Queremos agradecer al Dr. Iain Drummond y al Dr. Vladimir Korzh por compartir líneas transgénicas GFP de riñón. También queremos agradecer a NYITCOM por proporcionar los recursos necesarios para llevar a cabo este trabajo. Este estudio fue en parte apoyado por subvenciones: K08DK082782, R03DK097443 (NIH), y la subvención piloto HSCI (AV).

Este estudio se realizó de acuerdo con las recomendaciones de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud. El protocolo fue aprobado por el Colegio de Medicina de Osteopatía de NYIT Instituto de Cuidado de Animales y Comité de Uso (NYITCOM IACUC). Toda la cirugía y la experimentación in vivo se realizó bajo anestesia con tricaína, y se hicieron todos los esfuerzos para minimizar el sufrimiento. 1. Obtención y mantenimiento de embriones <ol><li> Obtener embriones cruzando el riñón GFP fluorescente pez cebra. NOTA: Los ejemplos de líneas transgénicas de pez cebra marcadas fluorescentemente se enumeran en la Tabla 1 . </li><li> Mantener los embriones a 28,5 ° C en solución de E3 durante las 24 h posteriores a la fecundación. </li><li> Después de 24 h, sustituir el medio con una solución de E3 que contiene 0,003% de 1-fenil-2-tiourea (PTU). NOTA: La PTU se utiliza porque bloquea los pasos dependientes de la tirosinasa en la melanogénesisY por lo tanto previene la pigmentación. Aquí, esta solución se conoce como E3-PTU. </li><li> Elevar los embriones fertilizados a 28,5 ° C hasta que son&gt; 6 dpf, momento en el que los riñones han madurado. NOTA: Lo mejor es utilizar larvas en la ventana 7-9 dpf. </li><li> Utilizando un microscopio de disección fluorescente con un aumento de 40X y filtros de emisión de fluorescencia verde, seleccione las larvas con fluorescencia brillante de GFP en el riñón. </li></ol> 2. Montaje del Zebrafish para Live-imaging <ol><li> Si fotoablating los embriones antes de 3 dpf, quitar el chorion de cualquier pez cebra sin sombrear antes de montar el pez cebra para la formación de imágenes. <ol><li> Manualmente dechorinate con fórceps (preferido) o utilizar un tratamiento químico con una mezcla de proteasa. NOTA: Dechorination permite obtener los mejores resultados de imagen. </li></ol></li><li> Enjuague los restos de corión en la placa de petri usando la solución E3-PTU y rellene el plato con E3-PTU. </li><li> PrepaL 1-2% de agarosa de bajo punto de fusión (LMP) con solución de tricaína 0,2 mg / ml para montar el pez cebra para la fotoablación renal y la imagen en vivo. <ol><li> Si la agarosa LMP ya estaba preparada de antemano, recaliéntela en el microondas para derretirla. </li></ol></li><li> Una vez que se prepara la agarosa LMP, coloque una placa de Petri de plástico de 35 mm en un microscopio de disección. Coloque una sonda de vidrio tirado cerca para orientar adecuadamente las larvas anestesiadas. NOTA: Es importante hacer este paso de manera oportuna y tener todo en su lugar, porque los embriones deben orientarse antes de que la agarosa se solidifique en aproximadamente 1-3 minutos. </li><li> Antes de transferir el embrión a la agarosa, asegúrese de que la agarosa esté fría ( es decir , aproximadamente a la temperatura corporal). Utilice una pipeta de transferencia de plástico o vidrio para colocar el embrión en la solución de agarosa-tricaína fundida enfriada. NOTA: Esto se hace porque la agarosa que es demasiado caliente puede ser perjudicial para el embrión, lo que lleva a un paro cardiacoO muerte </li><li> Usando una pipeta de transferencia, vuelva a dibujar el embrión en la solución de agarosa y coloque el embrión / larva en medio de un plato de 35 mm. </li><li> Esparcir rápidamente la agarosa que contiene el embrión / larva para cubrir uniformemente el fondo del plato de 35 mm; El mejor volumen de agarosa para usar es de ~ 1-1,1 mL. </li><li> Utilice la sonda de vidrio para orientar el embrión en la mejor posición posible para la fotoablación y la obtención de imágenes. NOTA: La película 1 muestra la mejor orientación del embrión / larva para la fotoablación unilateral. Este paso es el más sensible al tiempo y debe realizarse rápidamente antes de que la agarosa comience a gelificarse, ya que cualquier intento de reorientar el pescado después de que comience la gelificación es perjudicial. <ol><li> Oriente la larva para que el segmento de riñón de interés sea perpendicular a la trayectoria del haz, mientras que el segmento contralateral está alejado del rayo láser (ver Película 1 ). NOTA: Esto se puede lograr girando la larva como se muestra en la Película 1 . </lI&gt; </ol></li><li> Deje unos 15 minutos para que la agarosa se solidifique. Cubrir la placa de Petri para minimizar la evaporación. Una vez que la agarosa se ha solidificado, el embrión o larva está listo para la fotoablación. </li></ol> 3. Ablación láser <ol><li> Operar el sistema de imágenes confocal. NOTA: Cuando se utiliza la plataforma de imágenes referenciada (ver tabla de materiales), los ajustes recomendados incluyen una ampliación de 40X, una lente de inmersión de 0,8 NA y el primer conjunto de espejo dicroico para permitir la iluminación de 488 y 405 nm de la muestra. La detección debe realizarse en el canal verde. </li><li> Coloque el plato que contiene el pez cebra inmovilizado en una etapa confocal. NOTA: Este procedimiento se optimiza para la configuración vertical usando una lente de inmersión de agua 40-60X. Sin embargo, debería ser posible modificar el procedimiento para un microscopio invertido. </li><li> En la configuración vertical, coloque la placa de Petri que contiene el embrión en la parte superior de un microscOpe la diapositiva y manténgala en su lugar utilizando arcilla de modelado ( por ejemplo, plastilina). Coloque el portaobjetos de vidrio con la placa de Petri sobre el escenario del microscopio confocal. </li><li> Añadir 3 ml de la solución de formación de imágenes E3-PTU (ver paso 1.3) con 0,2 mg / ml de tricaína. NOTA: La solución de imagen también se puede añadir inmediatamente antes de colocar la diapositiva en el escenario. La adición de la solución de la proyección de imagen se debe hacer muy cuidadosamente para evitar que la agarosa flote de la parte inferior del plato. </li><li> Cambie a la lente de inmersión de agua (40 o 60X). Levante lentamente la platina, asegurándose de que la lente esté ligeramente inclinada para evitar que el aire quede atrapado en la trayectoria del haz. Una vez que el objetivo toca la solución en un ángulo, el centro de manera que se encuentra en