Name: mouse kidney transplantation: models of allograft rejection
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

تمويل أبحاث الكلى من المملكة المتحدة، والكلية الملكية للجراحين في ادنبره والجمعية الأوروبية لزراعة الأعضاء دعمت هذه الدراسة.

يجب أن تكون الأخلاق المؤسسية الوطنية والمحلية المناسبة في المكان قبل تنفيذ التجارب على الحيوانات. وتحديدا في المملكة المتحدة أجريت التجارب التالية تحت الحيوانات (الإجراءات العلمية) قانون 1986. أين هما microsurgeons المتاحة للعمل في وقت واحد الجراح المانحة يجب تنفيذ الخطوات 1،1-1،16 ثم 3،1-3،5، بينما الجراح يقوم المتلقي 2،1-2،8 . لمشغل واحد الخطوات يمكن اتباعها بالتسلسل. 1. المانحة إعداد ملاحظة: الإجراء المقدمة هنا هو لالمانحة C57BL / 6 BM12 والمتلقي C57BL / 6 الفئران الذكور الذين تتراوح أعمارهم بين 8 إلى 16 أسابيع من العمر مع وزن الجسم أكبر من 20 غراما. بيد أن هذا الإجراء لا يمكن أن يؤديها بتكاثر على مجموعة متنوعة من سلالات الماوس. تم الحصول على البيانات المقدمة في قسم نتائج ممثلة من C57BL / 6، C57BL / 6 BM12 وBALB / ج الفئران. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراءات سير النقيبز الأدوات الجراحية المعقمة والمواد الاستهلاكية (تعقيمها)، مع المساعي للحفاظ على منطقة التشغيل معقمة قدر الإمكان. أداء إعداد المانحين بالتزامن مع إعداد المتلقي إذا نوعان من الجراحين المتاحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق (31G إبرة) من medetomidine (0.5 ملغ / كلغ) والكيتامين هيدروكلوريد (200 ملغ / كغ). هذه النتائج في طائرة التخدير التي يتم الاحتفاظ لمدة 4 ساعة توفير ما يكفي من الوقت لإجراء العملية كلها التي يتعين القيام بها. التخدير التكميلي ليست ضرورية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الفأر هو إفقاد إحساس (أي استجابة لقرصة أخمص قدميه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق البطن الماوس وإزالة أي الشعر فضفاض مع شريط لاصق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على ظهرها على حصيرة ساخنة رايات sterilely وفضفاضة لشل حركة أطرافه مع معقم اخفاء الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الماوس في جميع أنحاء الداخلي للحروق الحرارية. إذا أمكن استخدام مصدر حرارة غير كهربائي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مواد التشحيم العين وساnitize جدار البطن بمحلول مخفف من اليود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل شق خط الوسط في البطن لدخول التجويف البريتوني وإدراج 3 سم Calibri ضام البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق المالحة استعد للحفاظ على الأمعاء ومنطقة الجراحية رطبة وتجنب تجفيف لزوم لها من الأحشاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الماوس مع الستائر معقمة وتحريك الأمعاء إلى اليسار المشغل (يمين الماوس) لفضح الشريان الأبهر، الوريد الأجوف والكلية اليسرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق forcep صعد إلى المعدة وسحب متفوق لفضح السفن الكبرى والكلية اليسرى بالكامل. حزمة مسحات معقمة رطبة (2 ملم × 2 ملم) في البطن لسحب الأنسجة بعيدا عن المنطقة الجراحية، مثل فصوص الكبد، والحويصلات المنوية، والأمعاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الكلية اليسرى من adventia المحيطة والدهون والغدة الكظرية اليسرى في التجويف البريتوني عن طريق تشريح بصراحة النسيج الضام باستخدام ملقط غيض غرامة. وضع نصائح مغلقة من ملقط بين المناطق التي شمال شرقإد لفصلها والسماح ببطء نصائح forcep لفتح لتشريح الفضاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الوريد الكلوي الأيسر من ligating ثم تقسيم اليسار الوريد الكظرية والغدد التناسلية مع ترك الوريد 9 / O النايلون. وضع خياطة قريبة من الوريد الكلوي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate وتقسيم الحالب مع 7 / O الحرير خياطة قريبة من المثانة ترك خياطة تنتهي طويلة. وسوف تستخدم هذه الغايات خياطة طويلة عندما يتم حصاد الكلى والتي تكون ضرورية لمفاغرة الحالب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة وتشريح الشريان الأورطي بالكامل والوريد الأجوف متفوق وأدنى من الشريان والوريد الكلوي استخدام ملقط غيض غرامة لتشريح بصراحة الأوعية اللمفاوية والدهون من الأمام