وأيد هذا العمل من قبل جمعية الألمانية للبحوث (KFO 196 &quot;Signaltransduktion باي adaptativen اوند maladaptiven kardialen إعادة تشكيل-Prozessen&quot;، FR 1638 / 1-2) وقبل (مركز DZHK الألماني لأبحاث القلب والأوعية الدموية، وهو جزء من مراكز الألمانية للبحوث الصحية ، وهو BMBF (الوزارة الاتحادية للتعليم والبحوث) المبادرة).

ويبين الخطوات الأساسية لإجراء العزل في الشكل 1 ووصف جميع الخطوات بالتفصيل في البروتوكول التالي: ملاحظة. يتم تنفيذ عزل العضلات الحليمية و التركيب في الجهاز غرفة حمام وحيازة والتحليل في فترة زمنية متتالية والإلزامي. وقد أجريت التجارب على الحيوانات فقط وفقا للتشريع الألماني على حماية الحيوانات وتمت الموافقة من قبل مجلس مراجعة أخلاقيات جامعة هايدلبرغ. 1. إعداد الأجهزة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لانقباض القياسات تستخدم multichambered الإعداد حمام الجهاز. وتظهر عناصر من خارج الحي انقباض الإعداد حمام الجهاز في الشكل 2. ملاحظة: لتقليل مقدار الوقت بين إعداد العضلات الحليمية وبداية من بروتوكول التجريبية، وإعداد المعدات وإعداد مخازن قبل جمع tissue.This تجريبي يقوم بتقديموفاق أكبر قدر من الوقت الذي لا تزال قابلة للحياة الأنسجة لإجراء التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدء أجهزة الحاسوب والحصول على البيانات. بدوره على حرارة حمام الجهاز (مسبقا إلى 32 درجة مئوية) والسماح لوحدات إلى درجة الحرارة مسبقا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد اقتناء المعدات. بدء تسجيل البيانات على النحو المذكور في دليل البرامج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص وإجراء معايرة (إذا لزم الأمر) على كل قناة والصفر كل القنوات لتوحيد إشارة كهربائية الموردة من محول القوة المعنية (المرتبطة بهذا قناة) لقوة 2-ز المقدمة من وزن شهادة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على امدادات الغاز (95٪ O 2/5٪ CO 2) لغرف حمام الجهاز. الغاز المتواصل لجميع الدوائر خلال قياسات بروتوكول بأكملها. </li></ol> 2. إعداد مخازن والحلول الفسيولوجية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد حل العازلة كريبس-هنسلايت لتحقيق تركيزات النهائي من 119 ملي كلوريد الصوديوم. 25 ملي NaHCO 3؛ 4.6 ملي بوكل؛ الجلوكوز 11MM؛ 1 ملم نا فyruvate. 1.5 ملي CaCl 2؛ 1.64 ملي MgSO 4؛ 1.18 ملي KH 2 PO 4 وضبط درجة الحموضة إلى 7.4 (انظر الجدول 1 حل الفسيولوجي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد منفصل حل العازلة كريبس-هنسلايت لاستخدامها أثناء العزلة كما هو موضح في الخطوة 2.1 مع إضافية 30MM 2،3 Butanedione monoxime (بي دي إم) و 50 IE الهيبارين / مل. حل بارد إلى 4 ° C (انظر الحل إعداد الجدول 1). لمحاكاة نقص التروية، وإعداد نقص التروية-الحل كما هو موضح في الجدول 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبروتوكول كا 2 + - انقباض المعالين، إضافة الكالسيوم 2+ إلى حل العازلة كريبس-هنسلايت لطلب تركيز النهائي. ملاحظة: إعداد هذه الحلول مباشرة قبل استخدامه، وغاس مع كربوجين لتجنب ترسيب Calciumcarbonate. حل Prewarm إلى 32 ° C قبل استخدام. </li></ol> 3. إعداد بالغاز أنبوب وتشريح طبق استخدمت خلال حليمي الختان الداخلي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل الغاز لينةالغناء أنبوب (الخارجية قطرها 2-4 مم) لاتصال الغاز (100٪ أكسجين، كربوجين بدلا من ذلك) مع خبير يعمل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء حلقة مغلقة من الأنبوب بالغاز المناسب داخل طبق تشريح. ثقب الأنبوب بالغاز عدة مرات الذي أكد على السطح المستمر. هذا الأنبوب بالغاز يمكن استخدامها عدة مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد طبق تشريح مع المطاط الصناعي السيليكون في الجزء السفلي (0.5 سم سميكة)، بحيث دبابيس يمكن أن يكون عالقا فيه. هذا الطبق يمكن استخدام عدة مرات. </li></ol> 4. عزل اليسار الأمامي حليمي العضلات من الفئران ملاحظة: قبل البدء في عزل العضلات الحليمية، والتحقق من أن خطوط الغاز واضحة من انسداد. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد بالأعضاء الإعداد حمام على النحو المذكور في قسم البروتوكول 1-3 قبل البدء في إعداد العضلات الحليمية. إعداد جميع الحلول في يوم من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التضحية الماوس (حوالي 8-12 أسابيع من العمر) من خلال عنق الرحم التفكك accordiنانوغرام للمبادئ التوجيهية المؤسسية الخبراء العامل و. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح الحيوان في موقف الظهرية عن طريق تحديد الأرجل الأمامية وهند الكفوف على لوحة التشريح، وفتح جانبي القفص الصدري على كلا الجانبين من خلال قطع الأضلاع مع مقص العظام الحادة، ثم قص الحجاب الحاجز مع خفض مستعرضة. إزالة التامور. الآن القلب والشريان الأورطي يمكن الوصول إليها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح القلب مع ملقط حادة على الجذع الأوعية الدموية بالقرب من القلب وفصل القلب بسرعة مع مقص من الرئتين والأنسجة المحيطة بها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل القلب النابض لطبق بيتري مملوءة بمحلول إعداد تبريد بالغاز مع الأكسجين (الخطوة 2.2). السماح للالقلب ينبض ويحفز انقباضات القلب بهدوء عن طريق لمس قمة القلب مع ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في أقرب وقت القلب exsanguinous تماما، نقلها إلى الطبق تشريح مملوءة بمحلول إعداد تبريد (الخطوة 2.2) وابيدوا O 2. من هذه الخطوة على استخدام وstereomicroscope. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إصلاح هيئة التعليم العاليRT مع دبوس صغير من خلال البطين الأيمن بحيث ينظر إلى القلب من الظهرية (يقع البطين الأيمن على الجانب الأيمن من وجهة نظر المشغل). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص المجهرية فصل كل من الأذينين على مستوى الأذينية البطينية، وقطع ربط الأنسجة من البطينين وتجاهل. إجراء قطع من خلال الجدار البطيني من على المستوى صمام AV إلى قمة القلب تجنب أي ضغط الميكانيكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح البطين الأيسر وإصلاح من جانب جدار الحرة مع ملقط، وبالتالي وجود نظرة على كل من اليسار العضلات الحليمية البطين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض قليلا بعيدا الجانبية نسيج البطين على كلا الجانبين من العضلات الحليمية الأمامية اليسرى الحفاظ على جزء من الشراع صمامي على إعداد العضلات الحليمية وتجنب لمس أو شد العضلات الحليمية قدر الإمكان. تشريح الأنسجة المتبقية جدار البطين من العضلات الحليمية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق خيوط الحرير (7/0، متري 0.5) على كلا الجانبين من الإعدادية العضلات الحليمية<html> aration، واحدة على الشراع صمامي واحد على جزء العضلي. إصلاح إعداد في غرفة حمام جهاز مملوءة بمحلول حمام الجهاز وابيدوا كربوجين، كما اقترح درجة الحرارة 32 ° C. </li></ol> 5. موازنة وتحفيز العضلات الحليمية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحفيز إعداد العضلات الحليمية مع نبضات مستطيلة (مدة 2 مللي ثانية والحالية من 100 مللي أمبير) في وتيرة التحفيز 1 هرتز مباشرة بعد تثبيت الجهاز في الحمام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان التغيير المتكرر للحمام حل الجهاز، إما عن طريق التغيير المستمر أو عن طريق تغيير يدوي متكررة (كل 5 دقائق) وفقا لإعداد من نوع حمام الجهاز المستخدم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> زيادة تدريجية في ادعاء حتى نشل القوة القصوى في التوصل إليها. يتم التوصل إلى القوة القصوى نشل عندما لم يتبع هذه الزيادة من ادعاء من قبل زيادة أخرى في القوة نشل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد 45-60 دقيقة من موازنة، بدء بروتوكول تجريبي. </li></ol>&quot;jove_title&quot;&gt; 6. اقترح التجريبية بروتوكولات لانقباض القياسات ملاحظة: بروتوكول تجريبي المبينة أدناه وتشمل المناورات القياسية لتوصيف انقباض القلب في ظل الظروف الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض. في قسم التمثيل وصفنا هذه البروتوكولات في التفاصيل تبين أيضا نتائج ممثل (انظر أيضا الجدول 2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل وتحليل البروتوكولات التجريبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتسجيل، واستخدام البرمجيات المناسبة لقرار الزمني الكافي (نسبة الاستحواذ ≥ 1KHZ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل المعلمات بما في ذلك القوة نشل السعة (الارتفاع)، والوقت لذروتها التوتر (TTP) ونصف أقصى وقت الاسترخاء (R 50 / TFall، على التوالي) كما ذكر في البرنامج (كمثال الرسم البياني 5.5 من ADInstruments، انظر الشكل 4). </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Endoh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+Ca2++signaling+and+Ca2++sensitizers.">Cardiac Ca2+ signaling and Ca2+ sensitizers.</a> Circ J. 12 (12), 1915-1925 (2008).</li><li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+signaling+in+cardiac+myocytes.">Calcium cycling and signaling in cardiac myocytes.</a> Annu Rev Physiol. 70, 23-49 (2008).</li><li>Bers, D., Despa, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Na/K-ATPase&#8212;an+integral+player+in+the+adrenergic+fight-or+flight+response.">Na/K-ATPase&#8212;an integral player in the adrenergic fight-or flight response.</a> Trends Cardiovasc Med. 19, 111-118 (2009).</li><li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+excitation&#8211;contraction+coupling.">Cardiac excitation&#8211;contraction coupling.</a> Nature. 415, 198-205 (2002).</li><li>Pieske, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=al.+Ca(2+)-dependent+and+Ca(2+)-independent+regulation+of+contractility+in+isolated+human+myocardium.">al. Ca(2+)-dependent and Ca(2+)-independent regulation of contractility in isolated human myocardium.</a> Basic Res Cardiol. 92, 75-86 (1997).</li><li>Corbin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sildenafilcitrate+does+not+affect+cardiac+contractility+in+human+or+dog+heart.">Sildenafilcitrate does not affect cardiac contractility in human or dog heart.</a> Curr Med ResOpin. 19 (8), 747-752 (2003).</li><li>Romero-Vecchione, E., Vasquez, J., Rosa, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+negative+inotropic+effect+of+cocaine+in+rat+ventricle+strip.">Direct negative inotropic effect of cocaine in rat ventricle strip.</a> Acta Cient Venez. 47 (1), 17-23 (1996).</li><li>N&#228;bauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Positive+inotropic+effects+in+isolated+ventricular+myocardium+from+nonfailing+and+terminally+failing+human+hearts.">Positive inotropic effects in isolated ventricular myocardium from nonfailing and terminally failing human hearts.</a> Eur J Clin Invest. 18 (6), 600-606 (1988).</li><li>Gao, W. D., Perez, N. G., Marban, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+cycling+and+contractile+activation+in+intact+mouse+cardiac+muscle.">Calcium cycling and contractile activation in intact mouse cardiac muscle.