el campo de visión de los embriones. </li><li> Encuentre el segmento de interés usando la fuente de luz de fluorescencia. Posicione superficialmente la rama dirigida a la lesión para minimizar la dispersión de la luz (vea Película 1 ). NOTA: El subsequenT pasos hacen uso de software referenciado (ver la Tabla de Materiales), pero el procedimiento puede ser fácilmente adaptado a otras plataformas. </li><li> Abra el software. Navegue hasta &quot;Ver&quot; | &quot;Control de Adquisición&quot; | &quot;C2plus Compact GUI&quot; y establecer &quot;tiempo de permanencia de píxeles&quot; a &quot;1,9 μs&quot;, &quot;tamaño de marco&quot; a &quot;512 x 512 píxeles&quot; y &quot;tamaño de pinhole&quot; a &quot;90 μm&quot;. Ajuste &quot;intensidad láser de 405 nm (o 408 nm en algunos sistemas)&quot; a cero y &quot;intensidad láser 488&quot; a &quot;baja&quot; (preferiblemente &lt;1%). Ajuste la &quot;ganancia&quot; para obtener un buen rango dinámico pero no para saturar la señal. NOTA: Estos valores no son críticos y se utilizan para la coherencia. Cuando se utiliza un láser de 405 nm, resultará en aumentos en la fluorescencia GFP. Para evitar la saturación de la señal durante el fotoblanqueo (paso 3.11), el valor de ganancia de la señal debe reducirse en el canal verde. La ganancia de canal azul se puede dejar en cero, ya que no se utiliza para saMpling </li><li> Haga clic en &quot;Escanear&quot; en la interfaz de software para escanear el riñón usando un láser de 488 nm. Encuentre el segmento de interés que es perpendicular a la trayectoria del haz y que está bien visualizado, con buena fluorescencia GFP. Una vez que esa región ha sido identificada, dibuje una región de interés usando una región de interés (ROI) elíptica. <ol><li> Navegar hasta &quot;ROI&quot; | &quot;Dibuja ROI elíptico.&quot; NOTA: Esto se usará para medir continuamente la intensidad promedio de GFP mientras se lleva a cabo el fotoblanqueo, permitiendo la administración de una dosis precisa de tratamiento con láser. </li></ol></li><li> Navegue hasta &quot;Ver&quot; | &quot;Controles de adquisición&quot; | &quot;Área de escaneo C2plus&quot; y seleccione &quot;Área de exploración de banda&quot;. La máscara rectangular aparecerá dentro de esa interfaz. Defina manualmente una ventana de exploración rectangular con el cursor ( es decir , arrastrar, cambiar el tamaño y girar la máscara) para cubrir el segmento dirigido para la ablación con láser. Haga clic con el botón derecho en elZona de máscara para aceptar la selección. NOTA: Sólo se escaneará la región seleccionada. </li><li> Comience la medición del tiempo mientras monitoriza el canal verde utilizando sólo el láser de 488 nm para activar GFP. Asegúrese de que la intensidad del láser 488 es relativamente baja (~ 1%). Medir la intensidad media de la GFP en la región de interés seleccionando &quot;Measure&quot; | &quot;Medición del tiempo&quot;. Utilice las fichas &quot;Gráfico&quot; o &quot;Datos&quot; para supervisar los valores de intensidad media dentro del ROI. NOTA: La velocidad de adquisición se define por el tiempo de permanencia de los píxeles y el tamaño de la ventana rectangular establecida en el paso 3.9, pero en general, permite la supervisión rápida de la señal (~ 2-10 cuadros / s). </li><li> Inducir daño a las células del riñón con el láser violeta (405 nm) aumentando la intensidad al 100% deslizando el control de la &quot;potencia del láser&quot; completamente a la derecha. El láser de 488 nm puede permanecer activo si la intensidad es baja. <ol><li> Observe una línea gUsando la pestaña &quot;Gráfico&quot; o los valores numéricos de la intensidad GFP usando la pestaña &quot;Datos&quot; y esperar hasta que caiga a un nivel deseado, por ejemplo 50% de la línea base (como se muestra en la Figura 1 ). NOTA: Se ha utilizado un láser de 20 mW como parte de la unidad láser referenciada (ver la Tabla de Materiales ); La intensidad máxima puede variar entre los sistemas. Una intensidad más baja puede ser compensada por una exposición más prolongada ( es decir, usando el porcentaje de blanqueo GFP como una medida de la exposición total). </li></ol></li><li> Una vez que la intensidad GFP dentro del ROI elíptico (paso 3.8) ha bajado a un nivel deseado, disminuya inmediatamente la intensidad del láser violeta (405 nm) a &quot;0&quot; moviendo el control deslizante de &quot;potencia láser&quot; completamente a la izquierda en El panel de control del software. <ol><li> Obtener una nueva línea base de fluorescencia GFP. Confirme la ablación obteniendo una relación de X / Y. NOTA: Vea la Figura1B; Y = intensidad media antes de la ablación y X = intensidad media después de la ablación, utilizando un promedio de 4 muestras consecutivas dentro del ROI. La proporción objetivo exacta (50%, 60%, etc. ) depende de la cantidad de lesión que se desea para un experimento dado. </li></ol></li></ol> 4. Microscopía de lapso de tiempo con tinción con yoduro de propidio <ol><li> Aplique consideraciones generales de lapso de tiempo (resumidas en un estudio previo 15 ) para visualizar la tinción con yoduro de propidio como un correlato de la lesión de células renales después de la fotoablación. </li><li> Pre-incubar las larvas en 30 μ M solución de yoduro de propidio (1% DMSO en E3-PTU) durante 3 h antes de la incorporación y fotoablación, como se describe en los pasos 2 y 3.7, respectivamente. NOTA: No se requiere más yoduro de propidio en la agarosa o en la solución de formación de imágenes. </li><li> Inducir lesión renal segmentaria, como se describe en los pasos 3.1-3.12. </li><li> Obtener pilas de imágenes de lapso de tiempo, según descriEn un estudio previo 14 , utilizando un láser de 488 nm (GFP) y un láser de 461 nm (Propidium Iodide, PI). NOTA: Los dos colores se superponen en pilas confocales para correlacionar la desaparición de GFP y la aparición de tinción con yoduro de propidio. </li><li> Establezca los parámetros para obtener las pilas de imágenes de lapso de tiempo de la siguiente manera: espesor de rebanada virtual = 4 μm, intervalo de pila z = 2 μm, tiempo de permanencia de pixel = 1,9 μs, dimensiones de imagen = 512 x 512 y promediado = 2. NOTA: Estos parámetros permiten el registro continuo de intervalos de hasta 10 a 15 minutos de hasta 4 larvas y aseguran que haya un fotoblanqueo mínimo de la muestra. </li><li> Utilice software de imagen compatible con el formato de archivo de grabación para visualizar y analizar los datos. </li></ol>

