Nous tenons à remercier Alex Hitchen et Meg Booth pour leur aide avec les essais d&#39;accouplement. Ce travail a été soutenu par le NERC subvention NE / H015604 / 1 à TP.

1. Préparation de Fly alimentaire avec du colorant alimentaire <ol><li> Prenez un flacon Drosophila standard avec environ 20 ml de nourriture dans le fond (figure 1). Utilisation suivant la recette de mélange de la nourriture en utilisant 1 litre d&#39;eau bouillante: 10 g de gélose, 85 g de dextrose, 60 g de farine de maïs, 40 g de levure, et on agite pendant 5 min de fermenter. Ajouter 25 ml de 10% nipagen une fois que le mélange est refroidi à 75 ° C. </li><li> Après la nourriture a refroidi et solidifié ajouter deux gouttes (environ 0,5 à 1 ml) de colorant alimentaire bleu en haut de la nourriture et répartis sur toute la surface du flacon (Figure 1). Utilisez un colorant de couleur différente si l&#39;on préfère. </li><li> Laisser la nourriture pendant deux jours dans le réfrigérateur afin que le colorant est absorbé par la couche supérieure de la nourriture; cela évite d&#39;endommager l&#39;humidité excessive vol pendant la période de maturation. Ajouter un petit morceau de papier de soie si l&#39;humidité excessive est toujours un problème pour éponger l&#39;humidité supplémentaire et ensuiteenleve le. </li><li> Transfert d&#39;oiseau sur les aliments individuellement ou en groupes. Remarque: Les mouches gagneront coloration intestinale sein un jour d&#39;être placé sur la nourriture. En variante, mûrir pleinement les mouches sur la nourriture teints avant l&#39;expérience (augmentation de la mortalité pendant la période de maturation n&#39;a pas été observé de l&#39;exposition à colorant alimentaire). </li><li> Vérifiez que les mouches teints peuvent être facilement distingués des mouches non teints. Se ils ne peuvent être distingués, répétez les étapes 1.1 à 1.4 en utilisant soit une concentration plus élevée de colorant, ou un colorant différent. </li></ol> 2. Deux essais d&#39;accouplement mâles, en utilisant colorant alimentaire <ol><li> Pour produire des descendants, configurer plusieurs flacons contenant des paires de mouches mâles et femelles (petits groupes de mâles et les femelles sont également appropriés, bien prendre soin d&#39;éviter l&#39;entassement des larves). Autoriser les femelles à pondre des oeufs et se déplacent les mouches à de nouveaux flacons tous les 5-7 jours. flacons de conserver à une température appropriée pour les espèces d&#39;intérêt (22 ° C fou D. pseudoobscura et D. subobscura et 25 ° C pendant D. melanogaster). </li><li> Avant de recueillir les mouches expérimentales supprimer toutes les mouches des flacons de collecte à un temps de jeu avant de recueillir des mâles et des femelles pour se assurer qu&#39;ils seront vierges (D. melanogaster - 6 h à 25 ° C, D. pseudoobscura - 18 h à 22 ° C, et D. subobscura - 24 h à 22 ° C). Remarque: Si les mouches ne sont pas vierge cette volonté biais de leur comportement lors des essais d&#39;accouplement 15. <ol><li> Store et mâle adulte individuellement dans des flacons mm en plastique standard 75 x 20 (~ 20 ml contenant de la nourriture). Cela évite les effets négatifs sur le comportement d&#39;accouplement mâle et remise en forme vu chez certaines espèces où les mâles sont gardés en groupes 16. </li><li> Exposer la moitié des hommes du traitement désiré (CO 2 anesthésie dans ce cas). Utilisez un tapis de CO 2 ou appuyez sur pour exposer les mouches pendant le temps nécessaire. moitié de magasin du males dans chaque traitement sur les aliments de couleur jusqu&#39;à ce que l&#39;accouplement a lieu. Cela leur permettra de distinguer visuellement au cours des essais d&#39;accouplement. </li><li> Pour transférer vol utilisent un aspirateur 17. Étiqueter chaque flacon pour identifier à la fois le traitement et l&#39;état de couleur du mâle. Ici, utiliser quatre traitements (anesthésie, non-couleur = G-NC, l&#39;anesthésie, de couleur = GC, sans anesthésie, non coloré, NG-NC, et aucune anesthésie, coloré, NG-C). </li></ol></li><li> Transfert femelles nouvellement écloses dans des flacons de produits frais à mûrir en tant que groupes de dix. </li><li> Permettre aux mouches de mûrir à l&#39;âge d&#39;accouplement (D. melanogaster - 3 jours, D. pseudoobscura - cinq jours, D. subobscura - 7 jours 18 magasin vole à une température appropriée pour les espèces étudiées (par exemple, 22 ° C D. . pseudoobscura et D. subobscura et 25 ° C pendant D. melanogaster). </li><li> Déplacez les femelles à des flacons individuels (suiteaining ~ 20 ml de nourriture) un jour avant le procès