עבודה זו נתמכה על ידי Deutsche Forschungsgemeinschaft (KFO 196 &quot;Signaltransduktion bei adaptativen und maladaptiven kardialen Remodelling-Prozessen&quot;, FR 1,638 / 1-2) ועל ידי DZHK (המרכז הגרמני לחקר לב וכלי דם, חלק מהמרכזים הגרמנים לחקר הבריאות , שהוא (משרד הגרמני לחינוך ומחקר) BMBF יוזמה).

הערה: השלבים הבסיסיים של הליך הבידוד מוצגות באיור 1 כל השלבים מתוארים בפירוט בפרוטוקול הבא.. בידוד שריר פפילרי, הרכבה בתא אמבטיה איבר, רכישה והניתוח מתבצעת בלוח זמנים ברציפות וחובה. כל הניסויים בבעלי החיים בוצעו בהתאם לחקיקה גרמנית בהגנה על בעלי החיים ואושרו על ידי דירקטוריון האתיקה הסקירה של אוניברסיטת היידלברג. 1. הכנת מכשור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתכווצות מדידות להשתמש התקנת אמבטיה איבר מרובה חדרים. רכיבים של vivo לשעבר התקנת אמבטיה איבר התכווצות מוצגים באיור 2. הערה: כדי למזער את כמות הזמן בין ההכנה של שריר פפילרי ותחילת פרוטוקול הניסוי, להגדיר את הציוד ולהכין מאגרים לפני provid איסוף tissue.This הניסיוניes את הכמות הגדולה ביותר של זמן שהרקמה נשארת קיימא לבצע ניסויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל את ציוד מחשבים ורכישת נתונים. הפעל חום אמבטיה איבר (מראש ל 32 מעלות צלזיוס) ולאפשר ליחידות טמפרטורה קבועה מראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את ציוד הרכישה. התחל הקלטת נתונים כאמור בתוכנה ידנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו ולנהל כיול (במידת צורך) בכל ערוץ ואפס כל הערוצים כדי לתקנן את האות החשמלית שסופקה ממתמר כוח בהתאמה (הקשורים לערוץ ש) לכוח 2-ז מסופק על ידי משקל מוסמך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל אספקת גז (95% O 2/5% CO 2) לתאי אמבטיה איברים. ברציפות בגז כל התאים במהלך מדידות הפרוטוקול כולו. </li></ol> 2. הכנת חוצצים ופתרונות פיסיולוגיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון חיץ קרבס-Henseleit מנת להגיע לריכוזים סופיים של 119 מ&quot;מ NaCl; 25 מ&quot;מ NaHCO 3; 4.6 מ&quot;מ KCl; גלוקוז 11mm; 1 מ&quot;מ Na-pyruvate; 1.5 מ&quot;מ CaCl 2; 1.64 מ&quot;מ MgSO 4; 1.18 מ&quot;מ KH 2 PO 4 ולהתאים את ה- pH 7.4 (ראה פתרון פיזיולוגי טבלת 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון חיץ קרבס-Henseleit נפרד לשימוש במהלך בידוד כמתואר בשלב 2.1 עם monoxime נוסף 30mm 2,3-Butanedione (BDM) ו -50 IE הפרין / מיליליטר. פתרון מגניב ל- C ° 4 (ראה פתרון הכנת טבלת 1). לסימולציה איסכמיה, להכין איסכמיה-פתרון כפי שמתואר בטבלה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפרוטוקול של 2 + Ca - ההתכווצות תלויה, להוסיף Ca 2 + לפתרון חיץ קרבס-Henseleit לריכוז סופי מבוקש. הערה: להכין פתרונות אלה ישירות לפני השימוש בו וGass עם carbogen להימנע משקעים של Calciumcarbonate. פתרון Prewarm 32 מעלות צלזיוס לפני השימוש. </li></ol> 3. הכנת תבשיל Tube וDissection בגז המשמש בpapillary כריתת הנוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר גז רךלשיר צינור (מ&quot;מ קוטר 2-4 חיצוני) לחיבור הגז (100% חמצן, carbogen לחלופין) עם המומחה עובד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור טבעת סגורה של צינור הגזים ההולם בתוך הצלחת לנתיחה. לנקב את צינור הגזים מספר פעמים שמבעבעות רציף מובטחת. צינור בגז זה יכול לשמש מספר פעמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן צלחת לנתיחה עם אלסטומר סיליקון בתחתית (0.5 סנטימטרים עובי), כך שיכולות להיות תקועות סיכות לתוכו. מנה זו יכולה לשמש מספר פעמים. </li></ol> 4. בידוד של שרירים השמאל הקדמי papillary מעכברים הערה: לפני שמתחילה את הבידוד של שריר פפילרי, לבדוק שקווי הגז ברורים של חסימות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן התקנת אמבטיה איבר כאמור בסעיף הפרוטוקול 1-3 לפני שמתחיל בהכנה של שרירי papillary. הכן את כל הפתרונות ביום של הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקריב את העכבר (כ 8-12 שבועות) על ידי accordi נקע בצוואר הרחםng לעבודת מומחה והנחיות מוסדיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את החיה בעמדת גב כפות רגליו קדמיות על ידי תיקון ואחורי כפות על לוח לנתיחה, לפתוח את בית החזה לרוחב משני הצדדים על ידי חיתוך דרך הצלעות במספריים חדים עצם, ואז לחתוך את הסרעפת עם חתך רוחבי. הסר את קרום הלב. עכשיו הלב ואב העורקים נגישים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן את הלב עם מלקחיים בוטים על truncus כלי הדם הקרוב ללב ולהפריד את הלב במהירות עם מספריים מהריאות והרקמות שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הלב הפועם בצלחת פטרי המלא בפתרון הכנה מקוררת בגז עם חמצן (שלב 2.2). לאפשר ללב להכות ולעורר התכווצויות לב ברכות באמצעות נגיעה בשיא של הלב עם מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע הלב הוא exsanguinous לגמרי, להעביר אותו לצלחת לנתיחה מלאה בפתרון מקורר הכנה (שלב 2.2) וגז עם O 2. מהצעד הזה על שימוש סטראו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן את חימוםרט בסיכה קטנה בחדר ממני, כך שהלב הוא ראה מגב (חדר ממני ממוקם בצד ימין ממבטו של המפעיל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מספריים מייקר שימוש להפריד שני הפרוזדורים