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	<li>Chertow, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+Kidney+Injury,+Mortality,+Length+of+Stay,+And+Costs+In+Hospitalized+Patients.">Acute Kidney Injury, Mortality, Length of Stay, And Costs In Hospitalized Patients.</a> J Am Soc Nephrol. 16 (11), 3365-3370 (2005).</li><li>Yasuda, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+And+Clinical+Outcomes+of+Acute+Kidney+Injury+Requiring+Renal+Replacement+Therapy+In+Japan.">Incidence And Clinical Outcomes of Acute Kidney Injury Requiring Renal Replacement Therapy In Japan.</a> Ther Apher Dial. 14 (6), 541-546 (2010).</li><li>Waikar, S. S., Liu, K. D., Chertow, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis,+Epidemiology+And+Outcomes+of+Acute+Kidney+Injury.">Diagnosis, Epidemiology And Outcomes of Acute Kidney Injury.</a> Clin J Am Soc Nephrol. 3 (3), 844-861 (2008).</li><li>Lameire, N., Van Biesen, W., Vanholder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+Kidney+Injury.">Acute Kidney Injury.</a> The Lancet. 372 (9653), 1863-1865 (2008).</li><li>Esson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+And+Treatment+of+Acute+Tubular+Necrosis.">Diagnosis And Treatment of Acute Tubular Necrosis.</a> Ann Intern Med. 137 (9), 744 (2002).</li><li>Vaidya, V. S., Ferguson, M. A., Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomarkers+of+Acute+Kidney+Injury.">Biomarkers of Acute Kidney Injury.</a> Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 48 (1), 463-493 (2008).</li><li>Hentschel, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+Renal+Failure+In+Zebrafish:+A+Novel+System+To+Study+A+Complex+Disease.">Acute Renal Failure In Zebrafish: A Novel System To Study A Complex Disease.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 288 (5), F923-F929 (2005).</li><li>Cianciolo Cosentino, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravenous+Microinjections+of+Zebrafish+Larvae+To+Study+Acute+Kidney+Injury.">Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae To Study Acute Kidney Injury.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li><li>Johnson, C. S., Holzemer, N. F., Wingert, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+Ablation+of+The+Zebrafish+Pronephros+To+Study+Renal+Epithelial+Regeneration.">Laser Ablation of The Zebrafish Pronephros To Study Renal Epithelial Regeneration.</a> J Vis Exp. (54), (2011).</li><li>Drummond, I. A., Davidson, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+Kidney+Development.">Zebrafish Kidney Development.</a> Methods Cell Biol. , 233-260 (2010).</li><li>Toback, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+After+Acute+Tubular+Necrosis.">Regeneration After Acute Tubular Necrosis.</a> Kidney Int. 41 (1), 226-246 (1992).</li><li>Witzgall, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+Proliferating+Cell+Nuclear+Antigen,+Vimentin,+C-Fos,+And+Clusterin+In+The+Postischemic+Kidney.+Evidence+For+A+Heterogenous+Genetic+Response+Among+Nephron+Segments,+And+A+Large+Pool+of+Mitotically+Active+And+Dedifferentiated+Cells.">Localization of Proliferating Cell Nuclear Antigen, Vimentin, C-Fos, And Clusterin In The Postischemic Kidney. Evidence For A Heterogenous Genetic Response Among Nephron Segments, And A Large Pool of Mitotically Active And Dedifferentiated Cells.</a> J Clin Invest. 93 (5), 2175-2188 (1994).</li><li>Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedifferentiation+And+Proliferation+of+Surviving+Epithelial+Cells+In+Acute+Renal+Failure.">Dedifferentiation And Proliferation of Surviving Epithelial Cells In Acute Renal Failure.</a> J Am Soc Nephrol. 14 (90001), (2003).</li><li>Palmyre, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collective+Epithelial+Migration+Drives+Kidney+Repair+After+Acute+Injury.">Collective Epithelial Migration Drives Kidney Repair After Acute Injury.</a> PLoS ONE. 9 (7), e101304 (2014).</li><li>Vasilyev, A., Drummond, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+Imaging+Kidney+Development+In+Zebrafish.">Live Imaging Kidney Development In Zebrafish.</a> Methods Mol Biol. , 55-70 (2012).</li><li>Korzh, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+Compound+Transgenic+Zebrafish+In+Development:+A+Tale+of+Green+Fluorescent+Protein+And+Killerred+.">Visualizing Compound Transgenic Zebrafish In Development: A Tale of Green Fluorescent Protein And Killerred .</a> Zebrafish. 8 (1), 23-29 (2011).</li><li>Bollig, F., Mehringer, R., Perner, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+comparative+expression+analysis+of+a+second+wt1+gene+in+zebrafish.">Identification and comparative expression analysis of a second wt1 gene in zebrafish.</a> Dev Dyn. 235 (2), 554-561 (2006).</li><li>Liu, Y., Pathak, N., Kramer-Zucker, A., Drummond, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+controls+the+differentiation+of+transporting+epithelia+and+multiciliated+cells+in+the+zebrafish+pronephros.">Notch signaling controls the differentiation of transporting epithelia and multiciliated cells in the zebrafish pronephros.</a> Development. 134 (6), 1111-1122 (2007).</li><li>Diep, C. Q., Ma, D., Deo, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+adult+nephron+progenitors+capable+of+kidney+regeneration+in+zebrafish.">Identification of adult nephron progenitors capable of kidney regeneration in zebrafish.</a> Nature. 470 (7332), 95-100 (2011).</li><li>Zhou, W., Boucher, R. C., Bollig, F., Englert, C., Hildebrandt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+mesonephric+development+and+regeneration+using+transgenic+zebra+fish.">Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebra fish.</a> Am J Physiol. 299 (5), F1040-F1047 (2010).</li><li>Fisher, S., Grice, E. A., Vinton, R. M., Bessling, S. L., McCallion, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conservation+of+RET+regulatory+function+from+human+to+zebrafish+without+sequence+similarity.">Conservation of RET regulatory function from human to zebrafish without sequence similarity.</a> Science. 312 (5771), 276-279 (2006).</li><li>Seiler, C., Pack, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+labeling+of+the+zebrafish+pronephric+duct+and+tubules+using+a+promoter+from+the+enpep+gene.">Transgenic labeling of the zebrafish pronephric duct and tubules using a promoter from the enpep gene.</a> Gene Expr Patterns. 11, 118-121 (2011).</li><li>Lin, H. F., Traver, D., Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+thrombocyte+development+in+CD41-GFP+transgenic+zebrafish.">Analysis of thrombocyte development in CD41-GFP transgenic zebrafish.</a> Blood. 106 (12), 3803-3810 (2005).</li><li>Choo, B. G., Kondrichin, I., Parinov, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+transgenic+Enhancer+TRAP+line+database+(ZETRAP).">Zebrafish transgenic Enhancer TRAP line database (ZETRAP).</a> BMC Dev Biol. 6 (1), 5 (2006).</li><li>Parinov, S., Kondrichin, I., Korzh, V., Emelyanov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tol2+transposon-mediated+enhancer+trap+to+identify+developmentally+regulated+zebrafish+genes+in+vivo.">Tol2 transposon-mediated enhancer trap to identify developmentally regulated zebrafish genes in vivo.</a> Dev Dyn. 231 (2), 449-459 (2004).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Cabe señalar que la potencia total del láser varía entre sistemas. Sin embargo, el porcentaje de fotoblanqueo GFP permite una lectura de la energía total entregada al riñón fluorescente, independientemente de la variación en la potencia láser y compensada por la duración de la exposición. Tenga en cuenta, sin embargo, que la respuesta de los diferentes tejidos a este método de fotoablación varía. Incluso durante la maduración del riñón, es significativamente más difícil obtener una reducción del 50% e...

