Tutti i protocolli sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) di Buffalo State University of New York. Un'illustrazione della metodologia raffigurante invasiva e il monitoraggio non invasivo è illustrata nella Figura 1.
1. gli animali
<ol><li>Uso tempo-datato, le pecore di sieronegativi, incinte di Q-febbre (razza mixed-Allevi, Suffolk-Dorset-Katahdin) con agnelli fetali alla gestazione di 127 – 143 giorni. Nota: Pecore termine gestazione è 145 giorni e 127 gestazione agnelli si comportano come bambini prematuri estremi.</li>
</ol>2. preparazione pre-chirurgica
<ol><li>Trattenere il cibo da ewe 12 h prima della chirurgia.</li>
	<li>Sedare la pecora con diazepam per via endovenosa (IV) (0,25-1,5 mg/kg) e ketamina (4 mg/kg).</li>
	<li>Guida la pecora in decubito laterale su un carrello elevatore.</li>
	<li>Spostare la pecora in decubito dorsale su un tavolo chirurgico V-top.</li>
</ol>3. anestesia
Nota: Prima della sezione caesarean, la pecora è sedata con diazepam e ketamina e intubata seguita da inalazione continua di isoflurane (1 – 4%). Adeguatezza dell'anestesia è monitorato da valutazione dei riflessi tono e occhio muscolo insieme al monitoraggio continuo del livello di ossigeno del sangue con un ossimetro di impulso e la frequenza cardiaca. Durante la strumentazione, agnelli saranno sotto l'influenza dell'anestesia materno e riceveranno anche un anestetico locale a siti di strumentazione.
<ol><li>
Intubare la pecora con un tubo endotracheale di 10,0 mm cuffed (ETT). Anticipo la ETT attraverso la voce cavi di 1 – 2 cm oltre il bracciale. Gonfiare il bracciale ETT e cravatta ETT intorno mascella di pecora per fissarlo in posizione.
	<ol>
<li>Quando la risposta palpebrale è assente, regolare l'isoflurano (2 – 3% è in genere sufficiente).</li>
		<li>Fornire respiri artificiali di ventilazione meccanica convenzionale (CMV) con una frazione di ossigeno inspirato (FIO2) di 0,21. Impostare il ventilatore per fornire volumi correnti di 10 – 15 mL/kg.</li>
		<li>Monitorare la saturazione ossiemoglobinica continuamente un pulsossimetro collocato sulla linguetta di pecora.</li>
		<li>Misurare l'anidride carbonica fine-di marea (EtCO2) con un capnograph.</li>
		<li>Regolare il FIO2 e CMV per mantenere la saturazione ossiemoglobinica tra 90-97% e nell'aria espirata CO2 tra 35 – 45 mm Hg, rispettivamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fissare gli arti di pecora per il tavolo operatorio con chirurgica tie-downs.
	<ol>
<li>Regolare il tavolo operatorio per invertire la posizione di Trendelenburg per alleviare la pressione sul feto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare un tubo orogastrico per decomprimere e drenare il contenuto gastrico.</li>
	<li>Supplemento IV liquido (soluzione salina o soluzione di lattato Ringers) a 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Inserire una sonda rettale temperatura per ottenere la temperatura interna costante.</li>
</ol>4. chirurgia
Nota: La sezione cesarean e procedure fetale sono considerate interventi chirurgici acuti in cui gli animali sono euthanized attraverso la somministrazione di sodio pentobarbital 100 mg/kg IV. Le pecore sono euthanized successivi alla consegna degli agnelli e gli agnelli sono euthanized dopo il completamento degli esperimenti. L'eutanasia è confermata da asistolia. È anche impiegato un metodo secondario di toracotomia bilaterale o dissanguamento. In questo caso, la tecnica asettica non è praticata durante l'intervento chirurgico. Personale comunque necessario indossare indumenti protettivi durante il contatto animale.
<ol><li>Radere la lana dall'addome ventrale.</li>
	<li>
Utilizzare il cauterio per fare un'incisione superficiale addominale di 15 – 18 cm sopra la linea alba per esporre la fascia.
	<ol>
<li>Creare una piccola apertura nell'addome usando pressione con una pinza emostatica punta smussata.</li>
		<li>Mantenere questa apertura mentre si fa scorrere una forbice punta smussata nella parete addominale.</li>
		<li>Utilizzare le forbici per completare l'incisione della linea alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Individuare ed esternare la testa del feto all'interno dell'utero dall'addome.
	<ol>
<li>Tenere la testa del feto con una mano e utilizzare il cauterio per praticare un'incisione di 10cm tramite la parete uterina (sopra la fronte dell'agnello). Garantire per evitare qualsiasi cotiledoni.</li>
		<li>Utilizzare forcipi Babcock per serrare gli strati dell'utero e placenta insieme ai quattro angoli opposti.</li>
		<li>Esporre la testa dell'agnello attraverso l'utero e di fuori dell'addome di pecora.</li>
		<li>Lasciare il forcipe Babcock posa di fuori dell'addome durante l'ambulatorio fetale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetale delle vie respiratorie
<ol><li>
Intubare parzialmente esposto agnello fetale con un 3,5 – 4,5 mm ammanettato ETT. Avanzare la ETT attraverso le corde vocali 1 cm oltre il bracciale.
	<ol>
<li>Gonfiare il bracciale e fissare i ETT legando un nastro ombelicale attorno al tubo e poi intorno alla testa.</li>
		<li>Permettono di liquido in eccesso del polmone fetale in ETT per drenare passivamente inclinando la testa di lato. Questo simula l'uscita di liquido polmonare durante il travaglio.</li>
		<li>Occludere l'ETT per impedire lo scambio di gas durante ansimante nel periodo asphyxial.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. collo vaso strumentazione
<ol><li>
