Alle Protokolle wurden von den institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) von der State University of New York Buffalo genehmigt. Eine Darstellung der Methodik mit invasiven und nicht-invasives monitoring ist in Abbildung 1dargestellt.
(1) Tiere
<ol><li>Einsatz Zeit datiert, q-Fieber seronegative, Schwangere Mutterschafe (gemischt-Rasse, Suffolk Dorset Katahdin Rasse) mit fetalen Lämmer 127-143 Tagen Schwangerschaft. Hinweis: Schafe Begriff Schwangerschaftswoche beträgt 145 Tage und 127 Schwangerschaft Lämmer Verhalten sich wie extreme Frühgeburten.</li>
</ol>2. präoperative Vorbereitung
<ol><li>Zurückhalten Sie, Essen von der Ewe 12 h vor der Operation.</li>
	<li>Beruhigen die Ewe mit intravenöse (IV) Diazepam (0,25 bis 1,5 mg/kg) und Ketamin (4 mg/kg).</li>
	<li>Führen Sie die Ewe in seitlichen liegen auf einem Aufzug Wagen.</li>
	<li>Verschieben Sie die Ewe, dorsal liegen auf eine V-Top-OP-Tisch.</li>
</ol>3. Anästhesie
Hinweis: Vor der Kaiserschnitt ist die Ewe mit Diazepam und Ketamin sediert und intubiert gefolgt von kontinuierlichen Einatmen von Isofluran (1 – 4 %). Angemessenheit der Anästhesie wird durch Auswertung der Muskel Ton und Auge Reflexe sowie die kontinuierliche Überwachung der Blut-Sauerstoff-Niveau mit einem Pulsoximeter und die Herzfrequenz überwacht. Während der Instrumentation Lämmer werden unter dem Einfluss der mütterlichen Anästhesie und erhalten Lokalanästhetikum auf Seiten der Instrumentierung.
<ol><li>
Intubation der Ewe mit einer 10,0 mm gefesselt endotracheal Schlauch (ETT). Vorher der ETT durch die Vocal Schnüre 1 – 2 cm über der Manschette. Pumpen Sie die Manschette ETT und binden Sie den ETT um die Schaf Kiefer um es im Ort zu sichern.
	<ol>
<li>Wenn die palpebrale Antwort nicht vorhanden ist, passen Sie die Isofluran (2 – 3 % ist in der Regel ausreichend).</li>
		<li>Bieten Sie künstliche Atemzüge durch konventionelle Beatmung (CMV), mit einem Bruchteil der inspiriert Sauerstoff (FIO2) von 0,21. Legen Sie den Ventilator auf bieten tidalvolumina von 10 – 15 mL/kg.</li>
		<li>Überwachen Sie die Oxyhemoglobin Sättigung kontinuierlich durch ein Pulsoximeter auf die Schaf Zunge gelegt.</li>
		<li>Messen Sie die Ende-Gezeiten Kohlendioxid (Ftmv2) mit einem Capnograph.</li>
		<li>Passen Sie die FIO2 und CMV zu Oxyhemoglobin Sättigung zwischen 90-97 % und ausgeatmete CO2 zwischen 35-45 mm Hg, bzw. pflegen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sichern Sie die Schaf Glieder zu den OP-Tisch mit chirurgischen Verzurren.
	<ol>
<li>Passen Sie den OP-Tisch um umzukehren Trendelenburg-Position, um den Fötus zu entlasten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie eine orogastraler Rohr zu dekomprimieren und gastrischen Inhalt entleeren.</li>
	<li>Ergänzen IV Flüssigkeit (normale Kochsalzlösung oder gesäugt Ringers Lösung) auf 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Legen Sie eine rektale Temperatursonde um kontinuierliche Kerntemperatur zu erhalten.</li>
</ol>(4) Chirurgie
Hinweis: Den Kaiserschnitt und fetalen Verfahren akute Operationen gelten als in denen die Tiere eingeschläfert werden, durch die Gabe von Natrium Pentobarbital 100 mg/kg IV. Mutterschafe werden eingeschläfert, nach der Lieferung der Lämmer und die Lämmer werden nach Abschluss der Experimente eingeschläfert. Sterbehilfe wird durch Asystolie bestätigt. Eine sekundäre Methode der bilateralen Thorakotomie oder Entbluten wird auch eingesetzt. In diesem Fall ist die aseptische Technik nicht während der Operation praktiziert. Mitarbeiter müssen noch während Tierkontakt schützende Kleidung zu tragen.
<ol><li>Rasieren Sie die Wolle aus dem ventralen Bauch.</li>
	<li>
Verwenden der Cautery zu einem 15 – 18 cm Bauchschnitt oberflächlich über die Linea Alba, die Faszie verfügbar zu machen.
	<ol>
<li>Erstellen Sie eine kleine Öffnung in die Bauchhöhle mit einem stumpfen Spitzen Gefäßklemme Druck.</li>
		<li>Pflegen Sie diese Öffnung während der Bauchwand eine stumpfe Spitzen Schere schieben.</li>
		<li>Verwenden Sie die Schere um den Einschnitt der Linea abzuschließen Alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Suchen Sie und exteriorize der fetalen Kopf innerhalb der Gebärmutter aus dem Bauch.
	<ol>
<li>Halten Sie die fetale Kopf mit einer Hand und verwenden Sie die Cautery, um einen 10 cm Schnitt durch die Gebärmutterwand (über das Lamm Stirn) zu machen. Sicherstellen Sie, dass um Keimblätter zu vermeiden.</li>
		<li>Verwenden Sie Babcock Zange, um die Schichten der Gebärmutter und der Plazenta an vier gegenüberliegenden Ecken zusammen Klemmen.</li>
		<li>Setzen Sie das Lamm Kopf durch die Gebärmutter und außerhalb der Ewe Bauch.</li>
		<li>Verlassen der Babcock fasszange Verlegung außerhalb der Bauch während der fetalen Chirurgie.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetale Airway
<ol><li>
Intubation teilweise ausgesetzten fetalen Lamm mit einem 3,5-4,5 mm gefesselt ETT. Vorab die ETT durch die Stimmbänder 1 cm über der Manschette.
	<ol>
<li>Pumpen Sie die Manschette und sichern Sie den ETT eine Nabelschnur Band um das Rohr und dann um den Kopf binden.</li>
		<li>Flüssigkeiten Sie überschüssige fetalen Lunge in den ETT passiv abtropfen lassen, indem Sie den Kopf zur Seite kippen. Dies simuliert Egress der Lunge Flüssigkeit während der wehen.</li>
		<li>Verdecken Sie den ETT um Gasaustausch während keuchend in den asphyktisch Zeitraum zu verhindern.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(6) Hals Schiff Instrumentierung
<ol><li>
Die Wolle zu rasieren und 1 – 2 mL subkutan Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) an allen Standorten der Inzision zu infiltrieren.
	<ol>
<li>Machen zwei Hautschnitte von 3 cm auf jeder Seite des Halses (ca. 6 cm distal zum Kopf) neben der Luftröhre. Die Inzisionen sollten quer am Hals.</li>
		<li>Führen Sie den Schnitt mit der Cautery beim Zelten der Haut, um zu vermeiden, zerfleischte die Tiefenmassage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Faszie mit gebogenen Kelly oder Moskito Pinzette zu trennen.</li>
	<li>
Isolieren Sie den richtigen internen Halsschlagader und rechts gemeinsame Halsschlagader.
	<ol>
<li>Platz zwei 20 cm, 0 seidenen Fäden unter beide Schiffe.</li>
		<li>Lassen Sie 1 cm zwischen den seidenen Fäden (proximal nach distal) Platz.</li>
		<li>Heben Sie vorsichtig jede Naht, rund um das Schiff, oberflächlich, die Durchblutung zu beschränken und machen einen 1 – 2 mm quer Schnitt in das Gefäß mit Iris Chirurgische Schere.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Legen Sie für die Halsschlagader ein vorab gespült Katheter (15-17 G) in der rechten Halsschlagader kaudal in Richtung der Aortenbogen zur Blutdruckmessung und Blutabnahme.
