Name: a procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord
Uploaded: 2014-12-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord at JoVE.com

We thank Dr. Joseph R. Fetcho for his input throughout the development of the procedure.We would like to acknowledge funding from the US National Institutes of Health (R01 EB002019 to C.B.S and DP OD006411 to Joseph R. Fetcho) and the National Science and Research Council of Canada (to M.J.F.) for financial support.

הערה: הטיפול ומניפולציה ניסויית של כל העכברים במאמר זה אושר על ידי הוועדה מוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת קורנל. 1. הגדרה לצורך הניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל כלים הנדרשים באמצעות החיטוי או עיקור אושר. לכל הפחות, כולל מערכת האספקה ​​שלה (1D איור, E) אזמל, מספריים, מספריים vanna, מלקחיים, מברג של צורף, צמר גפן, סט של כלי כתיבה, השתל (איור 1 א) ו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב את כל המשטחים, כולל כל כפתורי stereoscope, עם 70% אתנול ו / או חומרי חיטוי מתאימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת שדה סטרילי ידי כיסית stereotax המותאם אישית (1D איור) ומקיף benchtop בסדינים מעוקרים. כרית חימום (רצוי משוב המבוקר) צריכה להיות ממוקמת בחלק העליון של stereotax ותחת הסדינים המעוקרים. </li></ol> 2. הכנההעכבר לכירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר מתחת לגיל 5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה עד קצב הנשימה מאטה כ 1 נשימה / sec. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר לאזור אחסון זמני מהשדה סטרילי, תוך שימוש בחרטומו להמשיך חשיפת isoflurane. להפחית isoflurane עד 2%. החל משחה העין כדי למנוע התייבשות של קרנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל glycopyrrolate (תרופה אנטיכולינרגית) בשעה 0.05 בעכבר g מ&quot;ג / 100 לשריר לhindlimbs באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק, ומספק כ -50% מכל איבר את עוצמת הזריקה. הערה: Glycopyrrolate משמשת למניעת הצטברות נוזלי בריאות בזמן שהעכבר נמצא תחת הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קוצץ חשמלי, לגלח חלק מהיבט הגב של העכבר, ארוך סנטימטרים כ 3 על ידי 2 סנטימטר רחב ומתמקד בקשת החזה. נקה כל שיער גזוז הרחק מהאזור המגולח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל את הזריקות הבאות תת עורי ודיסטלי המגולחתיקון באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרקים cc: 1 מיליליטר / 100 עכבר g גלוקוז 5% בתמיסת מלח (לטיפול בהתייבשות), 5 מ&quot;ג / קילוגרם ketoprofen עכבר (NSAID לשיכוך כאבים), 0.2 מ&quot;ג / קילוגרם dexamethasone עכבר ( סטרואידים אנטי-דלקתיים כדי להפחית את הדלקת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בצמר גפן, לבצע שלושה שוטף לסירוגין של יוד ו -70% אתנול, מחכה דק &#39;1 בבין שוטף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל של bupivacaine 0.125% (בלוק עצבים היקפי) תת עורי באמצעות 29 100 μl - 30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק למרכז התיקון המגולח כדי להפחית את הכאב באתר החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת עכבר כדי stereotax המותאם אישית (1D איור), להכניס מדחום רקטלי, ולהמתין כ 10 דקות לbupivicaine ייכנס לתוקף. </li></ol> 3. לחשוף ונקו את הרבדים הגבי של 3 חזה חוליות סמוכות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בלהב סכין המנתחים, ליצור (5 מ&quot;מ או פחות) קטנים חתך מעל החוליות של העניין (איור 2 א). </li><li&gt; שימוש בשני מלקחיים או על ידי החדרת הקצה של מספריים כירורגיות ולהפיץ את הידיות, להגדיל את הגודל של פתח בעור על ידי נתיחה בוטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אזמל או מספריים כירורגיות, בעדינות לנתק fascia חיבור בין העור והשרירים שמתחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מפשקים להתאפק העור, ומאפשר לשטח עבודה גדול ככל האפשר (איור 2). שים לב שלא להגדיל את העומס על החזה ובכך לחסום את הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת זוג המלקחיים, אחיזה מקורי ביותר החוליה שיהיה חשופה דרך השריר שמעליה. באמצעות אזמל, לחתוך רקמות משם משני צדיו של תהליך הגב מכל 3 החוליות (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות כל שילוב של להב סכין מנתחים, צמר גפן, ו / או מגרד עצם, להסיר את כל הרקמה שמעל מהרבדים הגבי (איור 2 ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים כירורגיות, לחתוך בזהירות גידים המחוברים לחוליות בשני Lateraקצות l של עמוד השדרה (איור 2E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש באזמל, בעדינות להסיר כמה שיותר רקמה מהקצוות לרוחב של עמוד השדרה ככל האפשר על מנת לספק משטח הידוק נקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות debride החוליות של כל רקמות רכות שנותרו באמצעות מגרד עצם ו / או מקלון צמר גפן. לחתוך את כל רקמה לא מתאים במקום אחר באמצעות מספריים כירורגית (איור 2F). הערה: זה חיוני עבור שני הידוק וביצוע laminectomy הגב שהחוליות נחשפות בצורה נקיה. Cauterizer עשוי להיות שימושי בשליטה דימום שלאחר מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Shift מפשקים להתאפק הרקמות המקיפות את עמוד השדרה, בנוסף לעור (איור 2F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את צד הברים שתל לשיניים על ההודעות שנכתבו על המשלוח ולטעון אלו לפוסט-הבעלים (כמו באיור 1E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את החוליות 3 באמצעות הסורגים בצד, יישום פשוט מספיק לחץ כדי להחזיק securely (איור 2G, ח). שימוש במלקחיים כדי להבטיח הידוק רמה של החוליות 3. שים לב שמספר ניסיונות ייתכן שיהיו צורך. ודא שברי הצד שניהם ברמה ומקבילה לפני ביצוע laminectomy. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות נקייה ויבש על פני השטח הגבי של החוליות הדקו באמצעות צמר גפן. </li></ol> 4. בצע Laminectomy הגבי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הטיפים של המספריים Vannas למרחב אפידורל של החוליה הדקה המדיאלי ולסחוט את הידיות באורח קל; אם העצם הוא יבש, זה צריך לפצח לאורך lamina הגב. חזור על תהליך זה בצד הנגדי כדי לשחרר את lamina. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוקץ בעדינות lamina הרופף על ידי תהליך הגב עם מלקחיים, לחתוך בזהירות משם את כל רקמת חיבור בקצוות מקורי ואת הזנב של lamina ולהרים אותו משם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתמיסת מלח 0.9% ו / או נוזל השדרה מוחין מלאכותי (ACSF), לשטוף ביסודיות משם כל overlyi דםng חוט השדרה. השתמש בצמר גפן לספוג את נוזלים עודפים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים Vannas, לקצץ בזהירות את הקצוות לרוחב של העצם חזרה לסורגים בצד של השתל. שוב, לשטוף ושליטה בדימום תוך שימוש בצמר גפן ומלוח / ACSF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה שחלק מקרום העצם ניתק וoverlies חוט השדרה, בעדינות להסיר רקמה זו באמצעות צמר גפן ו / או 29 - מחט G 30. הקפד שלא לפגוע בחוט השדרה בחלק זה של ההליך. אל תבלבל את periosteum הרופף עם מאטר הדורה העטוף היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות, לאטום את הקצוות חשופים הנותרים של העצם עם אחד או שני אקריליק שיניים וcyanoacrylate (איור ט 2). קח טיפול מיוחד שלא לאפשר הדבקים לזרום על חוט השדרה החשוף. </li></ol> 5. חותם הלשכה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את הצלחת העליונה בזהירות כדי ש4 החריצים בקנה אחד עם 4 חורים על הסורגים בצד והפתיחה overlies הספין נחשףכבל אל (איור 1 וי 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות המברג של צורף, להתחיל בזהירות את הבורג הראשון, ייצוב המוט של המברג עם עוד זוג מלקחיים. אל תהדק את הבורג בשלב זה, אבל להכניס אותו, כך שכמה האשכולות הראשונים עוסקים. חזור על תהליך זה עבור 3 ברגים האחרים. הערה: כדאי להשתמש בטיטניום או מלקחיים magnetizable אחרים שאינו כדי למקם את הברגים בשלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם כל 4 הברגים במקום, להדק כל אחד מהברגים לסירוגין באותו הסכום במרווחים קטנים עד ברגים מאובטחים היטב (איור 2K). שים לב שזה לא יוצא דופן עבור הצלחת העליונה להגמיש במהלך תהליך זה. הקפד שלא להדק את הברגים יותר מדי, כראש הבורג יכול לשבור ולחץ כלפי מטה מוגזם יהיה לעקור את המהדק ו / או לגרום לפגיעה בחוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש אלסטומר סיליקון כדי למלא את החלל שבין חוט השדרה וחלון הזכוכית. כי זה איילהs לא לייצר חומצה אצטית במהלך ריפוי, להשתמש אלסטומר מותג KwikSil וטיפים ערבוב. החל חלק ליברלי של סיליקון לחוט השדרה החשוף. תשמור על עצמך להיפטר מכל סיליקון המכיל בועות אוויר מקצה הערבוב לפני יישום לחוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבודה במהירות, לחץ בעדינות coverslip # 0 5 מ&quot;מ להבלעה בצלחת העליונה. החל מספיק לחץ כדי לסחוט בהדרגה את הנוזלים אלסטומר להקיף את חוט השדרה, אך לא לגרום לדחיסת חוט השדרה (איור 2L). הגדרת זמן לאלסטומר היא כ 90 שניות, כדי לוודא coverslip מיושם במהירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה של איטום נכשל, לחכות עד אלסטומר קבע, בעדינות להסיר אותו מהשתל עם מלקחיים, ולחזור על 5.4-5.5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכסות את הקצוות של אלסטומר הקרין עם אקריליק / cyanoacrylate שיניים ולדבוק העצם שמסביב ככל האפשר כדי למנוע אלסטומר מעובר מעל פני השטח של חוט השדרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מפשקים ולמשוך את העור סביב הקצה של השתל. באמצעות cyanoacrylate, לדבוק העור לקצוות של השתל (איור 2M, N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס 0-80 # - 1/4 &quot;להגדיר ברגים לתוך כנפי הצלחת העליונה (איור 1 ג ו -2 O). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אקריליק שיניים, לאטום כל פערים בחריצי הבורג של הצלחת העליונה (איור 2P). </li></ol> 6. לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר בעלי חיים מהרדמה והמקום בכלוב גדול ונקי. ודא שהכלוב הוא גדול מספיק שהתא לא לתפוס על כל דבר (כמו הטבילה בצורת V לבקבוק מים ו / או מזון) במהלך תנועה נורמלית בכל הכלוב. הערה: כלוב חולדה סטנדרטי הוא אידיאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכלוב על משטח מחומם בעוד החיה משחזרת. לא מחזיר את העכבר לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק Beha בעלי החייםvior בתוך 1 - postoperation שעה 2 לסימנים של כאב או מצוקה ויושרה שתל. הערה: בתנאים רגילים, בעלי החיים צריכים להיות מסוגלים ambulate עם הפרעות צנועות לתנועה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמשיך לבדוק בעלי חיים כל 8 - 12 שעות לשעה 72 הראשונה, מדידת משקל וניטור התנהגות. בדוק שבעלי החיים פעילים וניידים במהלך הלילה. מזון רטוב בצורה של קרקע Chow מעורבב עם מים או ג&#39;לים תזונתי, כדורי לעיסה, ומי שתייה צריך להיות מסופק בגובה קרקע. הידרציה נוספות על ידי זריקות תת עורית או intraperiotoneal צריכה להינתן בהתאם לצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל 5 מ&quot;ג / קילוגרם ketoprofen עכבר ו -0.2 מ&quot;ג / קילוגרם תת עורי dexamethasone העכבר ב 24 ו 48 נקודות זמן hr, לאחר הניתוח. בנוסף, .005-0.010 מ&quot;ג / 100 גרם עכבר צריך להינתן בכל שעה 8 בזריקה תת עורית במשך 72 שעות. </li></ol> 7. בVivo Imaging <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר תחת5% isoflurane / חמצן בתא אינדוקציה עד קצב הנשימה מאט כ 1 נשימה / sec. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר לstereotax המותאם אישית (1D איור) עם כרית חימום משוב מבוקר ולהכניס מדחום רקטלי. להפחית isoflurane עד 2%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל 0.05 מ&quot;ג / 100 לשריר עכבר g glycopyrrolate לhindlimbs באמצעות 29-30 מחטים G ו3/10 מזרק סמ&quot;ק, ומספק כ -50% מכל איבר את עוצמת הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 1 מיליליטר / 100 גלוקוז 5% עכבר g (לטיפול בהתייבשות) תת עורי במלח אחת לשעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחזיקים קאמריים מושחלים לתוך הפוסט-הבעלים המשמשים לניתוח (איור 1F). התאם את הגובה ולסובב את ההודעות על ברגי הסט בצלחת העליונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם שני המחזיקים מצורפים, לרומם את המחזיקים בעידן הפוסט-המחזיקים עד החזה יכול להרחיב באופן חופשי על השראה. הערה: שניהם הקובץ המצורף האיתן של הבעלים וההתרחבות ללא משמעותית החזהtly להפחית ממצא תנועה בשל נשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הדמיה לפי הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר ההדמיה תושלם, הודעות נמוכות, לסובב את מחזיקי תא, להסיר את מדחום רקטלי, ועכבר מקום על משטח מחומם להתאושש. לא מחזיר את העכבר לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li></ol>