La lesión aguda del riñón 1 , 2 , que también se puede denominar insuficiencia renal aguda, se define ampliamente como una alteración súbita de la función renal 3 . Mientras que el nivel de comprensión de esta condición se ha mejorado notablemente en los últimos años, las tasas de morbilidad y mortalidad se han mantenido altas 1 , 2 . El tratamiento actual para esta condición es en su mayoría de apoyo, ya que los resultados de múltiples ensayos clínicos de la terapia de drogas han sido negativos 4 , 5 . El riñón es único en que tiene la capacidad de repararse. Por lo tanto, la terapia de apoyo después de un diagnóstico precoz de la IRA es la mejor manera de limitar la morbilidad 6 . Sin embargo, es difícil detectar la LRA tempranamente, y la tasa de mortalidad es sorprendente en un 50-80% para aquellos que requieren diálisis 5. Con la capacidad de los riñones para repararse y la falta de opciones de tratamiento para esta condición, es importante desarrollar métodos para mejorar este proceso de regeneración de nefrón. Ha habido muchos modelos diferentes utilizados para la investigación de AKI que incluye diferentes agentes de lesiones y modelos animales. En términos de agentes de daño renal, el aminoglucósido antibiótico gentamicina se ha utilizado como un agente nefrotóxico que conduce a AKI 7 , 8 . Sin embargo, varios grupos han encontrado que el tratamiento con gentamicina es letal para el embrión de pez cebra 9 . Provoca daños tubulares que son demasiado graves para la recuperación del embrión, haciendo difícil el estudio de la regeneración sin algún tipo de intervención. Los modelos de mamíferos, como el ratón y la rata, también se consideran valiosos, pero se enfrentan a muchas limitaciones durante el estudio de la LRA. Tal vez la principal desventaja de los modelos de roedores es la dificultad en visuaDeterminando así los procesos espaciotemporales precisos que conducen a la muerte y reparación epiteliales. Johnson et al. Han informado de una técnica basada en la ablación con láser para inducir una lesión renal aguda en el pez cebra embrionario y larval 9 . Utilizaron la ablación láser pulsada para dañar el riñón después de una inyección intramuscular con conjugados de dextrano. La fluorescencia de los conjugados dextrano permite la visualización del daño y la regeneración en el epitelio de los túbulos [ 9] . Este modelo supera las dos limitaciones mencionadas anteriormente, pero no permite niveles graduados de lesión y es difícil de llevar a cabo en grandes grupos de células arbitrarias. El nuevo modelo basado en la ablación láser de pez cebra de AKI descrito aquí se ocupa de todas las limitaciones anteriores. El riñón proneférico en el pez cebra larvario es un órgano maduro y funcional que contiene segmentos similares a los mamíferos nePhron, incluyendo un glomérulo, túbulos proximal y distal, y un conducto colector 10 . Las larvas de pez cebra también son ópticamente transparentes, lo que hace factible observar el riñón a través de técnicas de fluorescencia. Por lo tanto, el pez cebra es un valioso modelo in vivo de IRA, y el riñón pronefrico larvario (5-12 días después de la fecundación (dpf)) puede ser usado para estudiar los procesos celulares y moleculares involucrados en la lesión renal y la reparación. Este artículo presenta un método a través del cual los segmentos de nefrona que expresan la Proteína Fluorescente Verde (GFP) específica pueden ser fotoablados usando una luz láser violeta de baja energía (en comparación con un sistema de láser pulsado) (405 nm). La fluorescencia GFP permite la orientación de un grupo de células, haciendo que los cambios que se hacen visibles a través de la observación de GFP photobleaching. Además, la GFP (mediante la absorción de luz violeta) sirve como un sumidero de energía para potenciar la lesión en células renales que expresan GFP. Micros de lapso de tiempoCopia se puede utilizar para estudiar el proceso de reparación. Los estudios han encontrado que la proliferación celular, la migración celular y la metaplasia celular 11 , 12 , 13 son procesos potenciales que pueden desempeñar un papel importante en la reparación renal. Sin embargo, la importancia relativa de estos procesos y los detalles de su interacción han sido difíciles de descubrir debido a las limitaciones de los modelos existentes de AKI. Utilizando este nuevo enfoque, fue posible demostrar que la migración celular desempeña un papel central en la reparación renal después de una lesión aguda [ 14] .