d&#39;accouplement pour l&#39;acclimatation à la fiole d&#39;accouplement. Marquez ces flacons de telle sorte que les flacons peuvent être différenciés. Soyez prudent pour aveugler l&#39;expérience en utilisant l&#39;étiquetage neutre (ce est à dire, de 1 à 150) de sorte qu&#39;il ne est pas possible de deviner l&#39;identité de vol dans ne importe quel flacon. Remarque: La personne qui met les mouches dans chaque flacon devra connaître l&#39;identité de vol placés dans chaque flacon, elles signaleront dont le traitement a été souillé. Cependant, l&#39;observateur qui regarde l&#39;accouplement ne doit pas connaître leur identité. Pour ce faire, au moins deux expérimentateurs seront nécessaires, une à installer et une à observer. </li><li> Commencer les essais d&#39;accouplement entre 10 à 12 heures du matin, ou à un moment qui coïncide avec la lumière venant dans le cycle lumière / obscurité vol sont exposés à («aurore» pour les mouches). Ajouter deux mouches mâles à chaque flacon d&#39;accouplement (contenant une seule mouche femelle) à l&#39;aide d&#39;un aspirateur. Veiller à ce que les deux hommes sont de différents traitements (anesthésie oucontrôle) et que l&#39;on a coloration intestinal pour permettre de les différencier les uns des autres, et notez ce qui est mâle coloré. </li><li> Si l&#39;accouplement a lieu, enregistrer l&#39;état de l&#39;homme qui se accouple (soit en couleur ou non - de couleur). Si les essais durent 2 h, assument la femelle ne se accoupler. Note: 2 h est approprié pour ces espèces, mais d&#39;autres Drosophila peut avoir besoin de plus ou moins de temps. </li></ol> 3. seul mâle essais d&#39;accouplement <ol><li> Pour les essais Homme seul, répéter protocole n ° 2 avec deux changements: <ol><li> Dans l&#39;étape 2.3 ne gardez pas les hommes sur les aliments de couleur. </li><li> A l&#39;étape 2.7, ajouter un seul mâle à chaque flacon. </li></ol></li><li> A l&#39;étape 2.8, enregistrer le temps à la volée est ajouté à la fiole, le démarrage de l&#39;accouplement et le temps l&#39;accouplement terminé devraient être enregistrées. De ces valeurs, calculer succès de l&#39;accouplement, la latence, et la durée. </li></ol> 4. Analyse des données <ol><li> Utilisez le paquet de statistiques approprié pour analyse. Si les données sont normales et ne ont que deux traitements, utiliser des tests t ou modèle équivalent linéaire généralisé (GLM). Pour deux expériences de sexe masculin, utiliser des tests binomiale ou un GLM binomial qui sont disponibles dans un paquet de statistiques de base. Remarque: Pour les données d&#39;exemple, toutes les analyses ont été effectuées dans la version 3.0.3 R 19. </li><li> Vérifiez les données accouplement de latence et la durée de l&#39;accouplement de la normalité, en traçant histogrammes de fréquence des temps de latence et la durée pour chaque traitement 20, et en utilisant un test de normalité comme Shapiro-Wilk. Si ce ne est pas normal, transformer ou utiliser statistiques équivalentes non paramétriques 20. Remarque: Pour les données d&#39;exemple des expériences simples masculins transformation logarithmique a rencontré les exigences de normalité et d&#39;égalité des variances. </li><li> Si les données peuvent être normalisées, utilisation des tests t pour examiner les différences entre l&#39;accouplement et la durée de latence dans les simples essais d&#39;accouplement mâles en utilisant deux traitements 21. Si plusieurs traitements sont utilisés,essayez une analyse de variance (Anova) 20. Si les données ne peuvent être normalisées, essayez des tests non paramétriques équivalentes 21. </li><li> Utilisez les tests binomiaux pour tester un effet de soit colorant alimentaire ou de CO 2 anesthésie sur le succès d&#39;accouplement des mâles concurrents 20. Si plusieurs traitements sont utilisés, comme ce est le cas avec les données d&#39;exemple, utiliser un GLM avec une structure d&#39;erreur binomiale 21. </li><li> Pour les deux essais de sexe masculin dans les données d&#39;exemple, utilisez GLM avec des structures d&#39;erreur binomiale. Un GLM examiné couleur comme une variable de réponse (couleur = 0 et non-couleur = 1) avec des espèces, l&#39;état de gaz, et le traitement de gaz monté en explicative variables.One GLM examiné CO 2 comme une variable de réponse (gazés = 0 et non-gazés = 1) avec des espèces, l&#39;état de la couleur, et de traitement de gaz équipés. Dans chaque cas, produire le modèle maximale, et effectuer simplification du modèle basé sur 20 AIC. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils ne ont aucun intérêt financier concurrentes.