</a> J Physiol. 507, 175-184 (1998).</li><li>Bluhm, W. F., Kranias, E. G., Dillmann, W. H., Meyer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholamban:+a+major+determinant+of+the+cardiac+force-frequency+relationship.">Phospholamban: a major determinant of the cardiac force-frequency relationship.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278 (1), H249-H255 (2000).</li><li>Redel, A., Baumgartner, W., Golenhofen, K., Drenckhahn, D., Golenhofen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+activity+and+force-frequency+relationship+of+isolated+mouse+papillary+muscle:+effects+of+extracellular+calcium+concentration,+temperature+and+contraction+type.">Mechanical activity and force-frequency relationship of isolated mouse papillary muscle: effects of extracellular calcium concentration, temperature and contraction type.</a> Pflugers Arch. 445 (2), 297-304 (2002).</li><li>Uhl, S., Mathar, I., Vennekens, R., Freichel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adenylyl+cyclase-mediated+effects+contribute+to+increased+Isoprenaline-induced+cardiac+contractility+in+TRPM4+deficient+mice.">Adenylyl cyclase-mediated effects contribute to increased Isoprenaline-induced cardiac contractility in TRPM4 deficient mice.</a> JMCC. 74, 307-317 (2014).</li><li>Allen, D. G., Jewell, B. R., Wood, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+contractility+of+mammalian+myocardium+at+low+rates+of+stimulation.">Studies of the contractility of mammalian myocardium at low rates of stimulation.</a> J Physiol. 254 (1), 1-17 (1976).</li><li>Pieske, B., Maier, L. S., Schmidt-Schweda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sarcoplasmic+reticulum+Ca2++load+in+human+heart+failure.">Sarcoplasmic reticulum Ca2+ load in human heart failure.</a> Basic Res Cardiol. 97, 163-171 (2002).</li><li>Koch-Weser, J., Blinks, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Influence+of+the+Interval+between+Beats+on+Myocardial+Contractility.">The Influence of the Interval between Beats on Myocardial Contractility.</a> Pharmacol Rev. 15, 601-652 (1963).</li><li>Bocalini, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+remodeling+after+large+infarcts+in+rat+converts+post+rest-potentiation+in+force+decay.">Myocardial remodeling after large infarcts in rat converts post rest-potentiation in force decay.</a> Arq Bras Cardiol. 98 (3), 243-251 (2012).</li><li>Juggi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ischemia-reperfusion+on+the+post-rest+inotropy+of+isolated+perfused+rat+heart.">Effect of ischemia-reperfusion on the post-rest inotropy of isolated perfused rat heart.</a> J Cell Mol Med. 6 (4), 621-630 (2002).</li><li>Lakatta, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Bowditch:+the+convergence+of+cardiac+chronotropy+and+inotropy.">Beyond Bowditch: the convergence of cardiac chronotropy and inotropy.</a> Cell Calcium. 35 (6), 629-624 (2004).</li><li>Taylor, D. G., Parilak, L. D., LeWinter, M. M., Knot, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+the+rat+left+ventricle+force+and+Ca2++-frequency+relationships:+similarities+to+dog+and+human.">Quantification of the rat left ventricle force and Ca2+ -frequency relationships: similarities to dog and human.</a> Cardiovasc Res. 61 (1), 77-86 (2004).</li><li>Schmidt, U., Hajjar, R. J., Gwathmey, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+force-interval+relationship+in+human+myocardium.">The force-interval relationship in human myocardium.</a> J Card Fail. 1 (4), 311-321 (1995).</li><li>Rossman, E. I., Petre, R. E., Chaudhary, K. W., Piacentino, V. 3. r. d., Janssen, P. M., Gaughan, J. P., Houser, S. R., Margulies, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+frequency-dependentresponses+represent+the+pathophysiologic+signature+of+contractile+failure+inhuman+myocardium.">Abnormal frequency-dependentresponses represent the pathophysiologic signature of contractile failure inhuman myocardium.</a> JMCC. 36 (1), 33-42 (2004).</li><li>Moran, A. E., Forouzanfar, M. H., Roth, G. A., Mensah, G. A., Ezzati, M., Murray, C. J., Naghavi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+trends+in+ischemic+heart+disease+mortality+in+21+world+regions,+1980+to+2010:+the+Global+Burden+of+Disease+2010+stud.">Temporal trends in ischemic heart disease mortality in 21 world regions, 1980 to 2010: the Global Burden of Disease 2010 stud.</a> Circulation. 129 (14), 1483-1492 (1980).</li><li>Lee, J. A., Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+intracellular+free+calcium+concentration+during+long+exposures+to+simulated+ischemia+in+isolated+mammalian+ventricular+muscle.">Changes in intracellular free calcium concentration during long exposures to simulated ischemia in isolated mammalian ventricular muscle.</a> Circ Res. 71 (1), 58-69 (1992).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