والجانبين من السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العثور على طائرة الأنسجة بين الشريان الأبهر والوريد الأجوف وتنتشر ببطء ملقط. فتح ببطء نصائح من الرؤوس ملقط غرامة لنشر الأنسجة مع الحد الأدنى من الصدمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط فضفاضة 7 / O الحرير حول الشريان الأورطي متميز وأقل شأنا من الشريان الكلوي عن طريق تمرير غرامة الزاويةالملقط تلميح حول الجزء الخلفي من السفن ورسم خياطة من خلال. سيتم تشديد هذه الغرز قبل استرجاع الكلى للسماح نضح الوراء من جامعة ويسكونسن الحل. </li></ol> 2. مستلم إعداد وفقا لمتابعة إعداد المانحة الخطوات 1،2-1،8. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحريك الأمعاء إلى اليمين المشغل (يسار الماوس) لفضح الشريان الأبهر، الوريد الأجوف. تغطية الأمعاء مع ملحي معقم غارقة مسحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء استئصال الكلية اليمنى بواسطة ligating الشريان الكلوي الأيمن والوريد مع 7/0 الحرير خياطة ثم تقسيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Ligate الحالب الأيمن مع 7 / O خياطة الحرير والانقسام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة وتشريح الشريان الأورطي بالكامل والوريد الأجوف السفلي إلى الشريان الكلوي والوريد كما هو موضح في الخطوة 1.14 و 1.15. ضمان تشريح كامل بين الشريان الأبهر والوريد الأجوف. العناية للحفاظ على الشريان المنوي الداخلي الذي يمتد الأمامي إلى الوريد الأجوف وaortوجنبا إلى جنب مع حزمة اللمفاوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد السفن قطني تعمل في الحيز خلف الصفاق من الوريد الأجوف والوريد إلى العمود الفقري، مع ligate 9 / O الحرير في الاستمرارية، وليس هناك حاجة لتقسيم السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد مساحة كافية لوضع المشابك الاوعية الدموية الدقيقة مع الفضاء بين لanastomoses الأوعية الدموية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة الهيبارين عن طريق الحقن الوريدي (5 وحدات) عن طريق الوريد الظهري القضيب. </li></ol> 3. المانحة الكلى استرجاع تشديد العلاقات الحرير 7 / O التي وضعت حول الشريان الأورطي أدنى وأعلى لعزل الكلى من التداول الشرياني. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبث الوراء الباردة 0،2-0،5 مل من جامعة ويسكونسن حل مع إبرة (31G) في الشريان الأورطي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم الشريان الأورطي داخل الغرز وتقسيم الوريد الكلوي في تقاطع مع الوريد الأجوف لإزالة الكلى والشريان الكلوي بطول الشريان الأبهر. تقسيم السفن أسفل الظهر الناتجة عن الشريان الأبهر، إذا كانت موجودة، ثithout ربط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكلى في المياه المالحة الباردة على مسحة معقمة في صحن الثقافة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الموت ببطء الماوس المانحة خلع عنق الرحم. </li></ol> 4. زرع الكلى - إعداد الكلى <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تهيئة التصحيح الأبهر بقسمة جدار الشريان الأورطي طوليا مباشرة قبالة الشريان الكلوي. تحديد أي شمعة سفينة في التصحيح التي يجب تجنبها و ligated أو عند إجراء مفاغرة شريانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع خياطة 10 / O من الخارج إلى داخل التجويف الوريد الكلوي متفوق وخياطة منفصلة الثانية دون المستوى. الغرز المستخدمة لتقسيم الوريد الكظرية والغدد التناسلية الوريد يمكن استخدامها لتوجيه السفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الكلى في الجهة اليمنى من المتلقي (الشكل 1.1)، وضمان وضع الغرز جيدا لضمان anastomoses الأوعية الدموية يمكن أن تكتمل دون أن تصبح خيوط تتشابك في مسحات أو غيرها من الصكوك. </li></ol> 5. الكلى Transplanالكساء - التحام الأوعية الدموية تطبيق المشابك الاوعية الدموية الدقيقة الأولى دون المستوى ثم متفوق تشمل الوريد الأجوف والشريان الأورطي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل ventomy بإبرة (31G) من خلال ثقب في الجدار الأمامي من الوريد الأجوف. تدفق الدم من الوريد الأجوف عن طريق ضخ ما يقرب من 50 ميكرولتر من كلوريد الصوديوم 0.9٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توسيع فصد باستخدام ملقط غيض غرامة من خلال فتح لهم داخل فصد بحيث يكون طول ما يعادل قطر الوريد الكلوي المانحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع خياطة متفوقة 10 / O (التي هي بالفعل في تجويف الوريد الكلوي) لأول مرة في ذروة فصد (الشكل 1.2) والانضمام إلى الجدار الخلفي للمفاغرة في خياطة تشغيل حتى يتم الوصول إلى قمة أدنى (الشكل 1.