Ces données montrent que l&#39;impact de CO 2 anesthésie est incompatible entre les espèces, avec deux des trois espèces présentant peu d&#39;impact. Nos résultats suggèrent étiquetage avec un colorant alimentaire a eu un impact plus faible sur le succès de l&#39;accouplement mâle que le CO 2 anesthésie pour D. melanogaster. Ces expériences démontrent que les colorants alimentaires peuvent facilement et à moindre coût être utilisés pour marquer les mouches pour des essais d&#39;accouplement impliquant plusieurs mâles. Parmi les trois modèles espèces Drosophila examiné, seulement D. melanogaster a montré un effet de CO 2 anesthésie sur l&#39;accouplement dans une situation concurrentielle. En revanche, aucune des espèces a montré un effet de la collecte sur le gaz dans les essais d&#39;accouplement simples en termes de temps de latence accouplement, contrairement aux résultats précédents pour D. 5 melanogaster. L&#39;effet de la concurrence pourrait donc être en soulignant les effets de conditionnement physique plus subtiles de CO 2 anesthésie, qui ne sont détectablesdans des situations où la concurrence est mâle-mâle. Exposition au début de la collecte et un jour avant le procès ont un effet négatif sur la capacité des hommes de D. melanogaster pour gagner un accouplement. Exposition deux jours avant le procès mais n&#39;a pas montré d&#39;effet. Tant D. pseudoobscura et D. subobscura n&#39;a montré aucun effet de l&#39;exposition au gaz dans l&#39;un des essais. Une explication est que D. melanogaster était vulnérable à l&#39;exposition précoce à CO 2, car il doit être collecté tôt dans la vie (0 - 6 h vieux) que les autres espèces pour se assurer mâles sont vierges. Ainsi mâle D. melanogaster de cet âge peut être plus sensible que la cuticule de la mouche est encore durcissement, par rapport aux autres espèces qui ont eu longtemps pour leur cuticule à durcir. En général, cela soutient l&#39;idée que les effets du CO 2 anesthésie sont des espèces spécifiques et les enquêteurs devraient tester correctement l&#39;effet dans leurs espèces cibles. Currently, la majorité des travaux sur l&#39;effet de CO 2 anesthésie a été réalisée sur Drosophila melanogaster 5,11,22 et donc peut-être pas approprié d&#39;appliquer à d&#39;autres espèces apparentées. Procédé non invasif pour différencier variante présentée vol est un colorant alimentaire. Les résultats suggèrent ce traitement n&#39;a eu aucun effet en travers toutes les espèces examinées. Toutefois, bien que son utilisation a réussi à fournir un marqueur pas cher et facilement visible pour distinguer entre les individus, il convient de noter que le colorant était plus facile à distinguer dans D. pseudoobscura et D. subobscura que dans D. melanogaster. Précédent auteurs ont utilisé plusieurs couleurs (rouge, vert et bleu) 4,6. Nous avons trouvé coloration bleue d&#39;être les plus faciles à distinguer dans toutes les espèces, en particulier D. pseudoobscura et D. subobscura. En utilisant plusieurs couleurs serait éventuellement permettre des expériences plus complexes avec plusieurs flie marqués individuellements. Cependant, des tests préliminaires de différents colorants sont essentiels, comme certains colorants alimentaires ne parviennent pas à colorer les mouches, pouvant être digéré lorsqu&#39;ils sont consommés. D&#39;autres colorants peuvent avoir des effets toxiques et réduire la survie des mouches, et doivent être évités 14). Méthodes de colorants alimentaires alternatifs utilisant des colorants plus chers ont également été utilisés pour examiner l&#39;intégrité intestinale pour D. melanogaster 23. Ceux-ci peuvent fournir une alternative, bien que plus coûteux, procédé de teinture 23. La méthode de teinture est aussi rapide que le CO 2 aile écrêtage que les mouches peuvent être stockés sur la nourriture teinte de la collection. L&#39;absorption de la nourriture était rapide (~ 3 h), afin que le stockage O / N sur les aliments de couleur serait également suffisante pour marquer les mouches, tel qu&#39;il est utilisé dans d&#39;autres études 6. Toutefois, la durée de la coloration est relativement courte (~ 4-5 h) par rapport à l&#39;écrêtage de l&#39;aile (permanente) ou de la poussière marquage fluorescent (10-12 jours) 24. Comme espèces Drosophilavarient en apparence, différents colorants seront plus ou moins efficaces pour différentes espèces, et comme certaines souches (par exemple, les mutants knock-out) peuvent être vulnérables aux changements dans le régime alimentaire, l&#39;utilisation d&#39;un colorant nécessite un test préliminaire de son efficacité en particulier si plus exposition à long terme à des colorants peut être toxique 14. A la différence de l&#39;étude par Kalaw et al. 14, nous avons trouvé aucune mortalité significative après un stockage de plusieurs jours sur les aliments colorés pour D. melanogaster (3 jours), D. pseudoobscura (5 jours), ou D. subobscura (7 jours), probablement en raison de la différence de colorant utilisé. L&#39;étape critique pour une bonne utilisation de la technique de colorant est l&#39;étape 1.5, en validant ce que le colorant choisi fonctionne bien avec l&#39;espèce et la souche utilisée. Une autre technique consiste à appliquer de la poussière de couleur à l&#39;extérieur de la mouche avant l&#39;utilisation dans des expériences sur le terrain 24. Cette méthode a été utilisée pour le suivi des individus dans le domaine en raison to la durée de marquage et la facilité de la masse de marquage 24 mouches. Bien que nous ne avons pas explicitement testé cette méthode dans des essais d&#39;accouplement, il serait important d&#39;examiner les effets que la poussière pourrait avoir sur les sens importants dans l&#39;accouplement, en particulier chez la drosophile 25, 26. Chez les espèces, cependant, où la teinture intestinale ne est pas possible, ces méthodes pourraient convenir. En conclusion, nous avons constaté que dans deux des trois espèces testées (D. et D. pseudoobscura subobscura) n&#39;a été trouvée soit de CO 2 anesthésie ou colorant alimentaire sur la capacité d&#39;accouplement des mâles aucun effet. Pour D. melanogaster un effet négatif de CO 2 anesthésie a été détectée, mais colorant alimentaire n&#39;a pas affecté succès de l&#39;accouplement de cette espèce. Dans l&#39;ensemble, le procédé de teinture fournit un procédé simple et non invasive et pas cher pour identifier Drosophila individu qui est équivalente ou supérieure à celle des méthodes qui nécessitent CO 2 anesthésie. Ilest probablement cette méthode fonctionne à travers une gamme d&#39;espèces.

