The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study. Dr. Marbacher was supported by a grant from the Swiss National Science Foundation (PBSKP3-123454). The authors declare no conflict of interests. 
Author contributions to the study and manuscript preparation include the following. Conception and design: SM, JM, JF. Acquisition of data: SM, EA, JF. Analysis and interpretation of data: SM, JF, JM. Drafting the article: SM, JF, JM. Critically revising the article: JH, MN. Statistical analysis: SM, JF. Study supervision: JF, JH, MN.

HINWEIS: Männliche Wistar-Ratten (mittleres Körpergewicht: 356 ± 44 g, 10-14 Wochen alt) wurden in der Tierraum bei 22-24 ° C und 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Pellet-Ernährung, regelmäßige Leitungswasser untergebracht und auch humane Pflege im Einklang mit den Richtlinien des Instituts erhalten. Die Experimente wurden überprüft und vom Ausschuss für Tierschutz an der Universität Helsinki, Finnland zugelassen. HINWEIS: In der folgenden Demonstration unserer chirurgischen Verfahren ist wie folgt: die Ratten Anesthetize Gewichtsangepassten subkutane Injektion von Medetomidin-Hydrochlorid (0,5 mg / kg) und die intraperitoneale Injektion von Ketamin-Hydrochlorid (50 mg / kg). Test für den Mangel an einer Zehenreflex Klemm zu bestätigen, dass die Ratten vollständig betäubt wird. Augensalbe anwenden, Clip die Operationsstelle, und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel, zum Beispiel Chlorhexidin, entweder in Alkohol oder Wasser. Hände waschen, auf Schutzkleidung, eine Kopfhaube und Gesicht zaubernMaske und sterile Handschuhe. Haben einen chirurgischen Assistenten helfen bei der aseptischen Operationsbedingungen und die chirurgische Eigenschaften zu dokumentieren (wie in Tabelle 1 aufgeführt). Überwachen Sie die Tiefe der Narkose alle 15 min während der Operation durch folgende Atemfrequenz, Herzfrequenz, und der Reaktion auf Schmerzreiz (toe Prise Test). Die subkutane Injektion von Buprenorphin (0,03 mg / kg) wurde für postoperative Analgesie gegeben und gegebenenfalls wiederholt alle 12 Stunden. 1. Hardware, Verbrauchsmaterialien und Positionierung <ol><li> Halten Sie die Kleintierchirurgie Zimmer ruhig, aseptisch, und die Raumtemperatur auf 23 ° C +/- 3 zu halten. Um die experimentellen Aneurysmachirurgie der folgende minimale Ausrüstung notwendig ist, durchführen: <ol><li> Verwenden Sie eine Tischplatte Operationsmikroskop idealerweise mit einem Assistenten Umfang und Digital-Mikroskop-Kamera ausgestattet. Verwenden Sie nicht porös wiederverwendbar Betriebsfläche und zu reinigen Instrument Oberfläche, um die Labortisch zu schützen. </li><li&gt; Bereiten Verbrauchsmaterialien wie Hautdesinfektionsmittel, physiologische Kochsalzlösung, kleinere und größere Tupfer und Nahtmaterial einschließlich 9-0 Mikronahtmaterial, einem nicht resorbierbaren 5-0, 3-0 und resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Verwenden Sie die folgenden Standard-OP-Instrumente: Chirurgische Scheren, Pinzetten, Weichteilspreizer oder Wundspreizer, und zwei Mosquito chirurgische Klammern. </li><li> Verwenden Sie ein mikrochirurgisches Instrument Grundsatz, der folgendes beinhaltet: Gebogene Mikronadelhalter, eine gekrümmte und zwei geraden Mikropinzetten, und einen geraden oder gebogenen microscissor. </li><li> Halten Sie die mikrochirurgischen Instrumente in einer Nierenschale mit steriler Kochsalzlösung gefüllt, um das Instrument nicht klebrig und sauber während der Operation zu halten. Die Nierenschale mit Gummimatte oder ein OP-Handschuh, um Schäden an den Spitzen der Mikroinstrumenten verhindern gepolstert. Stellen Sie sicher, dass alle Lieferungen sind steril und das Verfahren wird mit aseptischer Technik nach den aktuellen Empfehlungen für das Überleben der Operation an Labortieren durchgeführt <sup&gt; 8-10. </li><li> Darüber hinaus verwenden Sie einen Gefäß Clipapplikator und drei temporäre atraumatische Gefäßklemmen. Es ist wichtig, daß die verwendeten Klemmen weisen eine geringe Schließkraft, um eine Verletzung der sehr dünnen Wand der Aorta von Ratten zu verhindern. Bereiten auch ein Lineal mit Halbmillimeterskala Bars, einem kleinen farbigen Gummi-Pad, und eine kurze stumpfe Nadel. </li><li> Legen Sie die Ratten in Rückenlage, zu immobilisieren vorne und Hinterpfoten mit chirurgischen Band ohne Anwendung Dehnung oder Kompression auf die Haut und beugen den Rücken mit einem dicken Marker oder Stift Kauter, indem er unter der Holz Bereich des Rückens. Es ist wichtig, so viel wie Lordose der Lendenwirbelsäule möglich ist, um Belichtung und retroperitonealen Zugang zu der infrarenalen Aorta, die mikro Anastomose erleichtert Verbesserung erhalten. Diese Positionierung wird für die Bauch-Aorta Aneurysma Schaffung empfohlen, ist aber für die Thoraxspanentnahme nicht notwendig. </li></ol></li></ol> 2. Graft Ernte <ol><li> Under Vollnarkose, öffnen Sie die Brusthöhle (Start Transplantat Ischämie-Zeit). Tragen Sie eine schädliche Zehe Prise zu bestätigen, dass die Ratte nicht reagiert, bevor Sie mit den folgenden Schritten fortfahren. Durch die Bauchwand midventral geschnitten, identifizieren die Membran direkt über der Leber, und schneiden das Bindegewebe an der Unterseite der Membran, um Zugang zu den Brustkorb zu ermöglichen. Mit großen Scheren, stumpfen Seite nach unten, durch Rippen schneiden nur einen Zentimeter links und rechts der Mittellinie des Brustkorbs und öffnen Sie die Brusthöhle. Die Lungen werden an der rechten Seite des Herzens mobilisiert. Opfern die Ratten durch eine Überdosierung mit intra Injektion von Ketamin hydrochloride.Pulmonary Kofferraum, links subclavia, links Schädel Hohlvene und die azygous Vene mit der Ernte der proximalen Aorta stören. </li><li> Caudal zu den prominenten Venen gibt es eine gute Einstiegspunkt, um die Dissektion der Aorta descendens mit Mikro-Schere und microforceps starten. </li><li> Verfolgen Sie die thorakalen Aorta back von der dorsalen Thoraxwand nach oben, um den Aortenbogen durch sanftes Zurückziehen und stumpfe Dissektion mit dem Mosquito chirurgische Klemme. </li><li> Klemme und dann schneiden Sie die Adern mit einer Schere. Pflegen Sie die Klammern auf die Venen und die Verwendung als Aufroller, um die zugrunde liegenden Aortenbogen aussetzen. </li><li> Legen Sie eine nicht-resorbierbaren 6-0 Seidenligatur knapp über dem ersten Zwischenrippenarterie Verlassen der Aorta. </li><li> Schneiden Sie die absteigende Aorta knapp unterhalb des linken Schlüsselbeinarterie und dann unterhalb der Ligatur. Trimmen kann, um eine senkrecht standardisierten Aneurysma Geometrie erhalten erfolgen oder, wenn nötig, um einen bestimmten Winkel zwischen der Achse und dem Aneurysma der Aorta zu erhalten. Messung des Transplantats in der Breite und Länge. HINWEIS: Geerntet Transplantate können entweder sofort in Empfänger Ratten transplantiert werden oder weiterverarbeitet werden, um Dezellularisierung des Transplantats Wand zu erreichen. Dezellularisiertes