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 35 x 10mm</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.4,2.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 100 x 15mm</td>
			<td>Midwest Scientific</td>
			<td>910</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>De-chorination forceps- Electron Microscopy Sciences Dumont Tweezers 5 Dumostar</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>50-241-57</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.1.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Transfer Pipet</td>
			<td>Globe Scientific</td>
			<td>135030</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.5, 3.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A5040-25G</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.3, 3.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>BP165-25</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulled glass probe (manufactured manually from glass capillary tubes)</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>21-1640-2C</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ1270</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SOLA Light Engine</td>
			<td>Lumencor</td>
			<td>SOLA SM-5-LCR-SB</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eclipse C2 Plus Confocal Microscope System</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Procedural Usage: Step 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x E3 Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Recipe used to generate: 5 mM NaCl, 0.17 mM KCl, 0.33 mM CaCl 2 , 0.33 mM MgSO 4 Procedural Step Usage: 1.2, 1.3, 2.2, 2.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTU</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7629-10G</td>
			<td>Procedural Step Usage: 1.3, 2.2, 3.4, and 4.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS Elements Software</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>C2+</td>
			<td>Procedural Usage: Step 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Unit</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>MLC 400</td>
			<td>Procedural Step 3.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propidium Iodide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P4170-100MG</td>
			<td>Procedural Step Usage: 4.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

precise cellular ablation approach for modeling acute kidney injury in developing zebrafish