Au cours des dernières décennies, il a été un intérêt croissant dans la façon dont la sélection et la compétition sexuelle entre les hommes impact sur ​​l&#39;évolution de 1,2. Les expériences sur le comportement d&#39;accouplement ont joué un rôle important dans le développement et tester des théories de la sélection sexuelle 3,4. En particulier les espèces, de recherche utilisant du genre Drosophila, a grandement contribué à la compréhension de la sélection sexuelle et le comportement. Cependant, il est important de déterminer si des techniques couramment utilisées pourraient biaiser artificiellement les résultats d&#39;expériences d&#39;accouplement 5,6 standards. L&#39;anesthésie est souvent utilisé pour la manipulation et l&#39;identification dans des expériences 7. Par exemple, les mouches sont généralement collectés avant l&#39;accouplement, ou triés dans génotypes ou traitements expérimentaux utilisant du dioxyde de carbone (CO 2) anesthésique. Dans les expériences où deux ou plusieurs personnes doivent être distingué, il est de pratique courante pour anesthésier la fls et clip partie de l&#39;aile hors d&#39;identifier chaque individu, groupe ou le traitement 5,8. Il est essentiel, cependant, de comprendre comment CO 2 traitement aura une incidence sur le comportement. L&#39;effet de l&#39;anesthésie de CO 2 a été examiné dans Drosophila melanogaster dans laquelle les mâles exposés au CO 2 a pris beaucoup plus de temps pour se accoupler et globale eu du succès d&#39;accouplement inférieure que les hommes ou les hommes non-anesthésié anesthésiés en utilisant l&#39;exposition au froid 5. Cet effet a été observé à la fois lorsque l&#39;anesthésie a été appliquée sur le jour de l&#39;expérience et lorsque les mouches ont reçu un jour à récupérer. Cependant, cette étude a été limitée dans les essais ne examinant où un seul mâle a été présenté à chaque femelle 5. Un scénario plus réaliste est pour une femme de rencontrer plusieurs mâles 9,10, permettre la concurrence entre les hommes, ce qui pourrait permettre la détection des pertes plus subtiles de remise en forme masculine due à l&#39;anesthésie. L&#39;utilisation de CO 2 a également anesthésiefr trouvé pour réduire la fécondité et la longévité des adultes D. melanogaster quand ils sont exposés peu de temps après l&#39;éclosion, comme ce est souvent lors de la collecte vierge vole 11. Une alternative à l&#39;anesthésie CO 2 est de marquer les mouches en les nourrissant d&#39;aliments colorés avec un colorant 4,6,10,12,13. Ce colorant pénètre dans l&#39;intestin de la mouche et est visible à travers l&#39;abdomen, ce qui permet mouches de couleur pour être distingués de vol non colorés ou marqués de vol avec une couleur différente. Les méthodes diffèrent dans la manière dont cela peut être appliqué: d&#39;être ajouté directement à l&#39;aliment 12, par l&#39;intermédiaire de la pâte de levure-teinte complémentaire 6, ou par exposition à une nouvelle teinte substrat de produit alimentaire 13. Ces techniques de marquage semblent montrer aucun effet sur ​​4,6 de la capacité d&#39;accouplement. Cependant, un document examinant directement les effets de la même colorant alimentaire sur adultes D. melanogaster a trouvé une forte réduction de la durée de vie 14. Des travaux antérieurs ont également porté almost entièrement D. melanogaster, à la fois en ce qui concerne les effets de l&#39;anesthésie de CO 2 5,11 et colorant alimentaire 14 méthodes. Actuellement, il ya peu d&#39;informations sur la façon dont le CO 2 anesthésie ou l&#39;utilisation de la coloration intestinale affecte le comportement d&#39;accouplement des autres drosophile. L&#39;étude suivante évalue l&#39;effet de CO 2 anesthésie sur le comportement d&#39;accouplement de trois espèces de Drosophila melanogaster (D., D. pseudoobscura, et D. subobscura). L&#39;effet de la collecte des mouches sur le CO 2 a été examiné à la fois simple et deux essais d&#39;accouplement mâle. L&#39;effet de CO 2 a également été trouvé pour varier en D. melanogaster 5 et ainsi de différentes périodes de latence entre l&#39;exposition au CO 2 et l&#39;accouplement ont été testés. Une méthode pour écrêtage anesthésie et l&#39;aile marquage alternatif: l&#39;utilisation de colorants alimentaires pour colorer vol est également évaluée.