Radere la lana e infiltrarsi 1 – 2 mL di bupivacaina sottocutaneo cloridrato (0,25%) in tutti i siti di incisione.
	<ol>
<li>Fare due incisioni cutanee di 3 cm su ogni lato del collo (circa 6 cm distalmente alla testa) adiacente alla trachea. Le incisioni dovrebbero trasversale del collo.</li>
		<li>Eseguire l'incisione utilizzando il cauterio mentre tenting la pelle, per evitare di lacerare il tessuto profondo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Separare la fascia usando la pinzetta Kelly o zanzara.</li>
	<li>
Isolare la vena giugulare interna destra e l'arteria carotica comune di destra.
	<ol>
<li>Posto due 20 cm, 0 suture seta sotto entrambe le navi.</li>
		<li>Lasciare uno spazio (prossimale a distale) di 1 cm tra i punti di sutura seta.</li>
		<li>Sollevare delicatamente ogni sutura che è intorno al vaso, superficialmente, per limitare il flusso di sangue e fare un taglio trasversale di 1 – 2 mm nel recipiente utilizzando forbici chirurgiche Iris.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Per l'arteria carotica, inserire un catetere pre-arrossato (15 – 17 G) nell'arteria carotica di destra caudalmente verso l'arco aortico per monitoraggio della pressione arteriosa e il prelievo di sangue.
	<ol>
<li>Usare la fascetta prossimale per legare l'arteria completamente.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Inserire il catetere arterioso carotideo pre-arrossato e utilizzare la sutura Seta distale per legare attorno l'arteria e il catetere con 3 nodi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilizzare una tecnica simile, per inserire un catetere pre-arrossato (14 – 16 G) nella vena giugulare, ripetere i passaggi 6.3.2–6.3.3, anticipo 7 – 10 cm caudalmente per riposare all'interno l'ingresso toracico (verso l'atrio di destra). Questo è utilizzato per la somministrazione di fluidi e farmaci, nonché la misurazione della pressione venosa.<ol>
<li>Controllare il catetere per l'evidenza con soluzione fisiologica eparinizzata e quindi completare la cravatta di sutura attorno alla nave e catetere (con la sutura prossimale solo) usando 2-3 nodi.</li>
		<li>Inserire il catetere secondo (14 – 16 G) circa 5cm rostralmente per raccogliere il sangue dalla circolazione cerebrale. Utilizzare lo stesso taglio per il posizionamento di entrambi i cateteri.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 6.5.1 per quanto concerne la sutura distale e il catetere e poi legare le suture seta intorno le linee avversarie di catetere per fissarli in atto per prevenire la torsione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Estendere l'incisione precedentemente fatta in una forma a T (1-2 cm) sul lato sinistro.
	<ol>
<li>Elevare l'arteria carotide sinistra utilizzando aperti curvi emostatiche.</li>
		<li>Inserire una sonda di flusso 2mm perivascolare intorno alla nave per misurare il flusso di sangue.</li>
		<li>Coprire la sonda di flusso con un manicotto di polimero flessibile di 1 cm per stabilizzare la sonda in posizione.</li>
		<li>Posizionare la linea di cavo sonda di flusso nell'incisione a forma di T, permettendo il cavo eseguire in parallelo con la nave.</li>
		<li>Chiudere l'incisione cutanea. Legare intorno al cavo e intorno un anello del cavo, per evitare di limitare il flusso, se tirato.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. grande vascello strumentazione
<ol><li>Estrarre l'agnello fetale per esporre il petto e coprire la pelle esposta con pellicola di polietilene per evitare perdite di calore.</li>
	<li>Mettere l'agnello in decubito laterale di destra.</li>
	<li>Posizionare l'arto anteriore sinistro intorno al collo per esporre il sito chirurgico.</li>
	<li>
Infiltrarsi in 3 mL di bupivacaina cloridrato (0,25%) lungo i 4th v spazio intercostale e fare un'incisione della pelle di 6 cm utilizzando il cauterio.
	<ol>
<li>Attentamente trafiggere il muscolo intercostale con pinzetta smussata, cerchio sotto la costola 3rd e nascono tra il successivo spazio intercostale. Assicurarsi di non ferire il polmone o il cuore.</li>
		<li>Aprire il morsetto per un pezzo di seta 0 pre-tagliato e portarlo per circondare la nervatura.</li>
		<li>Ripetere i passaggi 7.4.1–7.4.2 per proteggere la sutura sotto il 4th costola.</li>
		<li>Fissare i lacci intorno ogni nervatura. Delicatamente tirare verso l'alto e inserire un applicatore con punta di cotone petto sotto il 4 spazio intercostale dith .</li>
		<li>Utilizzare il bastoncino per proteggere il contenuto di petto mentre usando il cauterio per aprire lo spazio intercostale in 1 cm per un'apertura finale di 6-8 cm. Accertarsi che il polmone non è catturato nei legami della nervatura.</li>
		<li>Posizionare un divaricatore nel petto-apertura. Il petto di apertura rivelerà i lobi superiori sinistro del polmone, l'arteria polmonare principale (PA) e il arteriosus di ductus.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Utilizzare 2 x 2 pollici garze per avvolgere il polmone e spingere delicatamente qualsiasi tessuto esposto dalla zona chirurgica.
	<ol>
<li>Utilizzare un piccolo divaricatore manuale per migliorare il campo visivo (se necessario).</li>
		<li>Posto un nastro ombelicale (1/4 pollici di larghezza, lunghezza 6 pollici) pre-impregnati in amnios intorno ai grandi vasi. Ammollo il nastro ombelicale diminuisce l'attrito (e pregiudizio) sulle pareti del vaso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando il forcipe, sollevare il pericardio e tagliare lungo l'arteria polmonare principale, facendo attenzione a non per tagliare il nervo vagale. Utilizzare un bastoncino per mantenere l'atrio di destra di interferire con un taglio laterale del pericardio lungo il nervo vagale.</li>