ברמה בין העליות והחדרים, לחתוך חיבור רקמה מחדרי הלב וזורקים. לבצע חתך דרך קיר החדר מAV-שסתום הרמה-לשיא של הלב להימנע מכל לחץ מכאני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את החדר ולתקן את הקיר החופשי בצד השמאל עם מלקחיים, ובכך שיש להסתכל בשני שרירי papillary חדר שמאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך מעט מרוחב רקמת חדרית בשני הצדדים של שריר פפילרי הקדמי השמאלי שימור חלק מהמפרש מסתמית על הכנת שריר פפילרי ולהימנע מלגעת או מתיחת שריר פפילרי ככל האפשר. לנתח את קיר רקמת חדרית שנותרה משריר פפילרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף חוטי משי (7/0, 0.5 מדד) בשני הצדדים של הכנת שריר פפילרי<html> aration, אחד על המפרש מסתמית ואחד בחלק השרירי. תקן את ההכנה בתא האמבטיה איבר מלא בפתרון אמבטיה איבר וגז עם carbogen, כמו טמפרטורת 32 מעלות צלזיוס הוא הציעה. </li></ol> 5. איזון וגירוי של שריר פפילרי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעורר את הכנת שריר פפילרי עם פולסים מלבניים (משך 2 ms והנוכחי של 100 מילי-אמפר) בתדירות גירוי של 1 הרץ מייד לאחר הקיבוע באמבטיה האיברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שינוי תכוף של פתרון האמבטיה איבר, או על ידי שינוי רציף או על ידי שינוי תכוף במדריך (כל 5 דקות) על פי ההגדרה של סוג האמבטיה איבר בשימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהדרגה להגדיל את היומרה עד כוח עווית מקסימאלי בהגיעה. הוא הגיע כוח עווית מקסימאלי כאשר הגידול של היומרה לא אחרי הגדלת נוספת בכוח העווית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 45-60 דקות של איזון, להתחיל פרוטוקול הניסוי. </li></ol>&quot;Jove_title&quot;&gt; 6. הציע פרוטוקולי ניסוי למדידת התכווצות הערה: פרוטוקול הניסוי המפורט להלן כולל תמרונים סטנדרטיים לאפיין התכווצות לב בתנאים פיסיולוגיים וpathophysiological. בסעיף הנציג אנו מתארים פרוטוקולים אלה בפירוט גם מראה תוצאות נציג (ראה גם טבלה 2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקלטה וניתוח של פרוטוקולי הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקלטה, להשתמש בתוכנה מתאימה עם רזולוציה נאותה זמנית (1kHz ≥ שיעור רכישה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח פרמטרים כוללים משרעת כוח העווית (גובה), זמן שיא מתח (TTP) וזמן המחצית מקסימאלי הרפיה (R 50 / TFall, בהתאמה) כאמור בתוכנה (כמו בדוגמה של תרשים 5.5 של ADInstruments, ראה איור 4). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Endoh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+Ca2++signaling+and+Ca2++sensitizers.">Cardiac Ca2+ signaling and Ca2+ sensitizers.</a> Circ J. 12 (12), 1915-1925 (2008).</li><li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+signaling+in+cardiac+myocytes.">Calcium cycling and signaling in cardiac myocytes.</a> Annu Rev Physiol. 70, 23-49 (2008).</li><li>Bers, D., Despa, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Na/K-ATPase&#8212;an+integral+player+in+the+adrenergic+fight-or+flight+response.">Na/K-ATPase&#8212;an integral player in the adrenergic fight-or flight response.</a> Trends Cardiovasc Med. 19, 111-118 (2009).</li><li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+excitation&#8211;contraction+coupling.">Cardiac excitation&#8211;contraction coupling.</a> Nature. 415, 198-205 (2002).</li><li>Pieske, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=al.+Ca(2+)-dependent+and+Ca(2+)-independent+regulation+of+contractility+in+isolated+human+myocardium.">al. Ca(2+)-dependent and Ca(2+)-independent regulation of contractility in isolated human myocardium.</a> Basic Res Cardiol. 92, 75-86 (1997).</li><li>Corbin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sildenafilcitrate+does+not+affect+cardiac+contractility+in+human+or+dog+heart.">Sildenafilcitrate does not affect cardiac contractility in human or dog heart.</a> Curr Med ResOpin. 19 (8), 747-752 (2003).</li><li>Romero-Vecchione, E., Vasquez, J., Rosa, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+negative+inotropic+effect+of+cocaine+in+rat+ventricle+strip.">Direct negative inotropic effect of cocaine in rat ventricle strip.</a> Acta Cient Venez. 47 (1), 17-23 (1996).</li><li>N&#228;bauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Positive+inotropic+effects+in+isolated+ventricular+myocardium+from+nonfailing+and+terminally+failing+human+hearts.">Positive inotropic effects in isolated ventricular myocardium from nonfailing and terminally failing human hearts.</a> Eur J Clin Invest. 18 (6), 600-606 (1988).</li><li>Gao, W. D., Perez, N. G., Marban, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+contractile+activation+in+intact+mouse+cardiac+muscle.">Calcium cycling and contractile activation in intact mouse cardiac muscle.</a> J Physiol. 507, 175-184 (1998).