La lesión aguda del riñón (LRA) es una condición médica común con una alta tasa de mortalidad. Con las habilidades de reparación del riñón, es posible restaurar la función renal adecuada después del tratamiento de apoyo. Sin embargo, se necesita una mejor comprensión de cómo la muerte y la reparación de las células nefronas ocurren a nivel celular para minimizar la muerte celular y mejorar el proceso regenerativo. El pronefros del pez cebra es un buen sistema modelo para lograr este objetivo porque contiene segmentos anatómicos que son similares al nefrón de mamíferos. Anteriormente, el modelo más común utilizado para estudiar la lesión renal en los peces era el modelo farmacológico de la gentamicina. Sin embargo, este modelo no permite un control espaciotemporal preciso de la lesión, por lo que es difícil estudiar los procesos celulares y moleculares involucrados en la reparación renal. Para superar esta limitación, este trabajo presenta un método a través del cual, en contraste con el enfoque de gentamicina, una proteína verde fluorescente específica (GFP) -exEl prensado del segmento nefrón puede ser fotoablado usando una luz láser violeta (405 nm). Este nuevo modelo de AKI proporciona muchas ventajas que otros métodos de lesión epitelial carecen. Sus principales ventajas son la capacidad de &quot;marcar&quot; el nivel de lesión y el control espaciotemporal preciso en el robusto modelo animal in vivo . Este nuevo método tiene el potencial de avanzar significativamente el nivel de comprensión de la lesión renal y los mecanismos de reparación.

Tenga en cuenta que este protocolo se utilizó con éxito con un número de líneas transgénicas GFP renal, incluyendo ET (krt8: EGFP) sqet11-9, ET (krt8: EGFP) sqet33-d10 y Tg (atp1a1a.4: GFP). Los resultados de ejemplo mostrados aquí se obtuvieron usando la línea sqet11-9 de ET (krt8: EGFP). La Figura 1 muestra el ejemplo del protocolo de fotoabla- ción. La intensidad media de GFP se monitor...

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Precise Cellular Ablation Approach for Modeling Acute Kidney Injury in Developing Zebrafish

Este trabajo presenta un nuevo modelo in vivo de lesión renal segmentaria utilizando el pez cebra transgénico GFP de riñón. El modelo permite la inducción de la ablación específica de las células epiteliales del riñón para mostrar los mecanismos celulares de la lesión nefrona y la reparación.

Enfoque preciso de la ablación celular para modelar lesiones renales agudas en el desarrollo de pez cebra

Acute Kidney Injury (AKI) is a common medical condition with a high mortality rate. With the repair abilities of the kidney, it is possible to restore ...

precise-cellular-ablation-approach-for-modeling-acute-kidney-injury

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.6K vistas.  NYITCOM.  Este trabajo presenta un nuevo modelo in vivo de lesión renal segmentaria utilizando el pez cebra transgénico GFP de riñón. El modelo permite la inducción de la ablación específica de las células epiteliales del riñón para mostrar los mecanismos celulares de la lesión nefrona y la reparación. 

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Kidney Regeneration in Adult Zebrafish by Gentamicin Induced Injury

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is the nephron. Mammals are able to repair existing nephrons after injury, but lose the ability to form new nephrons soon after birth. In contrast to mammals, adult fish produce new nephrons (neonephrogenesis) throughout their lives in response to growth requirements or injury. Recently, lhx1a has been shown to mark nephron progenitor cells in the adult zebrafish kidney, however mechanisms controlling the formation of new nephrons after injury remain unknown. Here we show our method for robust and reproducible injury in the adult zebrafish kidney by intraperitoneal (i.p.) injection of gentamicin, which uses a noninvasive visual screening process to select for fish with strong but nonlethal injury. Using this method, we can determine optimal gentamicin dosages for injury and go on to demonstrate the effect of higher temperatures on kidney regeneration in zebrafish.

Here we present a reliable method to study adult kidney regeneration by inducing acute kidney injury by gentamicin injection. We show that injury is dependent on gentamicin dosage and environmental temperature using in situ hybridization to label lhx1a+ developing new nephrons.

La regeneración renal en adultos de pez cebra por gentamicina lesión inducida

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Mechanical Vessel Injury in Zebrafish Embryos

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes. External development and optical transparency make these embryos especially amenable to microscopy, and numerous transgenic lines that label specific cell types with fluorescent proteins are available, making the zebrafish embryo an ideal system for visualizing the interaction of vascular, hematopoietic, and other cell types during injury and repair in vivo. Forward and reverse genetics in zebrafish are well developed, and pharmacological manipulation is possible. We describe a mechanical vascular injury model using micromanipulation techniques that exploits several of these features to study responses to vascular injury including hemostasis and blood vessel repair. Using a combination of video and timelapse microscopy, we demonstrate that this method of vascular injury results in measurable and reproducible responses during hemostasis and wound repair. This method provides a system for studying vascular injury and repair in detail in a whole animal model.

This article describes a method for creating a mechanical vessel injury in zebrafish embryos. This injury model provides a platform for studying hemostasis, injury-related inflammation, and wound healing in an organism ideally suited for real-time microscopy.

Lesiones Embarcaciones mecánica en embriones de pez cebra

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes.  External development ...

Hepatocyte-specific Ablation in Zebrafish to Study Biliary-driven Liver Regeneration

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or biliary-driven liver regeneration. In hepatocyte-driven liver regeneration, regenerating hepatocytes are derived from preexisting hepatocytes, whereas, in biliary-driven regeneration, regenerating hepatocytes are derived from biliary epithelial cells (BECs). For hepatocyte-driven liver regeneration, there are excellent rodent models that have significantly contributed to the current understanding of liver regeneration. However, no such rodent model exists for biliary-driven liver regeneration. We recently reported on a zebrafish liver injury model in which BECs extensively give rise to hepatocytes upon severe hepatocyte loss. In this model, hepatocytes are specifically ablated by a pharmacogenetic means. Here we present in detail the methods to ablate hepatocytes and to analyze the BEC-driven liver regeneration process. This hepatocyte-specific ablation model can be further used to discover the underlying molecular and cellular mechanisms of biliary-driven liver regeneration. Moreover, these methods can be applied to chemical screens to identify small molecules that augment or suppress liver regeneration.