<table><tbody><tr><td>Plastic tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td>TWT-200-061G</td><td>Other tubing may be suitable however it must fit within a 1ml pipette tip.</td></tr><tr><td>Fine mesh</td><td>Any haberdashery</td><td>-</td><td>Fine curtain mesh is suitable</td></tr><tr><td>1 ml pipette tips</td><td>VWR</td><td>83007-376</td><td>Various brands of pipette tips would be suitable</td></tr><tr><td>Plastic Vials</td><td>Sarstedt</td><td>58.49</td><td>Larger vials or bottles could also be used.</td></tr><tr><td>Cotton Balls</td><td>Lewis Medical Solutions</td><td>28170</td><td>The size of cotton will vary depending on the size of vials used</td></tr><tr><td>Blue Food colouring</td><td>Thesugarcraftcompany</td><td>-</td><td>Other dye colours and brands can have variable results.</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Tank</td><td>BOC</td><td>BOC 40VK</td><td></td></tr><tr><td>Sharpie Markers</td><td>Steadtler</td><td>Lumocolor 313 S</td><td>Various colours can be used, but Lumocolor S give an excellent combination of durability and fineness</td></tr><tr><td>Stopwatch</td><td>Salter</td><td>SL3920</td><td>Any stopwatch with a good digital display would be fine</td></tr></tbody></table>