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 10 / O خياطة رديئة وربطة عنق أولا مع عقدة واحدة (الشكل 1.4) ثم ادراك التعادل لخياطة يمتد من الحائط الخلفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام خياطة أدنى خلق وول الأماميلتر من مفاغرة (الشكل 1.5) مع خياطة تشغيل وربطة عنق حتى نهاية خياطة متفوقة على قمة أعلى (الشكل 1.6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء بضع الأبهر عن طريق التقاط جدار الشريان الأورطي مع ملقط وقطع التصحيح بيضاوي الشكل مع مقص (ما يقرب من بضع الأبهر يجب أن تكون خمس محيط الشريان الأورطي وثلاث مرات لمعة الشريان الكلوي في الطول). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع 10 / O خياطة عند نقطة متفوقة من التصحيح الأبهر من الخارج إلى الداخل (الشكل 1.7) ويمر عبر الشريان الأورطي إلى التعادل خارج الأوعية في ذروة أعلى من بضع الأبهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء مفاغرة شريانية مع خياطة تبدأ تشغيل متفوق (الشكل 1.8) anastomosing التصحيح المانحة إلى الشريان الأورطي المتلقي، والحرص على عدم تقليص مفاغرة من خلال ربط الخيط ضيقة جدا (الشكل 1.9). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المشابك الأوعية الدموية أدنى أولا ثم المشبك متفوقة على reperfuse الكلى (الرقم 1.10 و 1.11). التمعج المرئي من الحالب ينظر ربما لو يتحقق يكفي من الدم إلى الحالب. </li></ol> 6. زرع الكلى - التحام الحالبي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم أي مرفقات المثانة من جدار البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمرير إبرة (21G) من اليسار إلى اليمين من المثانة عن طريق كل الجدران. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع نصائح forcep متتالية في التجويف إبرة وتمرير كل مرة أخرى من خلال المثانة بحيث ملقط تمر الآن من اليمين إلى اليسار من الجانب الأيسر من المثانة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رسم خياطة على المانحين من خلال الحالب المثانة بحيث يمر الحالب في المثانة الخلل الأيسر ثم من الجانب الأيمن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خياطة البرانية من الحالب إلى المثانة البرانية مع ثلاثة خيوط متقطعة واحدة حول نقطة الدخول مع 9 / O النايلون خياطة على إبرة ذهابا وجسديا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الحالب الأقرب إلى ضمد، مما فتح الالبريد الحالب للسماح لتدفق البول والسماح للنهاية الحالب ليتراجع إلى الجسم من المثانة. ويمكن ملاحظة إنتاج المرئي من البول مع نزيف من شبه الحالبي السفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الصحيح الخلل الجانب المثانة مع واحدة انقطاع 9 / O خياطة الحرير. </li></ol> 7. الإنعاش والعناية بعد الجراحة استبدال الأحشاء الهضمي في البطن في توجهها الأصلي وإغلاق جدار البطن عن طريق تقريب العضلات المستقيمة مع 6 / O خياطة للامتصاص. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقريب الجلد مع الجلد مقاطع معدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عكس جزئيا التخدير مع الحقن تحت الجلد من هيدروكلوريد atipamazole (10 ميكرولتر / ز). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة التسكين تحت الجلد بواسطة هيدروكلوريد البوبرينورفين (0.05 ملغ / كلغ) ودعم للحقن السوائل تحت الجلد 1 مل من كلوريد الصوديوم 0.9٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استرداد الماوس في خزانة ارتفاع درجة حرارة عند 28 درجة مئوية لمدة 24 إلى 48 ساعة. مراقبة الماوس للمرض حتىالانتهاء من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مقاطع جلد معدن 7 - 10 أيام مرحلة ما بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبمجرد اكتمال التجربة الموت ببطء الماوس عن طريق خلع عنق الرحم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة وجمع الكلى المقابل وطعم خيفي للتحليل النسيجي. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

