Diese Arbeit wurde von der National Health and Medical Research Council (NHMRC) von Australien Projektstipendium 1029205, die von der Microsearch Foundation von Australien und von der Myee Codrington Medical Research Foundation.

Vor Beginn der Experimente, die Zustimmung ihrer Animal Care Ethik-Kommission des betreffenden Institution für die geplanten Experimente. Pflegen Mäuse im Einklang mit den Anforderungen Ihrer Einrichtung. Das folgende Protokoll wurde von der Universität Sydney und Royal Prince Alfred Hospital Gremien genehmigt worden. Vor Beginn der Operation sollten alle Geräte sorgfältig gereinigt und durch Eintauchen in 80% Ethanol sterilisiert werden. Einige Institute sehen vor dem Autoklavieren dies kann jedoch feinen mikrochirurgischen Instrumente langfristig beschädigen. Wenn möglich Verwendung sterilen Einweg-Geräte. 1. Anästhesie <ol><li> Anesthetize Maus mit Isofluran in einem verschlossenen Behälter dann legen Sie sie in Rückenlage auf einer Betriebspension, schnell Anschluss Betäubung Nasenkegel. Test-Angemessenheit der Narkose durch Einklemmen des Hinterfußes, um sicherzustellen, gibt es keinen Reflex. </li><li> Rasur die Haut mit einem Skalpell undSterilisation mit 80% Ethanol. Zusätzlich können 2% Chlorhexidin in 70% Isopropylalkohol für Haut Sterilisation verwendet werden. Während der Einleitung der Narkose die Isofluran-Konzentration von 3%, aber diese zu reduzieren, um 1-1,5% für die Wartung. Machen Sie Anpassung dieser Konzentration, regelmäßige Atmung und Herzfrequenz zu halten. Haltetemperatur des Tieres auf einem Heizkissen. </li></ol> 2. Donor Betrieb <ol><li> Machen Sie eine Thorakotomie, um das Herz und die Gefäße, indem die Brust durch beide Seiten des Brustkorbs von der Rippenrand bis zur Achselhöhle, gefolgt von einem Querschnitt auf der Ebene der xiphisternum, eine Brustwandklappe bilden aus. Heben Sie diese Klappe oben neben dem Kopf und stecken es in die Arbeitsplatte. Reißen Sie Herzbeutel, die Herz und Gefäße aus. </li><li> Heben Sie die untere Hohlvene mit einer Pinzette in der einen Hand und mit der anderen spritzen 1 ml kalter Kochsalzlösung Heparin proximal zu Herzen durch die IVC, dann einen kleinen Arterienklemme auf der IVC zur Präventiont Fluss Perfusionslösung zurück durch das Nadelloch. </li><li> Mit Gaze und einem Wattestäbchen, zurückziehen das Herz nach unten, um den aufsteigenden Aorta und Lungenschlagader freizulegen. Passieren eine Klinge aus einem Paar von Mikroschere durch den Kanal (Quer Sinus) hinter dem Bündel von Aorta und Lungenarterie und die Aorta schneiden und Lungenarterie zusammen so weit distal wie möglich, um eine ausreichende Länge für die Anastomose zu gewährleisten. </li><li> Krawatte und teilen die IVC rechten oberen Hohlvene (SVC), links SVC und Lungenvenen mit 6-0 Seidenfaden. Binden Sie die IVC und rechts separat SVC dann einen einzigen Faden hinter dem Herzen, um das linke SVC zusammen mit Lungenvenen umkreisen und binden Sie es. Ernten Sie das Herz aus der Entnahmestelle, indem die Gefäße distal der Krawatten, dann speichern Sie es in kaltes steriler Kochsalzlösung bei 4 ° C bis zur Transplantation. Dies führt zu dem Tod des Spenders durch Ausbluten. </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Anesthetize dieEmpfänger wie oben beschrieben (Abschnitt 1). Sorgfältig rasieren Bauch, um Irritationen zu vermeiden, dann machen Sie einen Bauchschnitt durch Mittellinienschnitt von Schambein bis xiphisternum und Einfahren mit Büroklammern gebogen, um Wundhaken bilden. Wickeln Sie den Darm in warmen steriler Kochsalzlösung getränkte Gaze und zurückziehen, um der oberen rechten Seite des Bauches. </li><li> Um die Infrarot-renalen Aorta und IVC aussetzen, geben sie die gebündelten Segmente der Aorta und IVC von der linken Nierenarterie und Vene in die Iliakalbifurkation, indem sie sie aus den Lenden-Schiffe mit einem Kauterisierungsvorrichtung. Achten Sie darauf, dass das Brenneisen ist bei der richtigen Temperatur und für eine ausreichende Zeit verwendet, um die Gefäßenden zu teilen und zu versiegeln. </li><li> Bewerben kleinen atraumatische Gefäßklemmen an der Aorta und IVC Segmenten distal und proximal. Einen