Transplantate bei -4 Grad Celsius bis zur Wieder Implantation zu einem späteren Zeitpunkt (Abbildung 1) gespeichert werden. The Dezellularisierung der Aneurysmawand ist gezeigt worden, um das Aneurysma zu vergrößern 11 prädisponieren. </li></ol> 3. Graft Dezellularisierung <ol style="margin-left: 40px;"><li> Gefriertspendertransplantaten in Phosphat-gepufferter Salzlösung bei 4 ° C ist. </li><li> Am nächsten Tag auftauen Transplantate gründlich mit gereinigtem und deionisiertem Wasser bei Raumtemperatur und Inkubation für 10 h bei 37 ° C in 0,1% Natriumdodecylsulfat. </li><li> Schließlich, waschen Sie die Natriumdodecylsulfat-behandelten Transplantate drei Mal mit sanfter Bewegung, wieder einfrieren in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung, und halten Sie bei -4 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 4. Aneurysma Creation <ol style="margin-left: 40px;"><li> Dissektion der Bauchaorta <ol><li> Nachdem das Tier wurde betäubt, Clip das Fell von der Operationsstelle und reinigen Sie die Haut mit einem geeigneten Desinfektionsmittel. Test für den Mangel an einer Zehenklemm Reaktion vor Hautinzision. Starten Sie den Schnitt 1cm proximal zu den Genitalien in midventral Position (Startbetriebszeit). Vorsichtig die Haut von den darunter liegenden Muskeln. Ende Präparation 1-2 cm unter dem Brustbein. </li><li> Vorsichtig, aber fest ziehen Sie die zugrunde liegenden Bauchmuskeln, um Schäden an den darunter liegenden Organe zu vermeiden. Verlängern Sie die Längsschnitt entlang der Linea alba nach oben, um den Schwertfortsatz und am Ende in Richtung Schwanz auf der Ebene der Blase. </li><li> Druck auf die Blase sanft an, um es um den Zugang zu dem Retroperitonealraum erleichtern entleeren. </li><li> Bewegen Sie den Dünndarm und den prominenten Blinddarm nach rechts oder links. Identifizieren Sie die Dickdarm nämlich die absteigend Doppelpunkt links unten auf der Bauchhöhle. </li><li> Schneiden Sie das Band zwischen dem Dünndarm und dem absteigenden Dickdarm in Richtung Schädel breitere Exposition der dorsalen Körperwand zu ermöglichen. Legen Sie eine Wundspreizer, den Darm auseinander zu halten. </li><li> Die ideale Lage des Ende-zu-Seite-Anastomose Aneurysma is auf der Ebene zwischen der Nieren-und iliolumbalen Venen gefunden. Die Bauchaorta liegt retroperitoneal im Fettgewebe eingebettet. Bei der Präparation ein besonderes Augenmerk auf die gepaarten fast transparent Harnleiter und Hodengefäße. </li><li> Wenn weitere Zurückziehen der Darm braucht, soll größer Gaze-Swaps. Die Lendenwirbelsäule Lordose während der Positionierung, indem Sie einen Stift oder Kauter ein ähnliches Objekt unter den unteren Rücken der Ratte induziert, reduziert deutlich die Notwendigkeit der Darm Rückzug. </li><li> Die Bauchseite der dorsalen Körperwand ist mit einer dünnen Bauchfell bedeckt. Sobald diese geöffnet wird, visualisieren die Aorta knapp unterhalb. Bei der sorgfältigen scharfe und stumpfe Dissektion der Bauchaorta von benachbarten großen Venen erfassen nur die Adventitia, um Schäden an der Gefäßwand zu vermeiden. </li><li> Selten entstehen kleine Lendenarterien als segmentale Gefäß von der dorsalen Oberfläche der Bauchaorta und stören Vorbereitung. Ligation und Schneiden des Behälters geb.ded retrograden Nässen während Aneurysma Naht zu vermeiden. Verwendung von gekrümmten Mikro-Pinzette können Ligatur Platzierung in der Tiefe zu erleichtern. </li></ol></li><li> End-zu-Seit-Anastomose <ol><li> Setzen Sie einen farbigen Gummipolster unter der Bauchaorta und polstern sie mit einem kleinen Gaze Tupfer. Entfernen Sie lose Bindegewebe und Adventitia auf der Ebene der geplanten Anastomose. </li><li> Spannen Sie den Bauch-Aorta distal der Anastomose, dann proximalen (Start Aorten-Spannzeit). Dies gewährleistet eine feste Füllung des Behälters und erleichtert die anschließende Arteriotomie. </li><li> Führen Sie die Arteriotomie entweder gerade oder gebogen Mikro-Schere. Ein Mikro-Pinzette hält ein sehr kleines Stück der Gefäßwand zu schneiden eine elliptische Form. </li><li> Spülen Sie die Arterie gründlich mit Kochsalzlösung in beide Richtungen mit einem stumpfen Spitze Nadel. </li><li> Platzieren der ersten beiden Nähte des End-zu-Seit-Anastomose an dem proximalen und distalen Ende der Arteriotomie (Startzeit Anastomose). Vermeiden Greifen der Gefäßwand mit den Mikropinzette, wann immer möglich. Stellen Sie sicher, dass jede Naht wird durch alle Schichten der Gefäßwand platziert. </li><li> Führen Naht entweder als durchgehenden oder unterbrochenen Nähten. Wenn unterbrochen Naht gewählt legen Sie dann zuerst die Rückseite neun Uhr Naht. Anschließende Naht auseinander beginnend benachbart der ersten Naht beabstandet ist. Fassen Sie die Adventitia sorgfältig. Vermeiden Sie jede Quetschung / Greifen der Intima. </li><li> Wenn die Rückwand fertig ist, überprüfen Sie die endoluminale Teil der Anastomose nach verlegten Nähten. Führen die gleichen Verfahren in der gleichen Reihenfolge auf der Vorderseite. Stellen Sie sicher, dass der erste von insgesamt drei Knoten pro Naht ist fest, aber nicht zu eng. </li></ol></li><li> Blutstillung und Verschluss <ol><li> Nachdem das Ende Anastomose abgeschlossen ist (End-Anastomose Zeit), spülen Sie die Website mit Kochsalzlösung und entfernen Sie die distale Klemme erste für Rückstau ermöglichen (Aorten-Klemmende und Endzeit Transplantat Ischämie timich). </li><li> Wenn offensichtlich Blutungen aus Rückfluss eine zusätzliche Stich können erforderlich sein, tritt (Startzeit der Hämostase). Bei kleineren Nässen, Blutstillung zu erreichen mit sanftem Druck über die blutende Stelle mit einem kleinen Stück von einem Gaze-Tupfer. </li><li> Entfernen Sie den proximalen Gefäßklemme, spülen Sie die Anastomose noch einmal, und schneiden Sie die verbleibenden Enden der Ligatur am Aneurysma Kuppel. </li><li> Durchgängigkeit des Aneurysmas durch Beobachtung der Volumenzunahme des Aneurysmas während der Spitzen bestätigen arteriellen Pulswelle. Beurteilen distalen Bauchschlagader Durchgängigkeit durch die direkte &quot;Melken Test&quot;. </li><li> Entfernen Sie die Plastikfolie und die kleine Mulltupfer darunter. Der pulsierende Blut Wirbel innerhalb des Aneurysmas erstellt ist deutlich sichtbar. </li><li> Decken Nahtlinien rund um die Anastomose mit kleinen Stücken von Fettgewebe oder Spongostan für zusätzliche Blutstillung, wenn kleine Nässen noch vorhanden ist (Endzeit der Blutstillung). </li><li> Entfernen Sie die Weichteilspreizer und Tupfer.Legen Sie den Dünndarm, Blinddarm, und der Fettmasse zurück in ihre richtige Position. </li><li> Schließen Sie die Mittellinie Bauchmuskeln mit 5-0, 4-0, 3-0 oder resorbierbaren oder nicht resorbierbaren Nahtmaterial, gefolgt von Hautwundverschluss mit fortlaufenden Naht-Technik mit 3-0 resorbierbaren Naht polyfilen (Ende Betriebszeit). Hinweis: Nach unserer Erfahrung Ratten toleriert resorbierbaren Hautnähte besser als nicht-resorbierbares Nahtmaterial Monofilament. </li></ol></li></ol>

