Name: mouse kidney transplantation: models of allograft rejection
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

מימון מכליות המחקר בבריטניה, מכללת מנתחים המלכותית של אדינבורו והאיגוד האירופי להשתלות איברים נתמכות מחקר זה.

אתיקה מוסדית מקומית ולאומית מתאימה צריכה להיות במקום לפני ביצוע ניסויים בבעלי חיים. באופן ספציפי בבריטניה הניסויים הבאים נערכו תחת בעלי חיים (הליכים מדעיים) Act 1986. איפה שתי microsurgeons זמין להפעלה בו זמנית מנתח התורם צריך לבצע צעדים 1.1-1.16 אז 3.1-3.5, בעוד מנתח הנמען מבצע 2.1-2.8 . למפעיל יחיד יכולים להיות אחרי הצעדים ברצף. .1 תורם הכנה הערה: ההליך שהוצג כאן הוא לתורם C57BL / 6 BM12 ונמען / 6 עכברי זכרי C57BL בגילים שבין 8 עד 16 שבועות ישנים עם משקל גוף גדול יותר מ20 גרם. עם זאת הליך זה יכול להתבצע reproducibly על מגוון רחב של זני עכבר. הנתונים שהוצגו בסעיף תוצאות הנציג הושגו מC57BL / 6, עכברי C57BL / 6 / ג BM12 וBALB. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> usin נהלי התנהגותמכשירים גרם סטרילי כירורגים ומתכלים (autoclaved), עם מאמצים כדי לשמור על אזור ההפעלה סטרילי ככל האפשר. בצע הכנת התורם בו זמנית עם הכנת הנמען אם שני מנתחים זמינים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר עם זריקת intraperitoneal (מחט 31G) של medetomidine (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם) וקטמין הידרוכלוריד (200 מ&quot;ג / קילוגרם). תוצאות זה במטוס הרדמה שנשמרה במשך 4 שעות מתן מספיק זמן לכל התהליך שיש לבצע. הרדמה נוספת אינה הכרחית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהעכבר מורדם (לא תגובה לקמצוץ הבוהן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח הבטן של העכבר ולהסיר כל שיער רופף עם סרט דביק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על גבה על מזרן מחומם עטוף sterilely ורופף לשתק את הגפיים בנייר דבק סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על העכבר בכל ההליך לכוויות תרמיים. אם אפשר להשתמש במקור חום לא חשמלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל סיכה עין וsanitize דופן הבטן עם תמיסת יוד מהולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קו האמצע בבטן כדי להיכנס לחלל הצפק והכנס מפשק בטן 3 סנטימטר Calibri. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלוח חימם לשמור המעיים ואזור ניתוח לחים ולהימנע מייבוש מיותר של הקרביים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את העכבר בסדינים מעוקרים ולהעביר את המעיים לשמאלו של המפעיל (מהימין של העכבר) כדי לחשוף את אב העורקים, וריד נבוב וכליות עזבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלקחיים הגבירו בבטן ולמשוך superiorly לחשוף את כלי המרכזיים וכליות עזבו באופן מלא. לארוז לח מטליות סטרילי (2 מ&quot;מ x 2 מ&quot;מ) לתוך הבטן לחזור מאזור הניתוח, כגון אונה של הכבד, שלפוחית ​​זרע, ובמעי גס רקמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את הכליות יצאו מadventia שמסביב, שומן ובלוטת יותרת הכליה השמאלית בחלל הצפק על ידי בוטות לנתח רקמת החיבור באמצעות מלקחיים קצה קנס. הנח את הטיפים סגורים של המלקחיים בין האזורים שneed להיות מופרד ומאפשר לאט הטיפים מלקחיים כדי לפתוח לנתח את המרחב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את וריד הכליה השמאלי על ידי ligating ולאחר מכן חלוקת שמאל וריד יותרת הכליה ווריד אשכים נשאר עם 9 / O ניילון. מניחים את התפר הקרוב לוריד הכליה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור ולחלק את השופכן עם 7 / O תפר משי קרוב לשלפוחית ​​השתן והשאיר את התפר מסתיים ארוך. קצות תפר ארוך אלה ישמשו כאשר הכליות שנקטפו ונחוצים להשקת ureteric. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס ולנתח את אב עורקים ונבוב באופן מלא superiorly ונחות מעורק הכליה ווריד להשתמש במלקחי קצה קנס לנתח בצורה בוטה כלים ושומן הלימפה מהחזית והצדדים של כלי הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצא את מטוס הרקמות בין אב העורקים והווריד נבוב והתפשטו לאט המלקחיים. לאט לאט לפתוח את קצות המלקחיים הקנס היטה כדי להפיץ את הרקמה עם טראומה מינימאלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור 7 / O משי רופף סביב אב העורקים עליונים ונחותים לעורק הכליה על ידי העברת קנס בזוויתמלקחיים קצה סביב החלק האחורי של כלי השיט וציור תפר דרך. תפרים אלה התהדקו לפני שליפת כליה כדי לאפשר זלוף המדרדר של אוניברסיטת ויסקונסין פתרון. </li></ol> .2 נמען הכנה לפי מעקב הכנת תורם צעדים 1.2-1.8. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את המעיים לזכותו של המפעיל (משמאל של העכבר) כדי לחשוף את אב העורקים, וריד נבוב. כסה את המעיים עם ספוגית טבולה תמיסת מלח סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע כריתת כליה תקין על ידי ligating עורק הכליה הימני ווריד יחד עם 7/0 תפר משי ולאחר מכן לחלק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את השופכן תקין עם 7 / O תפר משי ומתחלקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס ולנתח באופן מלא את אב העורקים ונבוב נחות לעורק ווריד הכליה כמתואר בשלב 1.14 ו1.15. להבטיח לנתיחה מלאה בין אב העורקים והווריד נבוב. דואג לשמר את עורק הזרע הפנימי אשר פועל קדמית לווריד הנבוב וaortיחד עם חבילת הלימפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות כלי המותני פועלים בretroperitoneum מהווריד הנבוב ווריד לעמוד השדרה, ולקשור עם 9 / O משי בהמשכיות, אין צורך לחלק את הכלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות מספיק מקום למקום מלחציים כלי דם עם רווח בין לanastomoses כלי דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל הפרין תוך ורידי (5 יחידות) דרך וריד פין גב. </li></ol> אחזור כליות .3 תורמים להדק את קשרי משי 7 / O שהוצבו סביב אב העורקים הנחות ומעולים לבודד את הכליות ממחזור הדם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשרות 0.2 קר מדרדר - 0.5 מ&quot;ל של תמיסת אוניברסיטת ויסקונסין עם מחט (31G) לאב העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלק את אב העורקים בתפרים ולחלק את וריד הכליה בצומת שלה עם הווריד הנבוב כדי להסיר את הכליות ואת עורק הכליה באורך של אב העורקים. לחלק כלי המותני הנובעים מאב העורקים, אם הם קיימים, wקשירת ithout. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכליות במלח קר על מקלון סטרילי בצלחת תרבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר תורם נקע בצוואר הרחם. </li></ol> הכנת כליות - השתלת כליה .4 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור תיקון אב העורקים על ידי חלוקת קיר אב העורקים אורכים ישירות מול עורק הכליה. לזהות כל לומן כלי בתיקון שצריך ligated או להימנע בעת ביצוע ההשקה העורקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תפר 10 / O מחוץ אל פן לומן הכליה וריד superiorly ותפר נפרד שני inferiorly. התפרים המשמשים לחלק את וריד יותרת הכליה ווריד אשכים יכול לשמש כדי להתמצא הכלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכליות באגף הימני של הנמען (איור 1.1) ולהבטיח את התפרים הם גם להציב כדי להבטיח ניתן להשלים anastomoses כלי דם ללא התפרים הופכים לובים זה בזה במטליות או מכשירים אחרים. </li></ol> .5 כליות Transplantation - כלי הדם Anastomosis החל מלחציים כלי דם ראשון inferiorly אז superiorly מקיפים את הווריד הנבוב ואב עורקים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך ventomy עם מחט (31G) על ידי ניקוב הקיר הקדמי של וריד נבוב. דם סומק מהווריד הנבוב על ידי הזרקה כ 50 μl של .0.9% NaCl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרחיב את venotomy באמצעות מלקחיים קצה קנס על ידי פתיחתם בתוך venotomy כך שהאורך שווה לקוטר של וריד הכליה התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התפר מעולה 10 / O (שכבר נמצא בלומן של וריד הכליה) הראשונה בשיא venotomy (איור 1.2) ולהצטרף לקיר האחורי של ההשקה בתפר פועל עד שיגיע לשיא הנחות (איור 1.