Einschnitt in der vorderen Wand der Aorta, indem zuerst ein Loch mit einer 30 G Nadel Punktieren; schneiden Sie dann einen Einschnitt vertikal mit Mikroschere, um die Größe des Spenders Aorta entsprechen. Spülen Sie die Aorta Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede bl entfernenood Klumpen. </li><li> Bringen Sie das Spenderherz auf die Empfängerstelle mit Gaze in kalten Kochsalzlösung getränkt bedeckt und legen Sie sie mit der rechten Seite des Bauches. Sicherzustellen, dass der Spender Aorta neben dem Einschnitt auf der Empfänger Aorta und der Lungenschlagader positioniert Spender neben dem Empfänger IVC angeordnet. </li><li> Anastomosieren den Spender Aorta Ende-zu-Seite zu dem Empfänger unter Verwendung von Aorta ausgeführt 10-0 Nylonnaht ausgehend von der proximalen Ecke und Nähen entlang der linken Seite bis zum Erreichen der ersten distalen Ecke, in welcher Phase sich das Tier um 180 ° gedreht. Das Spenderherz bewegen sanft auf die linke Seite des Bauches, die rechte Seite der Aorta freizulegen, und weiter durch Vernähen der rechten Seite der Aortawand von dem distalen Ende zu dem proximalen Ende. Vor dem Schließen der Aorten-Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede Gerinnsel und Luft zu entfernen. </li><li> Anastomosieren den Spender Lungenarterie (PA) Ende-zu-Seite mit dem Empfänger IVC. Einen Einschnitt vertisch mit Mikroschere in der Vorderwand der IVC an einer Stelle in Übereinstimmung mit der Arterie Anastomose. Anastomosieren die PA-Donor an Empfänger IVC mit fließendem 10-0 Nylonnaht ausgehend von dem distalen Ende des linken Wand innerhalb des Lumens der IVC. Nach Erreichen des proximalen Endes, weiterhin Nähte entlang der vorderen rechten Seitenwand bis zu dem distalen Ende, um die Anastomose abzuschließen. Vor dem Schließen der Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen zu Blutgerinnseln und keine Luft zu entfernen. </li><li> Vor der Freigabe der Gefäßklemmen, Ort Stücke Gelfoam um die Anastomose Websites und sanften Druck mit einem Watte bis Hämostase erreicht. Zum Zeitpunkt der Revaskularisierung, lassen Sie die distale Klammer, gefolgt von der proximalen Klemme. </li><li> Nach Revaskularisierung gelten warmen Kochsalzlösung bei 37 ° C auf das Transplantat von außen auf seine Genesung zu unterstützen. Das Transplantat beginnt in der Regel sofort und kehrt Flimmern spontan in den Sinusrhythmus innerhalb von ein paar Minuten. Spritzen Sie 0,6 ml warmenKochsalzlösung subkutan Hydratation des Empfängers zu erhalten. Subkutan injizieren Buprenorphin zur Analgesie vor der Beendigung der Operation </li><li> Schließen Sie die Bauchwunde mit einem 5:0-resorbierbaren Nahtmaterial für beide Lauf den Schichten. Beginnen Sie, indem Sie das Innenschicht und weiter auf der Haut. </li></ol> 4. Wiederherstellung und Überwachung Graft <ol><li> Spritzen Sie Ampicillin zur Prophylaxe von Infektionen und platzieren Sie den Empfänger auf einem Heizkissen bei 37 ° C für die Verwertung. Die meisten Tiere erholen sich schnell und werden in der Regel trinken und oft innerhalb von 3 Stunden zu essen. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden, genau prüfen, um Ursache zu ermitteln. Wenn keine offensichtliche Ursache, Behandlung mit Buprenorphin und genau beobachten. Konsultieren Sie einen Tierarzt, wenn die Symptome sind schwere oder anhaltenden mehr als 8 Stunden und betrachten Euthanasie. Wenn nötig, geben weiterhin 12 Stunden Injektionen von Buprenorphin, bis die Symptome zu beheben. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden nach 8 Stunden, 12 geben weiterStunden Injektionen von Buprenorphin, bis sie zu lösen. Wenden Sie den Tierarzt, wenn die Symptome weiterhin für mehr als 48 h und einschläfern, wenn nötig. </li><li> Überwachung Transplantat Herzschlag durch direkte Abtasten des Bauches und notieren Sie die Stärke der Beat als + + + + für eine gesunde Transplantat + für schwachen Beat aufgrund fortgeschrittener Ablehnung und - als nicht zu schlagen durch Abstoßung des Transplantats zu vervollständigen. Überwachung der Mäuse täglich für die ersten 10 Tage, dann 3x pro Woche für die Dauer des Experiments. </li></ol>