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	<li>Bouzeghrane, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+experimental+intracranial+aneurysm+models:+a+systematic+review.">In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+bilobular,+bisaccular,+and+broad-neck+microsurgical+aneurysm+formation+in+the+rabbit+bifurcation+model+for+the+study+of+upcoming+endovascular+techniques.+AJNR.">Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR.</a> American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).</li><li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+mural+and+bone+marrow-derived+neointimal+cells+to+thrombus+organization+and+wall+remodeling+in+a+microsurgical+murine+saccular+aneurysm+model.">Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model.</a> Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).</li><li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mice+with+a+deletion+in+the+first+intron+of+the+Col1a1+gene+develop+dissection+and+rupture+of+aorta+in+the+absence+of+aneurysms:+high-resolution+magnetic+resonance+imaging.">Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging.</a> at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).</li><li>Oyamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trans-iliac+rat+aorta+stenting:+a+novel+high+throughput+preclinical+stent+model+for+restenosis+and+thrombosis.">Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis.</a> The Journal of surgical research. , 166-191 (2011).</li><li>Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+model+of+in-stent+restenosis:+rat+aortic+stenting.">A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting.</a> Heart. 91, 393-395 (2005).</li><li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occlusion+of+neck+remnant+in+experimental+rat+aneurysms+after+treatment+with+platinum-+or+polyglycolic-polylactic+acid-coated+coils.">Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils.</a> Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=with+the+support+of+the+NC3Rs.">with the support of the NC3Rs.</a> Aseptic Technique in Rodent Surgery. , (2014).</li><li>Bernal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guidelines+for+rodent+survival+surgery.">Guidelines for rodent survival surgery.</a> Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rodent+surgery+for+the+new.">Principles of rodent surgery for the new.</a> , (2011).</li><li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+mural+cells+leads+to+wall+degeneration,+aneurysm+growth,+and+eventual+rupture+in+a+rat+aneurysm+model.">Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model.</a> Stroke. 45, 248-254 (2014).</li><li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remodeling+of+saccular+cerebral+artery+aneurysm+wall+is+associated+with+rupture:+histological+analysis+of+24+unruptured+and+42+ruptured+cases.">Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases.</a> Stroke. 35, 2287-2293 (2004).</li><li>Frosen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Saccular+intracranial+aneurysm:+pathology+and+mechanisms.">Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms.</a> Acta neuropathologica. , 123-773 (2012).</li><li>Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large+and+giant+bifurcation+aneurysm+model+in+canines:+proof+of+feasibility.">A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).</li><li>Sherif, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+venous+pouch+arterial-bifurcation+aneurysms+in+the+rabbit+model:+technical+aspects.">Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).</li><li>Marjamaa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+TOF+MR+angiography+at+4.7+Tesla+for+volumetric+and+morphologic+evaluation+of+coiled+aneurysm+neck+remnants+in+a+rat+model.">High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model.</a> Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben keine finanziellen oder wirtschaftlichen Interesse in einem der Medikamente, Materialien oder Geräte verwendet.