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את התפר הנחותים 10 / O ולקשור ראשון עם קשר יחיד (איור 1.4) אז לקשור לתפר פועל מהקיר האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בתפר הנחותים ליצור ול הקדמיl של ההשקה (איור 1.5) עם תפר ריצה ולקשור לקצה התפר מעולה בשיא מעולה (איור 1.6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור aortotomy ידי הרמת קיר אב העורקים עם מלקחיים וחיתוך תיקון סגלגל עם מספריים (כ aortotomy צריך להיות חמישי מההיקף של אב העורקים ושלוש פעמים לומן עורק הכליה באורך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח תפר 10 / O בנקודה מעולה של תיקון אב העורקים מחוץ אל פנים (איור 1.7) ועובר דרך אב העורקים לקשור מחוץ לכולים בשיא מעולה של aortotomy. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור השקה עורקים עם תפר פועל החל superiorly (איור 1.8) anastomosing תיקון התורם לאב עורקי הנמען, לדאוג שלא להצר ההשקה על ידי קשירת התפר ההדוק מדי (איור 1.9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ווי התלייה כלי דם הנחות ראשון ולאחר מכן את המהדק מעולה לreperfuse הכליות (איור 1.10 ו1.11). תנועה פריסטלטית גלויה של השופכן אולי ראתה אם אספקת דם נאותה לשופכן מושגת. </li></ol> .6 השתלת כליה - Anastomosis Ureteric <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלק כל קבצים מצורפים של שלפוחית ​​השתן מדופן הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עובר מחט (21G) מהשמאל לימין של שלפוחית ​​השתן דרך שני הקירות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח טיפים מלקחיים ישרים בלומן המחט ולהעביר את שני בחזרה דרך שלפוחית ​​השתן כך שהמלקחיים כעת עוברים מימין לשמאל מהצד השמאלי של שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צייר את התפר בשופכן התורם דרך שלפוחית ​​השתן כך ששופכן עובר בפגם בשלפוחית ​​השתן השמאל אז מתוך הצד הימני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר את adventitia של השופכן לadventitia של שלפוחית ​​השתן עם שלושה תפרי קטע יחידים סביב נקודת הכניסה עם 9 / O תפר ניילון במחט עגולה בעל גוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הפרוקסימלי השופכן לקשירת ה, ובכך פתחהשופכן דואר כדי לאפשר שתן לזרום ולאפשר סוף השופכן לחזור לתוך הגוף של שלפוחית ​​השתן. ייצור גלוי של שתן יכול להיות שנצפה יחד עם דימום מפרי ureteric כלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את הפגם בשלפוחית ​​השתן צד ימין עם תפר משי יחיד שהופסק 9 / O. </li></ol> שחזור .7 וטיפול שלאחר ניתוח החלף את הקרביים של מערכת העיכול לתוך הבטן בכיוון המקורי שלהם ולסגור את דופן הבטן על ידי קירוב שרירי rectus עם 6 / O תפר נספג. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוער העור עם קליפים עור מתכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלקית להפוך את ההרדמה עם הזרקה תת עורית של hydrochloride atipamazole (10 μl / g). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל שיכוך כאבים על ידי hydrochloride תת עורי עצירות (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם) ולהזרקת תמיכת נוזל 1 מ&quot;ל של .0.9% תת עורית NaCl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר את העכבר בארון התחממות ב28 מעלות צלזיוס במשך 24 עד 48 שעה. שים לב לעכבר למחלה עדהשלמת הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר קליפים עור מתכת 7 - 10 ימי הודעה אופרטיבית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהניסוי הושלם להרדים את העכבר על ידי נקע בצוואר הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ולאסוף את הכליה הנגדית ושל שתל לניתוח היסטולוגית. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