في هذه المخطوطة وصفنا أسلوبا للتحقيق في انقباض العضلات الحليمية الفئران في المختبر والتي يمكن استخدامها للإجابة على عدة أسئلة علمية تتعلق فسيولوجيا القلب وأمراض في الفئران وكذلك لدعم تحليل خطوط المعدلة وراثيا واكتشاف نهج الأدوية الجديدة لعلاج الخلل في القلب. ...

التحقيق في البروتينات مثل القنوات الأيونية في اشارة دورها لانقباض القلب ضروري لاكتشاف pathomechanisms المختلفة ووضع استراتيجيات علاجية جديدة لعلاج أمراض القلب مثل نقص التروية وفشل القلب. ومن المعروف ظيفة مقلص العضلية الثدييات إلى أن منظم من قبل القنوات الأيونية مختلفة، النقل وغيرها من البروتينات. إمكانات العمل أثار تفعيل الجهد تعتمد sarcolemmal L من نوع كا 2+ قنوات الكالسيوم يؤدي إلى تدفق 2+ من الفضاء خارج الخلية، وبعد ذلك الى كا كا 2+ يسببها 2+ إطلاق سراح (CICR) 1، والذي يؤدي الانكماش الخلوية 2. كاليفورنيا 2+ -signaling يلعب دورا مركزيا في انقباض القلب والتكيف مع الإجهاد الفسيولوجية أو المرضية. الكاتيكولامينات تنشيط مستقبلات β الأدرينالية القلب، وبالتالي تحفيز محلقة أدينيليل (AC) الذي يجمع المخيم. يجري تفعيلها، من البروتينن كينيز (PKA) phosphorylates مختلفة داخل وغشاء البروتينات المرتبطة مثل L-نوع كا 2+ القنوات، فسفولامبان وryanodine المستقبلات مما يؤدي إلى تعديل من الكالسيوم 2+ العابرين والقلب انقباض 1،3،4. تتحلل المخيم فسفودايستراز (PDE). تنشيط مستقبلات غس إلى جانب غيرها من β-adrenoceptors يؤدي أيضا إلى تراكم المخيم. يتم تأسيس تقنية القياسات انقباض في عضلة البطين معزولة شرائط جيدا لأنواع الثدييات الكبيرة 5-8. استنادا إلى إمكانية استهداف الجينات في الفئران فمن المهم وضع طرق لتحليل علم وظائف الأعضاء قلبية الفئران. ومع ذلك فإن البيانات المتوفرة حول الخصائص الفسيولوجية للالاستعدادات العضلات المعزولة في الفئران تختلف باختلاف ظروف تجريبية 12/09. يستخدم الأسلوب هو موضح لتحليل انقباض القلب من اليسار قبل العضلات الحليمية البطينparations في المختبر. يتم إجراء التحقيق في انقباض القلب في غياب تأثيرات تعديل انقباض القلب في الجسم الحي، مثل ضغط الدم، وتحفيز عصبي هرموني والاجهاد البدني أو التمثيل الغذائي. معدل الضرب من إعداد العضلات التعاقد يمكن تعريفه بدقة وتغيرت بشكل تعسفي. ويمكن تحليل نشل القوة في سياق مؤثرات معينة مثل تركيز الكالسيوم، والضرب التردد أو درجة الحرارة. وبالإضافة إلى ذلك، وهذه الطريقة يمكن استخدامها لتحقيق مختلف مكونات مسار الإشارات ومقارنة أداء القلب من نماذج الماوس المعدلة وراثيا عن طريق التحكم في ظروف تجريبية المذكورة أعلاه.