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	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Maus Herztransplantation ist eine anspruchsvolle mikrochirurgische Verfahren, die erhebliche chirurgische Geschick zu meistern erfordert. Der schwierigste Aspekt ist der kleine Durchmesser der Gefäße. Darüber hinaus ist es notwendig, den Empfängerbetriebszeit und Blutung zu begrenzen. Die Technik für Herztransplantations-Maus wurde zuerst von Corry et al. im Jahr 1973 und anschließend von Mottram et al 12. Unsere Modifikationen umfassen die folgenden Punkte. Zum einen unmittelbaren Dur...

Tiermodelle der Organtransplantation können wertvolle Informationen für die Verbesserung der Behandlung der klinischen Transplantation Patienten. Mausmodelle sind besonders nützlich für die Untersuchung der Immunmechanismus der Organtransplantatabstoßung oder Annahme durch die breite Palette von genetisch veränderten Mäusen und spezifisch für Mäuse, die nicht für andere Tiermodelle 3.1 verfügbar sind Reagenzien. Eine Herausforderung, mit Maus-Modellen der Transplantation ist die geringe Größe der Spender und Empfänger, die erhebliche technische Fähigkeiten, um zufriedenstellende Ergebnisse zu erreichen erfordert. Eine Technik wurde zuerst für heterotope Transplantation von Herzen in 4 Ratten, die anschließend für Maus Herztransplantation durch Corry et al 5 angepasst wurde beschrieben. Diese Technik involviert Herstellung der Empfänger vor dem Spender Betrieb und keine Perfusion des Spenderherzens, die beide wahrscheinlich das Überleben des transplantierten Herzens oder t kompromittierener Empfänger. Das Verfahren ist weit verbreitet, wie ursprünglich beschrieben, um die Mechanismen der Transplantatabstoßung und Toleranz 6-8 zu prüfen. Andere haben die ursprünglichen Rattenherztransplantation von Ono und Lindsey für Herztransplantationen bei Mäusen 9,10 angepasst. In jüngerer Zeit wurde eine Technik für Maus Herztransplantation, die einige der Probleme mit dem Verfahren Corry et al 11 zugeordnet wand veröffentlicht. Das hier beschriebene Protokoll enthält unser Modifikationen, basierend auf der Methode von Mottram et al 12, die umfassen: in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung Kalt unmittelbar nach Thorakotomie und Durchführen der Spenderoperation vor dem Empfänger die Empfängerbetrieb Betriebszeit zu minimieren. Darüber hinaus verwenden wir kleine atraumatische Gefäßklemmen statt 6-0 Seidenkrawatten. Obwohl Gefäßklemmen haben den Nachteil, nehmen mehr Raum, den sie sind leichter zu kontrollieren als Krawatten, die nicht zu eng oder locker sein sollteund sind weniger einfach, als Klemmen entfernen. Unsere Methode verwendet einen einzigen fortlaufende Naht für Gefäß-Anastomose, obwohl in der ersten Lernstufen eine Alternative ist die Haltefäden an den proximalen und distalen Ecken verwenden, um Gleichmäßigkeit der Nähte zu gewährleisten und so die Durchgängigkeit der Anastomose.

<table><tbody><tr><td>Operating microscope&amp;nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Switzerland</td><td>M651</td><td>10-25X magnification</td></tr><tr><td>Anesthetic machine&amp;nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td><td>Vett3</td><td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Operating board&amp;nbsp;</td><td>Hardware store or office supplier</td><td></td><td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td></tr><tr><td>Heparinized saline (5 U/ml, 4 &amp;deg;C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Normal saline (37 &amp;deg;C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td><td>4538</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on warm pad</td></tr><tr><td>Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (0.05 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Ampcillin (5 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Aspen, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia &amp;amp; Upjohn Co. USA</td><td>801289304</td><td>Cut into small pieces</td></tr><tr><td>High temperature cautery device</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Heating Pad/Right Temp</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microsurgery instruments:&lt;/strong&gt;</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microneedleholders</td><td>Shanghai, China</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (straight tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (curved tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Micromosquito clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Microvessel atraumatic clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