<ol>
	<li>Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+laser+scanning+fluorescence+microscopy.">Two-photon laser scanning fluorescence microscopy.</a> Science. 248 (4951), 73-76 (1990).</li><li>Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+imaging+to+a+depth+of+1000+&#956;m+in+living+brains+by+use+of+a+Ti:+Al+2+O+3+regenerative+amplifier.">Two-photon imaging to a depth of 1000 &#956;m in living brains by use of a Ti: Al 2 O 3 regenerative amplifier.</a> Optics Letters. 28 (12), 1022-1024 (2003).</li><li>Kobat, D., Durst, M. E., Nishimura, N., Wong, A. W., Schaffer, C. B., Xu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+tissue+multiphoton+microscopy+using+longer+wavelength+excitation.">Deep tissue multiphoton microscopy using longer wavelength excitation.</a> Optics Express. 17 (16), 13354-13364 (2009).</li><li>Horton, N. G., Kobat, D., Wang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo,+Deep+Tissue+Three-Photon+Imaging+at+the+1700-nm+Spectral+Window.">In Vivo, Deep Tissue Three-Photon Imaging at the 1700-nm Spectral Window.</a> Biomedical Optics. 7 (3), (2012).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Svoboda, K., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+two-photon+excitation+microscopy+and+its+applications+to+neuroscience.">Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience.</a> Neuron. 50 (6), 823-839 (2006).</li><li>Kerr, J. N. D., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nature Reviews Neuroscience. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Lichtman, J. W., DENK, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Big+and+the+Small:+Challenges+of+Imaging+the+Brain's+Circuits.">The Big and the Small: Challenges of Imaging the Brain's Circuits.</a> Science. 334 (6056), 618-623 (2011).</li><li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Large-Scale+Neural+Activity+with+Cellular+Resolution+in+Awake,+Mobile+Mice.">Imaging Large-Scale Neural Activity with Cellular Resolution in Awake, Mobile Mice.</a> Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).</li><li>Wienisch, M., Blauvelt, D. G., Sato, T. F., Murthy, V. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-Photon+Imaging+of+Neural+Activity+in+Awake,+Head-Restrained+Mice.+.">Two-Photon Imaging of Neural Activity in Awake, Head-Restrained Mice. .</a> Neuromethods. 67 (18), 45-60 (2011).</li><li>Greenberg, D. S., Houweling, A. R., Kerr, J. N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Population+imaging+of+ongoing+neuronal+activity+in+the+visual+cortex+of+awake+rats).">Population imaging of ongoing neuronal activity in the visual cortex of awake rats).</a> Nature Neuroscience. 11 (7), 749-751 (2008).</li><li>Thrane, A. S., Thrane, R. V., Zeppenfeld, D., Lou, N., Xu, Q., Nagelhus, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=General+anesthesia+selectively+disrupts+astrocyte+calcium+signaling+in+the+awake+mouse+cortex.">General anesthesia selectively disrupts astrocyte calcium signaling in the awake mouse cortex.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 109 (46), 18974-18979 (2012).</li><li>Dombeck, D. A., Graziano, M. S., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+Clustering+of+Neurons+in+Motor+Cortex+Determined+by+Cellular+Resolution+Imaging+in+Awake+Behaving+Mice.">Functional Clustering of Neurons in Motor Cortex Determined by Cellular Resolution Imaging in Awake Behaving Mice.</a> Journal Of Neuroscience. 29 (44), 13751-13760 (2009).</li><li>Connor, D. H., Peron, S. P., Huber, D., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+barrel+cortex+underlying+vibrissa-based+object+localization+in+mice.">Neural activity in barrel cortex underlying vibrissa-based object localization in mice.</a> Neuron. 67 (6), 1048-1061 (2010).</li><li>Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+axonal+degeneration+and+regeneration+in+the+injured+spinal+cord.">In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord.</a> Nature Medicine. 11 (5), 572-577 (2005).</li><li>Ylera, B., Ert&#252;rk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronically+CNS-Injured+Adult+Sensory+Neurons+Gain+Regenerative+Competence+upon+a+Lesion+of+Their+Peripheral+Axon.">Chronically CNS-Injured Adult Sensory Neurons Gain Regenerative Competence upon a Lesion of Their Peripheral Axon.</a> Current Biology. 19 (11), 930-936 (2009).</li><li>Dray, C., Rougon, G., Debarbieux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+by+in+vivo+imaging+of+the+dynamics+of+vascular+and+axonal+networks+in+injured+mouse+spinal+cord.">Quantitative analysis by in vivo imaging of the dynamics of vascular and axonal networks in injured mouse spinal cord.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (23), 9459 (2009).</li><li>Dibaj, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NO+mediates+microglial+response+to+acute+spinal+cord+injury+under+ATP+control+in+vivo.">NO mediates microglial response to acute spinal cord injury under ATP control in vivo.</a> Glia. 58 (9), 1133-1144 (2010).</li><li>Kim, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+laser+scanning+microscopy+imaging+of+intact+spinal+cord+and+cerebral+cortex+reveals+requirement+for+CXCR6+and+neuroinflammation+in+immune+cell+infiltration+of+cortical+injury+sites.">Two-photon laser scanning microscopy imaging of intact spinal cord and cerebral cortex reveals requirement for CXCR6 and neuroinflammation in immune cell infiltration of cortical injury sites.</a> Journal of Immunological Methods. 352 (1-2), 89-100 (2010).</li><li>Dibaj, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+imaging+reveals+distinct+inflammatory+activity+of+CNS+microglia+versus+PNS+macrophages+in+a+mouse+model+for+ALS.">In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS.</a> Plos One. 6 (3), 17910 (2011).</li><li>Davalos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibrinogen-induced+perivascular+microglial+clustering+is+required+for+the+development+of+axonal+damage+in+neuroinflammation.">Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation.</a> Nature Communications. 3, 1227 (2012).</li><li>Dibaj, P., Steffens, H., Zsch&#252;ntzsch, J., Kirchhoff, F., Schomburg, E. D., Neusch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+reveals+rapid+morphological+reactions+of+astrocytes+towards+focal+lesions+in+an+ALS+mouse+model.">In vivo imaging reveals rapid morphological reactions of astrocytes towards focal lesions in an ALS mouse model.</a> Neuroscience Letters. 497 (2), 148-151 (2011).</li><li>Bareyre, F. M., Garzorz, N., Lang, C., Misgeld, T., Buning, H., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+reveals+a+phase-specific+role+of+STAT3+during+central+and+peripheral+nervous+system+axon+regeneration.">In vivo imaging reveals a phase-specific role of STAT3 during central and peripheral nervous system axon regeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (15), 6282-6287 (2011).</li><li>Nikic, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reversible+form+of+axon+damage+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+and+multiple+sclerosis.">A reversible form of axon damage in experimental autoimmune encephalomyelitis and multiple sclerosis.</a> Nature Medicine. 17 (4), 495-499 (2011).</li><li>Misgeld, T., Nikic, I., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+single+axons+in+the+mouse+spinal+cord.">In vivo imaging of single axons in the mouse spinal cord.</a> Nature Protocols. 2 (2), 263-268 (2007).</li><li>Davalos, D., Akassoglou, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Imaging+of+the+Mouse+Spinal+Cord+Using+Two-photon+Microscopy.">In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy.</a> J. Vis. Exp. 59, 2760 (2012).</li><li>Farrar, M. J., Bernstein, I. M., Schlafer, D. H., Cleland, T. A., Fetcho, J. R., Schaffer, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+in+vivo+imaging+in+the+mouse+spinal+cord+using+an+implanted+chamber.">Chronic in vivo imaging in the mouse spinal cord using an implanted chamber.</a> Nature. Methods. 9 (3), 297-302 (2012).</li><li>Fenrich, K. K., Weber, P., Hocine, M., Zalc, M., Rougon, G., Debarbieux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+in+vivo+imaging+of+normal+and+pathological+mouse+spinal+cord+with+subcellular+resolution+using+implanted+glass+windows.">Long-term in vivo imaging of normal and pathological mouse spinal cord with subcellular resolution using implanted glass windows.</a> The Journal of Physiology. 590 (16), 3665-3675 (2012).</li><li>Figley, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Spinal+Cord+Window+Chamber+Model+for+In+Vivo+Longitudinal+Multimodal+Optical+and+Acoustic+Imaging+in+a+Murine+Model.">A Spinal Cord Window Chamber Model for In Vivo Longitudinal Multimodal Optical and Acoustic Imaging in a Murine Model.</a> Plos One. 8 (3), 58081 (2013).</li><li>Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanting+Glass+Spinal+Cord+Windows+in+Adult+Mice+with+Experimental+Autoimmune+Encephalomyelitis.">Implanting Glass Spinal Cord Windows in Adult Mice with Experimental Autoimmune Encephalomyelitis.</a> Journal of Visualized Experiments. 82, 50826 (2013).</li><li>Romanelli, E., Sorbara, C. D., cacute, I. N., Dagkalis, A., Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular,+subcellular+and+functional+in+vivo+labeling+of+the+spinal+cord+using+vital+dyes.">Cellular, subcellular and functional in vivo labeling of the spinal cord using vital dyes.</a> Nature Protocols. 8 (3), 481-490 (2013).</li></ol>