<table><tbody><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9434&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5280&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P 5655</td><td></td></tr><tr><td>2,3-Butanedione monoxime</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>3-Isobutyl-1-methylxanthine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td>Hazard statement H 302, solve in DMSO</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Isoprenaline hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5627</td><td>Hazard statement H 315-H319-H335</td></tr><tr><td>Sodium Heparine 250.000 IE/10 ml</td><td>ratiopharm</td><td>PZN 3874685</td><td></td></tr><tr><td>Histamine dihydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7250</td><td>Hazard statement H 315-H 317-H319- H334-H335</td></tr></tbody></table>

contractility measurements on isolated papillary muscles for the investigation of cardiac inotropy in mice

العضلات الحليمية المعزولة من قلوب الماوس الكبار يمكن استخدامها لدراسة انقباض القلب خلال مختلف الفسيولوجية / الحالات المرضية. يمكن تقييم الخصائص مقلص بمعزل عن التأثيرات الخارجية مثل الأوعية الدموية توترية أو وضع عصبي هرموني. وهو يصور منهج علمي بين القياسات خلية واحدة مع myocytes القلب المعزولة والدراسات المجراة مثل ضربات القلب. وبالتالي، فإن الاستعدادات العضلات الحليمية بمثابة نموذجا ممتازا لدراسة علم وظائف الأعضاء قلبية / الفيزيولوجيا المرضية، ويمكن استخدامها لإجراء تحقيقات مثل تعديل من قبل وكلاء الدوائية أو استكشاف النماذج الحيوانية المعدلة وراثيا. هنا، نحن تصف طريقة لعزل العضلات الحليمية الأمامي الأيسر الفئران للتحقيق انقباض القلب في الإعداد حمام الجهاز. على النقيض من إعداد الشريط العضلات المعزولة من الجدار البطيني، والعضلات الحليمية يمكن إعداد جملة وتفصيلا دون الإضرار TISSU العضلاتالبريد بشدة. يتكون الإعداد حمام الجهاز العديد من التجهيز الكهربائي غرف حمام الجهاز، بالغاز والتحكم في درجة حرارته. يتم إصلاح العضلات الحليمية معزولة في غرفة حمام جهاز وحفز كهربائيا. يتم تسجيل قوة نشل أثار باستخدام محول الضغط والمعلمات مثل نشل القوة السعة ونشل ويتم تحليل حركية. بروتوكولات تجريبية مختلفة يمكن القيام بها لتحقيق بالكالسيوم وانقباض تعتمد على التردد فضلا عن منحنيات الاستجابة للجرعة وكلاء مقلص مثل الكاتيكولامينات أو غيرها من المستحضرات الصيدلانية. بالإضافة إلى ذلك، يمكن محاكاة ظروف مرضية مثل نقص التروية الحاد.

يتم ضبطها بروتوكول لهذه المخطوطة لقياس انقباض معزولة الفئران الاستعدادات العضلات الحليمية إلى الظروف المثلى لتحقيق النتائج التجريبية استنساخه في ظل الظروف الفسيولوجية. لتحديد الظروف التجريبية المثلى أجرينا التجارب الرائدة متفاوتة درجة حرارة حمام الجهاز وتركيز ا...

Watch this Scientific Journal Video about Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice at JoVE.com

Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

ترك الفئران العضلات الحليمية البطين يمكن استخدامها لتحقيق انقباض القلب في المختبر. توضح هذه المقالة بالتفصيل العزلة والبروتوكولات التجريبية لدراسة خصائص مقلص القلب.

انقباض القياسات على العضلات الحليمية معزولة للتحقيق في القلب Inotropy في الفئران

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

contractility-measurements-on-isolated-papillary-muscles-for

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

14.9K Views.  Universität Heidelberg.  ترك الفئران العضلات الحليمية البطين يمكن استخدامها لتحقيق انقباض القلب في المختبر. توضح هذه المقالة بالتفصيل العزلة والبروتوكولات التجريبية لدراسة خصائص مقلص القلب. 