Fortschritte in unserem Verständnis der komplexen Biologie der sackförmige Hirnarterie Aneurysma hängt Analyse von epidemiologischen und klinischen Daten, ergänzt durch Laborstudien an Patientenproben und experimentelle Arbeiten in Tiermodellen 3,12,13. Kleintiere wie Ratten inhärent mit niedrigeren Kosten von Versuchen und dem Gehäuse verbunden ist, und verringerten Bedarf an Spezialgeräten. Eine durchschnittliche Betriebszeit von weniger als 60 Minuten für mikro Schaffun...

Bruch einer sackförmigen Hirnarterie Aneurysma verursacht lebensbedrohliche Blutung, die zu Schlaganfall, bleibende neurologische Schäden oder Tod. Bruch kann entweder durch mikrochirurgische Clipping oder endovaskuläre Aneurysma Okklusion verhindert werden. Eine medizinische Behandlung, um Aneurysma Wachstum und Bruch zu verhindern, ist noch nicht erwiesen. Versuchsmodellen für sackförmige Aneurysmen sind erforderlich, um die Biologie von Aneurysmen und zum Testen neuer therapeutischer Vorrichtungen und Strategien zu studieren. Für diese Zwecke sind mehrere verschiedene Modelle in unterschiedlichen Spezies entwickelt und veröffentlicht 1. Vorzugsweise größer Aneurysma Modelle in Schweinen, Hunden und Kaninchen zur endovaskulären Aneurysma Innovationen in komplexen Architektur 1,2 testen. Murine Aneurysma Modelle, auf der anderen Seite, lassen die Prüfung Forschungsfragen in gentechnisch veränderten Arten 3,4 und erleichtern Klärung Aneurysma Biologie auf zellulärer und molekularerNiveau weit besser als größere Arten 1. Obwohl endovaskulären trans carotis und trans-iliaca-Einsetzungs an Ratten größer begrenzt (&gt; 400-500 g) und Stents kleiner als 2,0 mm und 1,5 mm im Durchmesser 5,6 Stents kann auch durch direkte Einführung in die Aorta abdominalis platziert werden Segment beherbergen die experimentellen Aneurysmen. Frühere Arbeiten mit der Ratte mikro Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell demonstriert die Machbarkeit in der Prüfung Roman embolischen Geräte und ihre Verwendung bei der Untersuchung der molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma 3,7. Viele der aktuell veröffentlichten experimentellen sackförmigen Aneurysmas Modelle erfordern teure Ausrüstung, spezielle Umgebungen (zB sterile OP-Sälen mit Durchleuchtung Fähigkeiten), der interventionellen Radiologie Kompetenz, oder die Verwendung von teuren Arten. Diese Anforderungen schränken die weit verbreitete Verwendung dieser Modelle, und führen zu der Verwendung von verschiedenen Modellen in verschiedenen Laboratorien, worin MFlocken Datenvergleich und Meta-Analyse schwierig, wenn nicht unmöglich. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Tool, das in einer standardisierten Art und Weise in verschiedenen Labors, um vergleichbare Ergebnisse von verschiedenen Institutionen erhalten verwendet werden können, benötigt. Zu diesem Zweck haben wir die Rattenaorta Seitenwand sackförmiges Aneurysma arteriellen Modell erstellt. Das Ziel dieses Berichts ist es, Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung zu präsentieren und wichtige anatomische und chirurgische Eigenschaften für die erfolgreiche Schaffung von mikro Bauch-Aorten-Aneurysmen Seitenwand in der Ratte zu diskutieren.