	<ol>
<li>Verwenden Sie die proximale Krawatte, um die Arterie vollständig zu verbinden.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Legen Sie die vorab gespülten Karotis arteriellen Katheter und verwenden Sie den distalen Seiden Faden, um die Arterie und die Katheter mit 3 Knoten zu binden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Einsatz einer ähnlichen Technik, ein vorab gespült Katheter (14 – 16 G) in die Halsschlagader, wiederholen Sie die Schritte 6.3.2–6.3.3 einfügen zu fördern 7 – 10 cm kaudal ruhelagerung innerhalb der thorakalen Einlass (in Richtung der rechten Vorhof). Dies dient zur Verwaltung Flüssigkeit und Medikamente sowie venösen Druckmessungen.<ol>
<li>Überprüfen Sie den Katheter für Durchgängigkeit mit heparinisierten Kochsalzlösung und schließen Sie die Naht-Krawatte mit Hilfe rund um das Schiff und Katheter (mit den proximalen Naht nur) 2 – 3 Knoten.</li>
		<li>Legen Sie den zweiten Katheter (14 – 16 G) ca. 5 cm Rostral, Blut von der zerebralen Durchblutung zu sammeln. Verwenden Sie den gleichen Schnitt für die Platzierung der beiden Kathetern.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 6.5.1 betrifft die distalen Naht und Katheter und dann binden Sie die seidenen Fäden rund um die gegnerischen Linien der Katheter zu verhindern verdrehen sichern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Erweitern Sie den zuvor erstellten Schnitt in T-Form (1 – 2 cm) auf der linken Seite.
	<ol>
<li>Die linke Halsschlagader mit geöffneten gebogene futterzange zu erheben.</li>
		<li>Legen Sie eine 2 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um das Schiff um den Blutfluss zu messen.</li>
		<li>Decken Sie die Durchfluss-Sonde mit einer 1 cm flexible Polymer-Hülse, die Sonde in die Lage zu stabilisieren.</li>
		<li>Legen Sie die Durchfluss-Sonde kabellinie in der t-förmigen Schnitt, so dass das Kabel mit dem Schiff parallel laufen.</li>
		<li>Schließen Sie den Hautschnitt. Binden Sie, um das Kabel, und um eine Schleife des Kabels, um zu vermeiden, den Fluss zu beschränken, wenn gezogen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(7) große Schiff Instrumentierung
<ol><li>Extrahieren der fetalen Lamm um die Brust freizulegen, und bedecken die exponierte Haut mit Polyethylen Wrap um Wärmeverluste zu vermeiden.</li>
	<li>Geben Sie das Lammfleisch in rechts seitlich liegen.</li>
	<li>Positionieren Sie den linken Vorderbein um den Hals an der Operationsstelle aussetzen.</li>
	<li>
Infiltrieren Sie 3 mL Bupivacain Hydrochlorid (0,25 %) entlang der 4th intercostalneuralgie Raum zu und machen Sie einen 6 cm Hautschnitt über der Cautery.
	<ol>
<li>Vorsichtig durchbohren des intercostalneuralgie Muskels mit stumpfen gebogenen Pinzette, Kreis unter der Rippe 3rd und zwischen dem nächsten intercostalneuralgie Raum herauskommen. Achten Sie darauf, nicht die Lunge oder das Herz zu verletzen.</li>
		<li>Öffnen Sie die Halterung für eine vorgeschnittenen Stück 0 Seide und bringt es durch die Rippe einzukreisen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 7.4.1–7.4.2 um die Naht unter der 4th Rippe zu sichern.</li>
		<li>Klemmen Sie die Bande um jede Rippe. Behutsam hochziehen und einen Baumwoll-gespitzten Applikator in der Brust unter den 4th intercostalneuralgie Raum einfügen.</li>
		<li>Verwenden Sie den Applikator-Stick, um die Brust Inhalt zu schützen, während der Cautery intercostalneuralgie Raum in 1 cm für eine endgültige Öffnung von 6-8 cm. Achten Sie darauf, öffnen die Lunge nicht mit in die Rippe Bande gefangen.</li>
		<li>Setzen Sie eine Rippe Streuer in die Brust-Öffnung. Die Truhe öffnet, wird die linken oberen Lappen der Lunge, die wichtigsten Pulmonalarterie (PA) und der Ductus Arteriosus offenbaren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verwenden Sie 2 x 2 Zoll Gazen umhüllen die Lunge und schieben Sie alle exponierten Gewebe Weg von der OP-Bereich.
	<ol>
<li>Verwenden Sie eine kleine manuelle Aufrollvorrichtung, um das Sichtfeld (falls erforderlich) zu verbessern.</li>
		<li>Ort eine Nabelschnur Klebeband (1/4 Zoll Breite, 6 Zoll Länge) eingeweicht in Amnion rund um die großen Gefäße. Einweichen der Nabelschnur Bandes verringert Reibung (und Verletzungen) auf die Gefäßwände.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mit Pinzette, heben Sie das Perikard und entlang der wichtigsten Lungenarterie, kümmert sich nicht um den Vagusnerv Schneiden Schneiden. Verwenden Sie einen Applikator-Stick weiterhin den rechten Vorhof, von störenden mit einem seitlichen Schnitt das Perikard entlang der Vagusnerv.</li>
	<li>
Mit Gemini Pinzette, bewegen Sie sich die Zange langsam von duktalen/PA Kerbe um und hinter der linken PA "einzukreisen" und entstehen auf der anderen Seite der linken PA. Viele empfindliche Gewebe laufen unter diesem Bereich und gehen Sie nur, wenn es keinen Widerstand.
	<ol>
<li>Wenn die Spitze der Zange beobachtet wird, öffnen Sie nur weit genug zu einem Ende des vorbefeuchteten Nabelschnur Bandes greifen. Klemmen Sie mit nur 1 Position im Ort angeklickt zu haben. Es ist möglich, dass umliegendes Gewebe in der Zange auch erwischt werden könnte und wenn fest eingespannt, dass Gewebe mit der Nabelschnur Band Schiff Verletzungen gefangen werden könnten.</li>
		<li>Vorsichtig wieder heraus die Zange, das Band in Position zu ziehen. Dies dient dazu, einen Raum für die Durchfluss-Sonde öffnen und hilft, um die Einfügung der Fluss Sonden (Abbildung 2) zu lenken. Maßnahmen zum Schutz Ihrer Kerbe Teil des Schiffes ist zwingend erforderlich, da dies den empfindlichsten Teil des Gewebes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Legen Sie 4 – 6 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde durch sanft heben die Nabelschnur Band und Führung des (L-Halterung) Metall Teils der Sonde um das Schiff entlang der etablierten Öffnung.
	<ol>
<li>Richten Sie das Band im hinteren Bereich der Sonde zu helfen, setzen Sie das Schiff an Ort und am Ende der L-Halterung ermöglicht die gleitende Schließung zu sichernden zu visualisieren.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass das Schiff > 75 % der Sonde Größe eine enge Passform und genaue Messungen gewährleisten.</li>
		<li>Schneiden Sie vorsichtig die Nabelschnur Bandende in der Nähe der Sonde und ziehen Sie das andere Ende um das Band aus dem Behälter zu entfernen. Das Band wird mit Messungen stören, wenn Sie nicht entfernt werden.</li>
		<li>Tragen Sie Ultraschallgel auf und passen Sie die Position der Sonde und Kabel Signalstärke und Qualität zu verbessern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 7,6 – 7.7.4, wie es um die Platzierung einer 6-8 mm perivaskuläre Durchfluss-Sonde um den Ductus Arteriosus betrifft.</li>
