCF4 vacuolar rupture assay on HeLa cells and THP-1 macrophages for time-lapse experiments or end points experiments using Shigella flexneri as well as multiple mycobacterial strains such as Mycobacterium marinum, Mycobacterium bovis, and Mycobacterium tuberculosis.

We describe a method for tracking the endomembrane rupture elicited by the intracellular bacteria Shigella flexneri and Mycobacterium tuberculosis upon host cell invasion. Our assay makes use of CCF4, a host cytoplasmic FRET probe in live or fixed cells. This reporter is degraded by an enzyme activity present on the bacterial surface.

מידות תא יחיד של קרע vacuolar נגרמים על ידי פתוגנים תאיים

Shigella flexneri are pathogenic bacteria that invade host cells entering into an endocytic vacuole. Subsequently, the rupture of this membrane-enclosed ...

Identification of Host Pathways Targeted by Bacterial Effector Proteins using Yeast Toxicity and Suppressor Screens

Intracellular bacteria secrete virulence factors called effector proteins into the host cytosol that act to subvert host proteins and/or their associated biological pathways to the benefit of the bacterium. Identification of putative bacterial effector proteins has become more manageable due to advances in bacterial genome sequencing and the advent of algorithms that allow in silico identification of genes encoding secretion candidates and/or eukaryotic-like domains. However, identification of these important virulence factors is only an initial step. Naturally, the goal is to determine the molecular function of effector proteins and elucidate how they interact with the host. In recent years, techniques like the yeast two-hybrid screen and large-scale immunoprecipitations coupled with mass spectrometry have aided in the identification of protein-protein interactions. Although identification of a host binding partner is the crucial first step toward elucidating the molecular function of a bacterial effector protein, sometimes the host protein is found to have multiple biological functions (e.g., actin, clathrin, tubulin), or the bacterial protein may not physically bind host proteins, depriving the researcher of crucial information about the precise host pathway being manipulated. A modified yeast toxicity screen coupled with a suppressor screen has been adapted to identify host pathways impacted by bacterial effector proteins. The toxicity screen relies on a toxic effect in yeast caused by the effector protein interfering with the host biological pathways, which often manifests as a growth defect. Expression of a yeast genomic library is used to identify host factors that suppress the toxicity of the bacterial effector protein and thus identify proteins in the pathway that the effector protein targets. This protocol contains detailed instructions for both the toxicity and suppressor screens. These techniques can be performed in any lab capable of molecular cloning and cultivation of yeast and Escherichia coli.

Bacterial pathogens secrete proteins into the host that target crucial biological processes. Identifying the host pathways targeted by bacterial effector proteins is key to addressing molecular pathogenesis. Here, a method using a modified yeast suppressor and toxicity screen to elucidate host pathways targeted by toxic bacterial effector proteins is described.

זיהוי של מסלולים מארחים ממוקד על ידי חלבונים בקטריות אפקטור באמצעות רעילות שמרים מסכי מדכא

Intracellular bacteria secrete virulence factors called effector proteins into the host cytosol that act to subvert host proteins and/or their associated ...

Genetics

Monitoring the Assembly of a Secreted Bacterial Virulence Factor Using Site-specific Crosslinking

This article describes a method to detect and analyze dynamic interactions between a protein of interest and other factors in vivo. Our method is based on the amber suppression technology that was originally developed by Peter Schultz and colleagues1. An amber mutation is first introduced at a specific codon of the gene encoding the protein of interest. The amber mutant is then expressed in E. coli together with genes encoding an amber suppressor tRNA and an amino acyl-tRNA synthetase derived from Methanococcus jannaschii. Using this system, the photo activatable amino acid analog p-benzoylphenylalanine (Bpa) is incorporated at the amber codon. Cells are then irradiated with ultraviolet light to covalently link the Bpa residue to proteins that are located within 3-8 &#197;. Photocrosslinking is performed in combination with pulse-chase labeling and immunoprecipitation of the protein of interest in order to monitor changes in protein-protein interactions that occur over a time scale of seconds to minutes. We optimized the procedure to study the assembly of a bacterial virulence factor that consists of two independent domains, a domain that is integrated into the outer membrane and a domain that is translocated into the extracellular space, but the method can be used to study many different assembly processes and biological pathways in both prokaryotic and eukaryotic cells. In principle interacting factors and even specific residues of interacting factors that bind to a protein of interest can be identified by mass spectrometry.

This article illustrates the use of pulse-chase radio labeling in combination with site-specific photocrosslinking to monitor interactions between a protein of interest and other factors in E. coli. Unlike traditional chemical cross-linking methods, this approach generates high resolution &#8220;snapshots&#8221; of an ordered assembly pathway in a living cell.