Mäuse werden oft als Herztransplantation Spender und Empfänger in Studien der Transplantationsimmunologie aufgrund der Vielzahl von transgenen Mäusen und Reagenzien zur Verfügung eingesetzt. Eine Schwierigkeit ist aufgrund der geringen Größe des Tieres und der erheblichen technischen Herausforderungen der Mikrochirurgie in der Herztransplantation beteiligt vorgestellt. Insbesondere kann eine hohe Rate von technischen Defekt früh nach der Transplantation des Empfängers Tod und postoperative Komplikationen wie Hinterbeinlähmung oder eines nicht-schlagenden Herzens führen. Hier wird die Technik für die vollständige Maus heterotope Herztransplantation demonstriert, mit Ernten des Spenderherzens und die anschließende Implantation in eine Empfängermaus. Das Spenderherz unmittelbar nach der in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung und Kalttrennung der aufsteigenden Aorta und Lungenarterie entnommen. Der Empfänger beinhaltet die Erstellung der abdominalen Aorta und Vena cava inferior (IVC), gefolgt vonEnd-zu-Seit-Anastomose der Aorta Spender zum Empfänger Aorta unter Verwendung einer einzigen Lauf 10-0 Mikronaht und eine ähnliche Anastomose des Spenders Pulmonalarterie mit dem Empfänger IVC. Nach der Operation wird das Tier wird mit 0,6 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan injiziert und man ließ sie auf 37 ° C Heizkissen erholen. Die Ergebnisse aus 227 Maus Herztransplantationen sind mit einer Erfolgsrate bei 48 h 86,8% zusammengefasst. Von den 13,2% Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch ischämische Verletzungen und / oder Thrombose zu pfropfen, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden .

Nach einer ersten Trainingszeitraum wurden 227 Fälle von Maus heterotopen Herztransplantation in unserer Gruppe analysiert. Die Erfolgsrate innerhalb der ersten 24 Stunden war 90,3% und nach 48 Stunden war 86,8%. Von den 30 (13,2%) Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung und musste eingeschläfert werden, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch Transplantat Ischämie Verletzungen und / oder Thrombose, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden. Einige experimentelle Tran...

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A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.0K Aufrufe.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Serie: A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Forschung

Biologie

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Medizin

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications have been reported since the first description in 1964. After 30 years of performing heterotopic heart transplantation in rats, we have developed a simplified surgical approach, which can be easily taught and performed without further surgical training or background.
After dissection of the ascending aorta and the pulmonary artery and ligation of superior and inferior caval and pulmonary veins, the donor heart is harvested and subsequently perfused with ice-cold saline solution supplemented with heparin. After clamping and incising the recipient abdominal vessels, the donor ascending aorta and pulmonary artery are anastomosed to the recipient abdominal aorta and inferior vena cava, respectively, using continuous running sutures.
Depending on different donor-recipient combinations, this model allows analyses of either acute or chronic rejection of allografts. The immunological significance of this model is further enhanced by a novel approach of in-ear injection of vital cardiac muscle cells and subsequent analysis of draining cervical lymphatic tissue.

We describe a model of heterotopic abdominal heart transplantation in rats, implying modifications of current strategies, which lead to a simplified surgical approach. Additionally, we describe a novel rejection model by in-ear injection of vital cardiac muscle cells, allowing further transplant immunological analyses in rats.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications ...

Immunologie und Infektion

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ transplantation. While the heterotopic vascularized murine cardiac transplantation model was initially utilized in studies of graft rejection using combinations of mismatched inbred mouse strains, access to genetically modified strains and therapeutic modalities can provide powerful new preclinical insights. Fundamentally, the surgical methodology for this technique has not changed since its development, especially with respect to important factors such as aseptic technique, anesthesia, and analgesia, which make material impacts on postsurgical morbidity and mortality. Additionally, improvements in perioperative management are expected to provide improvements in both animal welfare and experimental outcomes. This paper reports upon a protocol developed in collaboration with a subject matter expert in veterinary anesthesia and describes the surgical technique with an emphasis on perioperative management. Additionally, we discuss the implications of these refinements and provide details on troubleshooting critical surgical steps for this procedure.

The present paper describes a modified technique for heterotopic vascularized cardiac transplantation with updated aseptic technique, analgesia, and anesthesia.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...