	<li>Schützende 2 x 2-Gaze aus der Brust und der Lungenkrebs neu positionieren.</li>
	<li>Legen Sie eine neue 2 x 2 Gaze um jede Metallbügel der Durchfluss-Sonde die Lunge schützen.</li>
	<li>Schließen Sie die Brust in Schichten mit einer konischen Nadel und 2.0 synthetische Monofile Faden. Sichern Sie die Kabel der Flow-Sonden der Außenhaut mit einer Schleife mit einer Nadel schneiden und 2.0 Seide Naht.</li>
</ol>8. nicht-invasive Messung
<ol><li>Befestigen Sie EKG führt am rechten Achselhöhle, linke Achselhöhle und rechts inguinalen Bereich (drei-Kanal-EKG). Pre- und Post-duktale arteriellen Oxyhemoglobin Sättigung (SpO2) wird mit einem Pulsoximeter bzw. auf dem rechten Vorderbein und entweder Megalosauridae gestellt überwacht. Einen Nah-Infrarot-Spektroskop (NIRS) Monitor über die Stirn mit Fäden und eine undurchsichtige Dressing zu sichern.</li>
</ol>9. die Datenerhebung
<ol><li>Sammeln und Aufzeichnen von Daten mithilfe einer Datenerfassungs-Software. Abbildung 1 illustriert invasiven und nichtinvasiven Parameter einschließlich: arterielle und zentralen venösen Blutdruck, linke gemeinsame Halsschlagader, linke Lungen- und duktale arterielle Blutfluss, EKG, SpO2, NIRS, FTMV2. Hinweis: Die Software und Ausrüstung Set-up für die Datensammlung kann variieren und sprengt den Rahmen dieses Artikels.</li>
</ol>10. experimentelles Protokoll
<ol><li>Verdecken schneiden Sie die Nabelschnur und verschieben Sie das Lamm aus dem mütterlichen Bauch in einem Wärmestrahler.</li>
	<li>Zur Zeit der asphyktisch einfügen eine Nabelschnur Venenkatheter für Adrenalin-Verwaltung (0,01 – 0,03 mg/kg IV / NFP Empfehlungen).</li>
	<li>Legen Sie einen Nabelschnur arteriellen Katheter um Post-duktale arteriellen Blutgase zu sammeln.</li>
	<li>Überwachen Sie das Lamm für bevorstehende Asystolie, definiert als die Abwesenheit von erkannten Karotis Durchfluss und Druck.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass ausreichend Personal zur Verfügung und jede Person, die folgenden Aufgaben widmen: (1) verwalten Lüftungs- und der Atemwege, (2) Herzdruckmassage durchführen, (3) verabreichen Medikamente, (4) zeichnen Sie Blutproben, (5) führen Sie den Code.</li>
	<li>Beginnen Sie Reanimation durch die Bereitstellung von Überdruckbeatmung (PPV) mit einem T-Stück-Beatmungsbeutel bei Drücken von 35/5 cm H2O. Einleitung der 20 min-Timer für experimentelle Reanimation Protokoll.</li>
	<li>
Nach 30 s der Lüftung, beginnen Herzdruckmassage indem man den Daumen und Fingern einer Hand auf gegenüberliegenden Seiten der Brust.
	<ol>
<li>Bieten Sie Herzdruckmassage durch Quetschen der Finger und des Daumens zusammen bis zu einer Tiefe von ca. 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwalten Sie Adrenalin in 3-Minuten-Intervallen.</li>
	<li>Reanimation Bemühungen fortsetzen, bis die Rückkehr der spontanen Zirkulation oder bis zu 20 Minuten.</li>
	<li>Bei Rückkehr der spontanen Zirkulation, kontinuierliche Infusionen (5 cc/kg/h) und Fentanyl (0,5-2,0 Mcg/kg/h; betitelten Wirkung), werden durch den vorher festgelegten Vena venösen Katheter gegeben. Nach 20 min Reanimation Periode ist das Tier eingeschläfert. Wenn Lämmer nicht ROSC von 20 min erreichen, fahren Sie mit Euthanasie.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Wyckoff, M. H., Berg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimizing+chest+compressions+during+delivery-room+resuscitation.">Optimizing chest compressions during delivery-room resuscitation.</a> Semin Fetal Neonatal Med. 13 (6), 410-415 (2008).</li><li>Black, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global,+regional,+and+national+causes+of+child+mortality+in+2008:+a+systematic+analysis.">Global, regional, and national causes of child mortality in 2008: a systematic analysis.</a> Lancet. 375 (9730), 1969-1987 (2010).</li><li>Guglani, L., Lakshminrusimha, S., Ryan, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+tachypnea+of+the+newborn.">Transient tachypnea of the newborn.</a> Pediatr Rev. 29 (11), e59-e65 (2008).</li><li>Brown, M. J., Olver, R. E., Ramsden, C. A., Strang, L. B., Walters, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+adrenaline+and+of+spontaneous+labour+on+the+secretion+and+absorption+of+lung+liquid+in+the+fetal+lamb.">Effects of adrenaline and of spontaneous labour on the secretion and absorption of lung liquid in the fetal lamb.</a> J Physiol. 344, 137-152 (1983).</li><li>Lakshminrusimha, S., Saugstad, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fetal+circulation,+pathophysiology+of+hypoxemic+respiratory+failure+and+pulmonary+hypertension+in+neonates,+and+the+role+of+oxygen+therapy.">The fetal circulation, pathophysiology of hypoxemic respiratory failure and pulmonary hypertension in neonates, and the role of oxygen therapy.</a> J Perinatol. 36 Suppl 2, S3-S11 (2016).</li><li>Wyckoff, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Part+13:+Neonatal+Resuscitation:+2015+American+Heart+Association+Guidelines+Update+for+Cardiopulmonary+Resuscitation+and+Emergency+Cardiovascular+Care.">Part 13: Neonatal Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care.</a> Circulation. 132 (18 suppl 2), S543-S560 (2015).</li><li>Bhatt, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delaying+cord+clamping+until+ventilation+onset+improves+cardiovascular+function+at+birth+in+preterm+lambs.">Delaying cord clamping until ventilation onset improves cardiovascular function at birth in preterm lambs.</a> J Physiol. 591 (Pt 8), 2113-2126 (2013).</li><li>Katheria, A. C., Brown, M. K., Rich, W., Arnell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Providing+a+Placental+Transfusion+in+Newborns+Who+Need+Resuscitation).">Providing a Placental Transfusion in Newborns Who Need Resuscitation).</a> Front Pediatr. 5 (1), (2017).</li><li>Kapadia, V. S., Wyckoff, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drugs+during+delivery+room+resuscitation--what,+when+and+why?.">Drugs during delivery room resuscitation--what, when and why?.</a> Semin Fetal Neonatal Med. 18 (6), 357-361 (2013).</li><li>Barcroft, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Researches on Pre-natal Life. 1, 292 (1946).</li><li>Dawes, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Foetal and Neonatal Physiosolgy. A Comparative Study of the Changes at Birth. , (1968).</li><li>Rudolph, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Congenital Diseases of the Heart: Clinical-Physiological Considerations. , 1-24 (2009).