<table><tbody><tr><td>Medetomidine</td><td></td><td></td><td>Any genericon</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td></td><td></td><td>Any genericon</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td></td><td></td><td>Any genericon</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodium dodecyl sulfate (0.1%)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3-0 resorbable suture</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>&lt;a name=&quot;RANGE!C7&quot;&gt;VCP824G&lt;/a&gt;</td><td></td></tr><tr><td>5-0 non absorbable suture</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>8618G</td><td></td></tr><tr><td>6-0 non absorbable silk suture</td><td>B. Braun, Germany</td><td>C0761060</td><td></td></tr><tr><td>9-0 nylon micro suture</td><td>B. Braun, Germany</td><td>G1118471</td><td></td></tr><tr><td>Spongostan</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>MS0002</td><td></td></tr><tr><td>Operation microscope</td><td>Leica , Germany</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Digital microscope camera</td><td>Sony, Japan</td><td>SSC-DC58AP</td><td></td></tr><tr><td>Standard surgical instruments</td><td>B. Braun, Germany</td><td>Multiple</td><td>See protocol 1.4</td></tr><tr><td>Microsurgical instruments</td><td>B. Braun, Germany</td><td>Multiple</td><td>See protocol 1.5</td></tr><tr><td>Vascular clip applicator</td><td>B. Braun, Germany</td><td>FT495T</td><td></td></tr><tr><td>Temporary vascular clamps</td><td>B. Braun, Germany</td><td>FT250T</td><td></td></tr><tr><td>Graph Pad Prism statistical software&amp;nbsp;</td><td>GraphPad Software, San Diego, California, USA</td><td></td><td>V 6.02 for Windows</td></tr></tbody></table>

the helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model

Experimentelle sackförmigen Aneurysmas Modelle sind für die Prüfung neuartige chirurgische und endovaskuläre Behandlungsmöglichkeiten und Geräte, bevor sie in die klinische Praxis eingeführt werden, erforderlich. Darüber hinaus werden experimentelle Modelle benötigt, um die komplexe Biologie Aneurysma, die zu der sackförmigen Aneurysmen reißen aufzuklären. Mehrere verschiedene Arten von experimentellen Modellen für sackförmige Aneurysmen in verschiedenen Spezies nachgewiesen. Viele von ihnen erfordern jedoch besondere Fähigkeiten, teure Ausrüstung oder spezielle Umgebungen, was ihre weitverbreitete Verwendung einschränkt. Eine einfache, robuste und kostengünstige Versuchsmodell wird als standardisiertes Werkzeug, das in standardisierter Weise in verschiedenen Einrichtungen verwendet werden können, erforderlich. Die mikrochirurgische Ratte Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand Modell kombiniert die Möglichkeit, sowohl neue endovaskuläre Behandlungsstrategien und die molekularen Grundlagen der Biologie Aneurysma in einem standardisierten und preiswert studierenWeise. Standardisierten Transplantate durch Form, Größe und Geometrie von Aorta descendens einer Spenderratte geerntet und dann mit einem syngenen Ratten-Empfänger transplantiert. Aneurysmen sind mit durchgehenden Naht Ende-zu-Seite oder unterbrochen 9-0 Nylonnaht an der infrarenalen Bauchaorta. Wir präsentieren die Schritt-für-Schritt-Handlungsanweisungen, Informationen über notwendige Ausrüstung und diskutieren wichtige anatomische und chirurgische Details für eine erfolgreiche mikro Schaffung eines Bauch-Aorten-Aneurysma Seitenwand in der Ratte.

Ein Pilot-Serie umfasst 14 Ratten. Anschließend wurden insgesamt 84 Tiere wurden nach dem vorgelegten Protokoll für mehrere Forschungsprojekte zwischen März und September 2012 weitere 29 Tiere dienten als Spender für die arterielle sackförmigen Transplantate betrieben. Die übrigen Versuche wurden unter Verwendung vorbehandelt Transplantate geerntet und aus früheren Experimenten mit Ratten des gleichen Geschlechtes, Stammes, Gewicht, Alter und gespeichert. Körpergewicht, Gesamtbetrieb...

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The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Der Rat von Helsinki Mikroseitenwand Aneurysma Modell

Experimental saccular aneurysm models are necessary for testing novel surgical and endovascular treatment options and devices before they are introduced ...

the-helsinki-rat-microsurgical-sidewall-aneurysm-model

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.2K Aufrufe.  University of Helsinki, Helsinki, Finland. Microsurgical sidewall aneurysms in rats are created by end-to-side anastomosis of an aortic graft to the abdominal aorta. We present step-by-step instructions and discuss anatomical and surgical details for successful experimental saccular aneurysm creation.