الطريقة الأكثر موصوفة وصفا جيدا لإجراء مفاغرة شريانية هو استخدام الأبهر القاصي من الجهات المانحة، مع الشريان الكلوي في استمرار، بطريقة نهاية إلى جانب الشريان الأورطي إلى المتلقي. وصفنا استخدام التصحيح الأبهر، على غرار النسخ المتطابق &quot;كاريل التصحيح&quot; التي أجري?...

وكان أول وصف زرع الكلى الناجحة لعلاج الفشل الكلوي في عام 1955 بين التوائم الزيجوت 1، منذ ذلك الحين أصبح علاج الثورية لمرضى الفشل الكلوي في نهاية المرحلة في جميع أنحاء العالم، وتقدم كل من التحسن في طول ونوعية الحياة 2. ومع بقاء الكسب غير المشروع على المدى الطويل قد تعوقها العديد من العمليات المرضية مما أدى إلى أضرار المزمن طعم خيفي 3. رفض الكلى المزروعة في البشر لا يزال سببا رئيسيا للاعتلال، على الرغم من التحسينات الكبيرة في نظم immunosupporessive. والهدف من تطوير نموذج الفأر من زرع الكلى هو تكرار عن كثب عملية وعلم الأمراض الموجودة في زرع الكلى البشري 4. Skoskiewicz آخرون وصفت أول نموذج الفأر من زرع الكلى في عام 1973 5. على الرغم من أن المهارات المطلوبة المجهرية المتقدمة، بل هو قيمة رمونغوشيفيتش لعدة أسباب: تم ​​جينوم الفأر تتميز بشكل جيد وهناك مجموعة كبيرة ومتنوعة من الأساليب والتقنيات المتاحة للدراسات الماوس التجريبية. وقد استخدمت العديد من المجموعات باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى زرع الكلى كجهاز دعم الحياة، ولكن في دراسات أخرى وفي منهجيتنا وصف أحد الكلى الماوس المستلم الأصلي تبقى في الموقع لمدة التجربة 4. صالح هو أن الماوس يخضع لتخدير واحد والعملية مما يؤدي إلى خفض معدلات الاعتلال على الماوس وخطر الموت من الإجراء الثاني. بالإضافة إلى ذلك الفأر لا يعاني من الآثار السلبية للفشل الكلوي التدريجي. على الرغم من الرفض خيفي نماذج موجودة في الأجهزة الأخرى مثل القلب والجلد، وهذه ليست دائما ذات الصلة مباشرة لزرع الكلى. هناك أدلة على أن هذه النماذج تثير سائط مختلفة ودىnamics الرفض، على سبيل المثال مدار الساعة من الرفض في القلب المزروع وطعم خيفي كلوي يختلف بشكل ملحوظ في بعض مجموعات الضغط 6. وأظهر هذا النموذج وصفناها أنماط رفض طعم خيفي كلوي حاد في BALB / ج المانحين في الفئران غير المعدلة وراثيا FVB / NJ إصابة بوساطة الخلوية مع تراكم خلايا تي والضامة 7. بدلا من ذلك وصفناها أيضا نموذجا للضرر المزمن طعم خيفي التي يسلك التليف الخلالي وضمور أنبوبي، وهذا ناتج عن زرع الكلى من C57BL / 6 BM12 المانحين في C57BL / 6 المتلقين، كما تتميز هذه الفئران عن طريق واحدة MHC الدرجة الثانية سوء مواضع -match 8. وقد تم دراسة جوانب متعددة من زرع باستخدام نموذج الفأر من زرع الكلى بما في ذلك الرفض الحاد والرفض الخلوية والخلطية، نقص التروية إصابة ضخه، وتجريب العوامل العلاجية الرواية. قمنا بتعديل ر الجراحيةechnique إلى تقليل وقت التشغيل وتحسين سهولة الجراحة. خاصة وصفناها المانحة في وقت واحد وإعداد المتلقي وتقنية مفاغرة وعائية مبسطة من خلال الاستفادة من التصحيح مستمرة مفاغرة الشريان الأبهر. وهذا الفيديو ومخطوطة توفر نقاط رئيسية للمساعدة في إنشاء هذه التقنية.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Blunt Dissecting Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>&amp;nbsp;14072-10</td><td>For skin cutting</td></tr><tr><td>Curved Castoviejo scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15017-10</td><td>For tissue cutting</td></tr><tr><td>Spring Scissors &amp;ndash; straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>For suture cutting</td></tr><tr><td>Toothed forceps 1x2 teeth</td><td>Fine Science Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td>For blunt dissecting</td></tr><tr><td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-22</td><td>Useful to pass around vessels</td></tr><tr><td>Curved Crile Haemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Microvascular clamps</td></tr><tr><td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo needle holder with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Wound clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7mm wound clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td>Remove 7 to 10 days after surgery</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>OPMI pico microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Thermal cautery unit with fine tip</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Heat electronic pad</td><td>Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S</td><td>Melag</td><td>n/a</td><td>Autoclave</td></tr><tr><td colspan="4">Disposable equipment</td></tr><tr><td>7/O Silk braided suture</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td><td>B-Braun</td><td>&amp;nbsp;G1118099</td><td></td></tr><tr><td>6/O Vicryl (plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>For ureteric anastamosis</td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 1ml, 29G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Wypall paper swabs</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cotton wool buds</td><td>Johnson and Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Plain drapes</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td><td>Corning Incorporated</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Dispensing Pin</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Used with NaCl 0.9%</td></tr><tr><td>Re-agents and Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr><tr><td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr><tr><td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td></tr><tr><td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td></tr><tr><td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td></tr><tr><td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Solution</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sulphate</td><td>non-proprietary</td><td>n/a</td><td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td></tr></tbody></table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