</li><li>Sobotka, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+initial+sustained+inflation+improves+the+respiratory+and+cardiovascular+transition+at+birth+in+preterm+lambs.">An initial sustained inflation improves the respiratory and cardiovascular transition at birth in preterm lambs.</a> Pediatr Res. 70 (1), 56-60 (2011).</li><li>Polglase, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Positive+end-expiratory+pressure+differentially+alters+pulmonary+hemodynamics+and+oxygenation+in+ventilated,+very+premature+lambs.">Positive end-expiratory pressure differentially alters pulmonary hemodynamics and oxygenation in ventilated, very premature lambs.</a> J Appl Physiol (1985). 99 (4), 1453-1461 (2005).</li><li>Lakshminrusimha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+concentration+and+pulmonary+hemodynamics+in+newborn+lambs+with+pulmonary+hypertension.">Oxygen concentration and pulmonary hemodynamics in newborn lambs with pulmonary hypertension.</a> Pediatr Res. 66 (5), 539-544 (2009).</li><li>Lakshminrusimha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+hemodynamics+in+neonatal+lambs+resuscitated+with+21%,+50%+and+100%+oxygen.">Pulmonary hemodynamics in neonatal lambs resuscitated with 21%, 50% and 100% oxygen.</a> Pediatr Res. 62 (3), 313-318 (2007).</li><li>Hooper, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+transition+at+birth:+a+physiological+sequence.">Cardiovascular transition at birth: a physiological sequence.</a> Pediatr Res. 77 (5), 608-614 (2015).</li><li>Vali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Timing+and+Route+of+Epinephrine+in+a+Neonatal+Model+of+Asphyxial+Arrest.">Evaluation of Timing and Route of Epinephrine in a Neonatal Model of Asphyxial Arrest.</a> J Am Heart Assoc. 6 (2), (2017).</li><li>Vali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Chest+Compressions+During+Sustained+Inflations+in+a+Perinatal+Asphyxial+Cardiac+Arrest+Lamb+Model.">Continuous Chest Compressions During Sustained Inflations in a Perinatal Asphyxial Cardiac Arrest Lamb Model.</a> Pediatr Crit Care Med. , (2017).</li><li>Vali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+and+gas+exchange+during+chest+compressions+in+neonatal+resuscitation.">Hemodynamics and gas exchange during chest compressions in neonatal resuscitation.</a> PLoS One. 12 (4), e0176478 (2017).</li><li>Tana, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+Lung+Volume+and+Hemodynamic+Changes+During+High-Frequency+Ventilation+Recruitment+in+Preterm+Neonates+With+Respiratory+Distress+Syndrome.">Determination of Lung Volume and Hemodynamic Changes During High-Frequency Ventilation Recruitment in Preterm Neonates With Respiratory Distress Syndrome.</a> Crit Care Med. 43 (8), 1685-1691 (2015).</li><li>Morin, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ligating+the+ductus+arteriosus+before+birth+causes+persistent+pulmonary+hypertension+in+the+newborn+lamb.">Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb.</a> Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).</li><li>Morin, F. C., Egan, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+hemodynamics+in+fetal+lambs+during+development+at+normal+and+increased+oxygen+tension.">Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension.</a> J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).</li><li>Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+pulmonary+vascular+response+to+oxygen.">Development of pulmonary vascular response to oxygen.</a> Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).</li><li>Rawat, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+resuscitation+adhering+to+oxygen+saturation+guidelines+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. , (2015).</li><li>Chandrasekharan, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+End-Tidal+Carbon+Dioxide+Monitoring+during+Resuscitation+of+Asphyxiated+Term+Lambs.">Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs.</a> Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).</li><li>Lakshminrusimha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+suctioning+improves+gas+exchange+but+not+hemodynamics+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+surgery+rescues+neurological+function+at+birth+in+sheep+with+spina+bifida.">In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida.</a> Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+of+myelomeningocele+in+utero:+a+model+of+functional+damage+from+spinal+cord+exposure+in+fetal+sheep.">Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep.</a> J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).</li><li>Adzick, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+IV.+An+early+gestational+fetal+lamb+model+for+pulmonary+vascular+morphometric+analysis.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis.</a> J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).</li><li>Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+II.+Simulated+correction+permits+fetal+lung+growth+with+survival+at+birth.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth.</a> Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).</li><li>Turley, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrauterine+cardiothoracic+surgery:+the+fetal+lamb+model.">Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model.</a> Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).</li><li>Reddy, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+placement+of+aortopulmonary+shunts.+A+model+of+postnatal+pulmonary+hypertension+with+increased+pulmonary+blood+flow+in+lambs.">In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs.</a> Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).</li><li>Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+3:1+is+superior+to+a+15:2+ratio+in+a+newborn+manikin+model+in+terms+of+quality+of+chest+compressions+and+number+of+ventilations.">The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations.</a> Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).</li><li>Solev&#229;g, A. L., Schm&#246;lzer, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+Chest+Compression+Rate+and+Compression+to+Ventilation+Ratio+in+Delivery+Room+Resuscitation:+Evidence+from+Newborn+Piglets+and+Neonatal+Manikins.">Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins.</a> Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).</li><li>Solev&#229;g, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chest+compressions+in+newborn+animal+models:+A+review.">Chest compressions in newborn animal models: A review.</a> Resuscitation. 96, 151-155 (2015).</li></ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären

Das Lamm-Modell ist vergleichbar mit menschlichen Neugeborenen und ermöglicht einfache Instrumentierung, invasivere hämodynamische Variablen zu messen. Die fetalen/Neugeborenes Lamm-Modell wurde eine unschätzbare Recherche-Tool, das Reich zum Verständnis der Übergang Zirkulation sowie das Neugeborene Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie beigetragen hat. Verschiedene experimentelle Lamm-Modelle wurden im Laufe der Jahre zu studieren eingerichtet optimale Beatmungsstrategien in Frühgeborenen Lämmer<sup class="xref...

Perinatale Asphyxie tritt in ungefähr 4 pro 1.000 Geburten der Begriff in den Vereinigten Staaten und ist verantwortlich für etwa 25 % der 4 Millionen neonatalen Todesfälle weltweit1,2. Während der natürlichen Entwicklung des Fötus erfolgen mehrere Anpassungen während der wehen und bei der Geburt für einen nahtlosen Übergang von der Intra - an die extrauterine Umgebung zu ermöglichen, wenn die Rolle der Plazenta als Organ des Gasaustausches der Lunge übernehmen. Nichterfüllung des Neugeborenen, ausreichend Übergang bei der Geburt weitere Kompromisse wiederbelebende Anstrengungen. Fälle, in denen fetalen Lunge Clearance ist unvollständig oder verzögert3,4und Umstände, die zu einem anhaltend hohen pulmonalen Gefäßwiderstand (PVR)5 Auswirkungen führen die Wirksamkeit der Belüftung, die am meisten bleibt wichtige Maßnahme in der Reanimation des Neugeborenen deuten6. Darüber hinaus führt unmittelbaren Spannen der Nabelschnur und Entfernung der Plazenta niederohmige abrupte Änderungen in der Herzleistung zu, die myokardiale Dysfunktion7,8verursachen können.
Aufgrund der selten erforderlichen aggressiven Reanimation (Herzdruckmassage und/oder Adrenalin Verwaltung notwendig)1,9gibt es keine starken Beweise von großen randomisierten klinischen Studien zur Unterstützung des Aktuelles Wiederbelebung von Neugeborenen (NFP) Programmrichtlinien. Viele translationale Forschung in der Wiederbelebung von Neugeborenen sind Studien mit postnatale Tiermodellen (besonders Ferkel), die nicht adäquat abbilden der Umstellung fetalen Kreislauf und flüssigkeitsgefüllte Lunge des Neugeborenen innewohnt, die Lieferung Zimmer. Angesichts der einzigartigen Herausforderungen im Zusammenhang mit Übergang von fetalen Kreislauf neonatale Zirkulation, eignet sich die perinatale deuten Herzstillstand fetalen Lamm Modell Neugeborenen wiederbelebende Physiologie zu studieren.
Die Studien von Joseph Barcroft auf fetale Lämmer bereits in den 1930er Jahren den Grundstein für fetale und neonatale Physiologie10. In der zweiten Hälfte des20. Jahrhunderts Geoffrey Dawes innovative und sorgfältige Experimente an fetalen Lamm-Modelle, und später die von Abraham Rudolph enorm zur Erkenntnis der Lungen- und Herz-Kreislauf-Physiologie in den Fötus beigetragen haben 11 , 12. in den letzten Jahren haben Studien über fetale/neonatale Lamm Modelle bereitgestellt, ein besseres Verständnis der Auswirkungen der Lüftung am Hämodynamik13,14, die Auswirkungen der Sauerstoffversorgung am PVR15,16, Neben den Kreislauf während Schnur spannen7,17auftretende Änderungen. Zu guter Letzt hat im vergangenen Jahr das Neugeborene Lamm als neuartige Modell zur Untersuchung der hämodynamischen Auswirkungen während der Reanimation18,19,20serviert. Eine detaillierte Erzählung von dem, was engagiert sich bei der Durchführung von einem Lamm-Experiment, sowie eine detaillierte Beschreibung der chirurgischen Besetzungen und die experimentelle Methodik vorgestellt werden.