יש לי המחברים אין לחשוף.

האופן ביותר המתואר היטב כדי לבצע את ההשקה העורקים הוא להשתמש באב העורקים הדיסטלי של התורם, עם עורק הכליה בהמשך, באופן מקצה לצד לאב עורקי הנמען. אנו מתארים את השימוש בתיקון אב העורקים, דומה לשיקוף &#39;Carrell תיקון&#39; שבוצע בהשתלת כליה אנושית שאנו מאמינים שהוא נוח יותר. למר?...

השתלת כליה מוצלחת לטיפול באי ספיקת כליות תוארה לראשונה בשנת 1955 בין תאומים מונוזיגוטיים 1, מאז זה הפך להיות טיפול מהפכני בחולים עם אי ספיקת כליות סופנית בכל רחבי העולם, המציע גם שיפור באורך ואיכות החיים 2. עם זאת הישרדות שתל לטווח ארוך כבר הקשתה על ידי מספר רב של תהליכים פתולוגיים וכתוצאה מכך לנזק של שתל כרוני 3. דחיית הכליה המושתלת בבני אדם עדיין אחד גורמים עיקריים לתחלואה, למרות שיפור משמעותי במשטרי טיפול immunosupporessive. המטרה לפתח מודל עכבר של השתלת כליה היא לשכפל את התהליך ופתולוגיה מצא בהשתלת הכליה אנושית 4 מקרוב. Skoskiewicz et al. תואר לראשונה מודל העכבר של השתלת כליה בשינה 1973 5. למרות כישורי מייקרו מתקדמים נדרשים, זה לא יקרOOL מכמה סיבות: גנום העכבר כבר מאופיין היטב, ויש מגוון גדול של שיטות וטכניקות זמינות ללימודי עכבר ניסיוניים. קבוצות רבות משתמשים במודל העכבר של השתלת הכליה השתמשו הכליה המושתלת כאיבר התומך בחיים, לעומת זאת במחקרים אחרים ובמתודולוגיה שלנו תיארה את אחת מהכליות הטבעיות של עכבר הנמען הושאר באתר לתקופת הניסוי 4. היתרון הוא שהעכבר עובר הרדמה ופעולה אחת ובכך להפחית את התחלואה לעכבר ואת הסיכון למוות מהליך שני. בנוסף העכבר לא סובל מתופעות הלוואי של אי ספיקת כליות הדרגתית. למרות שמודלים של דחייה אלוגנאית קיימים באיברים אחרים, כגון לב ועור, אלה לא תמיד רלוונטיים ישירות להשתלת כליה. יש ראיות לכך מודלים אלה לעורר מצבים וdy שוניםnamics של דחייה, למשל הקורס של דחיית שתל בלב ושל שתל הכליה הזמן שונה באופן משמעותי בשילובי זן מסוימים 6. שתארנו דפוסי דחייה של שתל כליות חריפים בתורמים / ג BALB לעכברי FVB / ניו ג&#39;רזי שאינן מהונדסים, מודל זה הראה פגיעה בתיווך סלולרית עם הצטברות של תאי T ומקרופאגים 7. לחלופין יש לנו גם תיארנו מודל של נזק שתל כרוני המציג סיסטיק ביניים וניוון צינורי, זה נובע מהשתלת כליה מC57BL / 6 BM12 תורמים לC57BL / 6 המקבלים, כעכברים אלה מאופיינים בmis לוקוסים בודד MHC class II -התאם 8. היבטים רבים של השתלה נחקרו תוך שימוש במודל העכבר של השתלת כליה כוללים דחייה חריפה, דחייה סלולרית ולחות, פגיעת reperfusion איסכמיה, וtrialing סוכנים טיפוליים חדשניים. יש לנו שונה לא הניתוחייםechnique כדי לקצר את זמן הפעלה ולשפר את הקלות של ניתוח. במיוחד שתארנו תורם בו זמנית והכנת נמען וטכניקת השקה כלי דם פשוטה, תוך ניצול השקה תיקון אב העורקים רציפה. וידאו וכתב יד זה יספק נקודות מפתח כדי לסייע בהקמתה של טכניקה זו.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Blunt Dissecting Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>&amp;nbsp;14072-10</td><td>For skin cutting</td></tr><tr><td>Curved Castoviejo scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15017-10</td><td>For tissue cutting</td></tr><tr><td>Spring Scissors &amp;ndash; straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>For suture cutting</td></tr><tr><td>Toothed forceps 1x2 teeth</td><td>Fine Science Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td>For blunt dissecting</td></tr><tr><td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-22</td><td>Useful to pass around vessels</td></tr><tr><td>Curved Crile Haemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Microvascular clamps</td></tr><tr><td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo needle holder with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Wound clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7mm wound clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td>Remove 7 to 10 days after surgery</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>OPMI pico microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Thermal cautery unit with fine tip</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Heat electronic pad</td><td>Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S</td><td>Melag</td><td>n/a</td><td>Autoclave</td></tr><tr><td colspan="4">Disposable equipment</td></tr><tr><td>7/O Silk braided suture</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td><td>B-Braun</td><td>&amp;nbsp;G1118099</td><td></td></tr><tr><td>6/O Vicryl (plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>For ureteric anastamosis</td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 1ml, 29G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Wypall paper swabs</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cotton wool buds</td><td>Johnson and Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Plain drapes</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td><td>Corning Incorporated</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Dispensing Pin</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Used with NaCl 0.9%</td></tr><tr><td>Re-agents and Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr><tr><td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr><tr><td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td></tr><tr><td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td></tr><tr><td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td></tr><tr><td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Solution</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sulphate</td><td>non-proprietary</td><td>n/a</td><td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td></tr></tbody></table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