dyeing insects for behavioral assays: the mating behavior of anesthetized drosophila

expériences d&#39;accouplement utilisant la drosophile ont grandement contribué à la compréhension de la sélection sexuelle et le comportement. Expériences nécessitent souvent des méthodes simples, faciles et bon marché de faire la distinction entre les individus dans un procès. Une technique standard pour ce est de CO 2 et l&#39;anesthésie puis étiquetage ou AILES chaque volée. Cependant, ce est invasif et a été montré pour influer sur le comportement. D&#39;autres techniques ont utilisé la coloration pour identifier les mouches. Cet article présente une méthode simple et non invasive pour l&#39;étiquetage Drosophila qui leur permet d&#39;être identifiés individuellement dans des expériences, en utilisant le colorant alimentaire. Cette méthode est utilisée dans les essais où deux mâles sont en concurrence pour se accoupler avec une femelle. Teinture permis l&#39;identification rapide et facile. Il n&#39;y a, cependant, une certaine différence dans la force de la coloration pour les trois espèces testées. Les données sont présentées montrant le colorant a un faible impact sur ​​le comportement d&#39;accouplement que le CO 2 chez la drosophile mélanoGaster. L&#39;impact de CO 2 est disponible anesthésie dépendre de l&#39;espèce de la drosophile, avec D. pseudoobscura et D. subobscura montrant aucun impact, tandis que D. melanogaster mâles avaient réduit succès d&#39;accouplement. Procédé de teinture présenté est applicable à une large gamme de modèles expérimentaux.