	<li>
Usando il forcipe di Gemini, spostare il forcipe lentamente dalla tacca ductal/PA intorno e dietro il PA sinistro per "circondare" ed emergere sul lato opposto dell'AP sinistro. Molti tessuti delicati eseguito in quest'area e procedere solo se non c'è alcuna resistenza.
	<ol>
<li>Quando la punta della pinza è osservata, aprire quanto basta per afferrare un'estremità del nastro ombelicale pre-umidificata. Morsetto con solo 1 posizione cliccato in luogo. È possibile che tessuto circostante potrebbe essere intercettato nel forcipe troppo, e se strettamente bloccato quel tessuto potrebbe essere catturato con il nastro ombelicale con conseguente lesione del vaso.</li>
		<li>Delicatamente indietro il forcipe per tirare il nastro nella posizione. Questo serve ad aprire uno spazio per la sonda di flusso e aiuta a dirigere l'inserimento delle sonde di flusso (Figura 2). Cura di proteggere la tacca porzione di ogni nave è di importanza fondamentale come questa è la parte più fragile del tessuto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Inserire una sonda di flusso 4 – 6 mm perivascolare delicatamente sollevando il nastro ombelicale e guidare la parte metallica (staffa a L) della sonda intorno al vaso lungo l'apertura stabilito.
	<ol>
<li>Diretto il nastro verso il retro della sonda per aiutare la nave nel luogo di seduta e di visualizzare alla fine della L-staffa permettendo la chiusura scorrevole deve essere assicurato.</li>
		<li>Assicurarsi che il vaso è > 75% delle dimensioni sonda per assicurare un flusso stretto fit e preciso misurazioni.</li>
		<li>Accuratamente tagliare l'estremità del nastro ombelicale vicino la sonda e tirare delicatamente l'altra estremità per rimuovere il nastro dalla nave. Il nastro interferirà con misure se non vengono rimossi.</li>
		<li>Applicare il gel per ultrasuoni e regolare la posizione di sonda e cavo per migliorare la qualità e l'intensità del segnale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ripetere i passaggi da 7,6 – 7.7.4 per quanto concerne il posizionamento di un 6-8 mm perivascolare-sonda di flusso intorno il arteriosus di ductus.</li>
	<li>Rimuovere qualsiasi garza 2 x 2 protettivo dal petto e consentire il polmone riposizionare.</li>
	<li>Posto una nuova 2x2 garza intorno ogni staffa metallica della sonda flusso per proteggere il polmone.</li>
	<li>Vicino al petto in strati usando un ago conico e 2.0 sutura monofilamento sintetico. Fissare i cavi delle sonde-flusso per la pelle esterna con un ciclo utilizzando un ago di taglio e sutura seta 2.0.</li>
</ol>8. misura non-invasiva
<ol><li>Collegare cavi di EKG presso il axilla di destra, axilla di sinistra e zona inguinale destra (tre derivazioni ECG). Saturazione ossiemoglobinica arteriosa pre- e post-duttale (SpO2) viene monitorata con un ossimetro di impulso messo sulla zampa anteriore destra ed entrambi hindlimb, rispettivamente. Fissare un monitor spettroscopio vicino infrarosso (NIRS) sopra la fronte con suture e una medicazione opaca.</li>
</ol>9. raccolta dei dati
<ol><li>Raccogliere e registrare i dati utilizzando un software di acquisizione dati. La figura 1 illustra invasivi e non invasiva parametri tra cui: sangue venoso arterioso e centrale di pressione, sinistra comune flusso di sangue arterioso carotideo, sinistra polmonare e duttali, ECG, SpO2, NIRS, ETCO2. Nota: Il set-up software e attrezzature per la raccolta dei dati può variare ed è oltre la portata di questo articolo.</li>
</ol>10. sperimentale protocollo
<ol><li>Occludere e tagliare il cordone ombelicale e spostare l'agnello dall'addome materno in un riscaldatore radiante.</li>
	<li>Durante il periodo di asphyxial, inserire un catetere venoso ombelicale per la somministrazione di epinefrina (0,01-0,03 mg/kg IV, al consigli NRP).</li>
	<li>Inserire un catetere arterioso ombelicale per raccogliere i gas del sangue arterioso post-duttale.</li>
	<li>Monitorare l'agnello per asistolia imminente, che può essere definita come l'assenza di pressione e flusso rilevato carotica.</li>
	<li>Assicurarsi che adeguato personale è disponibile e dedicare ogni persona per le seguenti attività: (1) il gestore di ventilazione e le vie respiratorie, (2) eseguire le compressioni del torace, (3) somministrare i farmaci, (4) prelevare campioni di sangue, (5) portare il codice.</li>
	<li>Iniziare la rianimazione fornendo ventilazione di pressione positiva (PPV) con un raccordo a T pallone rianimatore a pressioni di 35/5 cm H2O. avviare il timer di 20 min per protocollo sperimentale di rianimazione.</li>
	<li>
Dopo 30 s di ventilazione, iniziare le compressioni toraciche mettendo il pollice e le dita di una mano sui lati opposti del torace.
	<ol>
<li>Fornire le compressioni toraciche comprimendo le dita e il pollice insieme ad una profondità di circa 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Somministrare adrenalina a intervalli di 3 minuti.</li>
	<li>Continuare gli sforzi di rianimazione fino al ritorno di circolazione spontanea o fino a 20 min.</li>
	<li>Al ritorno di circolazione spontanea, continui fluidi IV (5 cc/kg/hr) e fentanil (0,5-2,0 mcg/kg/hr; titolato a effetto), vengono rese attraverso il catetere venoso giugulare precedentemente stabilito. Successivamente al periodo di rianimazione di 20 min, l'animale è eutanasia. Se agnelli non realizzare ROSC con 20 min, procedere con l'eutanasia.</li>
</ol>