The authors having nothing to disclose, and no competing financial interests.

הטכניקה הפגינה כאן מאפשרת חוזר ונשנה, זמן לשגות, ההדמיה in vivo של SC עכבר גב לשבועות רבים לפרסם אופרטיבי ללא צורך בניתוחים שלאחר מכן. הליך זה מהווה שיפור משמעותי על פני בדיקות הדמיה חוזרת-ניתוח או על פני גישות היסטולוגית portmortem, שבו מידע על דינמיקה סלולרית הולכות לאיבוד. יש לנו בעבר 30 הפגין את הערך של טכניקה זו ללימוד פתולוגיה SCI in vivo. מידת האורך המרבית של הדמיה נקבעה על ידי הצמיחה של רקמה צפופה, סיבית על פני השטח הגב של SC. לאורך זמן, צמיחה זו הביאה לאובדן של ניגוד תמונה ורזולוציה. גידול זה יש גם בהכנות כירורגית חלופיות 31 ראה. במקרי נקודות, יש לנו ציינו כי צמיחה זו ניתן למזער על ידי שטיפה בזהירות את פני השטח SC הגב כדי להסיר מוצרי דם, איטום פני השטח שלהעצם לחתוך עם cyanoacrylate, איטום קצוות של החדר היטב עם אלסטומר סיליקון, ולמזער את מרחב ביניים בין SC הגב ומכסה הזכוכית. לאחרונה, גישה אחרת דומה לשלנו באמצעות תא פוליקרבונט הודגמה 32. השימוש בפוליקרבונט הוא יתרון שכן הוא תואם עם X-ray ושיטות הדמיה אקוסטית, שזה לא המקרה עבור חלקי הנירוסטה שלנו. עם זאת, עם הטכנולוגיה בכל מקום עכשיו של מדפסות 3D, יכולים להיות מפוברקים ממגוון רחב של חומרי חלקי תא שיתאימו לצרכימים ספציפיים. לאחרונה יש לנו מודפסים כל החלקים שלנו בphotopolymer ברור. חסרון מרכזי אחד תא סגור הוא חוסר היכולת לנהל מינונים חוזרים ונשנים של תרופות או צבעים אקסוגניים מתאימים להדמית SC 34. עם זאת, על ידי ניצול היציבות המכנית של המערכת הנוכחית שלנו, יש לנו כבר בשימוש התא הנוכחי שלנו למוצלחly לעגן קטטר intrathecal מחובר ליציאת הזרקה תת-עורית המושתלת, אשר אפשר למשלוח סמים בנקודות זמן מרובים אפילו במערכת סגורה קאמרית (עבודה שלא פורסם). יתר על כן, בשל האופי המודולרי של הצלחת העליונה, גרסאות עתידיות של הכנה זו תכלול תא ניתן לאטימה חוזרת כדי לאפשר ליישום חוזר ונשנה של שני סוכנים טיפוליים ותוויות ניאון. אפשר גם לדמיין צלחות עליונה עם mounts להקלטת אלקטרודות, מוסיף אופטי, ויציאות למשלוח סמים. תוספות כזה עלול להיות מאתגרות יותר ליישום באמצעות מערכת מינימליסטי יותר של Fenrich et al. 31. לסיכום, החדר שלנו מספק פלטפורמת שער שעליו ניתן לבסס ניסויים מגוונים.