Serie: The Helsinki Rat Microsurgical Sidewall Aneurysm Model

Microsurgical Venous Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysms in the Rabbit Model: Technical Aspects

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials have shown disappointing long-term results with unacceptable high rates of aneurysm recanalization and delayed aneurysm rupture.2 To overcome these problems, animal experimental studies are crucial for the development of better endovascular devices.3-5
Several animal models in rats, rabbits, canines and swine are available.6-8 Comparisons of the different animal models showed the superiority of the rabbit model with regard to hemodynamics and comparability of the coagulation system and cost-effectiveness.9-11 
The venous pouch arterial bifurcation model in rabbits is formed by a venous pouch sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries (CCA). The main advantage of this model are true bifurcational hemodynamics.12 The major drawbacks are the sofar high microsurgical technical demands and high morbidity and mortality rates of up to 50%.13 These limitations have resulted in less frequent use of this aneurysm model in the recent years. These shortcomings could be overcome with improved surgical procedures and modified peri- and postoperative analgetic management and anticoagulation.14-16 Our techniques reported in this paper demonstrate this optimized technique for microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms.

An optimized technique for the microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms mimicking bifurcation human cerebral aneurysms is described. A venous pouch is sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries. Facilitated microsurgical techniques and aggressive postoperative anticoagulation and analgesia lead to minimized morbidity rates and high aneurysm patency rates.

Mikrochirurgische venöse Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysmen in the Rabbit Modell: Technische Aspekte

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials ...

Forschung

Medizin

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model - Introduction of the Surgical Technique

The steady progess in the armamentarium of techniques available for endovascular treatment of intracranial aneurysms requires affordable and reproducable experimental animal models to test novel embolization materials such as stents and flow diverters. The aim of the present project was to design a safe, fast, and standardized surgical technique for stent assisted embolization of saccular aneurysms in a rat animal model.
Saccular aneurysms were created from an arterial graft from the descending aorta.The aneurysms were microsurgically transplanted through end-to-side anastomosis to the infrarenal abdominal aorta of a syngenic male Wistar rat weighing &#62;500 g. Following aneurysm anastomosis, aneurysm embolization was performed using balloon expandable magnesium stents (2.5 mm x 6 mm). The stent system was retrograde introduced from the lower abdominal aorta using a modified Seldinger technique.
Following a pilot series of 6 animals, a total of 67 rats were operated according to established standard operating procedures. Mean surgery time, mean anastomosis time, and mean suturing time of the artery puncture site were 167 &#177; 22 min, 26 &#177; 6 min and 11 &#177; 5 min, respectively. The mortality rate was 6% (n=4). The morbidity rate was 7.5% (n=5), and in-stent thrombosis was found in 4 cases (n=2 early, n=2 late in stent thrombosis).
The results demonstrate the feasibility of standardized stent occlusion of saccular sidewall aneurysms in rats - with low rates of morbidity and mortality. This stent embolization procedure combines the opportunity to study novel concepts of stent or flow diverter based devices as well as the molecular aspects of healing.

Reproducable experimental animal models are needed for the testing of novel embolization materials, which have been designed to treat endovascular occlusion of intracranial aneurysms (IA). The present study aims to develop a safe and standardized surgical technique for stent assisted embolization of saccular aneurysms in a rat animal model.

Biologisch abbaubare Magnesium Stent-Behandlung von Saccular Aneurysms in einem Rattenmodell - Einführung der Operationstechnik

The steady progess in the armamentarium of techniques available for endovascular treatment of intracranial aneurysms requires affordable and reproducable ...

Neurowissenschaften

Creation of a Rodent Model of Abdominal Aortic Aneurysm by Blocking Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

The adventitial vasa vasorum (VV) provides oxygen and nourishment to the aortic wall. Hypoxia in the aortic wall can cause enlarged abdominal aortic aneurysms (AAAs). This article introduces and describes a standard protocol used to induce AAAs through adventitial VV hypoperfusion created with a combination of polyurethane catheter insertion into the aortic lumen and suture ligation of the infrarenal abdominal aorta.
The protocol involves the use of male rats weighing 300-400 g, which are provided food and water ad libitum. After laparotomy with a ventral midline abdominal incision, exfoliation of the aorta is performed, which blocks blood flow from the perivascular tissue. Aortotomy involving a small incision adjacent to the renal artery branches is performed, and a polyurethane catheter is inserted using an 18-gauge indwelling needle. After repairing the incision, tight ligation of the aorta over the catheter blocks VV blood flow from the proximal direction through the aortic wall without disturbing the aortic blood flow. This technique can induce an AAA with progressive aortic dilatation.
The greatest benefit of this model is that VV hypoperfusion causes tissue hypoxia and the development of an infrarenal AAA, which has morphological and pathological characteristics similar to those of a human AAA.

Polyurethane catheter insertion into the aortic lumen and suture ligation of the aorta induce chronic hypoxia due to hypoperfusion of the adventitial vasa vasorum. This article describes a novel animal model of abdominal aortic aneurysm (AAA) with characteristics similar to those of AAA in humans.

Erstellung eines Nagetier Modells der abdominalen Aortenaneurysma Vaskulogenese Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

The adventitial vasa vasorum (VV) provides oxygen and nourishment to the aortic wall. Hypoxia in the aortic wall can cause enlarged abdominal aortic ...

Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular devices. Animal models respecting rheological, hemodynamic and aneurysm wall conditions are highly warranted. Therefore, the aim of the present study was to design a novel standardized and reproducible surgical technique to create autologous arterial pouch bifurcation aneurysms with non-modified and modified wall conditions in rabbits.
Bifurcation aneurysms were created by end-to-side anastomosis of the right on the left common carotid artery, both serving as parent arteries for the arterial pouch, which was microsurgically sewn on. Grafts were taken from the proximal right common carotid artery, either for the control (n = 7, immediate autologous re-implantation) or modified (n = 7, incubated with 100 international units elastase for 20 minutes before autologous re-implantation) group. Pouch and parent artery patency were controlled by fluorescence angiography immediately after creation. At follow-up (28 days), all rabbits underwent contrast enhanced magnetic resonance angiography and fluorescence angiography followed by aneurysm harvesting, macroscopic and histological evaluation.
A total of 16 female New Zealand White rabbits were operated upon. Two animals died prematurely. At follow-up, 85.72% of all aneurysms remained patent. Both groups revealed an increase in aneurysm size over time; this was more pronounced in the control group (6.48 &#177; 1.81 mm3 at time of creation vs. 19.85 &#177; 6.40 mm3 at follow-up, p = 0.037) than in the modified group (8.03 &#177; 1.08 mm3 at time of creation vs. 20.29 &#177; 6.16 mm3 at follow-up, p = 0.054).
Our findings demonstrate the adequacy of this new rabbit model which allows for the creation of bifurcation aneurysms with different wall conditions in a microsurgical approach. Given the excellent long-term patency and the property of aneurysm growth over time, this model may serve as an important tool for preclinical evaluation of novel endovascular therapies.

Developing and testing endovascular devices for intracranial aneurysm treatment is still of great importance. Most aneurysm models used today miss either the important characteristics of an arterial degenerated wall or the hemodynamics of a true bifurcation. Therefore, we aimed to design a novel arterial pouch bifurcation model in rabbits.

Arterieller Beutel Mikrochirurgisches Bifurkationsaneurysma-Modell im Kaninchen

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. An aneurysm forms as a result of progressive weakening and eventual dilation of the aorta, which can rupture or tear once it reaches a critical diameter. Aneurysms of the descending aorta in the chest, called descending thoracic aortic aneurysms (dTAA), make up a large proportion of aneurysm cases in the United States. Uncontained dTAA rupture is almost universally lethal, and elective repair has a high rate of morbidity and mortality. The purpose of our model is to study dTAA specifically, to elucidate the pathophysiology of dTAA and to search for molecular targets to halt the growth or reduce the size of dTAA. By having a murine model to study thoracic pathology precisely, targeted therapies can be developed to specifically test dTAA. The method is based on the placement of porcine pancreatic elastase (PPE) directly on the outer murine aortic wall after surgical exposure. This creates a destructive and inflammatory reaction, which weakens the aortic wall and allows for aneurysm formation over weeks to months. Though murine models possess limitations, our dTAA model produces robust aneurysms of predictable size. Furthermore, this model can be used to test genetic and pharmaceutical targets which may arrest dTAA growth or prevent rupture. In human patients, interventions such as these could help avoid aneurysm rupture, and difficult surgical intervention.

We describe a surgical protocol to consistently induce robust descending thoracic aortic aneurysms in mice. The procedure involves left thoracotomy, thoracic aorta exposure, and placement of a sponge soaked in porcine pancreatic elastase on the aortic wall.

Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging (MRI)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high mortality rate as well as an uncontrollable volume of SAH and other intracranial complications such as stroke or intracranial hemorrhage. In this protocol, a standardized SAH mouse model is presented, induced by endovascular filament perforation, combined with magnetic resonance imaging (MRI) 24 h after operation to ensure the correct bleeding site and exclude other relevant intracranial pathologies. Briefly, C57BL/6J mice are anesthetized with an intraperitoneal ketamine/xylazine (70 mg/16 mg/kg body weight) injection and placed in a supine position. After midline neck incision, the common carotid artery (CCA) and carotid bifurcation are exposed, and a 5-0 non-absorbable monofilament polypropylene suture is inserted in a retrograde fashion into the external carotid artery (ECA) and advanced into the common carotid artery. Then, the filament is invaginated into the internal carotid artery (ICA) and pushed forward to perforate the anterior cerebral artery (ACA). After recovery from surgery, mice undergo a 7.0 T MRI 24 h later. The volume of bleeding can be quantified and graded via postoperative MRI, enabling a robust experimental SAH group with the option to perform further subgroup analyses based on blood quantity.

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging MRI

Here we present a standardized SAH mouse model, induced by endovascular filament perforation, combined with magnetic resonance imaging (MRI) 24 h after operation to ensure the correct bleeding site and exclude other relevant intracranial pathologies.

Endovaskuläres Perforationsmodell für Subarachnoidalblutungen in Kombination mit Magnetresonanztomographie (MRT)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high ...