Video: Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of isolated tracheal preparations has proven to be a useful assay of airway smooth muscle (ASM) contractile response in genetically modified mice. These in vitro tracheal preparations are relatively simple, provide a robust response, and retain both functional cholinergic nerve endings and muscle responses, even after long incubations.
Tracheal tensometry also provides a functional assay to study a variety of second messenger signaling pathways that affect contraction of smooth muscle. Contraction in trachea is primarily mediated by parasympathetic, cholinergic nerves that release acetylcholine onto ASM (Figure 1). The major ASM acetylcholine receptors are muscarinic M2 and M3 which are Gi/o and Gq coupled receptors, respectively3,4,5. M3 receptors evoke contraction by coupling to Gq to activate phospholipase C, increase IP3 production and IP3-mediated calcium release from the sarcoplasmic reticulum3,6,7. M2/Gi/o signaling is believed to enhance contractions by inhibition of adenylate cyclase leading to a decrease in cAMP levels5,8,9,10. These pathways constitute the so called "pharmaco-contraction coupling" of airway smooth muscle11. In addition, cholinergic signaling through M2 receptors (and modulated by M3 signaling) involves pathways that depolarize the ASM which in turn activate L-type, voltage-dependent calcium channels (Figure 1) and calcium influx (so called "excitation-contraction coupling")4,7. More detailed reviews on signaling pathways controlling airway constriction can be found4,12. The above pathways appear to be conserved between mice and other species. However, mouse tracheas differ from other species in some signaling pathways. Most prominent is their lack of contractile response to histamine and adenosine13,14, both well-known ASM modulators in humans and other species5,15.
Here we present protocols for the isolation of murine tracheal rings and the in vitro measurement of their contractile output. Included are descriptions of the equipment configuration, trachea ring isolation and contractile measurements. Examples are given for evoking contractions indirectly using high potassium stimulation of nerves and directly by depolarization of ASM muscle to activate voltage-dependent calcium influx (1. high K+, Figure 1). In addition, methods are presented for stimulations of nerves alone using electric field stimulation (2. EFS, Figure 1), or for direct stimulation of ASM muscle using exogenous neurotransmitter applied to the bath (3. exogenous ACH, Figure 1). This flexibility and ease of preparation renders the isolated trachea ring model a robust and functional assay for a number of signaling cascades involved in airway smooth muscle contraction.

In vitro Measurements of Tracheal Constriction Using Mice

Transgenic mice have been extremely useful in ascribing physiological function to genes. As such, research in general, and functional studies of airway, in particular, have undergone a remarkable shift toward murine models. Here we provide protocols for in vitro trachea constriction studies to evaluate smooth muscle function in murine airway.

في قياسات المختبر من انقباض القصبة الهوائية باستخدام الفئران

Transgenic and knockout mice have been powerful tools for the investigation of the physiology and pathophysiology of airways1,2. In vitro tensometry of ...

Medicine

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

قسطرة القلب في الفئران لقياس العلاقة حجم الضغط: دراسة تأثير بوديتش

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Optical Imaging of Isolated Murine Ventricular Myocytes

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances in calcium sensitive dyes have permitted the robust optical recording of single cell calcium dynamics, recording of robust transmembrane optical voltage signals has remained difficult. Arguably, this is because of the low single to noise ratio, phototoxicity, and photobleaching of traditional potentiometric dyes. Therefore, single cell voltage measurements have long been confined to the patch clamp technique which while the gold standard, is technically demanding and low throughput. However, with the development of novel potentiometric dyes, large, fast optical responses to changes in voltage can be obtained with little to no phototoxicity and photobleaching. This protocol describes in detail how to isolate adult murine myocytes which can be used for cellular shortening, calcium, and optical voltage measurements. Specifically, the protocol describes how to use a ratiometric calcium dye, a single-excitation calcium dye, and a single excitation voltage dye. This approach can be used to assess the cardiotoxicity and arrhythmogenicity of various chemical agents. While phototoxicity is still an issue at the single cell level, methodology is discussed on how to reduce it.

We present the methodology for the isolation of murine myocytes and how to obtain voltage or calcium traces simultaneously with sarcomere shortening traces using fluorescence photometry with simultaneous digital cell geometry measurements.

التصوير البصري لخلايا البطين البطيني المعزولة

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances ...