זמן לשגות במיקרוסקופיה vivo באורגניזמים שלמים מאפשר ההדמיה הישירה של תהליכים מורכבים ביולוגיים שאינם זמינות לניתוח נקודה אחת בזמן מסורתי, כגון אימונוהיסטוכימיה. באופן ספציפי, מיקרוסקופיה רב הפוטון (MPM) 1 מאפשרת הדמיה בפיזור רקמות, כגון הניאוקורטקס המכרסמים, שבו הדמיה של עד 2,3 ועודף של 4 1 מ&quot;מ הושגה. בשילוב עם הכנות כירורגית 5-7 שבהליך יחיד מאפשר גישה אופטית למוח לשבועות עד חודשים, גישות מיקרוסקופי אלה היו בשימוש ללמוד תהליכים דינמיים במוח במצבים בריאים וחולים 8-11. בנוסף, פרוטוקולים פותחו 12,13 המספקים הדמיה in vivo בבעלי חיים ער (כלומר, שאינם מורדמים), המאפשרים להדמיה תפקודית ברזולוציה סלולרית בעת מבחני התנהגות. פרוטוקולים אלה היו בשימוש לcomparisתוספות של פעילות עצבית מתואמת 14, סידן astrocyte איתות 15 בבעלי חיים מורדמים וערים, זיהוי של אשכולות עצביים משימה ספציפית 16, ואת יכולתם של תאי עצב להפלות מיקום אובייקט על גירוי זיף 17. לאור הפוטנציאל של גישה זו על מנת להבהיר את המנגנונים בריאים ופתולוגיים, זמן לשגות בתחום ההדמיה vivo היה מוחל על חוט השדרה העכבר (SC), המאפשר לזיהוי ניוון axonal החריף (AAD) כמנגנון מחלה 18. מחקרים מאוחרים יותר חקרו את ההשפעות של נגעים היקפיים בגרעיני שורש הגבי (DRG) התחדשות האקסון 19, תפקידם של כלי דם בהתחדשות האקסון 20, chemotaxis גליה בתגובה לפציעה 21, הגירת T-cell בEncephalomyelitis אוטואימוניות הניסיוני (EAE) 22, פעילות 23,24 של מיקרוגליה והאסטרוציטים 25 בתגובה לamyotrophטרשת ic לרוחב (ALS), את התפקיד של STAT-3 בהנבטת axonal לאחר פציעת SC (SCI) 26, ומנגנון של אובדן האקסון והתאוששות ב -27 EAE. למרות ההצלחה של גישות אלה, כל המחקרים הללו היו מוגבלים לאו פגישת הדמיה יחידה, וכך להגביל את הלימודים לדינמיקה לטווח קצר, או אחר הנדרשים חזרו פתחים כירורגית של בעלי החיים בכל נקודת זמן הדמיה, המגבילים את מספר נקודות זמן נגיש ואגדיל את הסבירות של חפצים ניסיוניים בלבול. פרוטוקולים לניתוחים אלה כבר פורסמו בעבר 28,29. לאחרונה, פרסמנו טכניקה 30 להשתלה של תאים בעמוד השדרה כרוניים שאפשרו הדמיה MPM הזמן לשגות בSC העכבר מעל שבועות מרובים ללא הצורך בניתוחים חוזרים. בקצרה, הכנת כירורגים זה כלול ביצוע laminectomy בעמוד השדרה החזי הנמוכה וההשתלה של תא ארבעה חלקים. החדר כלולשלושה חלקי פלדת אל-חלד מותאם אישית במכונה שהדקו את החוליות המקיפות את laminectomy, וcoverslip זכוכית מונח על SC ומאובטח עם אלסטומר סיליקון. טכניקה זו אפשרה להדמיה שגרתית ליותר מ 5 שבועות לאחר הניתוח במדינות בריאים ונפצעו ללא צורך בניתוחים חוזרים. מספר נקודות זמן הדמיה היה מוגבל רק על ידי התדר שבו בעלי החיים יכולים לסבול אינדוקציה הרדמה. חיים הדמיה היה מוגבל על ידי הצמיחה של רקמה צפופה, סיבית על פני השטח של SC. בנוסף, אנו מאמתים שהשתל הניתוחי אין השפעה לטווח ארוך על תפקוד מוטורי. מאז פרסומו הראשוני שלנו, גישות חלופיות גם מאפשרות הדמיה לטווח ארוך בSC תוארו במקום אחר 31-33. פרוטוקול זה מדגים ההליך שלנו להשתלת תא השדרה שפיתחנו.

<table><tbody><tr><td>Vannas scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-04</td><td></td></tr><tr><td>forceps, scissors, scalpel, etc.</td><td>Fine Science Tools</td><td>multiple&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>retractor kit -magnetic fixator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-02</td><td></td></tr><tr><td>retractor kit -retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-09</td><td>other retractors may also be used</td></tr><tr><td>retractor kit -elastomer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-07</td><td></td></tr><tr><td>feedback controlled heating blanket</td><td>CWE Inc.</td><td>Model: TC-1000 Mouse&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Part No. 08-13000</td><td></td></tr><tr><td>stereotax</td><td></td><td>see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td><td></td></tr><tr><td>spinal chamber</td><td></td><td>see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td><td></td></tr><tr><td>spinal chamber holders</td><td></td><td>see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online)</td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue</td><td>Loctite</td><td>Loctite 495</td><td>multiple suppliers</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure Coral Powder (dental acrylic powder)</td><td>Teets</td><td>Mfg. Part: 8101</td><td>multiple suppliers</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure Liquid (dental acrylic liquid)</td><td>Teets</td><td>Mfg. Part: 8501</td><td>multiple suppliers</td></tr><tr><td>Glycopyrrolate</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>MWI SKU: 29706 (Baxter 1001901602)</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5767</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>MWI SKU: 029841 (Hospira 116301)</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>MWI SKU: 002800 (Pfizer 2193)</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethasone</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>MWI SKU: 501012 (VetOne 1DEX032)</td><td></td></tr><tr><td>KwikSil Elastomer</td><td>World Precision Inc.</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>KwikSil Mixing Tips</td><td>World Precision Inc.</td><td>KWIKMIX</td><td></td></tr></tbody></table>

a procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

על ידי ביצוע ההליך הנ&quot;ל, כל שלב בניתוח צריך לחקות את התוצאות עבור כל שלב בניתוח שתואר באיור 2. יש לנקוט זהירות מיוחדת בעת החלת אלסטומר סיליקון לחסל בועות אוויר מתחת לזכוכית או לפחות להבטיח שהם ממוקם בפריפריה של האזור של עניין (איור 2L). למנתח מנוסה, סיבוכים ניתוחיים, הדורשות הרדמה או במהלך ניתוח או תוך 24 שעות לאחר הניתוח הראשון מתרחשים בכ- 20% מפעילות. סיבוכים אלה בתדירות הגבוהה ביותר נובעים מדימום מוגזם ברקמות רכות או כישלון לצרף מאובטח הקאמרית לעמוד השדרה. בתאים מושתלים בהצלחה, בדרך כלל נשאר החלון שקוף אופטי למספר שבועות (איור 3). למרות מיטב מאמצים, גידול אטום, סיבי, גידולים לעתים קרובות יוצר בתוך כמה ימים, וכתוצאה מכך obscuri החלקיng של החלון (איור 3 ג - F, קו מקווקו שחור). מבני ניאון קשים לראות באמצעות מיקרוסקופ 2PEF מתחת רקמה סיבית זה. אנו מוצאים הפצת bimodal של תוצאות, עם כ -50% מחלונות מושתלים בהצלחה נותרו ברורים ליותר מ 5 שבועות לאחר הניתוח, וכ -50% הופכים לטשטש בתוך 1-3 שבועות. לחלונות שנותרו רוב המקומות ברורים, תוך ניסיון חלון הצפייה תואר צנוע בלבד של neovascularization באו מעל הדורה (איור 3D - F, כוכביות ירוקות), שאינו מפריעה הדמיה 2PEF. המחקר קודם שלנו 30 הראה עלייה במיקרוגליה, אך לא בצפיפות astrocyte מתחת לחלון וחוליות סמוכות, המצביע על דלקת קלה דומה לזו שנצפתה בהכנות חלון גולגולתי 5. בעכברים מהונדסים מבטא חלבון פלואורסצנטי צהוב (YFP) בתת-קבוצה של Gangl השורש הגביIA (DRG) נוירונים (קו YFPH; מעבדות ג&#39;קסון), אקסונים היו בבירור להבחין במשך שבועות לאחר ניתוח (איור 4 א &#39;וב&#39;) וכל עוד ארבעה חודשים בחיה אחת (מידע לא מוצג). כלי דם (איור 4 א &#39;וב&#39;) נעשו גלויים על ידי ניאון הזרקת orbitally רטרו טקסס האדום שכותרת dextran לפלזמת הדם. Microglia גם היו דמיין בעכברים להביע GFP בעכבר לדפוק בCX3CR1 (CX3CR1-GFP; ג&#39;קסון Labs) חצה את קו YFPH (איור 4C). לעומת זאת, ורזולוציה התדרדרו בצניעות לאורך הזמן (איור 4C) עקב היווצרות של יתר סיבי שתואר קודם לכן 30. אנחנו באופן שגרתי הדמיה במשך 3 שעות בפגישה אחת ללא תמותה ולעתים קרובות כמו כל 12 שעות. משך הפעלה ותדר מוגבל על ידי הסובלנות של בעלי החיים לזירוז הרדמה, בד בבד עם השיקולים האתיים המלווים כאב ומצוקה לחיות מעבדה. &lt;<html> p class = &quot;jove_content&quot; fo: לשמור-together.within-page = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig1highres.jpg" /> Figure1. חדרי ניתוח מותאם אישית מאפשרים קאמרי אספקה ​​במהלך השתלה ומייצב את התא במהלך פגישות הדמיה הבאות. שני תופעות ברים וצלחת עליונה (A) הם התאספו (B) באמצעות ברגים קטנים לתוך תא השדרה (C). שולחן כירורגית עם הודעות להארכה (D) מאפשר המשלוח והידוק של הצד-הברים בחוליות באמצעות סיכות החזקה (E). פגישות הדמיה לאחר במקום להשתמש בהודעות שנכתבה על הליכי פנימיים לצרף לתא באמצעות ברגי סט על כנפי השתל (F). ב לוח של נתון זה שונה מפראר et al., שיטות טבע, 2012 30 באישור קבוצת הוצאה לאור טבע.96 52196fig1large.jpg &quot;target =&quot; / _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig2highres.jpg" /> איור 2. laminectomy גב מבוצע וחדר הדמיה כרוני מושתל כדי לספק גישה אופטית לחוט השדרה. ההליך מתואר במונטאז &#39;. ראשון, (פנלים, B; סעיפי פרוטוקול 3.1-3.4) עור ושרירים (C; 3.5) הם חזרו בי לחשוף שלוש חוליות הבסיסיות. הרקמה שמעל שלוש חוליות אלה הוסרה (D, E, F; 3.6-3.10) והתהליכים לרוחב מגורדים נקיות לפני שהם הידקו בשני הצדדים (G, H; 3.12). זהירות, lamina הגב של החוליה המרכזית הוא שהוסר ואת הקצוות של העצם אטום (אני </strong&gt;; 4. 6). צלחת עליונה מוחלת (J; 5.1) וברגים מהודקים למקומו (K; 5.3) כדי לאבטח את החדר לפני איטום החדר עם אלסטומר סיליקון ומכסה זכוכית (L; 5.5). לאחר סיכות המשלוח יוסרו (M; 5.8), העור דבוק לצדדים של החדר (M, N; 5.8) וברגי הסט מוכנסים לתוך הכנפיים (O; 5.9). לבסוף, חריצי הבורג חתומים עם אקריליק שיניים (P; 5.10). והעכבר ממוקם בכלוב נקי להתאושש <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52196/52196fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig3highres.jpg" /> איור 3. תא השדרה כרוני נותר ov השקוף אופטי<html> אה שבועות מספר. תמונות אור לבנה של חוט השדרה, שנעו בין כמה דקות (A) לשלושה שבועות לאחר הניתוח (F). ציוני הדרך בכלי דם לזיהוי בכל נקודות הזמן (חיצים צהובים). שינוי קטן נראה ביום אחד לאחר ניתוח (B). יתר צפוף סיבי (C - F, מתוחם בקו מקווקו על ימין למטה) קיים כבר בשלושה ימים ותוצאות בערפול חלקי של אזור ההדמיה. neovascularization קל (D, E, F, כוכביות ירוקות) הוא גם הווה, אך אינו מסתיר את כלי הדם המקוריים באור לבן או ההדמיה 2PEF. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52196/52196fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52196/52196fig4highres.jpg" />class = &quot;jove_content&quot;&gt; איור 4. תא השדרה כרוני מאפשר הדמיה רב-פוטון חוזר ונשנה ללא הצורך בניתוחים חוזרים. הדמיה חוזרת ונשנית של עכברים הטרנסגניים לבטא YFP בתת-קבוצה של אקסונים DRG (ירוק) בfuniculi הגב של עמוד השדרה כבל וכלי דם (אדום) שכותרתו על ידי הזרקה תוך-צבע (A, B). הפעילות של מיקרוגליה (סגול) יכולה גם להיות במעקב לאורך הזמן בThy1-YFP / CX3CR1-GFP עכברים הטרנסגניים כפולים (C). בעוד אקסונים ומיקרוגליה יישארו גלויים, ניגודיות ורזולוציה ירידה בצניעות לאורך זמן (C). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/52196/52196fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord at JoVE.com

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

בסרטון הזה, אנו מתארים הליך להשתלת חדר הדמיה אופטי כרוני על חוט השדרה הגבי של עכבר חי. קאמרי, ההליך כירורגי, וההדמיה כרונית נבדקים והפגינו.