Using a Cell-Tracer Injection to Investigate the Origin of Neointima-Forming Cells in a Rat Saccular Side Wall Model

Microsurgical clipping creates a subsequent barrier of blood flow into intracranial aneurysms, whereas endovascular treatment relies on neointima and thrombus formation. The source of endothelial cells covering the endoluminal layer of the neointima remains unclear. Therefore, the aim of the present study was to investigate the origin of neointima-forming cells after cell-tracer injection in the already well-established Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model.
Sidewall aneurysms were created by suturing decellularized or vital arterial pouches end-to-side to the aorta in male Lewis rats. Before arteriotomy with aneurysm suture, a cell-tracer injection containing CM-Dil dye was performed into the clamped aorta to label endothelial cells in the adjacent vessel and track their proliferation during follow-up (FU). Treatment followed by coiling (n = 16) or stenting (n = 15). At FU (7 days or 21 days), all rats underwent fluorescence angiography, followed by aneurysm harvesting and macroscopic and histological evaluation with immunohistological cell counts for specific regions of interest. 
None of the 31 aneurysms had ruptured upon follow-up. Four animals died prematurely. Macroscopically residual perfusion was observed in 75.0% coiled and 7.0% of stented rats. The amount of cell-tracer-positive cells was significantly elevated in decellularized stented compared to coiled aneurysms with respect to thrombus on day 7 (p = 0.01) and neointima on day 21 (p = 0.04). No significant differences were found in thrombus or neointima in vital aneurysms. 
These findings confirm worse healing patterns in coiled compared to stented aneurysms. Neointima formation seems particularly dependent on the parent artery in decellularized aneurysms, whereas it is supported by the recruitment from aneurysm wall cells in vital cell-rich walls. In terms of translation, stent treatment might be more appropriate for highly degenerated aneurysms, whereas coiling alone might be adequate for aneurysms with mostly healthy vessel walls.

We performed a one-point, lipophilic cell-tracer injection to track endothelial cells, followed by an arteriotomy and suturing of sidewall aneurysms on the abdominal rat aorta. Neointima formation seemed dependent on the parent artery in decellularized aneurysms and was promoted by the recruitment from aneurysm wall cells in vital cell-rich walls.

Verwendung einer Zell-Tracer-Injektion zur Untersuchung des Ursprungs von Neointima-bildenden Zellen in einem Rattensack-Seitenwandmodell

Microsurgical clipping creates a subsequent barrier of blood flow into intracranial aneurysms, whereas endovascular treatment relies on neointima and ...

Creation of Two Saccular Elastase-Digested Aneurysms with Different Hemodynamics in One Rabbit

Preclinical animal models with hemodynamic, morphologic, and histologic characteristics close to human intracranial aneurysms play a key role in the understanding of the pathophysiological processes and the development and testing of new therapeutic strategies. This study aims to describe a new rabbit aneurysm model that allows the creation of two elastase-digested saccular aneurysms with different hemodynamic conditions within the same animal.
Five female New Zealand white rabbits with a mean weight of 4.0 (&#177; 0.3) kg and mean age of 25 (&#177;5) weeks underwent microsurgical stump and bifurcation aneurysm creation. One aneurysm (stump) was created by right common carotid artery (CCA) exposure at its origin at the brachiocephalic trunk. A temporary clip was applied at the CCA origin and another, 2 cm above. This segment was treated with a local injection of 100 U of elastase for 20 min. A second aneurysm (bifurcation) was created by suturing an elastase-treated arterial pouch into the end-to-side anastomosis of the right CCA to left CCA. Patency was controlled by fluorescence angiography immediately after creation.
The average duration of surgery was 221 min. The creation of two aneurysms in the same animal was successful in all rabbits without complication. All aneurysms were patent immediately after surgery except for one bifurcation aneurysm, which showed an extreme tissue reaction due to elastase incubation and an immediate intraluminal thrombosis. No mortality was observed during surgery and up to one-month follow-up. Morbidity was limited to a transient vestibular syndrome (one rabbit), which recovered spontaneously within one day.
Demonstrated here for the first time is the feasibility of creating a two-aneurysm rabbit model with stump and bifurcation hemodynamic characteristics and highly degenerated wall conditions. This model allows the study of the natural course and potential treatment strategies on the basis of aneurysm biology under different flow conditions.

This protocol describes the steps for the creation of a rabbit model with two elastase-digested aneurysms with different hemodynamics (stump and bifurcation constellation). This allows the testing of novel endovascular devices in aneurysms with different angioarchitecture and hemodynamic conditions within a single animal.

Erzeugung von zwei sackförmigen Elastase-verdauten Aneurysmen mit unterschiedlicher Hämodynamik bei einem Kaninchen

Preclinical animal models with hemodynamic, morphologic, and histologic characteristics close to human intracranial aneurysms play a key role in the ...

Microsurgical Creation of Giant Bifurcation Aneurysms in Rabbits for the Evaluation of Endovascular Devices

Giant aneurysms are dangerous lesions requiring endovascular treatment, with high rates of aneurysm recanalization and re-rupture. Reliable in vivo models are rare but are required for testing new endovascular devices.&#160;We demonstrate the technical aspects of the creation of giant bifurcation aneurysms in New Zealand white rabbits (2.5-5.5 kg). A 25-30 mm long venous pouch is taken from the external jugular vein, and a bifurcation between both carotid arteries is created microsurgically. The pouch is sutured in the bifurcation to mimic a giant aneurysm. This protocol summarizes our previously published standard technique for venous pouch true arterial bifurcation aneurysms and highlights its essential modification steps for giant aneurysms. Using this modified technique, we were able to create an animal model for giant aneurysms with high comparability to humans regarding the hemodynamics and coagulation systems. Furthermore, low morbidity and high aneurysm patency rates were achieved. The proposed giant aneurysm model offers an excellent possibility for testing new endovascular devices.

Here, we describe the technique for the microsurgical creation of giant bifurcation aneurysms in rabbits for the evaluation of endovascular devices.

Mikrochirurgische Erzeugung von Riesenbifurkationsaneurysmen bei Kaninchen zur Evaluierung endovaskulärer Geräte

Giant aneurysms are dangerous lesions requiring endovascular treatment, with high rates of aneurysm recanalization and re-rupture. Reliable in vivo models ...