דחייה של שתל כליה ניתן להעריך על ידי ניתוח היסטולוגית של חלקי רקמות קבועות methacarn המוטבע פרפין של הכליה המושתלת (איור 2). השתלת Isograft של כליות בין תוצאות עכברי syngeneic בפגיעה reperfusion איסכמי כליות, אולם ב -4 שבועות tubules התאוששה ונמצאת בהיסטולוגיה דומה לכליות ילידים. ד?...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

השתלת כליה עכבר: מודלים של דחיית השתל

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

20.5K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

שיטה בידוד איילט Murine והשתלות כליה Subcapsular

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Skin Transplantation

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. The aim of this video-article is to provide the viewer with a step-by-step visual demonstration of skin transplantation using the mouse model. The protocol is divided into 5 main components: 1) harvesting donor skin; 2) preparing recipient for transplant; 3) skin transplant; 4) bandage removal and monitoring graft rejection; 5) helpful hints. Once proficient, the procedure itself should take &lt;10 min to perform.

Allogeneic skin transplantation is a standard model to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. This video-article provides a visual tutorial of each step involved in performing a BALB/c--&gt;C57BL/6 skin transplant.

השתלת עור Murine

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to ...

Biology

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

השתלת קרנית עכברית: דגם לחקר הצורה נפוצה ביותר של Solid השתלות איברים

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

עכבר דגם של דחיית כלי דם הנוצרת על-Alloimmune וטרשת עורקים להשתלות

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

טכניקת השתלת כליה בעכברים

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

במבחנה In Vivo למזהמים סביבתיים T, B והתאים מיאלואידית פעילות מדכא ומענים ההורמונאלית מן המקבלים

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

Immunology and Infection

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Orthotopic הינד לימב השתלה בבית העכבר

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

טכניקה כירורגית מותאמת להשתלת כליה בעכברים

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

אורתובנושא חולדה השתלת כליה: מגישת רומן וכירורגית פשוטה

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential model to investigate the mechanism of renal allograft rejection in pre-clinical studies and could aid in the development of novel approaches to improve the long-term survival of renal allografts. Donor kidney implantation in rat orthotopic renal transplantation is commonly performed by end-to-side anastomosis to recipients' aorta and inferior vena cava. In this model, the donor's kidney was implanted using end-to-end anastomosis to the recipients' renal artery and renal vein. The donor's ureter was anastomosed to the recipient's bladder in an end-to-side 'tunnel' method. This model contributes to better healing of ureter-bladder anastomosis and increases the recipients' survival by avoiding interference with blood supply and venous reflux of the lower body. This model can be used to investigate the mechanisms of acute and chronic immune and pathologic rejection of renal allografts. Here, the study describes the detailed protocols of this orthotopic renal transplantation between rats.

The rat orthotopic renal transplantation model contributes to investigating the mechanism of renal allograft rejection. The current model increases the recipients' survival without interference with blood supply and venous reflux of the lower body using an end-to-end anastomosis of kidney implantation and an end-to-side "tunnel" method of ureter-bladder anastomosis.

מודל השתלת כליה אורתוטופית של חולדה לדחיית כליאה

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...