<table><tbody><tr><td>Babcock forceps</td><td>Miltex</td><td>16-44</td><td></td></tr><tr><td>Blood pressure transducer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Used with saline filled diaphragm domes</td></tr><tr><td>Blunt tipped scissors</td><td>Miltex</td><td>98SCS50-56</td><td></td></tr><tr><td>Capnograph</td><td>Philips</td><td>7900</td><td>Used with Neonatal Flow Sensors</td></tr><tr><td>Cautery pencil</td><td>Valley Lab</td><td>287879</td><td></td></tr><tr><td>Cautery unit</td><td>Valley Lab</td><td>SSE2K</td><td></td></tr><tr><td>Curved Forceps</td><td>Everost</td><td>711714</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition software</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ACK100W</td><td></td></tr><tr><td>EKG</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ECG100C</td><td></td></tr><tr><td>Endotracheal tube -cuffed</td><td>Rusch</td><td>111780035</td><td></td></tr><tr><td>Flow modulator</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>T403</td><td></td></tr><tr><td>Flow-probe</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td></td></tr><tr><td>Gastric tube</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0106LE</td><td>To decompress and drain ewe stomach</td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td>Andis Company</td><td>65340</td><td>&amp;nbsp;# 40 Clipper Blade</td></tr><tr><td>Infant radiant warmer</td><td>GE healthcare</td><td>7810</td><td></td></tr><tr><td>Intravenous catheters</td><td>Becton Dickinson</td><td>381234</td><td></td></tr><tr><td>Iris surgical scissors</td><td>Patterson</td><td>510585</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Foreceps</td><td>Patterson</td><td>510535</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito Forceps</td><td>RICA Surgical Products INC</td><td>1-74</td><td></td></tr><tr><td>Near-infrared spectroscopy</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>X-100M</td><td>Sensmart Equanox &amp;amp; PureSAT</td></tr><tr><td>RSO2 Sensor</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>8004CB-NA</td><td>Neonatal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scalpel handle and blade</td><td>Everost</td><td>707203</td><td></td></tr><tr><td>Sutures -silk 2-0</td><td>Covidien</td><td>SS-695</td><td>Used for tying catheters to vessels</td></tr><tr><td>Sutures -vicryl&amp;nbsp; 2-0</td><td>Ethicon</td><td>J269H</td><td>Used for closing thoracotomy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>T-piece resuscitator</td><td>Neo-Tee</td><td>MCM1050812</td><td></td></tr><tr><td>Umbilical ties</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0025UA</td><td></td></tr><tr><td>Weitlander Retractor</td><td>Miltex</td><td>11-625</td><td></td></tr></tbody></table>