</li><li>Bluhm, W. F., Kranias, E. G., Dillmann, W. H., Meyer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholamban:+a+major+determinant+of+the+cardiac+force-frequency+relationship.">Phospholamban: a major determinant of the cardiac force-frequency relationship.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278 (1), H249-H255 (2000).</li><li>Redel, A., Baumgartner, W., Golenhofen, K., Drenckhahn, D., Golenhofen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+activity+and+force-frequency+relationship+of+isolated+mouse+papillary+muscle:+effects+of+extracellular+calcium+concentration,+temperature+and+contraction+type.">Mechanical activity and force-frequency relationship of isolated mouse papillary muscle: effects of extracellular calcium concentration, temperature and contraction type.</a> Pflugers Arch. 445 (2), 297-304 (2002).</li><li>Uhl, S., Mathar, I., Vennekens, R., Freichel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenylyl+cyclase-mediated+effects+contribute+to+increased+Isoprenaline-induced+cardiac+contractility+in+TRPM4+deficient+mice.">Adenylyl cyclase-mediated effects contribute to increased Isoprenaline-induced cardiac contractility in TRPM4 deficient mice.</a> JMCC. 74, 307-317 (2014).</li><li>Allen, D. G., Jewell, B. R., Wood, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+contractility+of+mammalian+myocardium+at+low+rates+of+stimulation.">Studies of the contractility of mammalian myocardium at low rates of stimulation.</a> J Physiol. 254 (1), 1-17 (1976).</li><li>Pieske, B., Maier, L. S., Schmidt-Schweda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sarcoplasmic+reticulum+Ca2++load+in+human+heart+failure.">Sarcoplasmic reticulum Ca2+ load in human heart failure.</a> Basic Res Cardiol. 97, 163-171 (2002).</li><li>Koch-Weser, J., Blinks, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Influence+of+the+Interval+between+Beats+on+Myocardial+Contractility.">The Influence of the Interval between Beats on Myocardial Contractility.</a> Pharmacol Rev. 15, 601-652 (1963).</li><li>Bocalini, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+remodeling+after+large+infarcts+in+rat+converts+post+rest-potentiation+in+force+decay.">Myocardial remodeling after large infarcts in rat converts post rest-potentiation in force decay.</a> Arq Bras Cardiol. 98 (3), 243-251 (2012).</li><li>Juggi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ischemia-reperfusion+on+the+post-rest+inotropy+of+isolated+perfused+rat+heart.">Effect of ischemia-reperfusion on the post-rest inotropy of isolated perfused rat heart.</a> J Cell Mol Med. 6 (4), 621-630 (2002).</li><li>Lakatta, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Bowditch:+the+convergence+of+cardiac+chronotropy+and+inotropy.">Beyond Bowditch: the convergence of cardiac chronotropy and inotropy.</a> Cell Calcium. 35 (6), 629-624 (2004).</li><li>Taylor, D. G., Parilak, L. D., LeWinter, M. M., Knot, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+the+rat+left+ventricle+force+and+Ca2++-frequency+relationships:+similarities+to+dog+and+human.">Quantification of the rat left ventricle force and Ca2+ -frequency relationships: similarities to dog and human.</a> Cardiovasc Res. 61 (1), 77-86 (2004).</li><li>Schmidt, U., Hajjar, R. J., Gwathmey, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+force-interval+relationship+in+human+myocardium.">The force-interval relationship in human myocardium.</a> J Card Fail. 1 (4), 311-321 (1995).</li><li>Rossman, E. I., Petre, R. E., Chaudhary, K. W., Piacentino, V. 3. r. d., Janssen, P. M., Gaughan, J. P., Houser, S. R., Margulies, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+frequency-dependentresponses+represent+the+pathophysiologic+signature+of+contractile+failure+inhuman+myocardium.">Abnormal frequency-dependentresponses represent the pathophysiologic signature of contractile failure inhuman myocardium.</a> JMCC. 36 (1), 33-42 (2004).</li><li>Moran, A. E., Forouzanfar, M. H., Roth, G. A., Mensah, G. A., Ezzati, M., Murray, C. J., Naghavi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+trends+in+ischemic+heart+disease+mortality+in+21+world+regions,+1980+to+2010:+the+Global+Burden+of+Disease+2010+stud.">Temporal trends in ischemic heart disease mortality in 21 world regions, 1980 to 2010: the Global Burden of Disease 2010 stud.</a> Circulation. 129 (14), 1483-1492 (1980).</li><li>Lee, J. A., Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+intracellular+free+calcium+concentration+during+long+exposures+to+simulated+ischemia+in+isolated+mammalian+ventricular+muscle.">Changes in intracellular free calcium concentration during long exposures to simulated ischemia in isolated mammalian ventricular muscle.</a> Circ Res. 71 (1), 58-69 (1992).</li></ol>