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<li>Adzick, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+IV.+An+early+gestational+fetal+lamb+model+for+pulmonary+vascular+morphometric+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pediatr+Surg%22%5BJournal%5D)">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis.</a> J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).</li>
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<li>Turley, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrauterine+cardiothoracic+surgery%3A+the+fetal+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model.</a> Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).</li>
<li>Reddy, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+placement+of+aortopulmonary+shunts.+A+model+of+postnatal+pulmonary+hypertension+with+increased+pulmonary+blood+flow+in+lambs%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs.</a> Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).</li>
<li>Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+3%3A1+is+superior+to+a+15%3A2+ratio+in+a+newborn+manikin+model+in+terms+of+quality+of+chest+compressions+and+number+of+ventilations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal+Neonatal+Ed%22%5BJournal%5D)">The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations.</a> Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).</li>
<li>Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+Chest+Compression+Rate+and+Compression+to+Ventilation+Ratio+in+Delivery+Room+Resuscitation%3A+Evidence+from+Newborn+Piglets+and+Neonatal+Manikins%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins.</a> Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).</li>
<li>Solevåg, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chest+compressions+in+newborn+animal+models%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Chest compressions in newborn animal models: A review.</a> Resuscitation. 96, 151-155 (2015).</li>
</ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse di dichiarare

Il modello di agnello è paragonabile per dimensioni ai neonati umani e permette facili strumenti misurare le variabili emodinamiche invasive. Il modello di feto/neonato agnello è stato uno strumento prezioso di ricerca che riccamente ha contribuito alla comprensione della circolazione di transizione, come pure la fisiologia cardiovascolare e polmonare del neonato. Diversi modelli sperimentali di agnello sono stati istituiti nel corso degli anni per studiare strategie di ventilazione ottimale nel pretermine agnelli<sup ...