the perinatal asphyxiated lamb model: a model for newborn resuscitation

Geburt Asphyxie entfallen fast 1 Million Todesfälle weltweit pro Jahr und ist eine der Hauptursachen der frühen neonatale Morbidität und Mortalität. Viele Aspekte der aktuellen Leitlinien Wiederbelebung von Neugeborenen bleiben umstritten angesichts der Schwierigkeiten bei der Durchführung von randomisierten klinischen Studien aufgrund der seltenen und oft unvorhersehbare müssen für die umfangreiche Reanimation. Die meisten Studien zur Wiederbelebung von Neugeborenen ergeben sich aus der Prüfpuppe Modelle, die nicht wirklich physiologische Änderungen oder Ferkel, die ihre Lunge Flüssigkeit gelöscht haben und, dass den Übergang von fetalen neonatale Kreislauf abgeschlossen haben. Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Schritt für Schritt Beschreibung zum Erstellen eines perinatalen deuten fetalen Lamm-Modells. Das vorgeschlagene Modell verfügt über einen Übergang Zirkulation und flüssigkeitsgefüllte Lunge, die imitiert menschliche Neugeborene nach der Lieferung, und ist daher ein ausgezeichnetes Tiermodell Neugeborenen Physiologie zu studieren. Eine wichtige Einschränkung zu Lamm Experimenten ist höhere Kosten.

Nach Besetzung der fetalen Lämmer hämodynamische Variablen können aufgezeichnete (Abbildung 3 und Abbildung 4), dann analysiert und interpretiert werden (Abbildung 5). Häufige Blutproben gesammelt werden können, und Abbildung 6 zeigt den pH-Wert und PaCO2 Daten aus einem der Experimente. Gelegentlich, Katheter oder Sonden Strömung können zu Fehlfunktion...

Watch this Scientific Journal Video about The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation at JoVE.com

The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Invasive Instrumentierung des fetalen Lamms bietet genaue physiologische Messungen der Übergang Zirkulation in einem Modell, das genau das neugeborene Kind imitiert.

Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

the-perinatal-asphyxiated-lamb-model-a-model-for-newborn-resuscitation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K Aufrufe.  University of California Davis. Invasive Instrumentierung des fetalen Lamms bietet genaue physiologische Messungen der Übergang Zirkulation in einem Modell, das genau das neugeborene Kind imitiert.