To help assess the molecular mechanisms underlying zebrafish biliary-driven liver regeneration, we established a liver injury model in which the nitroreductase-expressing hepatocytes are genetically ablated upon metronidazole treatment. In this protocol, we describe how to adeptly manipulate, monitor and analyze hepatocyte ablation and biliary-driven liver regeneration.

Ablación específico de hepatocitos en pez cebra para estudiar biliar impulsada regeneración hepática

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or ...

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus embryos are large, develop externally, and can be easily manipulated by microinjection or surgical procedures. In addition, fate maps have been established for early Xenopus embryos. Targeted microinjection into the individual blastomere that will eventually give rise to an organ or tissue of interest can be used to selectively overexpress or knock down gene expression within this restricted region, decreasing secondary effects in the rest of the developing embryo. In this protocol, we describe how to utilize established Xenopus fate maps to target the developing Xenopus kidney (the pronephros), through microinjection into specific blastomere of 4- and 8-cell embryos. Injection of lineage tracers allows verification of the specific targeting of the injection. After embryos have developed to stage 38 - 40, whole-mount immunostaining is used to visualize pronephric development, and the contribution by targeted cells to the pronephros can be assessed. The same technique can be adapted to target other tissue types in addition to the pronephros.

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

Here, we present a protocol to use fate maps and lineage tracers to target injections into individual blastomeres that give rise to the kidney of Xenopus laevis embryos.

Técnica de microinyección a Target a los países en desarrollo<em&gt; Xenopus</em&gt; riñón

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus ...

Surgical Ablation Assay for Studying Eye Regeneration in Planarians

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their abundant pluripotent stem cell population and ability to regenerate all cell and tissue types after injuries that would be catastrophic for most animals. Recently, planarians have gained popularity as a model for eye regeneration. Their ability to regenerate the entire eye (comprised of two tissue types: pigment cells and photoreceptors) allows for the dissection of the mechanisms regulating visual system regeneration. Eye ablation has several advantages over other techniques (such as decapitation or hole punch) for examining eye-specific pathways and mechanisms, the most important of which is that regeneration is largely restricted to eye tissues alone. The purpose of this video article is to demonstrate how to reliably remove the planarian optic cup without disturbing the brain or surrounding tissues. The handling of worms and maintenance of an established colony is also described. This technique uses a 31 G, 5/16-inch insulin needle to surgically scoop out the optic cup of planarians immobilized on a cold plate. This method encompasses both single and double eye ablation, with eyes regenerating within 1-2 weeks, allowing for a wide range of applications. In particular, this ablation technique can be easily combined with pharmacological and genetic (RNA interference) screens for a better understanding of regenerative mechanisms and their evolution, eye stem cells and their maintenance, and phototaxic behavioral responses and their neurological basis.

This protocol shows how to consistently excise planarian eyes (optic cups) without disturbing surrounding tissues. Using an insulin needle and syringe, either one or both eyes can be ablated to facilitate investigations into the mechanisms regulating eye regeneration, the evolution of visual regeneration, and the neural basis of light-induced behavior.

La ablación quirúrgica de ensayo para estudio de la regeneración de los ojos en planarias

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their ...

Histological Analyses of Acute Alcoholic Liver Injury in Zebrafish

Alcoholic Liver Disease (ALD) refers to damage to the liver due to acute or chronic alcohol abuse. It is among the leading causes of alcohol-related morbidity and mortality and affects more than 2 million people in the United States. A better understanding of the cellular and molecular mechanisms underlying alcohol-induced liver injury is crucial for developing effective treatment for ALD. Zebrafish larvae exhibit hepatic steatosis and fibrogenesis after just 24 h of exposure to 2% ethanol, making them useful for the study of acute alcoholic liver injury. This work describes the procedure for acute ethanol treatment in zebrafish larvae and shows that it causes steatosis and swelling of the hepatic blood vessels. A detailed protocol for Hematoxylin and Eosin (H&#38;E) staining that is optimized for the histological analysis of the zebrafish larval liver, is also described. H&#38;E staining has several unique advantages over immunofluorescence, as it marks all liver cells and extracellular components simultaneously and can readily detect hepatic injury, such as steatosis and fibrosis. Given the increasing usage of zebrafish in modeling toxin and virus-induced liver injury, as well as inherited liver diseases, this protocol serves as a reference for the histological analyses performed in all these studies.

This protocol describes histological analyses of the livers from zebrafish larvae that have been treated with 2% ethanol for 24 h. Such acute ethanol treatment results in hepatic steatosis and swelling of the hepatic vasculature.

Análisis histológicos de lesiones hepáticas alcohólicas agudas en peces cebra

Alcoholic Liver Disease (ALD) refers to damage to the liver due to acute or chronic alcohol abuse. It is among the leading causes of alcohol-related ...