يمكن تقييم الرفض طعم خيفي كلوي عن طريق التحليل النسيجي جزءا لا يتجزأ من البارافين أقسام الأنسجة الثابتة methacarn من زرع الكلى (الشكل 2). زرع الكلى طعم إسوي بين النتائج الفئران مسانج في الكلى إصابة إعادة إشباع الخلايا الدماغية، ولكن قبل 4 أسابيع وانتعشت الأنابيب ?...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

الماوس زرع الكلى: نماذج من طعم خيفي رفض

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

20.5K Views.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

وهناك طريقة لعزل جزيرة الفئران تحت المحفظة وزراعة الكلى

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Murine Skin Transplantation

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. The aim of this video-article is to provide the viewer with a step-by-step visual demonstration of skin transplantation using the mouse model. The protocol is divided into 5 main components: 1) harvesting donor skin; 2) preparing recipient for transplant; 3) skin transplant; 4) bandage removal and monitoring graft rejection; 5) helpful hints. Once proficient, the procedure itself should take &lt;10 min to perform.

Allogeneic skin transplantation is a standard model to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. This video-article provides a visual tutorial of each step involved in performing a BALB/c--&gt;C57BL/6 skin transplant.

زرع الجلد الفئران

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to ...

Biology

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

الفئران زرع القرنية: نموذج لدراسة الشكل الأكثر شيوعا من الصلبة زراعة الأعضاء

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

نموذج الفأر من منيع للمستضد الخيفي الناجم عن رفض الأوعية الدموية وزراعة تصلب الشرايين

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

الكلى الفئران زرع تقنية

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

في المختبر و في فيفو التقييم تي وب وخلايا النقوي النشاط القمعية واستجابات خلطيه من المتلقين زرع

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

Immunology and Infection

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

مثلي هند الاطراف زرع في ماوس

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

تقنية جراحية معدلة لزراعة الكلى في الفئران

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

زرع الكلي الفئران العظام: نهج الجراحية الجديدة والمبسطة

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential model to investigate the mechanism of renal allograft rejection in pre-clinical studies and could aid in the development of novel approaches to improve the long-term survival of renal allografts. Donor kidney implantation in rat orthotopic renal transplantation is commonly performed by end-to-side anastomosis to recipients' aorta and inferior vena cava. In this model, the donor's kidney was implanted using end-to-end anastomosis to the recipients' renal artery and renal vein. The donor's ureter was anastomosed to the recipient's bladder in an end-to-side 'tunnel' method. This model contributes to better healing of ureter-bladder anastomosis and increases the recipients' survival by avoiding interference with blood supply and venous reflux of the lower body. This model can be used to investigate the mechanisms of acute and chronic immune and pathologic rejection of renal allografts. Here, the study describes the detailed protocols of this orthotopic renal transplantation between rats.

The rat orthotopic renal transplantation model contributes to investigating the mechanism of renal allograft rejection. The current model increases the recipients' survival without interference with blood supply and venous reflux of the lower body using an end-to-end anastomosis of kidney implantation and an end-to-side "tunnel" method of ureter-bladder anastomosis.

نموذج زرع الكلى التقويمي للفئران لرفض اللوغراف الكلوي

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...