נוהל השתלה קאמרי בעמוד השדרה לאורך<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של כבל עכבר השדרה

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

a-procedure-for-implanting-spinal-chamber-for-longitudinal-vivo

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

14.1K Views.  Cornell University.  בסרטון הזה, אנו מתארים הליך להשתלת חדר הדמיה אופטי כרוני על חוט השדרה הגבי של עכבר חי. קאמרי, ההליך כירורגי, וההדמיה כרונית נבדקים והפגינו. 

Video: A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

בתחום ההדמיה vivo של חוט השדרה בעזרת עכבר דו פוטון מיקרוסקופית

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Surgical Technique for Spinal Cord Delivery of Therapies: Demonstration of Procedure in Gottingen Minipigs

This is a compact visual description of a combination of surgical technique and device for the delivery of (gene and cell) therapies into the spinal cord. While the technique is demonstrated in the animal, the procedure is FDA-approved and currently being used for stem cell transplantation into the spinal cords of patients with ALS. While the FDA has recognized proof-of-principle data on therapeutic efficacy in highly characterized rodent models, the use of large animals is considered critical for validating the combination of a surgical procedure, a device, and the safety of a final therapy for human use. The size, anatomy, and general vulnerability of the spine and spinal cord of the swine are recognized to better model the human. Moreover, the surgical process of exposing and manipulating the spinal cord as well as closing the wound in the pig is virtually indistinguishable from the human. We believe that the healthy pig model represents a critical first step in the study of procedural safety.

Short visual description of the surgical technique and device used for the delivery of (gene and cell) therapies into the spinal cord. The technique is demonstrated in the animal but is entirely translatable and currently being used for human application.

טכניקה כירורגית למשלוח חוט שדרה של טיפולים: הפגנה של הנוהל בגטינגן Minipigs

This is a  compact visual description of a combination of surgical technique and device  for the  delivery of (gene and cell) therapies into the spinal ...

Medicine

Implanting Glass Spinal Cord Windows in Adult Mice with Experimental Autoimmune Encephalomyelitis

Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in adult rodents is the standard experimental model for studying autonomic demyelinating diseases such as multiple sclerosis. Here we present a low-cost and reproducible glass window implantation protocol that is suitable for intravital microscopy and studying the dynamics of spinal cord cytoarchitecture with subcellular resolution in live adult mice with EAE. Briefly, we surgically expose the vertebrae T12-L2 and construct a chamber around the exposed vertebrae using a combination of cyanoacrylate and dental cement. A laminectomy is performed from T13 to L1, and a thin layer of transparent silicone elastomer is applied to the dorsal surface of the exposed spinal cord. A modified glass cover slip is implanted over the exposed spinal cord taking care that the glass does not directly contact the spinal cord. To reduce the infiltration of inflammatory cells between the window and spinal cord, anti-inflammatory treatment is administered every 2 days (as recommended by ethics committee) for the first 10 days after implantation. EAE is induced only 2-3 weeks after the cessation of anti-inflammatory treatment.
Using this approach we successfully induced EAE in 87% of animals with implanted windows and, using Thy1-CFP-23 mice (blue axons in dorsal spinal cord), quantified axonal loss throughout EAE progression. Taken together, this protocol may be useful for studying the recruitment of various cell populations as well as their interaction dynamics, with subcellular resolution and for extended periods of time. This intravital imaging modality represents a valuable tool for developing therapeutic strategies to treat autoimmune demyelinating diseases such as EAE.

We describe a method for implanting and maintaining glass windows over the exposed spinal cords of adult mice for studying experimental autoimmune encephalomyelitis. These windows provide chronic optical access to the spinal cord for monitoring cell dynamics at the subcellular level in live animals using two-photon microscopy.

השתלת זכוכית חוט השדרה של Windows בעכברים בוגרים עם ניסיון אוטואימוניות Encephalomyelitis

Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in adult rodents is the standard experimental model for studying autonomic demyelinating diseases such as ...

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal degeneration. Lack of growth cone formation, regeneration, and loss of additional myelinated axonal projections within the spinal cord greatly limits neurological recovery following injury. To assess how central myelinated axons of the spinal cord respond to injury, we developed an ex vivo living spinal cord model utilizing transgenic mice that express yellow fluorescent protein in axons and a focal and highly reproducible laser-induced spinal cord injury to document the fate of axons and myelin (lipophilic fluorescent dye Nile Red) over time using two-photon excitation time-lapse microscopy. Dynamic processes such as acute axonal injury, axonal retraction, and myelin degeneration are best studied in real-time. However, the non-focal nature of contusion-based injuries and movement artifacts encountered during in vivo spinal cord imaging make differentiating primary and secondary axonal injury responses using high resolution microscopy challenging. The ex vivo spinal cord model described here mimics several aspects of clinically relevant contusion/compression-induced axonal pathologies including axonal swelling, spheroid formation, axonal transection, and peri-axonal swelling providing a useful model to study these dynamic processes in real-time. Major advantages of this model are excellent spatiotemporal resolution that allows differentiation between the primary insult that directly injures axons and secondary injury mechanisms; controlled infusion of reagents directly to the perfusate bathing the cord; precise alterations of the environmental milieu (e.g., calcium, sodium ions, known contributors to axonal injury, but near impossible to manipulate in vivo); and murine models also offer an advantage as they provide an opportunity to visualize and manipulate genetically identified cell populations and subcellular structures. Here, we describe how to isolate and image the living spinal cord from mice to capture dynamics of acute axonal injury.

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

<em&gt; Ex Vivo</em&gt; חוט השדרה מושרה לייזר הפגיעה דגם להערכת מנגנוני axonal הניוון בזמן אמת

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

הדמיה שני פוטונים של Dynamics הסלולרי בחוט השדרה העכבר

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Experimental Demyelination and Remyelination of Murine Spinal Cord by Focal Injection of Lysolecithin

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost oligodendrocytes, myelin, axons, and neurons. Remyelination is an endogenous repair mechanism whereby new myelin is produced subsequent to proliferation, recruitment, and differentiation of oligodendrocyte precursor cells into myelin-forming oligodendrocytes, and is necessary to protect axons from further damage. Currently, all therapeutics for the treatment of multiple sclerosis target the aberrant immune component of the disease, which reduce inflammatory relapses but do not prevent progression to irreversible neurological decline. It is therefore imperative that remyelination-promoting strategies be developed which may delay disease progression and perhaps reverse neurological symptoms. Several animal models of demyelination exist, including experimental autoimmune encephalomyelitis and curprizone; however, there are limitations in their use for studying remyelination. A more robust approach is the focal injection of toxins into the central nervous system, including the detergent lysolecithin into the spinal cord white matter of rodents. In this protocol, we demonstrate that the surgical procedure involved in injecting lysolecithin into the ventral white matter of mice is fast, cost-effective, and requires no additional materials than those commercially available. This procedure is important not only for studying the normal events involved in the remyelination process, but also as a pre-clinical tool for screening candidate remyelination-promoting therapeutics.