ניטור העצרת של מופרש בקטריאלי ארסי פקטור שימוש Crosslinking אתר ספציפי

This article describes a method to detect and analyze dynamic interactions between a protein of interest and other factors in vivo. Our method is based on ...

Electroporation of Functional Bacterial Effectors into Mammalian Cells

The study of protein interactions in the context of living cells can generate critical information about localization, dynamics, and interacting partners. This information is particularly valuable in the context of host-pathogen interactions. Many pathogen proteins function within host cells in a variety of way such as, enabling evasion of the host immune system and survival within the intracellular environment. To study these pathogen-protein host-cell interactions, several approaches are commonly used, including: in vivo infection with a strain expressing a tagged or mutant protein, or introduction of pathogen genes via transfection or transduction. Each of these approaches has advantages and disadvantages. We sought a means to directly introduce exogenous proteins into cells. Electroporation is commonly used to introduce nucleic acids into cells, but has been more rarely applied to proteins although the biophysical basis is exactly the same. A standard electroporator was used to introduce affinity-tagged bacterial effectors into mammalian cells. Human epithelial and mouse macrophage cells were cultured by traditional methods, detached, and placed in 0.4 cm gap electroporation cuvettes with an exogenous bacterial pathogen protein of interest (e.g. Salmonella Typhimurium GtgE). After electroporation (0.3 kV) and a short (4 hr) recovery period, intracellular protein was verified by fluorescently labeling the protein via its affinity tag and examining spatial and temporal distribution by confocal microscopy. The electroporated protein was also shown to be functional inside the cell and capable of correct subcellular trafficking and protein-protein interaction. While the exogenous proteins tended to accumulate on the surface of the cells, the electroporated samples had large increases in intracellular effector concentration relative to incubation alone. The protocol is simple and fast enough to be done in a parallel fashion, allowing for high-throughput characterization of pathogen proteins in host cells including subcellular targeting and function of virulence proteins.

Electroporation was used to insert purified bacterial virulence effector proteins directly into living eukaryotic cells. Protein localization was monitored by confocal immunofluorescence microscopy. This method allows for studies on trafficking, function, and protein-protein interactions using active exogenous proteins, avoiding the need for heterologous expression in eukaryotic cells.

Electroporation של effectors בקטריאלי פונקציונלי לתאי יונקים

The study of protein interactions in the context of living cells can generate critical information about localization, dynamics, and interacting partners. ...

Identification of Growth Inhibition Phenotypes Induced by Expression of Bacterial Type III Effectors in Yeast

Many Gram-negative pathogenic bacteria use a type III secretion system to translocate a suite of effector proteins into the cytosol of host cells. Within the cell, type III effectors subvert host cellular processes to suppress immune responses and promote pathogen growth. Numerous type III effectors of plant and animal bacterial pathogens have been identified to date, yet only a few of them are well characterized. Understanding the functions of these effectors has been undermined by a combination of functional redundancy in the effector repertoire of a given bacterial strain, the subtle effects that they may exert to increase virulence, roles that are possibly specific to certain infection stages, and difficulties in genetically manipulating certain pathogens. Expression of type III effectors in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae may allow circumventing these limitations and aid to the functional characterization of effector proteins. Because type III effectors often target cellular processes that are conserved between yeast and other eukaryotes, their expression in yeast may result in growth inhibition phenotypes that can be exploited to elucidate effector functions and targets. Additional advantages to using yeast for functional studies of bacterial effectors include their genetic tractability, information on predicted functions of the vast majority of their ORFs, and availability of numerous tools and resources for both genome-wide and small-scale experiments. Here we discuss critical factors for designing a yeast system for the expression of bacterial type III effector proteins. These include an appropriate promoter for driving expression of the effector gene(s) of interest, the copy number of the effector gene, the epitope tag used to verify protein expression, and the yeast strain. We present procedures to induce expression of effectors in yeast and to verify their expression by immunoblotting. In addition, we describe a spotting assay on agar plates for the identification of effector-induced growth inhibition phenotypes. The use of this protocol may be extended to the study of pathogenicity factors delivered into the host cell by any pathogen and translocation mechanism.

In this video, we describe a procedure for the expression of bacterial type III effectors in yeast and the identification of effector-induced growth inhibition phenotypes. Such phenotypes can be subsequently exploited to elucidate effector functions and targets.

זיהוי של פנוטיפים עיכוב גדילה מושרה על ידי הבעת effectors סוג חיידקית השלישי שמרים

Many Gram-negative pathogenic bacteria use a type III secretion system to translocate a suite of effector proteins into the cytosol of host cells. Within ...