המחברים מצהירים שאין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

בכתב יד זה אנו מתארים שיטה לחקור התכווצות של שריר פפילרי עכברי במבחנה אשר ניתן להשתמש בי לענות על כמה שאלות מדעיות הקשורים לפיזיולוגיה והפתולוגיה לב בעכברים, כמו גם לתמוך בניתוח של קווים מהונדסים והגילוי של גישות תרופות חדשות לטיפול בבעיות בתפקוד לב. אנו מדגימי...

החקירה של חלבונים כמו תעלות יונים המתייחסות לתפקידם התכווצות לב היא חיונית כדי לגלות pathomechanisms שונה ולהקים אסטרטגיות טיפוליות חדשות לטיפול במחלות לב, כגון איסכמיה ואי ספיקת לב. פונקצית התכווצות של שריר לב יונקים ידוע להיות מווסת על ידי ערוצים שונים יון, מובילים וחלבונים אחרים. פוטנציאל פעולה עורר הפעלה של מתח L-סוג sarcolemmal תלוי Ca 2 + ערוצים מובילים לזרם Ca 2 + מהחלל תאי ולאחר מכן לCa 2 + -induced שחרור Ca 2 + (CICR) 1, אשר מפעיל התכווצות סלולרית 2. Ca 2 + -signaling משחק תפקיד מרכזי בהתכווצות והסתגלות לב ללחץ פיסיולוגי או פתולוגי. קטכולאמינים להפעיל רצפטורים β-adrenergic לב, ובכך מגרה cyclase adenylyl (AC) שמסנתז cAMP. שהופעל, protein kinase (PKA) phosphorylates חלבונים תאיים וקרום שונים הקשורים כמו L-סוג 2 + ערוצי Ca, phospholamban וקולטנים ryanodine וכתוצאה מכך השינוי של Ca 2 + ארעיים ו1,3,4 התכווצות לב. המחנה הוא מושפל על ידי phosphodiesterase (PDE). הפעלה של קולטנים מצמידים Gs האחרים מאשר β-adrenoceptors גם מובילה להצטברות של cAMP. טכניקת מדידות התכווצות בשריר של חדר מבודד רצועות מבוססת היטב למיני יונקים גדולים 5-8. בהתבסס על האפשרות של גן המיקוד בעכברים חשוב להקים שיטות לנתח פיזיולוגיה של לב עכברית. עם זאת, הנתונים קיימים על המאפיינים הפיסיולוגיים של הכנות שריר מבודדות בעכברים משתנים בהתאם לתנאי ניסוי 9-12. השיטה המתוארת משמשת כדי לנתח התכווצות לב של שריר פפילרי מראש עזב חדריתparations במבחנה. חקירה של התכווצות לב מבוצעת בהיעדר השפעות שינוי התכווצות לב in vivo, כמו לחץ דם, גירוי neurohumoral ולחץ פיזי או חילוף חומרים. שיעור הפועם של הכנת שריר קבלנות יכול להיות מוגדר בקפדנות ושינה באופן שרירותי. עווית כוח ניתן לנתח בהקשר של גירויים ספציפיים כגון ריכוז סידן, להכות בתדירות או בטמפרטורה. בנוסף, שיטה זו יכולה לשמש כדי לחקור רכיבי מסלול איתות שונים ולהשוות את ביצועי לב של דגמי עכבר מהונדסים גנטי על ידי שליטה תנאי ניסוי שהוזכרו לעיל.