Deux essais d&#39;accouplement mâle - L&#39;effet de l&#39;anesthésie de CO 2 sur le comportement d&#39;accouplement Le meilleur modèle trouvé pour expliquer la variation de l&#39;effet de CO 2 contenue anesthésie espèces comme facteur (avec pseudoobscura D. et D. subobscura condensé comme ils ont montré aucune différence entre les uns les autres). Dans D. pseudoobscura et D. subobscura il n&#39;y avait aucun effet significatif de CO 2 anesthésie en cas de succès de l&#39;accouplement dans deux essais de sexe masculin (Z 1589 = 0,087, P = 0,931). Pour D. melanogaster, les mâles exposés à CO 2 anesthésie avaient succès d&#39;accouplement significativement plus faible (= 2,467 Z1,589, P = 0,014). Il y avait aussi une interaction significative entre les espèces et le traitement (χ 2 = 6,83 1,589, P = 0,009) avec un effet plus être vu quand D. melanogaster ont été exposés au gaz lors de la collecte ou un jour avant que des essais (tableau 1). However, D. melanogaster mâles exposés à CO 2 deux jours avant le procès expérimentale ne ont pas montré un effet de CO 2. Deux essais d&#39;accouplement mâle - L&#39;effet de la coloration intestinale sur le comportement d&#39;accouplement Modèle simplification montré aucun effet significatif de colorant alimentaire étant trouvé pour l&#39;une des trois espèces (P&gt; 0,1). Lorsque le traitement ou l&#39;état de gaz ont été inclus dans l&#39;analyse ci ne étaient pas non significative (P&gt; 0,1). Les proportions des croisements réussis pour les mouches de couleur à travers les traitements sont présentés dans le tableau 2. La différence de coloration entre les mouches reprend en colorée et non colorée alimentaire peut être vu sur la figure 1. L&#39;intensité de la coloration des aliments intestinal était supérieure à D. pseudoobscura et D. subobscura que dans D. melanogaster. Accouplement essais simples - L&#39;effet de l&#39;utilisation de CO 2 m sur l&#39;anesthésiele comportement de fonc- Il n&#39;y avait pas de différence dans la latence accouplement pour l&#39;une des trois espèces de CO 2 lors de l&#39;anesthésie a été utilisé pour recueillir récemment émergé adultes. Un effet a été trouvé pour la durée de l&#39;accouplement dans D. subobscura quand elle a été exposée au CO 2 de deux jours avant les essais d&#39;accouplement (figures 2 et 3; tableau 2). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig1.jpg" /> Figure 1. Photo montrant flacons de couleur et coloré Fly Alimentation Non (A) et la force de intestinale Coloration à Malé D. Subobscura (B). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig2.jpg" /> Figure 2. La moyenne et 95% des intervalles de confiance pour Copulation latence pour les trois espèces étudiées dans les essais Homme seul, lorsque les mâles étaient Anesthésierd (barres légères) ou non anesthésiés (barres foncées) lors Perçues comme vierges avant la maturité sexuelle. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig3.jpg" /> Figure 3. La moyenne et 95% Intervalles de confiance à la copulation Durée pour les trois espèces étudiées dans les essais Homme seul, lorsque les mâles ont été anesthésiés (barres lumineuses) ou non Anesthésié (barres foncées) lors de la collecte que Vierges avant la maturité sexuelle. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Traitement </td><td> Espèce </td><td> No. essais </td><td> No. mouches colorées qui se sont accouplés </td><td> p-valeur </td><td> No. mouches gazés qui se sont accouplés </td><td> p-valeur </td></tr><tr><td rowspan="3"> Collection de CO 2 </td><td> D. mel </td><td> 73 </td><td> 36 </td><td> 1 </td><td> 27 </td><td> 0,0344 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td>79 </td><td> 41 </td><td> 0,8221 </td><td> 44 </td><td> 0,3682 </td></tr><tr><td> D. sous </td><td> 71 </td><td> 40 </td><td> 0,3425 </td><td> 33 </td><td> 0,6353 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Exposés à CO 2 18 heures avant </td><td> D. mel </td><td> 57 </td><td> 28 </td><td> 1 </td><td> 19 </td><td> 0,0163 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 65 </td><td> 32 </td><td> 1 </td><td> 31 </td><td> 0,8043 </td></tr><tr><td> D. sous </td><td> 68 </td><td> 38 </td><td> 0,3961 </td><td> 35 </td><td> 0,9036 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Exposés à CO 2 deux jours. </td><td> D. mel </td><td> 56 </td><td> 19 </td><td> 0,0222 </td><td> 32 </td><td> 0,3497 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 70 </td><td> 32 </td><td> 0,5504 </td><td> 33 </td><td> 0,7202 </td></tr><tr><td> D. sous </td><td> 56 </td><td> 29 </td><td> 0,8939 </td><td> 26 </td><td> 0,6889 &lt;/ Td&gt; </tr></tbody></table> Tableau 1. Résultats de deux expériences Homme Choice toutes les espèces et traitements examinés. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Espèce </td><td> Trait </td><td> df </td><td> t-valeur </td><td> p-valeur </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. melanogaster </td><td> Latence </td><td> 58 </td><td> 1,379 </td><td> 0,174 </td></tr><tr><td> Durée </td><td> 58 </td><td> 1,243 </td><td> 0,221 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. pseudoobscura </td><td> Latence </td><td> 109 </td><td> 0,419 </td><td> 0,676 </td></tr><tr><td> Durée </td><td> 109 </td><td> 0,436 </td><td> 0,664 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. subobscura </td><td> Latence </td><td> 83 </td><td> 0,098 </td><td> 0,922 </td></tr><tr><td> Durée </td><td> 83 </td><td> 1,767 </td><td> 0,081 </td></tr></tbody></table> Tableau 2. Résultats de se accoupler expériences simples examinant l&#39;effet de la collecte sur le CO 2 Anesthésie sur le accouplement latence et la durée. Les tests ont été réalisés sur trois espèces de Drosophila melanogaster (D., D. et D. pseudoobscura subobscura).