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and pathological processes, such as cancer and ageing. Recently, senescence has also been implicated in tissue repair and regeneration. Therefore, it has become increasingly critical to identify senescent cells in vivo. Senescence-associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-Gal) assay is the most widely used assay to detect senescent cells both in culture and in vivo. This assay is based on the increased lysosomal contents in the senescent cells, which allows the histochemical detection of lysosomal &#946;-galactosidase activity at suboptimum pH (6 or 5.5). In comparison with other assays, such as flow cytometry, this allows the identification of senescent cells in their resident environment, which offers valuable information such as the location relating to the tissue architecture, the morphology, and the possibility of coupling with other markers via immunohistochemistry&#160;(IHC). The major limitation of the SA-&#946;-Gal assay is the requirement of fresh or frozen samples.
Here, we present a detailed protocol to understand how cellular senescence promotes cellular plasticity and tissue regeneration in vivo. We use SA-&#946;-Gal to detect senescent cells in the skeletal muscle upon injury, which is a well-established system to study tissue regeneration. Moreover, we use&#160;IHC to detect Nanog, a marker of pluripotent stem cells, in a transgenic mouse model. This protocol enables us to examine and quantify cellular senescence in the context of induced cellular plasticity and in vivo reprogramming.

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Here we present a detailed protocol to detect both senescent and pluripotent stem cells in the skeletal muscle upon injury while inducing in vivo reprogramming. This method is suitable for evaluating the role of cellular senescence during tissue regeneration and reprogramming in vivo.

Evaluación de la senescencia inducida por la lesión y en Vivo de reprogramación en el músculo esquelético

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and ...

Visualization of Cellular Electrical Activity in Zebrafish Early Embryos and Tumors

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling processes of excitable neuronal and muscular cells and many other biological processes, such as embryonic developmental patterning. However, there is a need for in vivo electrical activity monitoring in vertebrate embryogenesis. The advances of genetically encoded fluorescent voltage indicators (GEVIs) have made it possible to provide a solution for this challenge. Here, we describe how to create a transgenic voltage indicator zebrafish using the established voltage indicator, ASAP1 (Accelerated Sensor of Action Potentials 1), as an example. The Tol2 kit and a ubiquitous zebrafish promoter, ubi, were chosen in this study. We also explain&#160;the processes of Gateway site-specific cloning, Tol2 transposon-based zebrafish transgenesis, and the imaging process for early-stage fish embryos and fish tumors using regular epifluorescent microscopes. Using this fish line, we found that there are cellular electric voltage changes during zebrafish embryogenesis, and fish larval movement. Furthermore, it was observed that in a few zebrafish malignant peripheral nerve sheath tumors, the tumor cells were generally polarized compared to the surrounding normal tissues.

Here, we show the process of creating a cellular electric voltage reporter zebrafish line to visualize embryonic development, movement, and fish tumor cells in vivo.

Visualización de la actividad eléctrica celular en embriones tempranos de pez cebra y tumores

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling ...

Adult Zebrafish Injury Models to Study the Effects of Prednisolone in Regenerating Bone Tissue

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows within roughly two weeks after injury. Furthermore, zebrafish are able to heal bone rapidly after trepanation of the skull, and repair fractures that can be easily introduced into zebrafish bony fin rays. These injury assays represent feasible experimental paradigms to test the effect of administered drugs on rapidly forming bone. Here, we describe the use of these 3 injury models and their combined use with systemic glucocorticoid treatment, which exerts bone inhibitory and immunosuppressive effects. We provide a workflow on how to prepare for immunosuppressive treatment in adult zebrafish, illustrate how to perform fin amputation, trepanation of calvarial bones, and fin fractures, and describe how the use of glucocorticoids affects both bone forming osteoblasts and cells of the monocyte/macrophage lineage as part of innate immunity in bone tissue.

Here, we describe 3 adult zebrafish injury models and their combined use with immunosuppressive drug treatment. We provide guidance on imaging of regenerating tissues and on detecting bone mineralization therein.

Pez cebra adulto lesión modelos para estudiar los efectos de la prednisolona en regeneración de tejido óseo

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows ...

Confocal Microscope-Based Laser Ablation and Regeneration Assay in Zebrafish Interneuromast Cells

Hair cells are mechanosensory cells that mediate the sense of hearing. These cells do not regenerate after damage in humans, but they are naturally replenished in non-mammalian vertebrates such as zebrafish. The zebrafish lateral line system is a useful model for characterizing sensory hair cell regeneration. The lateral line is comprised of hair cell-containing organs called neuromasts, which are linked together by a string of interneuromast cells (INMCs). INMCs act as progenitor cells that give rise to new neuromasts during development. INMCs can repair gaps in the lateral line system created by&#160;cell death. A method is described here for selective INMC ablation using a conventional laser-scanning confocal microscope and transgenic fish that express green fluorescent protein in INMCs. Time-lapse microscopy is then used to monitor INMC regeneration and determine the rate of gap closure. This represents an accessible protocol for cell ablation that does not require specialized equipment, such as a high-powered pulsed ultraviolet laser. The ablation protocol may serve broader interests, as it could be useful for the ablation of additional cell types, employing a tool set that is already available to many users. This technique will further enable the characterization of INMC regeneration under different conditions and from different genetic backgrounds, which will advance the understanding of sensory progenitor cell regeneration.

Laser ablation is a widely applicable technology for studying regeneration in biological systems. The presented protocol describes use of a standard laser-scanning confocal microscope for laser ablation and subsequent time-lapse imaging of regenerating interneuromast cells in the zebrafish lateral line.

Ensayo de regeneración y ablación láser basado en microscopio confocal en células interneuromas de peces cebra

Hair cells are mechanosensory cells that mediate the sense of hearing. These cells do not regenerate after damage in humans, but they are naturally ...