Biology

Applying Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) to Examine Effector Translocation Efficiency by Coxiella burnetii during siRNA Silencing

Coxiella burnetii, the causative agent of Q fever, is an intracellular pathogen that relies on a Type IV Dot/Icm Secretion System to establish a replicative niche. A cohort of effectors are translocated through this system into the host cell to manipulate host processes and allow the establishment of a unique lysosome-derived vacuole for replication. The method presented here involves the combination of two well-established techniques: specific gene silencing using siRNA and measurement of effector translocation using a FRET-based substrate that relies on &#946;-lactamase activity. Applying these two approaches, we can begin to understand the role of host factors in bacterial secretion system function and effector translocation. In this study we examined the role of Rab5A and Rab7A, both important regulators of the endocytic trafficking pathway. We demonstrate that silencing the expression of either protein results in a decrease in effector translocation efficiency. These methods can be easily modified to examine other intracellular and extracellular pathogens that also utilize secretion systems. In this way, a global picture of host factors involved in bacterial effector translocation may be revealed.

Applying Fluorescence Resonance Energy Transfer FRET to Examine Effector Translocation Efficiency by Coxiella burnetii during siRNA Silencing

Investigating the interactions between bacterial pathogens and their hosts is an important area of biological research. Here, we describe the necessary techniques to measure effector translocation by Coxiella burnetii during siRNA gene silencing using BlaM substrate.

החלת העברת אנרגית תהודת קרינה (סריג) לבחינת יעילות טרנסלוקציה מפעיל ידי<em&gt; Burnetii Coxiella</em&gt; במהלך siRNA השתקה

Coxiella burnetii, the causative agent of Q fever, is an intracellular pathogen that relies on a Type IV Dot/Icm Secretion System to establish a ...

Unravelling the Function of a Bacterial Effector from a Non-cultivable Plant Pathogen Using a Yeast Two-hybrid Screen

Unravelling the molecular mechanisms of disease manifestations is important to understand pathologies and symptom development in plant science. Bacteria have evolved different strategies to manipulate their host metabolism for their own benefit. This bacterial manipulation is often coupled with severe symptom development or the death of the affected plants. Determining the specific bacterial molecules responsible for the host manipulation has become an important field in microbiological research. After the identification of these bacterial molecules, called &#34;effectors,&#34; it is important to elucidate their function. A straightforward approach to determine the function of an effector is to identify its proteinaceous binding partner in its natural host via a yeast two-hybrid (Y2H) screen. Normally the host harbors numerous potential binding partners that cannot be predicted sufficiently by any in silico algorithm. It is thus the best choice to perform a screen with the hypothetical effector against a whole library of expressed host proteins. It is especially challenging if the causative agent is uncultivable like phytoplasma. This protocol provides step-by-step instructions for DNA purification from a phytoplasma-infected woody host plant, the amplification of the potential effector, and the subsequent identification of the plant&#39;s molecular interaction partner with a Y2H screen. Even though Y2H screens are commonly used, there is a trend to outsource this technique to biotech companies that offer the Y2H service at a cost. This protocol provides instructions on how to perform a Y2H in any decently equipped molecular biology laboratory using standard lab techniques.

Bacterial effector proteins are important for establishing successful infections. This protocol describes the experimental identification of proteinaceous binding partners of a bacterial effector protein in its natural plant host. Identifying these effector interactions via yeast two-hybrid screens has become an important tool in unravelling molecular pathogenicity strategies.

Unravelling תפקידו של מפעיל בקטריאלי מ פתוגן צמחים ללא לעיבוד בעזרת שמרי מסך דו-היברידי

Unravelling the molecular mechanisms of disease manifestations is important to understand pathologies and symptom development in plant science. Bacteria ...

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can be generated using a transposome. The commercially available, Tn5-derived transposome used in this protocol consists of a linear segment of DNA containing an R6K&#947; replication origin, a gene for kanamycin resistance and two mosaic sequence ends, which serve as transposase binding sites. The transposome, provided as a DNA/transposase protein complex, is introduced by electroporation into the prototrophic strain, Enterobacter sp. YSU, and randomly incorporates itself into this host&#8217;s genome. Transformants are replica plated onto Luria-Bertani agar plates containing kanamycin, (LB-kan) and onto M-9 medium agar plates containing kanamycin (M-9-kan). The transformants that grow on LB-kan plates but not on M-9-kan plates are considered to be auxotrophs. Purified genomic DNA from an auxotroph is partially digested, ligated and transformed into a pir+ Escherichia coli (E. coli) strain. The R6K&#947; replication origin allows the plasmid to replicate in pir+ E. coli strains, and the kanamycin resistance marker allows for plasmid selection. Each transformant possesses a new plasmid containing the transposon flanked by the interrupted chromosomal region. Sanger sequencing and the Basic Local Alignment Search Tool (BLAST) suggest a putative identity of the interrupted gene. There are three advantages to using this transposome mutagenesis strategy. First, it does not rely on the expression of a transposase gene by the host. Second, the transposome is introduced into the target host by electroporation, rather than by conjugation or by transduction and therefore is more efficient. Third, the R6K&#947; replication origin makes it easy to identify the mutated gene which is partially recovered in a recombinant plasmid. This technique can be used to investigate the genes involved in other characteristics of Enterobacter sp. YSU or of a wider variety of bacterial strains.

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Enterobacter sp. YSU grows in glucose minimal salts medium. Auxotrophs are generated by transforming it with a transposome which randomly inserts itself into the host genome. Mutants are found by replica plating from complex medium to minimal medium. Interrupted genes are identified by gene rescue and sequencing.

דור של<em&gt; Enterobacter</em&gt; Sp. YSU Auxotrophs שימוש transposon mutagenesis

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can ...

Split Green Fluorescent Protein System to Visualize Effectors Delivered from Bacteria During Infection

Bacteria, one of the most important causative agents of various plant diseases, secrete a set of effector proteins into the host plant cell to subvert the plant immune system. During infection cytoplasmic effectors are delivered to the host cytosol via a type III secretion system (T3SS). After delivery into the plant cell, the effector(s) targets the specific compartment(s) to modulate host cell processes for survival and replication of the pathogen. Although there has been some research on the subcellular localization of effector proteins in the host cells to understand their function in pathogenicity by using fluorescent proteins, investigation of the dynamics of effectors directly injected from bacteria has been challenging due to the incompatibility between the T3SS and fluorescent proteins.
Here, we describe our recent method of an optimized split superfolder green fluorescent protein system (sfGFPOPT) to visualize the localization of effectors delivered via the bacterial T3SS in the host cell. The sfGFP11 (11th &#946;-strand of sfGFP)-tagged effector secreted through the T3SS can be assembled with a specific organelle targeted sfGFP1-10OPT (1-10th &#946;-strand of sfGFP) leading to fluorescence emission at the site. This protocol provides a procedure to visualize the reconstituted sfGFP fluorescence signal with an effector protein from Pseudomonas syringae in a particular organelle in the Arabidopsis and Nicotiana benthamiana plants.

Fluorescent protein-based approaches to monitor effectors secreted by bacteria into host cells are challenging. This is due to the incompatibility between fluorescent proteins and the type-III secretion system. Here, an optimized split superfolder GFP system is used for visualization of effectors secreted by bacteria into the host plant cell.

מערכת חלבון פלואורסצנטי ירוק לדמיין Effectors מועברת בין חיידקים במהלך זיהום

Bacteria, one of the most important causative agents of various plant diseases, secrete a set of effector proteins into the host plant cell to subvert the ...

Super-Resolution Imaging of Bacterial Secreted Proteins Using Genetic Code Expansion

Type three secretion systems (T3SSs) enable gram-negative bacteria to inject a battery of effector proteins directly into the cytosol of eukaryotic host cells. Upon entry, the injected effector proteins cooperatively modulate eukaryotic signaling pathways and reprogram cellular functions, enabling bacterial entry and survival. Monitoring and localizing these secreted effector proteins in the context of infections provides a footprint for defining the dynamic interface of host-pathogen interactions. However, labeling and imaging bacterial proteins in host cells without disrupting their structure/function is technically challenging. 
Constructing fluorescent fusion proteins does not resolve this problem, because the fusion proteins jam the secretory apparatus and thus are not secreted. To overcome these obstacles, we recently employed a method for site-specific fluorescent labeling of bacterial secreted effectors, as well as other difficult-to-label proteins, using genetic code expansion (GCE). This paper provides a complete step-by-step protocol to label Salmonella secreted effectors using GCE site-specifically, followed by directions for imaging the subcellular localization of secreted proteins in HeLa cells using direct stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM) 
Recent findings suggest that the incorporation of non-canonical amino acids (ncAAs) via GCE, followed by bio-orthogonal labeling with tetrazine-containing dyes, is a viable technique for selective labeling and visualization of bacterial secreted proteins and subsequent image analysis in the host. The goal of this article is to provide a straightforward and clear protocol that can be employed by investigators interested in conducting super-resolution imaging using GCE to study various biological processes in bacteria and viruses, as well as host-pathogen interactions.

This article provides a straightforward and clear protocol to label Salmonella secreted effectors using genetic code expansion (GCE) site-specifically and image the subcellular localization of secreted proteins in HeLa cells using direct stochastic optical reconstruction microscopy (dSTORM)

הדמיה ברזולוציית על של חלבונים המופרשים על ידי חיידקים באמצעות הרחבת קוד גנטי

Type three secretion systems (T3SSs) enable gram-negative bacteria to inject a battery of effector proteins directly into the cytosol of eukaryotic host ...

ניתוח של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video