Serie: The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

The Hypoxic Ischemic Encephalopathy Model of Perinatal Ischemia

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe and permanent neuropsychological sequelae, including mental retardation, cerebral palsy, and epilepsy. The outcomes of HIE are devastating and permanent, making it critical to identify and develop therapeutic strategies to reduce brain injury in newborns with HIE. To that end, the neonatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury has been developed to model this human condition. The HIE model was first validated by Vannucci et al 1 and has since been extensively used to identify mechanisms of brain injury resulting from perinatal hypoxia-ischemia 2 and to test potential therapeutic interventions 3,4. The HIE model is a two step process and involves the ligation of the left common carotid artery followed by exposure to a hypoxic environment. Cerebral blood flow (CBF) in the hemisphere ipsilateral to the ligated carotid artery does not decrease because of the collateral blood flow via the circle of Willis; however with lower oxygen tension, the CBF in the ipsilateral hemisphere decreases significantly and results in unilateral ischemic injury. The use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC) to stain and identify ischemic brain tissue was originally developed for adult models of rodent cerebral ischemia 5, and is used to evaluate the extent of cerebral infarctin at early time points up to 72 hours after the ischemic event 6. In this video, we demonstrate the hypoxic-ischemic injury model in postnatal rat brain and the evaluation of the infarct size using TTC staining.

The postnatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury is a well-established model of human neonatal hypoxic ischemic encephalopathy (HIE). In this article, we describe the model of HIE in post-natal rat pups.

Die hypoxische ischämischen Enzephalopathie Model of Perinatal Ischämie

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe ...

Biologie

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to establish human enteroid ex vivo culture systems are important to model intestinal pathophysiology and to study the particular cellular responses involved. In recent years, enteroids from mice and humans are being cultured, passaged, and banked away for future use in several laboratories across the world. This enteroid platform can be used to test the effects of various treatments and drugs and what effects are exerted on different cell types in the intestine. Here, a protocol for establishing primary stem cell-derived small intestinal enteroids derived from neonatal mice and premature human intestine is provided. Moreover, this enteroid culture system was utilized to test the effects of species-specific breast milk. Mouse breast milk can be obtained efficiently using a modified human breast pump and expressed mouse milk can then be used for further research experiments. We now demonstrate the effects of expressed mouse, human, and donor breast milk on the growth and proliferation of enteroids derived from neonatal mice or premature human small intestine.

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

This protocol describes how to establish an enteroid culture system from neonatal mouse or premature human intestine as well as an efficient method to collect milk from mice.

Muttermilch fördert Wachstum der Enteroids: ein Ex-Vivo -Modell der Zellproliferation

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model by introducing cardiac arrest. This enabled us to study the impact of severe asphyxia on key outcomes, including the time taken for the return of spontaneous circulation (ROSC), as well as the effect of chest compressions according to alternative protocols for cardiopulmonary resuscitation. Due to the anatomical and physiological similarities between piglets and human neonates, piglets serve as good models in studies of cardiopulmonary resuscitation and hemodynamic monitoring. In fact, this cardiac arrest model has provided evidence for guideline development through research on resuscitation protocols, pathophysiology, biomarkers, and novel methods for hemodynamic monitoring. Notably, the incidental finding that a substantial fraction of piglets have pulseless electrical activity (PEA) during cardiac arrest may increase the applicability of the model (i.e., it may be used to study pathophysiology extending beyond the perinatal period). However, the model generation is technically challenging and requires various skill sets, dedicated personnel, and a fine balance of the measures, including the surgical protocols and the use of sedatives/analgesics, to ensure a reasonable rate of survival. In this paper, the protocol is described in detail, as well as experiences with adaptations to the protocol over the years.

This piglet model involves surgical instrumentation, asphyxiation until the cardiac arrest, resuscitation, and post-resuscitation observation. The model allows for multiple sampling per animal, and by using continuous invasive arterial blood pressure, ECG, and non-invasive cardiac output monitoring, it provides knowledge about hemodynamics and cardiac pathophysiology in perinatal asphyxia and neonatal cardiopulmonary resuscitation.

Ein perinatales Asphyxie-Modell für Ferkel zur Untersuchung von Herzverletzungen und Hämodynamik nach Herzstillstand, Wiederbelebung und der Rückkehr der Spontanzirkulation

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model ...

Extrakorporale kardiopulmonale Reanimation im Tiermodell nach Herzstillstand

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autor im Rampenlicht: Simulation der pädiatrischen Herzchirurgie anhand eines neonatalen Ferkelmodells

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Die perinatale erstickt Lamm-Modell: Ein Modell für die Neugeborenen-Reanimation

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Die hypoxische ischämischen Enzephalopathie Model of Perinatal Ischämie

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Muttermilch fördert Wachstum der Enteroids: ein Ex-Vivo -Modell der Zellproliferation

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

Ein perinatales Asphyxie-Modell für Ferkel zur Untersuchung von Herzverletzungen und Hämodynamik nach Herzstillstand, Wiederbelebung und der Rückkehr der Spontanzirkulation

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand

Pädiatrisches Tiermodell der extrakorporalen kardiopulmonalen Wiederbelebung nach längerem Kreislaufstillstand