Demyelinating diseases can be modeled in animals by focal application of lysolecithin into the CNS. A single injection of lysolecithin into mouse spinal cord produces a lesion that spontaneously repairs over time. The goal is to study factors involved in de- and remyelination, and to test agents for enhancing repair.

ניסוי demyelination וחידוש יצירת המיאלין של חוט השדרה Murine על ידי הזרקת מרחק מיקוד של Lysolecithin

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy enables label-free imaging of the biological tissues in its natural microenvironment based on intrinsic molecular vibration, thus providing a perfect tool for in vivo study of biological processes at subcellular resolution. By integrating two-photon excited fluorescence (TPEF) imaging into the SRS microscope, the dual-modal in vivo imaging of tissues can acquire critical biochemical and biophysical information from multiple perspectives which helps understand the dynamic processes involved in cellular metabolism, immune response and tissue remodeling, etc. In this video protocol, the setup of a TPEF-SRS microscope system as well as the in vivo imaging method of the animal spinal cord is introduced. The spinal cord, as part of the central nervous system, plays a critical role in the communication between the brain and peripheral nervous system. Myelin sheath, abundant in phospholipids, surrounds and insulates the axon to permit saltatory conduction of action potentials. In vivo imaging of myelin sheaths in the spinal cord is important to study the progression of neurodegenerative diseases and spinal cord injury. The protocol also describes animal preparation and in vivo TPEF-SRS imaging methods to acquire high-resolution biological images.

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy allows label-free imaging of biomolecules based on their intrinsic vibration of specific chemical bonds. In this protocol, the instrumental setup of an integrated SRS and two-photon fluorescence microscope is described to visualize cellular structures in the spinal cord of live mice.

In vivo הדמיה של רקמות ביולוגיות עם פלואורסצנטיות דו-פוטונית משולבת ומיקרוסקופיה פיזור ראמאן מגורה

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy enables label-free imaging of the biological tissues in its natural microenvironment based on intrinsic ...

Bioengineering

In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The purpose of this method is to describe a novel mouse model of spinal implant infection (SII) that was created to provide an inexpensive, rapid, and accurate in vivo tool to test potential therapeutics and treatment strategies for spinal implant infections.
In this method, we present a model of posterior-approach spinal surgery in which a stainless-steel k-wire is transfixed into the L4 spinous process of 12-week old C57BL/6J wild-type mice and inoculated with 1 x 103 CFU of a bioluminescent strain of Staphylococcus aureus Xen36 bacteria. Mice are then longitudinally imaged for bioluminescence in vivo on post-operative days 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28, and 35. Bioluminescence imaging (BLI) signals from a standardized field of view are quantified to measure in vivo bacterial burden.
To quantify bacteria adhering to implants and peri-implant tissue, mice are euthanized and the implant and surrounding soft tissue are harvested. Bacteria are detached from the implant by sonication, cultured overnight and then colony forming units (CFUs) are counted. The results acquired from this method include longitudinal bacterial counts as measured by in vivo S. aureus bioluminescence (mean maximum flux) and CFU counts following euthanasia.
While prior animal models of instrumented spine infection have involved invasive, ex vivo tissue analysis, the mouse model of SII presented in this paper leverages noninvasive, real time in vivo optical imaging of bioluminescent bacteria to replace static tissue study. Applications of the model are broad and may include utilizing alternative bioluminescent bacterial strains, incorporating other types of genetically engineered mice to contemporaneously study host immune response, and evaluating current or investigating new diagnostic and therapeutic modalities such as antibiotics or implant coatings.

The protocol describes a novel in vivo mouse model of spinal implant infection where a stainless-steel k-wire implant is infected with bioluminescent Staphylococcus aureus Xen36. Bacterial burden is monitored longitudinally with bioluminescent imaging and confirmed with colony forming unit counts after euthanasia.

במודל עכבר Vivo של זיהום שתל בעמוד השדרה

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

ניתוחי חוט שדרה והשתלת שוק אופטי במכרסמים

Implantation of Optoelectronic Devices in the Rodent Spinal Cord

Neuromodulation can provide diagnostic, modulatory, and therapeutic applications. While extensive work has been conducted in the brain, modulation of the spinal cord remains relatively unexplored. The inherently delicate and mobile spinal cord tissue imposes constraints that make the precise implantation of neural probes challenging. Despite recent advances in neuromodulation devices, particularly flexible bioelectronics, opportunities to expand their use in the spinal cord have been limited by the surgical complexities of device implantation. Here, we provide a series of surgical protocols tailored specifically for the implantation of a custom-made optoelectronic device that interfaces with the spinal cord in rodents. The steps to place and anchor an optical shank on a specific segment of the spinal cord via two different surgical implantation methods are detailed here. These methods are optimized for a diverse range of devices and applications, which may or may not require direct contact with the spinal cord for optical stimulation. To elucidate the methodology, the vertebral anatomy is referenced first to identify prominent landmarks before making a skin incision. The surgical steps to secure an optical shank over the cervical spine in rodents are demonstrated. Procedures are then outlined for securing the optoelectronic device connected to the optical shank in a subcutaneous space away from the spinal cord, minimizing unnecessary direct contact. Behavioral studies comparing animals receiving the implants to those undergoing sham surgeries indicate that the optical shanks did not adversely affect hindlimb or forelimb function seven days post-implantation. The present work broadens the neuromodulation toolkit for use in future studies aimed at investigating various spinal cord interventions.

מחבר זרקור: מתודולוגיה חדשנית להשתלה ואבטחה של בדיקות עצביות בחוט השדרה של מכרסם

This protocol details a surgical procedure for performing spinal cord surgery and for implanting and securing an optical shank over the spinal cord in rodents.

השתלת מכשירים אופטואלקטרוניים בחוט השדרה המכרסם

Neuromodulation can provide diagnostic, modulatory, and therapeutic applications. While extensive work has been conducted in the brain, modulation of the ...

נוהל השתלה קאמרי בעמוד השדרה לאורך

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video