Asfissia perinatale si verifica in circa 4 per 1000 nati vivi a termine negli Stati Uniti ed è responsabile di circa il 25% delle morti neonatali 4 milioni in tutto il mondo1,2. Durante lo sviluppo naturale del feto, diversi adattamenti devono avvenire durante il travaglio e alla nascita per consentire una transizione senza soluzione di continuità da intra - all'ambiente extrauterina quando prendere i polmoni sul ruolo della placenta come l'organo dello scambio di gas. Qualsiasi guasto del neonato adeguatamente transizione alla nascita di ulteriori compromessi degli sforzi rianimatori. Casi in cui la rimozione del polmone fetale è incompleta o ritardata3,4e le circostanze che provocano un impatto di5 la resistenza vascolare polmonare alta persistente (PVR) l'efficacia della ventilazione, che rimane il più importante intervento nella rianimazione del neonato asfissiato6. Inoltre, bloccaggio immediato del cordone ombelicale e la rimozione della placenta bassa resistenza può portare a cambiamenti improvvisi di gittata cardiaca che possono causare la disfunzione miocardica7,8.
Data l'esigenza infrequente di rianimazione aggressiva (necessità di compressioni toraciche e/o somministrazione di epinefrina)1,9, c'è una mancanza di forte evidenza da grandi studi clinici randomizzati per sostenere la corrente linee guida del programma (NRP) di rianimazione neonatale. Molti studi di ricerca traslazionale in rianimazione neonatale sono condotti utilizzando modelli animali postnatale (specialmente i suinetti) che non riescono a descrivere adeguatamente la transizione circolazione fetale e fluido-riempita polmoni inerenti al neonato la consegna camera. Date le sfide uniche legate alla transizione dalla circolazione fetale alla circolazione neonatale, il modello di agnello fetale perinatale asfittica arresto cardiaco è ideale per studiare la fisiologia resuscitative neonato.
Gli studi condotti da Joseph Barcroft su fetale Agnelli, fin dal 1930, le basi per fisiologia fetale e neonatale10. Nella seconda metà del 20° secolo, esperimenti di innovativi e meticolosi di Geoffrey Dawes su fetale modelli di agnello, e più tardi quelli di Abraham Rudolph hanno contribuito enormemente alla conoscenza della fisiologia cardiovascolare e polmonare nel feto 11 , 12. negli ultimi anni, gli studi sui modelli di agnello fetale/neonatale hanno fornito una migliore comprensione dell'impatto della ventilazione su emodinamica13,14, gli effetti dell'ossigenazione del PVR15,16, così come le modifiche circolatorie che si verificano durante cavo di bloccaggio7,17. Infine, l'anno scorso, l'agnello appena nato ha servito come un nuovo modello per studiare gli effetti emodinamici durante la rianimazione18,19,20. Una narrazione dettagliata di ciò che è coinvolto nella conduzione di un esperimento di agnello, nonché una descrizione dettagliata delle strumentazioni chirurgiche e sarà presentata la metodologia sperimentale.