Bioengineering

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

العزلة والثقافة، وتوصيف وظيفي من الكبار ماوس Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Physiological Analysis of Mouse Cardiomyocytes

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force used to pump blood. Individual cardiomyocytes were first isolated over 40 years ago in order to better study the physiology and structure of heart muscle. Techniques have rapidly improved to include enzymatic digestion via coronary perfusion. More recently, analyzing the contractility and calcium flux of isolated myocytes has provided a vital tool in the cellular and sub-cellular analysis of heart failure. Echocardiography and EKGs provide information about the heart at an organ level only. Cardiomyocyte cell culture systems exist, but cells lack physiologically essential structures such as organized sarcomeres and t-tubules required for myocyte function within the heart. In the protocol presented here, cardiomyocytes are isolated via Langendorff perfusion. The heart is removed from the mouse, mounted via the aorta to a cannula, perfused with digestion enzymes, and cells are introduced to increasing calcium concentrations. Edge and sarcomere detection software is used to analyze contractility, and a calcium binding fluorescent dye is used to visualize calcium transients of electrically paced cardiomyocytes; increasing understanding of the role cellular changes play in heart dysfunction. Traditionally used to test drug effects on cardiomyocytes, we employ this system to compare myocytes from WT mice and mice with a mutation that causes dilated cardiomyopathy. This protocol is unique in its comparison of live cells from mice with known heart function and known genetics. Many experimental conditions are reliably compared, including genetic or environmental manipulation, infection, drug treatment, and more. Beyond physiologic data, isolated cardiomyocytes are easily fixed and stained for cytoskeletal elements. Isolating cardiomyocytes via perfusion is an extremely versatile method, useful in studying cellular changes that accompany or lead to heart failure in a variety of experimental conditions.

Individual cardiomyocytes from wild type and mutant mice can be isolated from the heart in order to study their contractility and calcium transients. This allows characterization of the contribution of cellular dysfunction to heart dysfunction from any cause.

العزلة والفسيولوجية تحليل ماوس العضلية

Cardiomyocytes, the workhorse cell of the heart, contain exquisitely organized cytoskeletal and contractile elements that generate the contractile force ...

Dynamic Measurement and Imaging of Capillaries, Arterioles, and Pericytes in Mouse Heart

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion pressure. However, it is difficult to monitor the dynamic changes of the coronary arterioles and the capillaries in the whole heart, primarily due to its motion and non-stop beating. Here we describe a method that enables monitoring of arterial perfusion rate, pressure and the diameter changes of the arterioles and capillaries in mouse right ventricular papillary muscles. The mouse septal artery is cannulated and perfused at a constant flow or pressure with the other dynamically measured. After perfusion with a fluorescently labeled lectin (e.g., Alexa Fluor-488 or -633 labeled Wheat-Germ Agglutinin, WGA), the arterioles and capillaries (and other vessels) in right ventricle papillary muscle and septum could be readily imaged. The vessel-diameter changes could then be measured in the presence or absence of heart contractions. When genetically encoded fluorescent proteins were expressed, specific features could be monitored. For examples, pericytes were visualized in mouse hearts that expressed NG2-DsRed. This method has provided a useful platform to study the physiological functions of capillary pericytes in heart. It is also suitable for studying the effect of reagents on the blood flow in heart by measuring the vascular/capillary diameter and the arterial luminal pressure simultaneously. This preparation, combined with a state-of-the-art optic imaging system, allows one to study the blood flow and its control at cellular and molecular level in the heart under near-physiological conditions.

Presented here is a protocol to study the coronary microcirculation in living murine heart tissue by ex vivo monitoring of the arterial perfusion pressure and flow that maintains the pressure, as well as vascular tree components including the capillary beds and pericytes, as the septal artery is cannulated and pressurized.

دينامية القياس والتصوير من الشعيرات الدموية، والشريين، و Pericytes في قلب الماوس

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion ...

Revealing Subtle Changes in Cardiac Function using Transthoracic Dobutamine Stress Echocardiography in Mice

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic dobutamine stress echocardiography in humans, a reductionist investigation approach to unmask subtle changes in cardiac function has become possible. Here, we provide a protocol for using this technique in mice to facilitate expanded analysis of LV architecture and function in physiology and pathology enabling the observation of alterations in models of cardiac disease hidden in unstressed hearts. This investigation can be performed in one and the same animal and allows both, basal and pharmacologically stress-induced measurements. We outline detailed criteria for appropriate anesthesia, imaging-based LV analysis, consideration of intra- and interobserver variability, and obtaining positive inotrope response that can be attained in mice after intraperitoneal injection of dobutamine under near physiological conditions. To recapitulate the characteristics of human physiology and disease in small animal models, we highlight critical pitfalls in evaluation, e.g., a pronounced Bowditch effect in mice. To further meet translational objectives, we compare stress-induced effects in humans and mice. When used in translational studies, attention must be paid to physiological differences between mice and human. Experimental rigor dictates that some parameters assessed in patients can only be used with caution due to restrictions in spatial and temporal resolution in mouse models.

Left ventricular dysfunction constitutes the final common pathway for a host of cardiac disorders. We here provide a detailed protocol of transthoracic dobutamine stress echocardiography approach for comprehensive evaluation of the left ventricular function of mouse models of cardiac disease as well as cardiac phenotyping.