<table><tbody><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9434&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5280&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P 5655</td><td></td></tr><tr><td>2,3-Butanedione monoxime</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>3-Isobutyl-1-methylxanthine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td>Hazard statement H 302, solve in DMSO</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Isoprenaline hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5627</td><td>Hazard statement H 315-H319-H335</td></tr><tr><td>Sodium Heparine 250.000 IE/10 ml</td><td>ratiopharm</td><td>PZN 3874685</td><td></td></tr><tr><td>Histamine dihydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7250</td><td>Hazard statement H 315-H 317-H319- H334-H335</td></tr></tbody></table>

contractility measurements on isolated papillary muscles for the investigation of cardiac inotropy in mice

שריר פפילרי מבודד מהלב עכבר בוגר יכול לשמש כדי לחקור התכווצות לב במהלך פיסיולוגיים / מצבים פתולוגיים שונים. ניתן להעריך את מאפייני ההתכווצות באופן עצמאי של השפעות חיצוניות כגון טונוס כלי דם או מעמד neurohumoral. הוא מתאר בין מדידות תא בודדות עם myocytes לב מבודד ובמחקרי vivo כמו אקו גישה מדעית. כך, הכנות שריר פפילרי לשמש כמודל מצוין ללמוד פיזיולוגיה / הפתופיזיולוגיה לב ויכול לשמש לחקירות כמו האפנון על ידי סוכנים תרופתיים או החקירה של מודלים של בעלי חיים מהונדסים. כאן, אנו מתארים שיטה של ​​בידוד שריר פפילרי הקדמי השמאלי עכברי לחקור התכווצות לב בהתקנת אמבטיה איברים. בניגוד להכנת רצועת שריר מבודד מקיר החדר, שריר פפילרי יכול להיות מוכן בטוטו מבלי לפגוע בשרירי tissuדואר קשה. התקנת האמבטיה האיבר מורכבת מכמה תאי אמבטיה איבר מצויד אלקטרודה, גז וטמפרטורה מבוקרת. שריר פפילרי המבודד קבוע בתא האמבטיה איבר וגירוי חשמלי. כוח העווית עורר נרשם באמצעות מתמר לחץ ופרמטרים כגון פרפור כוח משרעת ועווית קינטיקה מנותחות. ניתן לבצע פרוטוקולי ניסוי שונים כדי לחקור את סידן והתכווצות תדירות תלויה, כמו גם עקומות מנה-תגובה של סוכני התכווצות כמו קטכולאמינים או תרופות אחרות. בנוסף, תנאים פתולוגיים כמו איסכמיה החריפה יכולים להיות מדומים.

הפרוטוקול של כתב היד הזה למדידות התכווצות של שריר הכנות מבודדות עכברית פפילרי מכוון לתנאים אופטימליים כדי להשיג תוצאות ניסוי לשחזור בתנאים פיסיולוגיים. כדי להגדיר תנאי ניסוי אופטימליים ביצענו ניסויי טייס משתנים טמפרטורת אמבטיה איבר וריכוז סידן תאי (ראה גם 12)....

Watch this Scientific Journal Video about Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice at JoVE.com

Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

שריר פפילרי חדרית עזב Murine יכול לשמש כדי לחקור התכווצות לב במבחנה. מאמר זה מתאר בפירוט את הבידוד ופרוטוקולי ניסוי ללמוד מאפייני התכווצות לב.

מדידות התכווצות שרירים בpapillary מבודדים לחקירת הלב Inotropy בעכברים

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

contractility-measurements-on-isolated-papillary-muscles-for

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

14.9K Views.  Universität Heidelberg.  שריר פפילרי חדרית עזב Murine יכול לשמש כדי לחקור התכווצות לב במבחנה. מאמר זה מתאר בפירוט את הבידוד ופרוטוקולי ניסוי ללמוד מאפייני התכווצות לב. 