<table><tbody><tr><td>Babcock forceps</td><td>Miltex</td><td>16-44</td><td></td></tr><tr><td>Blood pressure transducer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Used with saline filled diaphragm domes</td></tr><tr><td>Blunt tipped scissors</td><td>Miltex</td><td>98SCS50-56</td><td></td></tr><tr><td>Capnograph</td><td>Philips</td><td>7900</td><td>Used with Neonatal Flow Sensors</td></tr><tr><td>Cautery pencil</td><td>Valley Lab</td><td>287879</td><td></td></tr><tr><td>Cautery unit</td><td>Valley Lab</td><td>SSE2K</td><td></td></tr><tr><td>Curved Forceps</td><td>Everost</td><td>711714</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition software</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ACK100W</td><td></td></tr><tr><td>EKG</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ECG100C</td><td></td></tr><tr><td>Endotracheal tube -cuffed</td><td>Rusch</td><td>111780035</td><td></td></tr><tr><td>Flow modulator</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>T403</td><td></td></tr><tr><td>Flow-probe</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td></td></tr><tr><td>Gastric tube</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0106LE</td><td>To decompress and drain ewe stomach</td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td>Andis Company</td><td>65340</td><td>&amp;nbsp;# 40 Clipper Blade</td></tr><tr><td>Infant radiant warmer</td><td>GE healthcare</td><td>7810</td><td></td></tr><tr><td>Intravenous catheters</td><td>Becton Dickinson</td><td>381234</td><td></td></tr><tr><td>Iris surgical scissors</td><td>Patterson</td><td>510585</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Foreceps</td><td>Patterson</td><td>510535</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito Forceps</td><td>RICA Surgical Products INC</td><td>1-74</td><td></td></tr><tr><td>Near-infrared spectroscopy</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>X-100M</td><td>Sensmart Equanox &amp;amp; PureSAT</td></tr><tr><td>RSO2 Sensor</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>8004CB-NA</td><td>Neonatal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scalpel handle and blade</td><td>Everost</td><td>707203</td><td></td></tr><tr><td>Sutures -silk 2-0</td><td>Covidien</td><td>SS-695</td><td>Used for tying catheters to vessels</td></tr><tr><td>Sutures -vicryl&amp;nbsp; 2-0</td><td>Ethicon</td><td>J269H</td><td>Used for closing thoracotomy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>T-piece resuscitator</td><td>Neo-Tee</td><td>MCM1050812</td><td></td></tr><tr><td>Umbilical ties</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0025UA</td><td></td></tr><tr><td>Weitlander Retractor</td><td>Miltex</td><td>11-625</td><td></td></tr></tbody></table>