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Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Insectes teinture pour comportement essais: le comportement d&#39;accouplement des anesthésié<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

dyeing-insects-for-behavioral-assays-mating-behavior-anesthetized

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

9.8K vues.  University of Liverpool. This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

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A Method to Test the Effect of Environmental Cues on Mating Behavior in Drosophila melanogaster

An individual's sexual drive is influenced by genotype, experience and environmental conditions. How these factors interact to modulate sexual behaviors remains poorly understood. In Drosophila melanogaster, environmental cues, such as food availability, affect mating activity offering a tractable system to investigate the mechanisms modulating sexual behavior. In D. melanogaster, environmental cues are often sensed via the chemosensory gustatory and olfactory systems. Here, we present a method to test the effect of environmental chemical cues on mating behavior. The assay consists of a small mating arena containing food medium and a mating couple. The mating frequency for each couple is continuously monitored for 24 h. Here we present the applicability of this assay to test environmental compounds from an external source through a pressurized air system as well as manipulation of the environmental components directly in the mating arena. The use of a pressurized air system is especially useful to test the effect of very volatile compounds, while manipulating components directly in the mating arena can be of value to ascertain a compound's presence. This assay can be adapted to answer questions about the influence of genetic and environmental cues on mating behavior and fecundity as well as other male and female reproductive behaviors.

A Method to Test the Effect of Environmental Cues on Mating Behavior in Drosophila melanogaster

We demonstrate an assay to analyze the environmental and genetic cues that influence mating behavior in the fruit fly Drosophila melanogaster.

Une méthode pour tester l&#39;effet des cotes environnementales sur le comportement d&#39;accouplement dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

An individual's sexual drive is influenced by genotype, experience and environmental conditions. How these factors interact to modulate sexual behaviors ...

Recherche

Sciences du comportement

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Neurosciences

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans<em&gt; Drosophila</em

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An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Un système d’imagerie haute définition réglable pour les études comportementales des adultes drosophiles

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Essai simple pour la quantification de l&#39;évitement social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantification du comportement de toilettage de la drosophile

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Mesure et Altération Mating Drive à Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Analyser le comportement larves de drosophile en réponse à une Stimulation des neurones olfactifs Optogenetic

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Drosophile Modèles de traits génétiques et comportementaux des troubles du spectre autistique

Paradigms for Behavioral Assessment in Drosophila Model of Autism Spectrum Disorder

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in social interaction and ability for communication, enhanced restricted or repetitive behaviors, and also, in some cases, learning disability and motor deficit. Drosophila has served as an unparalleled model organism for modeling a great number of human diseases. As many genes have been implicated in ASD, fruit flies have emerged as a powerful and efficient way to test the genes putatively involved with the disorder. As hundreds of genes, with varied functional roles, are implicated in ASD, a single genetic fly model of ASD is unfeasible; instead, individual genetic mutants, gene knockdowns, or overexpression-based studies of the fly homologs of ASD-associated genes are the common means for gaining insight regarding molecular pathways underlying these gene products. A host of behavioral techniques are available in Drosophila which provide easy readout of deficits in specific behavioral components. Social space assay and aggression and courtship assays in flies have been shown to be useful in assessing defects in social interaction or communication. Grooming behavior in flies is an excellent readout of repetitive behavior. Habituation assay is used in flies to estimate the ability for habituation learning, which is found to be affected in some ASD patients. A combination of these behavioral paradigms can be utilized to make a thorough assessment of the human ASD-like disease state in flies. Using Fmr1 mutant flies, recapitulating Fragile-X syndrome in humans, and POGZ-homolog row knockdown in fly neurons, we have shown quantifiable deficits in social spacing, aggression, courtship behavior, grooming behavior, and habituation. These behavioral paradigms are demonstrated here in their simplest and straightforward forms with an assumption that it would facilitate their widespread use for research on ASD and other neurodevelopmental disorders in fly models.

Pleins feux sur l’auteur : Explorer les symptômes du trouble du spectre autistique chez les mouches des fruits - Modèles génétiques et tests comportementaux

Autism Spectrum Disorder (ASD) is associated with impaired social and communicative behavior and the emergence of repetitive behavior. For studying the interrelation between ASD genes and behavioral deficits in the Drosophila model, five behavioral paradigms are described in this paper for assaying social spacing, aggression, courtship, grooming, and habituation behavior.

Paradigmes pour l’évaluation comportementale dans le modèle de trouble du spectre autistique de la drosophile

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in ...

Insectes teinture pour comportement essais: le comportement d'accouplement des anesthésié

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