Left ventricular (LV) dysfunction paves the final pathway for a multitude of cardiac disorders. With the non-invasive high-frequency transthoracic ...

Analysis of Cardiac Contractile Dysfunction and Ca2+ Transients in Rodent Myocytes

Contractile dysfunction and Ca2+ transients are often analyzed at the cellular level as part of a comprehensive assessment of cardiac-induced injury and/or remodeling. One approach for assessing these functional alterations utilizes unloaded shortening and Ca2+ transient analyses in primary adult cardiac myocytes. For this approach, adult myocytes are isolated by collagenase digestion, made Ca2+ tolerant, and then adhered to laminin-coated coverslips, followed by electrical pacing in serum-free media. The general protocol utilizes adult rat cardiac myocytes but can be readily adjusted for primary myocytes from other species. Functional alterations in myocytes from injured hearts can be compared to sham myocytes and/or to in vitro therapeutic treatments. The methodology includes the essential elements needed for myocyte pacing, along with the cell chamber and platform components. The detailed protocol for this approach incorporates the steps for measuring unloaded shortening by sarcomere length detection and cellular Ca2+ transients measured with the ratiometric indicator Fura-2 AM, as well as for raw data analysis.

Analysis of Cardiac Contractile Dysfunction and Ca2+ Transients in Rodent Myocytes

A set of protocols are presented that describe the measurement of contractile function via sarcomere length detection along with calcium (Ca2+) transient measurement in isolated rat myocytes. The application of this approach for studies in animal models of heart failure is also included.

تحليل ضعف انقباض القلب و Ca2+ عابر في الخلايا العضلية القوارض

Contractile dysfunction and Ca2+ transients are often analyzed at the cellular level as part of a comprehensive assessment of cardiac-induced injury ...

Measurement of Heart Contractility in Isolated Adult Human Primary Cardiomyocytes

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This paper describes a protocol for assessing changes in contractility in adult human primary ventricular cardiomyocytes utilizing the MyoBLAZER, a non-invasive optical method that preserves the normal physiology and pharmacology of the cells. This optical recording method continuously measures contractility transients from multiple cells in parallel, providing both medium-throughput and valuable information for each individual cell in the field of view, enabling the real-time tracking of drug effects. The cardiomyocyte contractions are induced by paced electrical field stimulation, and the acquired bright field images are fed to an image-processing software that measures the sarcomere shortening across multiple cardiomyocytes. This method rapidly generates different endpoints related to the kinetics of contraction and relaxation phases, and the resulting data can then be interpreted in relation to different concentrations of a test article. This method is also employed in the late stages of preclinical development to perform follow-up mechanistic studies to support ongoing clinical studies. Thus, the adult human primary cardiomyocyte-based model combined with the optical system for continuous contractility monitoring has the potential to contribute to a new era of in vitro cardiac data translatability in preclinical medical therapy development.

This protocol describes how to measure contractility in adult human primary cardiomyocytes from donor hearts with the MyoBLAZER system, a reliable platform for assessing drug-induced changes in contractility during preclinical development.

قياس انقباض القلب في الخلايا العضلية الأولية البشرية البالغة المعزولة

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This ...

Mechanical Control of Relaxation Using Intact Cardiac Trabeculae

Diastolic dysfunction is a common phenotype across cardiovascular disease presentations. In addition to elevated cardiac stiffness (elevated left ventricular end-diastolic pressure), impaired cardiac relaxation is a key diagnostic indicator of diastolic dysfunction. While relaxation requires the removal of cytosolic calcium and deactivation of sarcomeric thin filaments, targeting such mechanisms has yet to provide effective treatments. Mechanical mechanisms, such as blood pressure (i.e., afterload), have been theorized to modify relaxation. Recently, we showed that modifying the strain rate of a stretch, not afterload, was both necessary and sufficient to modify the subsequent relaxation rate of myocardial tissue. The strain rate dependence of relaxation, called the mechanical control of relaxation (MCR), can be assessed using intact cardiac trabeculae. This protocol describes the preparation of a small animal model, experimental system and chamber, isolation of the heart and subsequent isolation of a trabecula, preparation of the experimental chamber, and experimental and analysis protocols. Evidence for lengthening strains in the intact heart suggests that MCR might provide new arenas for better characterization of pharmacological treatments, along with a method to assess myofilament kinetics in intact muscles. Therefore, studying the MCR may elucidate a path to novel approaches and new frontiers in the treatment of heart failure.

Rapid myocardial and cardiac relaxation is essential for normal physiology. Mechanical relaxation mechanisms are now known to be dependent on strain rate. This protocol provides an overview of the acquisition and analysis of experiments to further study the mechanical control of relaxation.

انقباض القياسات على العضلات الحليمية معزولة للتحقيق في القلب Inotropy في الفئران

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video