Video: Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of isolated tracheal preparations has proven to be a useful assay of airway smooth muscle (ASM) contractile response in genetically modified mice. These in vitro tracheal preparations are relatively simple, provide a robust response, and retain both functional cholinergic nerve endings and muscle responses, even after long incubations.
Tracheal tensometry also provides a functional assay to study a variety of second messenger signaling pathways that affect contraction of smooth muscle. Contraction in trachea is primarily mediated by parasympathetic, cholinergic nerves that release acetylcholine onto ASM (Figure 1). The major ASM acetylcholine receptors are muscarinic M2 and M3 which are Gi/o and Gq coupled receptors, respectively3,4,5. M3 receptors evoke contraction by coupling to Gq to activate phospholipase C, increase IP3 production and IP3-mediated calcium release from the sarcoplasmic reticulum3,6,7. M2/Gi/o signaling is believed to enhance contractions by inhibition of adenylate cyclase leading to a decrease in cAMP levels5,8,9,10. These pathways constitute the so called "pharmaco-contraction coupling" of airway smooth muscle11. In addition, cholinergic signaling through M2 receptors (and modulated by M3 signaling) involves pathways that depolarize the ASM which in turn activate L-type, voltage-dependent calcium channels (Figure 1) and calcium influx (so called "excitation-contraction coupling")4,7. More detailed reviews on signaling pathways controlling airway constriction can be found4,12. The above pathways appear to be conserved between mice and other species. However, mouse tracheas differ from other species in some signaling pathways. Most prominent is their lack of contractile response to histamine and adenosine13,14, both well-known ASM modulators in humans and other species5,15.
Here we present protocols for the isolation of murine tracheal rings and the in vitro measurement of their contractile output. Included are descriptions of the equipment configuration, trachea ring isolation and contractile measurements. Examples are given for evoking contractions indirectly using high potassium stimulation of nerves and directly by depolarization of ASM muscle to activate voltage-dependent calcium influx (1. high K+, Figure 1). In addition, methods are presented for stimulations of nerves alone using electric field stimulation (2. EFS, Figure 1), or for direct stimulation of ASM muscle using exogenous neurotransmitter applied to the bath (3. exogenous ACH, Figure 1). This flexibility and ease of preparation renders the isolated trachea ring model a robust and functional assay for a number of signaling cascades involved in airway smooth muscle contraction.

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic mice have been extremely useful in ascribing physiological function to genes. As such, research in general, and functional studies of airway, in particular, have undergone a remarkable shift toward murine models. Here we provide protocols for in vitro trachea constriction studies to evaluate smooth muscle function in murine airway.

במדידות חוץ גופית של היצרות קנה הנשימה באמצעות עכברים

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of ...

Medicine

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

צנתור לב בעכברים כדי למדוד את יחסי נפח לחץ: חקירת אפקט Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

גישות פרוטוקולים אקו לאפיון פנוטיפי מקיף של מסתמית מחלות לב בעכברים

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

בידוד, תרבות ואפיון פונקציונלי של Cardiomyoctyes מאוס למבוגרים

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force used to pump blood. Individual cardiomyocytes were first isolated over 40 years ago in order to better study the physiology and structure of heart muscle. Techniques have rapidly improved to include enzymatic digestion via coronary perfusion. More recently, analyzing the contractility and calcium flux of isolated myocytes has provided a vital tool in the cellular and sub-cellular analysis of heart failure. Echocardiography and EKGs provide information about the heart at an organ level only. Cardiomyocyte cell culture systems exist, but cells lack physiologically essential structures such as organized sarcomeres and t-tubules required for myocyte function within the heart. In the protocol presented here, cardiomyocytes are isolated via Langendorff perfusion. The heart is removed from the mouse, mounted via the aorta to a cannula, perfused with digestion enzymes, and cells are introduced to increasing calcium concentrations. Edge and sarcomere detection software is used to analyze contractility, and a calcium binding fluorescent dye is used to visualize calcium transients of electrically paced cardiomyocytes; increasing understanding of the role cellular changes play in heart dysfunction. Traditionally used to test drug effects on cardiomyocytes, we employ this system to compare myocytes from WT mice and mice with a mutation that causes dilated cardiomyopathy. This protocol is unique in its comparison of live cells from mice with known heart function and known genetics. Many experimental conditions are reliably compared, including genetic or environmental manipulation, infection, drug treatment, and more. Beyond physiologic data, isolated cardiomyocytes are easily fixed and stained for cytoskeletal elements. Isolating cardiomyocytes via perfusion is an extremely versatile method, useful in studying cellular changes that accompany or lead to heart failure in a variety of experimental conditions.

Individual cardiomyocytes from wild type and mutant mice can be isolated from the heart in order to study their contractility and calcium transients. This allows characterization of the contribution of cellular dysfunction to heart dysfunction from any cause.

בידוד ופיזיולוגי ניתוח של שריר לב העכבר

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force ...

Dynamic Measurement and Imaging of Capillaries, Arterioles, and Pericytes in Mouse Heart

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion pressure. However, it is difficult to monitor the dynamic changes of the coronary arterioles and the capillaries in the whole heart, primarily due to its motion and non-stop beating. Here we describe a method that enables monitoring of arterial perfusion rate, pressure and the diameter changes of the arterioles and capillaries in mouse right ventricular papillary muscles. The mouse septal artery is cannulated and perfused at a constant flow or pressure with the other dynamically measured. After perfusion with a fluorescently labeled lectin (e.g., Alexa Fluor-488 or -633 labeled Wheat-Germ Agglutinin, WGA), the arterioles and capillaries (and other vessels) in right ventricle papillary muscle and septum could be readily imaged. The vessel-diameter changes could then be measured in the presence or absence of heart contractions. When genetically encoded fluorescent proteins were expressed, specific features could be monitored. For examples, pericytes were visualized in mouse hearts that expressed NG2-DsRed. This method has provided a useful platform to study the physiological functions of capillary pericytes in heart. It is also suitable for studying the effect of reagents on the blood flow in heart by measuring the vascular/capillary diameter and the arterial luminal pressure simultaneously. This preparation, combined with a state-of-the-art optic imaging system, allows one to study the blood flow and its control at cellular and molecular level in the heart under near-physiological conditions.

Presented here is a protocol to study the coronary microcirculation in living murine heart tissue by ex vivo monitoring of the arterial perfusion pressure and flow that maintains the pressure, as well as vascular tree components including the capillary beds and pericytes, as the septal artery is cannulated and pressurized.

מדידה והדמיה דינמיות של נימים, עורקים ופריציטים בלב העכבר

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion ...

Revealing Subtle Changes in Cardiac Function using Transthoracic Dobutamine Stress Echocardiography in Mice

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic dobutamine stress echocardiography in humans, a reductionist investigation approach to unmask subtle changes in cardiac function has become possible. Here, we provide a protocol for using this technique in mice to facilitate expanded analysis of LV architecture and function in physiology and pathology enabling the observation of alterations in models of cardiac disease hidden in unstressed hearts. This investigation can be performed in one and the same animal and allows both, basal and pharmacologically stress-induced measurements. We outline detailed criteria for appropriate anesthesia, imaging-based LV analysis, consideration of intra- and interobserver variability, and obtaining positive inotrope response that can be attained in mice after intraperitoneal injection of dobutamine under near physiological conditions. To recapitulate the characteristics of human physiology and disease in small animal models, we highlight critical pitfalls in evaluation, e.g., a pronounced Bowditch effect in mice. To further meet translational objectives, we compare stress-induced effects in humans and mice. When used in translational studies, attention must be paid to physiological differences between mice and human. Experimental rigor dictates that some parameters assessed in patients can only be used with caution due to restrictions in spatial and temporal resolution in mouse models.

Left ventricular dysfunction constitutes the final common pathway for a host of cardiac disorders. We here provide a detailed protocol of transthoracic dobutamine stress echocardiography approach for comprehensive evaluation of the left ventricular function of mouse models of cardiac disease as well as cardiac phenotyping.

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic ...

Assessment of Myofilament Ca2+ Sensitivity Underlying Cardiac Excitation-contraction Coupling

Heart failure and cardiac arrhythmias are the leading causes of mortality and morbidity worldwide. However, the mechanism of pathogenesis and myocardial malfunction in the diseased heart remains to be fully clarified. Recent compelling evidence demonstrates that changes in the myofilament Ca2+ sensitivity affect intracellular Ca2+ homeostasis and ion channel activities in cardiac myocytes, the essential mechanisms responsible for the cardiac action potential and contraction in healthy and diseased hearts. Indeed, activities of ion channels and transporters underlying cardiac action potentials (e.g., Na+, Ca2+ and K+ channels and the Na+-Ca2+ exchanger) and intracellular Ca2+ handling proteins (e.g., ryanodine receptors and Ca2+-ATPase in sarcoplasmic reticulum (SERCA2a) or phospholamban and its phosphorylation) are conventionally measured to evaluate the fundamental mechanisms of cardiac excitation-contraction (E-C) coupling. Both electrical activities in the membrane and intracellular Ca2+ changes are the trigger signals of E-C coupling, whereas myofilament is the functional unit of contraction and relaxation, and myofilament Ca2+ sensitivity is imperative in the implementation of myofibril performance. Nevertheless, few studies incorporate myofilament Ca2+ sensitivity into the functional analysis of the myocardium unless it is the focus of the study. Here, we describe a protocol that measures sarcomere shortening/re-lengthening and the intracellular Ca2+ level using Fura-2 AM (ratiometric detection) and evaluate the changes of myofilament Ca2+ sensitivity in cardiac myocytes from rat hearts. The main aim is to emphasize that myofilament Ca2+ sensitivity should be taken into consideration in E-C coupling for mechanistic analysis. Comprehensive investigation of ion channels, ion transporters, intracellular Ca2+ handling, and myofilament Ca2+ sensitivity that underlie myocyte contractility in healthy and diseased hearts will provide valuable information for designing more effective strategies of translational and therapeutic value.

Assessment of Myofilament Ca2+ Sensitivity Underlying Cardiac Excitation-contraction Coupling

This paper describes a protocol that assesses the changes of myofilament Ca2+ sensitivity during contraction in isolated cardiac myocytes from rat heart. Together with cardiac electrophysiology, systolic/diastolic cytosol Ca2+ levels and contraction/relaxation, this measurement is imperative in underpinning the mechanisms mediating cardiac excitation-contraction coupling in healthy and diseased hearts.

הערכת Myofilament Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; עירור-התכווצות לב ביסוד רגישה זיווגים

Heart failure and cardiac arrhythmias are the leading causes of mortality and morbidity worldwide. However, the mechanism of pathogenesis and myocardial ...

Analysis of Cardiac Contractile Dysfunction and Ca2+ Transients in Rodent Myocytes

Contractile dysfunction and Ca2+ transients are often analyzed at the cellular level as part of a comprehensive assessment of cardiac-induced injury and/or remodeling. One approach for assessing these functional alterations utilizes unloaded shortening and Ca2+ transient analyses in primary adult cardiac myocytes. For this approach, adult myocytes are isolated by collagenase digestion, made Ca2+ tolerant, and then adhered to laminin-coated coverslips, followed by electrical pacing in serum-free media. The general protocol utilizes adult rat cardiac myocytes but can be readily adjusted for primary myocytes from other species. Functional alterations in myocytes from injured hearts can be compared to sham myocytes and/or to in vitro therapeutic treatments. The methodology includes the essential elements needed for myocyte pacing, along with the cell chamber and platform components. The detailed protocol for this approach incorporates the steps for measuring unloaded shortening by sarcomere length detection and cellular Ca2+ transients measured with the ratiometric indicator Fura-2 AM, as well as for raw data analysis.

Analysis of Cardiac Contractile Dysfunction and Ca2+ Transients in Rodent Myocytes

A set of protocols are presented that describe the measurement of contractile function via sarcomere length detection along with calcium (Ca2+) transient measurement in isolated rat myocytes. The application of this approach for studies in animal models of heart failure is also included.

ניתוח של תפקוד לקוי של התכווצות הלב ו- Ca2 + טרנזיינטים במיוציטים של מכרסמים

Contractile dysfunction and Ca2+ transients are often analyzed at the cellular level as part of a comprehensive assessment of cardiac-induced injury ...

Measurement of Heart Contractility in Isolated Adult Human Primary Cardiomyocytes

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This paper describes a protocol for assessing changes in contractility in adult human primary ventricular cardiomyocytes utilizing the MyoBLAZER, a non-invasive optical method that preserves the normal physiology and pharmacology of the cells. This optical recording method continuously measures contractility transients from multiple cells in parallel, providing both medium-throughput and valuable information for each individual cell in the field of view, enabling the real-time tracking of drug effects. The cardiomyocyte contractions are induced by paced electrical field stimulation, and the acquired bright field images are fed to an image-processing software that measures the sarcomere shortening across multiple cardiomyocytes. This method rapidly generates different endpoints related to the kinetics of contraction and relaxation phases, and the resulting data can then be interpreted in relation to different concentrations of a test article. This method is also employed in the late stages of preclinical development to perform follow-up mechanistic studies to support ongoing clinical studies. Thus, the adult human primary cardiomyocyte-based model combined with the optical system for continuous contractility monitoring has the potential to contribute to a new era of in vitro cardiac data translatability in preclinical medical therapy development.

This protocol describes how to measure contractility in adult human primary cardiomyocytes from donor hearts with the MyoBLAZER system, a reliable platform for assessing drug-induced changes in contractility during preclinical development.

מדידת התכווצות הלב בקרדיומיוציטים ראשוניים אנושיים בוגרים מבודדים

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This ...

מדידות התכווצות שרירים בpapillary מבודדים לחקירת הלב Inotropy בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video