the perinatal asphyxiated lamb model: a model for newborn resuscitation

Asfissia di nascita rappresenta quasi 1 milione di morti in tutto il mondo ogni anno ed è uno delle cause principali di morbilità neonatale precoce e mortalità. Molti aspetti degli attuali orientamenti di rianimazione neonatale rimangono discutibili, tenuto conto delle difficoltà nella conduzione di studi clinici randomizzati a causa della rara e spesso imprevedibile bisogno per rianimazione estesa. Maggior parte degli studi sulla rianimazione neonatale derivano da modelli di manichino che non riescono a riflettere veramente cambiamenti fisiologici o maialino che hanno cancellato il loro liquido polmonare e che hanno completato la transizione da fetale alla circolazione neonatale. Il presente protocollo fornisce una dettagliata descrizione dettagliata su come creare un modello di agnello fetale asfittica perinatale. Il modello proposto ha una circolazione di transizione e fluido-riempita polmoni, che imita i neonati umani dopo il parto e dunque, è un eccellente modello animale per studiare la fisiologia del neonato. Una limitazione importante per esperimenti di agnello è il più alto costo associato.

A seguito di strumentazione degli agnelli fetali, variabili emodinamiche possono essere registrate (Figura 3 e Figura 4), poi analizzato e interpretato (Figura 5). Possono essere raccolti campioni di sangue frequenti, e la figura 6 Mostra il pH e PaCO2 dati da uno degli esperimenti. Occasionalmente, i cateteri o sonde di flusso potrebbero funzionare male o ott...

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The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

La strumentazione invasiva dell'agnello fetale fornisce accurate misure fisiologiche della circolazione transizione in un modello che imita molto attentamente l'infante appena nato.

Il perinatale asfissiati agnello modello: Un modello per la rianimazione del neonato

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K Views.  University of California Davis. La strumentazione invasiva dell'agnello fetale fornisce accurate misure fisiologiche della circolazione transizione in un modello che imita molto attentamente l'infante appena nato.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

Un modello di asfissia neonatale suina

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

The Hypoxic Ischemic Encephalopathy Model of Perinatal Ischemia

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe and permanent neuropsychological sequelae, including mental retardation, cerebral palsy, and epilepsy. The outcomes of HIE are devastating and permanent, making it critical to identify and develop therapeutic strategies to reduce brain injury in newborns with HIE. To that end, the neonatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury has been developed to model this human condition. The HIE model was first validated by Vannucci et al 1 and has since been extensively used to identify mechanisms of brain injury resulting from perinatal hypoxia-ischemia 2 and to test potential therapeutic interventions 3,4. The HIE model is a two step process and involves the ligation of the left common carotid artery followed by exposure to a hypoxic environment. Cerebral blood flow (CBF) in the hemisphere ipsilateral to the ligated carotid artery does not decrease because of the collateral blood flow via the circle of Willis; however with lower oxygen tension, the CBF in the ipsilateral hemisphere decreases significantly and results in unilateral ischemic injury. The use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC) to stain and identify ischemic brain tissue was originally developed for adult models of rodent cerebral ischemia 5, and is used to evaluate the extent of cerebral infarctin at early time points up to 72 hours after the ischemic event 6. In this video, we demonstrate the hypoxic-ischemic injury model in postnatal rat brain and the evaluation of the infarct size using TTC staining.

The postnatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury is a well-established model of human neonatal hypoxic ischemic encephalopathy (HIE). In this article, we describe the model of HIE in post-natal rat pups.

Il modello di encefalopatia ipossico ischemica di ischemia perinatale

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe ...

Biologia

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Un modello di ratto di fibrillazione ventricolare e Rianimazione dal convenzionale chiuso petto Tecnica

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Un modello di Piglet neonatale Hypoxic-ischemica Encefalopatia

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to establish human enteroid ex vivo culture systems are important to model intestinal pathophysiology and to study the particular cellular responses involved. In recent years, enteroids from mice and humans are being cultured, passaged, and banked away for future use in several laboratories across the world. This enteroid platform can be used to test the effects of various treatments and drugs and what effects are exerted on different cell types in the intestine. Here, a protocol for establishing primary stem cell-derived small intestinal enteroids derived from neonatal mice and premature human intestine is provided. Moreover, this enteroid culture system was utilized to test the effects of species-specific breast milk. Mouse breast milk can be obtained efficiently using a modified human breast pump and expressed mouse milk can then be used for further research experiments. We now demonstrate the effects of expressed mouse, human, and donor breast milk on the growth and proliferation of enteroids derived from neonatal mice or premature human small intestine.

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

This protocol describes how to establish an enteroid culture system from neonatal mouse or premature human intestine as well as an efficient method to collect milk from mice.

Latte materno aumenta la crescita di Enteroids: un modello Ex Vivo di proliferazione delle cellule

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Misurazione di contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica Mouse con filo Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model by introducing cardiac arrest. This enabled us to study the impact of severe asphyxia on key outcomes, including the time taken for the return of spontaneous circulation (ROSC), as well as the effect of chest compressions according to alternative protocols for cardiopulmonary resuscitation. Due to the anatomical and physiological similarities between piglets and human neonates, piglets serve as good models in studies of cardiopulmonary resuscitation and hemodynamic monitoring. In fact, this cardiac arrest model has provided evidence for guideline development through research on resuscitation protocols, pathophysiology, biomarkers, and novel methods for hemodynamic monitoring. Notably, the incidental finding that a substantial fraction of piglets have pulseless electrical activity (PEA) during cardiac arrest may increase the applicability of the model (i.e., it may be used to study pathophysiology extending beyond the perinatal period). However, the model generation is technically challenging and requires various skill sets, dedicated personnel, and a fine balance of the measures, including the surgical protocols and the use of sedatives/analgesics, to ensure a reasonable rate of survival. In this paper, the protocol is described in detail, as well as experiences with adaptations to the protocol over the years.

This piglet model involves surgical instrumentation, asphyxiation until the cardiac arrest, resuscitation, and post-resuscitation observation. The model allows for multiple sampling per animal, and by using continuous invasive arterial blood pressure, ECG, and non-invasive cardiac output monitoring, it provides knowledge about hemodynamics and cardiac pathophysiology in perinatal asphyxia and neonatal cardiopulmonary resuscitation.

Un modello di asfissia perinatale da maialino per studiare la lesione cardiaca e l'emodinamica dopo l'arresto cardiaco, la rianimazione e il ritorno della circolazione spontanea

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model ...

Rianimazione cardiopolmonare extracorporea in modello animale dopo arresto cardiaco

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autore in primo piano: Simulazione della cardiochirurgia pediatrica utilizzando un modello di suinetto neonatale

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Il perinatale asfissiati agnello modello: Un modello per la rianimazione del neonato

Riepilogo

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Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato