Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation (Grant-Nummer 0842701 IOS-CAC) und das National Institute of Health (R00MH080599 BY, R21 NS062313 NC und NS069844 CAC) unterstützt. Wir möchten James Schutt, Emily Han, und Leni Truong für den technischen Support zu bestätigen, und die Bloomington Stock Center für Fluglinien. Alle wurden die Chips in der Nanofabrikation Lurie Einrichtung an der Universität von Michigan hergestellt.

1. Machen die PDMS-Chip Um ein PDMS-Chip von der SU-8-Form zu machen, folgen Sie den Schritten von 1,1 bis 1,7. Wenn ein Chip ist auf-Hand, muss aber für den Einsatz zusammengebaut, mit Schritt 1.8. <ol><li> Mischen Sie 45 g PDMS-Basis und 4,5 g Härter (10:1 Verhältnis) von einem PDMS-Kit in einem kleinen Einweg-Kunststoff-Behälter und mischen Sie sie gründlich mit einem Kunststoff-Rührstab. </li><li> Platzieren des Behälters in einem Vakuumbehälter (z. B. einem Exsikkator) für 10 Minuten, um alle Luftblasen zu entfernen. </li><li> Legen Sie die SU-8-Form an der Unterseite von einem Durchmesser von 150 mm Kunststoffschale und füllen langsam die PDMS-Mischung auf die Form. Achten Sie darauf, um Blasen zu erzeugen, während Gießen der PDMS. </li><li> Cure die PDMS in einem Ofen (oder Inkubator) bei 650 ° C für 4 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die ausgehärtete PDMS/SU-8 Form aus dem Ofen und lassen Sie es für ein paar Minuten abkühlen. </li><li> Mit einer Rasierklinge, schneiden Sie die ausgehärteten PDMS entlang dem Rand der SU-8-Form und trennen es von SU-8-Form. </li><li> Teilen Sie die PDMS-PlattePDMS in einzelne Chips unter Verwendung einer Rasierklinge. </li><li> Mit einer 21 G Nadel Abgabe, stoßen ein Loch in der Vakuumanschluss (in 1A dargestellt) der PDMS-Chip. </li><li> Nehmen Sie eine 23 G Dispensnadel und drehen Sie die Nadelspitze von der Basis ein paar Mal zu brechen die Nadelspitze von der Lock-Ansatz. </li><li> Legen Sie die 23 G Nadelspitze in einem kleinen Stück Polyethylenschlauch, so dass der Schlauch bedeckt mindestens einen Millimeter von der Nadel. Dann nutzen einer Rasierklinge, um die überschüssige Schlauch von der Nadel weg geschnitten. Dies erzeugt einen Kunststoffring, um ein Ende der Nadel, die eine Dichtung geschaffen werden, wenn in der Vakuumeinlaßöffnung eingeführt wird. </li><li> Zur Verwendung mit einem Umkehrmikroskop (Fig. 1B und 2A-B): Legen Sie die 23 G Nadelspitze in die Öffnung des Vakuumanschlusses. Für die Verwendung mit einem aufrechten Mikroskop (1C und 2C-D): Sack ein zweites Loch auf der Seite des PDMS-Chip mit einer 21 G dispensing Nadel, wird diese Öffnung einen Zugang zu der ersten Bohrung von der Seite. Dann legen Sie die 23 G Nadelspitze mit Schlauch-Ring in den Seitenloch. Legen Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband über der Spitze des PDMS-Chip, um das obere Loch (Abbildung 1C) zu versiegeln. </li><li> Nehmen ein Stück Polyethylenschlauch, der etwa 20 cm lang ist. Verbinden einer Seite der Rohrleitung auf der Nadelspitze, die in der Vakuumöffnung eingesetzt ist. </li><li> Die andere Seite der Rohrleitung zu einem der Häfen von einem 3-Wege-Ventil (siehe &#39;3-Wege-Hahn &quot;in der Liste der Materialien) </li><li> Bringen Sie einen 20-ml-Spritze in einen der beiden verbleibenden Ports. Der letzte Port ist für die Umwelt. </li></ol> 2. Mit der Larve Chip für Live-Imaging <ol><li> Reinigen Sie die PDMS-Chip mit transparentem Klebeband. Bringen Sie ein Stück Klebeband an der Unterseite des Chips. Stellen Sie sicher, das Band wird die gesamte Oberfläche PDMS berühren, und dann ziehen Sie das Klebeband. </li><li> Wiederholen Sie den Schritt 2-3x um sicherzustellen, dass es zukeine Partikel oder Öl (aus früheren Experimenten erhalten) auf der Oberfläche des PDMS-Chip. Da die PDMS-Chip ist wiederverwendbar, ist es sehr wichtig, Ölreste zu entfernen, da es die Adhäsion von PDMS an Glas auswirken und zu einer unzureichenden Abdichtung. </li><li> Übertragen frühen (dh Nahrungssuche) 3. Larvenstadium in eine Petrischale Wasser enthält. (Die Nahrungssuche 3. Larvenstadium Larven sind in der Lebensmittel-, anstatt der Seite der Kulturfläschchen). Baden Sie die Larven im Wasser zu Kulturmedium zu entfernen. </li><li> Nehmen Sie ein sauberes Deckglas und legen Sie einen kleinen Tropfen Halocarbonöl 700 in der Mitte. </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig abholen eine saubere, Früh inszeniert 3. Larvenstadium aus dem Wasser (die Larve sollte ~ 3,5-4 mm lang sein). Legen Sie das Tier kurz auf einem leichten Tuch oder Papiertuch, um überschüssiges Wasser zu entfernen, und dann legen Sie es auf den Ölverlust. Der Tropfen sollte klein genug sein, so dass die Luftröhre der Larven nicht beschichtet sein. Lassen Sie die Larve stay auf der Öltropfen für 10 sek. </li><li> Entfernen Sie die Larve aus dem Öltropfen und legen Sie es auf eine saubere Glasdeck dann. </li><li> Übertragen Sie die Larve zu einem anderen Deckglas sauber. Dieser Schritt entfernt überschüssiges Öl. </li><li> Achten Sie auf die Larve Orientierung. Für die Abbildung der Nervenleitung und segmentale Nerven, sollte die Bauchseite Larve auf dem Deckglas sitzen. Seiner dorsalen Seite, gekennzeichnet durch zwei Längs Trachealtuben, sollte nach oben zeigen. Hinweis: Dies ist die Ausrichtung der Larve zieht natürlich. </li><li> Legen Sie vorsichtig die PDMS-Chip auf der Larve. Die Larve sollte Mitte Mitte der Mikrokammer ausgerichtet ist, mit seinem Schwanz in Richtung der Vakuumöffnung ausgerichtet ist. Achten Sie darauf, dass die Larve nicht die Ränder der Kammer zu berühren. Dies ist besonders wichtig für die vorderen und hinteren Luftröhrenanschlüssen. Hinweis: Dieser Schritt wird am besten unter einem Stereomikroskop durchgeführt. </li><li> Drücken Sie die PDMS-Chip gegen die Deckglas, um eine gute Abdichtung zu erreichen. Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völligdurch die Mikrokammer, wenn der PDMS-Chip berührt den Deckglas eingeschlossen. </li><li> Schalten Sie die 3-Wege-Ventil auf, so dass die Spritze Luft aus der PDMS-Mikrokammer (durch die Rohrleitung) zu ziehen, um ein Vakuum zu erzeugen. </li><li> Mit einer Hand halten Sie die PDMS-Chip / Deckglas fest. Mit der anderen Hand den Spritzenkolben zu ziehen. Ziehen 2-2,5 ml Luft, bis ein Widerstand in der Spritze Griff fühlte, um Vakuum zu erzeugen. Das Vakuum erzeugt eine dichte Abdichtung zwischen der PDMS-Chip, Öl und Deck Schnittstellen und die Beweglichkeit der Larve. </li><li> Schaltet das Ventil ab, so dass die PDMS-Chip wird von der Spritze von der Umgebung isoliert. Als Ergebnis wird eine relativ stabile Unterdruckniveau in der Mikrokammer, ohne die Notwendigkeit zum Halten des Spritzenkolbens gehalten. </li><li> Überprüfen Sie die Larve unter dem Stereoskop, um sicherzustellen, dass der gesamte Tierkörper im Inneren der Mikrokammer platziert und dass das Tier unbeweglich. Die Luftröhre sichtbar sein soll. Der Rest derPDMS-Chip soll in Kontakt mit dem Deckglas sein. Hinweis: Siehe Abb. 2E und 2F Beispiele für Tiere in der Chip korrekt immobilisiert. Einige Fehlorientierungen sind in den 2G und 2H gezeigt. </li><li> Legen Sie die Larve Chip (PDMS-Chip + Deckglas) auf dem Mikroskop. Die Larve Chip, der Schlauch und der Spritze sollte sorgfältig behandelt werden, um ein Ablösen des PDMS-Chip aus dem Deckglas zu vermeiden. Für einen aufrechten Mikroskop, fixieren Sie die &#39;top&#39; Seite des Chips auf den Mikroskoptisch mit doppelseitigem Klebeband (Abbildung 1C). </li><li> Verwenden Sie eine Hoch vergrößerndes Objektiv (Öl-Immersion, 40-63X wird empfohlen), um die Struktur (en) des Tieres von Interesse zu finden und führen die Bildgebung. In einigen Fällen kann eine geringere Vergrößerung erforderlich ist, um den gewünschten Bereich für die Abbildung vor dem Umschalten auf eine stärkere Vergrößerung identifizieren. </li><li> Wenn Bildgebung abgeschlossen ist, das Vakuum durch Umschalten des Ventils in die Positiondas heißt zur Umgebung hin offen. </li><li> Lösen Sie die PDMS-Chip aus dem Deckglas. Die Larve sofort beweglich sein. </li><li> Verwenden einer Pinzette, um die Larve aus dem Mikrokammer entfernen und sanft Ort die Larve auf einem Traubensaft Agar-Platte für die Verwertung. </li></ol> 3. Induktion einer Nerv Crush Verletzung Larven segmentalen Nerven <ol><li> Folgen Sie Schritt 2.3 zu isolieren frühen inszenierten 3. Larvenstadium des gewünschten Genotyp. Wie in Schritt 2.3 beschrieben tauchen die Larven im Wasser, um die Nahrung zu entfernen. </li><li> Verwenden Sie ein Standard-fly CO 2-Betäubung entfernt, mit CO 2-Pad gehalten unter einem Stereomikroskop Dissektion, um die Larven zu unterwerfen. Die Larven werden sollte immotile nach der Platzierung auf CO 2-Pad für 1-2 min. </li><li> Jetzt legen Sie eine einzelne Larve narkotisierten auf einen Traubensaft-Agar-Platte unter dem Stereomikroskop. Schalten Sie das Tier Bauchseite bis zu den Bauchmark visualisieren und segmentalen Nerven durch Kutikula ( <strong&gt; Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völlig unbeweglich. </li><li> Mit Dumostar Nummer-5 Pinzetten, kneifen die segmentalen Nerven dicht durch die Kutikula für 5-10 sek. Wenn das richtig gemacht wird, bleibt die Kutikula intakt und die Körperwand nicht durchstoßen wird. Anmerkung: Die Verletzung kann in verschiedenen Positionen entlang der anterior-posterioren Körperachse durchgeführt werden, solange die Bauchmark, der Speicheldrüsen und Darm nicht beschädigt werden. Die effektivste Verletzung Lage ist am Ende der 3. Abdominalsegments, wie in Fig. 3D gezeigt. Verletzung an diesem Ort die Schäden am Nerven und ist am einfachsten zu töten, ohne das Tier zu reproduzieren. </li><li> Nach der Verletzung, schalten Sie das Tier, so dass ihre Bauchseite nach unten auf das Traubenplatte. Es sollte in der Lage, seinen Kopf zu bewegen und zu essen. Wenn die Verletzung erfolgreich war, dann ist die hintere Hälfte der Larve wird gelähmt. </li><li> Halten Sie die verletzten Tiere auf der Traubensaft-Agar-Platte bei 25 &amp;Nr. 176, C für die gewünschte Zeit nach dem Versuchsziel. Für Motoneuronen, beginnt der proximalen Stumpf innerhalb von 8-10 Stunden Verletzungs 14 sprießen, und der distale Stumpf beginnt innerhalb von 6-8 Std. 15 degenerieren. Für die Klasse IV da sensorischen Neuronen, beginnt der proximalen Stumpf in 4-6 Stunden, und der distalen Stumpf Start sprießen in 3-4 Stunden nach der Verletzung degenerieren. Hinweis: Die mit entsprechenden Gal4 Treiber und fluoreszierenden Reporter kann das Sprießen und Degeneration in der Larve Chip beobachtet werden (zum Beispiel siehe Abbildung 6). </li></ol>

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Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Herstellen oder Erhalten der Larve Chip: Die Larve Chip besteht aus einem PDMS-Block (genannt die &quot;PDMS-Chip&quot;) zu einem Deckglas angebracht. Das Protokoll in Schritt 1 beschreibt das Verfahren zur Herstellung und Verwendung Larve Chips, unter der Annahme einer SU-8-Form verfügbar ist. Die SU-8-Form wird durch fotolithographisch Strukturieren einer 140 um dicken SU-8 Fotolackschicht auf einem Silizium-Wafer (für Details siehe Ghannad-Rezaie et al. 12) mikro. Da die Mikrofabrikation des SU-8-Form erfordert den Zugriff auf spezielle Ausrüstung, wir empfehlen es von einem Mikrofabrikationsstätte (zB. LNF die Einrichtung an der Universität von Michigan 14) oder aus einer Gießerei, indem sie ihnen das Chip-Design, die bereitgestellt wird als ergänzende Datei. Wenn man das Design der PDMS-Chip (zB für den Einsatz mit Larven in verschiedenen Größen), eine CAD-Software, die DXF-Dateien (zB Autocad) Griffe ändern will, kann verwendet werden. Ein SU-8 Form kann auch in-house folgenden Anweisungen in Mondal gemacht werden et al. Kann 27 Viele Leser finden es bequemer, einfach eine Probe zu erhalten PDMS-Chip zu versuchen, die Technik vor der Herstellung ihrer eigenen Chips. Dies wird auf Wunsch frei zugänglich gemacht werden. Die Nutzung der mikrofluidischen &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Bildgebung: Das Immobilisierungsverfahren in der Larve Chip vermeidet die Verwendung von Anästhetika, sondern beinhaltet Druck über das Anlegen eines Vakuums, um die Bewegung des Tieres zu beschränken. Während Tiere Immobilisierung auf dem Chip für mehrere Stunden 12, eine kürzere Immobilisierung Zeitraum (5-15 min) überleben wird empfohlen. Das ist genug Zeit für die Abbildung vieler zellulärer Ereignisse von Interesse, einschließlich Änderungen der intrazellulären Kalzium, oder schnellen axonalen Transport. Dies ist auch genügend Zeit für die gewünschten Manipulationen in lebenden Tieren, wie z. B. laserbasierte Mikrochirurgie, Photobleichen und photoconverSion. Um Ereignisse in Längsrichtung über einen längeren Zeitraum in einem einzigen Tier zu studieren, können Tiere in den Chip mehrfach platziert werden und abgebildet, durch Ruhezeiten getrennt. Traubensaft-Agar-Platten sind ideal zum Ausruhen zwischen Imaging-Sitzungen, da sie eine einfache Nahrungsquelle und Feuchtigkeit. Mehrere Imaging-Sitzungen, beeinflussen Überlebens von Larven bis zu einem Grad, da jede Sitzung ein gewisses Risiko für eine Beschädigung des Tieres (siehe Teil 2 der Fehlersuche, unten). Tiere können routinemäßig&gt; 5 Mal im Laufe von zwei Tagen mit einer mehr als 50% Überlebensrate abgebildet werden. Da die Tiere nicht betäubt, gesund und beweglich sind sie sofort nach der Freigabe des Vakuums in den Chip. Es besteht daher keine Notwendigkeit für Erholungszeit zwischen den Bilderzeugungseinheiten, so dass der zeitliche Abstand zwischen den Sitzungen ist flexibel und kann zu den Zielen des Experiments angepasst werden. Fehlersuche: Die häufigste technische istverklagt Larve mit Chip und empfohlenen Lösungen sind die folgenden: (1) Das Tier wird zu viel in Bewegung. Zu viel Mobilität können mit den bildgebenden Ziele stören. Die häufigsten Gründe dafür in der Larve Chip sind a) das Tier ist zu klein für den Chip, oder b) der Unterdruck während der Immobilisierung Schritt aufgebracht gefährdet ist. Die in diesem Protokoll beschriebenen Larve Chip soll für frühe inszeniert 3. Larvenstadium. Die optimale Größe für das Tier ist 3,5-4 mm in der Länge (entlang der anterior-posterioren Achse). Um sicherzustellen, dass der Unterdruck ausreichend ist, ziehen die Spritze 2-2,5 ml, oder bis ein Widerstand in den Griff zu spüren. Ein Hinweis, dass das Vakuum arbeitet, ist, daß kleine Blasen in dem Umfangskanal kann gesehen werden, die sich langsam in Richtung der Vakuumquelle. Ein weiteres Indiz ist, dass das Deckglas sollte immer mit dem Chip zu reisen, wenn der Chip das Heben von oben (und das ist die empfohlene Methode für den Transport der KammerSobald die Larven positioniert ist und das Vakuum eingeschaltet ist). Das Vakuum kann beeinträchtigt werden, wenn sich Risse in dem Schlauch, oder wenn Öl in den Schlauch. Dies kann einfach durch den Austausch des 23 G Abgabe Nadelspitze und Polyethylen-Schlauch 50 (von 1,6 bis 1,14 Schritte) angesprochen werden. (2) Das Tier stirbt nach Bildgebung in den Chip. Das Verfahren soll die minimale Belastung auf das Tier zu verursachen, und Tiere von Wildtyp-Genotyp haben eine&gt; 90% Überlebensrate, selbst nach einer Stunde der Immobilisierung auf dem Chip 12. Da einige Genotypen weniger elastisch, um dem Stress der Chip sein, prüfen Sie zunächst, dass Wildtyp-Tieren (z. B. Kanton S) überleben die Immobilisierung Technik. a) Die häufigste Ursache für die Letalität falsche Positionierung der Larve (siehe Abbildungen 2G-H). Wenn Teile der Nagelhaut, Kopf-oder Luftröhre sind nicht ganz in der Kammer, dann beschädigte während der Immobilisierung werden kann, und eineLarven, die zu groß für den Chip (&gt; 4 mm) ist es weniger wahrscheinlich ist, zu überleben. b) Eine weniger häufige Ursache für Letalität ist die Verwendung von zu viel Druck oder Vakuum beim Laden des Chips. Wenn sie richtig in dem Chip positioniert ist, wird der Druck durch das Vakuum erzeugt wird gut vertragen. Doch übermäßiger Druck, entweder aus dem Vakuum oder in der Anfangsphase der Positionierung des Tieres kann ein Problem sein. Am besten ist es, den Grad der Druck empirisch durch Versuche mit Wildtyp-Larven in der richtigen Größe notwendig zu lernen. c) Wenn zu viel Halocarbonöl deckt Luftröhre des Tieres das Tier möglicherweise haben Probleme mit der langfristigen Überlebens. Das Öl spielt mehrere wichtige Rollen in der Chip: es ist wichtig für die Erzeugung des Vakuums, die Optik bei der Abbildung, und es wirkt Austrocknung in den Chip. Jedoch überschüssige Öl zu vermeiden. (Dies kann auch zu führen, in der Öl-Schlauch und Spritze, Kompromisse bei der Vakuum). Die vorgeschlagenen Protokoll Mäntel nur der Bauchseite der Larve mit Öl, dann removes überschüssige Öl durch die Platzierung der Larve auf ein sauberes Deckglas vor der Übertragung auf die endgültige Deckglas für die Bildgebung. d) Phototoxizität von der Bildgebungssitzung erlebt werden. Wie bei jedem Live-Imaging-Anwendung, ist es ideal, um kurze Belichtungszeiten mit geringer Intensität Laserlicht, das am besten mit einer hochempfindlichen Kamera oder Detektor erreicht wird, verwenden. Versuchen Sie, Beleuchtung mit UV-Licht zu minimieren, einschließlich Breitspektrum-Licht erzeugt durch Hg-Lichtquellen. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Da diese Methode nicht Anästhetika zu nutzen, setzt das Herz des Tieres zu schlagen. Das schafft eine gewisse unvermeidbare Mobilität, die Bildgebung in einigen Orten mehr als andere betroffen. Die Beispiele hier zeigen, dass das Bauchmark, segmentalen Nerven und Körperwand kann leicht ohne Störung durch den Herzschlag abgebildet werden. In Fällen, in denen der Herzschlag Bildgebung betrifft, können die regelmäßigen Bewegungen manchmal mit korrigiert werdenin der Analyse-Software (zum Beispiel die Bildstabilisator-Plugin für ImageJ). Das funktioniert gut, wenn einzelne Objekte werden auf einer schnellen Zeitskala (zB ~ 1 um / s für den schnellen axonalen Transport) oder auf einem sehr langsamen Zeitskala (Minuten bis Stunden) bewegt. Allerdings, wenn das Objekt (e) von Interesse bewegen sich mit einer Reihe von Geschwindigkeiten und Richtungen, kann es schwieriger sein, für die Heartbeat-induzierte Bewegungen zu korrigieren. Ein weiteres Problem ist leichter Variabilität in der Optik von Tier zu Tier oder zwischen mehreren Bild Sitzungen des gleichen Tieres in den Chip. Je tiefer das Objekt von Interesse ist im Tier, desto größer ist diese Veränderung sein wird. Segment Nerven und das Bauchmark sind in der Regel zu tief im Tier dann in regelmäßigen Mikroskop abgebildet werden. Der milde Druck in der Larve Chip erlebt schiebt diese Strukturen jedoch sehr nah an der Nagelhaut und Deckglas. Der genaue Abstand dieser Strukturen aus dem Deckglas werden kleine Abweichungen von tr habenial vor Gericht. Die Variation für Objekte schließen die Kutikula, wie die Zellkörper der sensorischen Neuronen, ist geringer. Es ist daher wichtig, insbesondere für Messungen der Intensität, um eine große Anzahl von Tieren und unabhängigen Versuchen zur Berücksichtigung der Variabilität in der Optik verwenden. Während die hier gezeigten Beispiele haben sich auf Prozesse in Nervenzellen konzentriert, sollte der Ansatz zugänglich für jede Struktur in dem Tier, das innerhalb der Fokustiefe des Mikroskopobjektivs bringbar Bildgebung. Dies schließt die Schuppenschicht, Körperwand Muskeln, und ihre NMJs. Trachea auf der ventralen Seite des Tieres und möglicherweise Teile des Verdauungstrakts möglicherweise auch abgebildet werden. Das Tier kann auch mit seiner dorsalen Seite in Richtung der Deckglas für kurzfristige Abbildung von Strukturen in der Nähe der dorsalen Oberfläche positioniert werden. Die Fähigkeit, Bildstrukturen tief in das Tier durch den Arbeitsabstand des Mikroskopobjektivs verwendet begrenzt. Strukturen wie imaginal Scheiben sind unzugänglich hoher Vergrößerung (zB 40x) Ziele. Die in diesem Protokoll beschrieben Larve Chips für Larven im frühen 3. Larvenstadium (im Größenbereich von 3,5 bis 4 mm) ausgelegt. Doch viele interessante Fragen erfordern Bildgebung bei verschiedenen Larvenstadien. Kleinere Chips bis 2. Larvenstadium oder größere Chips aufnehmen zu spät 3. Larvenstadien unterbringen kann einfach mit dem gleichen Prinzip gestaltet werden. (Ergänzungs Abbildung 1 enthält eine leicht modifizierbar DXF-Datei für die Herstellung von Silikonformen mit veränderten Kammergrößen). Das einfache Prinzip der reversiblen Dichtung könnte auch auf andere Organismen, wie C. angewendet elegans oder Zebrafisch, mit der Haupt Variante die Kammergröße. Eine sinnvolle zukünftige Richtung ist es, einen Chip, viele Tiere auf einmal zu immobilisieren können, zu Screening-Zwecken verwenden zu entwerfen. Doch für diese, würde der Entwurf benötigen deutlich anders zu seinaus dem aktuellen Gerät, in dem die Fragen der Positionierung des Tieres in der Chip muss mit für jedes Tier unabhängig behandelt werden. Die Nervenquetschung Assay zur Untersuchung Verletzungen Antworten in Larven peripheren Nerven: Die für die Larven segmentale Nerven hier beschriebenen Nervenquetschung Assay ist eine einfache Methode für die Einführung einer Verletzung von peripheren Axonen in Drosophila. Die Vorteile dieser Methode sind: a) ist es einfach, mit Standardwerkzeugen in einer Drosophila-Labor (ein Stereomikroskop CO 2-Quelle und Pinzetten) gefunden zu führen, b) kann es schnell für viele Tiere durchgeführt werden, so dass die biochemische Analyse der Nervenstränge nach Verletzung führbar 14, c) die molekularen und zellulären Antworten auf diese Verletzungen sind hoch reproduzierbar 14,15,28 und kann verwendet werden, um Prozesse, die ebenfalls wichtig sind wirbel Neuronen 29,30 entdecken. Alternative Methoden für verletzte Nervenzellen ist es, focueinen Hochleistungslaser, beispielsweise einem gepulsten UV-oder Femtosekundenlaser, um ein Axon durch Laser-Mikro 17,31-33 abzutrennen. Die Larve Chip ist eine ideale Methode für die Positionierung des Tieres für solche Mikrochirurgie. Wegen der geringen Unterschiede in der Optik zwischen Studien, wie oben diskutiert, das laserbasierte Verfahren kann schwieriger sein, in Larven zu reproduzieren, insbesondere Larven segmentalen Nerven. Außerdem erfordert Laser bezogen axonale Schädigung mehr Zeit, um jedes Tier zu positionieren, damit es schwieriger, in großem Maßstab (mit einer großen Anzahl von Tieren) zu leiten. Fehlersuche: Die am häufigsten aufgetretenen technischen Problem aus der Nervenquetschung ist der Tod von Schäden an inneren Organen. Bei der Durchführung des zu vernichten, ist es wichtig, nicht zu kneifen die Bauchmark, Speicheldrüsen, oder Darm. Es ist auch wichtig, die Kutikula durchstoßen. Diese Probleme werden am besten, indem die Zange in einem 45 ° Winkel zu der Kutikula surfac vermiedene (siehe Abbildung 3). Die Qualität der Zange hat einen großen Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang und das Überleben danach. Wir empfehlen Dumostar Nummer 5 Pinzette. Um ihre Schärfe behalten, müssen die Zange mit Vorsicht behandelt werden, nicht für andere Zwecke verwendet und ersetzt, sobald sie stumpf oder verbogen werden. Die Größe des Tieres können auch Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang. Kleine Tiere (weniger als 3 mm in der Länge) sind viel weniger wahrscheinlich, um die Schädigung zu überleben. Bei großen Tieren (wandernde 3. Larvenstadium), ist es schwieriger, die Nerven zu lokalisieren und Schäden an den größeren Speicheldrüsen und Darm zu vermeiden, und es ist weniger Zeit, um Verletzungen Antworten vor der Verpuppung zu studieren. Die Nervenquetschung am effektivsten im frühen 3. Larvenstadium durchgeführt (das sind ~ 3-4,5 mm in der Länge entlang der anterior-posterioren Achse). Die Nahrungsquelle, die das Tier bei erhöhten beeinflussen können, dieStärke der Nagelhaut und das Überleben nach dem Gedränge. Es wird empfohlen, Tiere in der Lebensmittel von einem Standard-Hefe-Glucose-Rezept zu erhöhen. Die beste Methode für das Lernen, wie man das Gedränge effektiv tun ist, um zu üben auf viele Tiere, erst mit dem primären Ziel, das Überleben (und nicht Verpuppung) 24 Stunden nach dem Gedränge. Anfänger haben in der Regel eine geringe Überlebensrate (zB 10%), aber sobald die Technik gelernt haben, können die Überlebensraten zu erreichen ~ 90%. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Der Andrang Assay bietet eine leistungsfähige Methode, um das Keimen der proximalen Axon zum Ort der Verletzung und die Degeneration von Axonen und Synapsen distal der Verletzungsstelle zu studieren. Während die Preise der Degeneration variieren zwischen den verschiedenen Neuronentypen, sie sind sehr gut reproduzierbar innerhalb eines bestimmten Neuronentyp und bietet Beweis für die Reproduzierbarkeit der Verletzung Assay. Im Gegensatz dazu ist die &quot;regenerative&quot; keimenAntwort im proximalen Axone beobachtet ist schwieriger zu studieren. Alle Axone in der segmentalen Nerven initiieren umfangreiche sprießen Nähe zum Ort der Verletzung (zum Beispiel siehe Abbildung 6 und Abbildung 3). Aber das Ausmaß der Keimung kann von Neuron zu Neuron variieren und ist schwer zu quantifizieren. Nach mehr fokalen Läsionen einzelner Motoneurone in Segment Nerven durch Verwendung eines UV-gepulste Farbstofflaser eingeführt wird, kann ein ähnlicher Grad und Variabilität in Keimen beobachtet werden. Wir interpretieren, dass die nondiscriminate Direktionalität der Keimung aufgrund der Abwesenheit von Führungssignale in den Segment Nerven. Im Gegensatz dazu sensorischen Nervenbahnen durch Laser Nähe ihrer Zellkörper verletzt zogen neuen axonalen Wachstums in der gleichen Richtung wie der Axon 34 verloren. Axone in dieser Region des Tieres wahrscheinlich präziser Positionsinformation zur Führung der regenerierenden Axonen ausgesetzt. Das Umfeld, in segmentalen Nerven ist unwahrscheinlich, viel resemblan habence für die Umwelt, dass die Axone ursprünglich während ihre Führung im Embryo navigiert, daher ist nicht zu erwarten, um Informationen müssen regenerierenden Axone führen. Eine weitere Einschränkung für die Untersuchung der Regeneration mit Hilfe der segmentalen Nervenquetschung Test ist, dass verletzte Axone sensorischen und Motoneuronen haben noch einen deutlichen Abstand zu (0,25-1 mm), um ihr Ziel zu erreichen, und einen begrenzten Zeitrahmen (&lt;3 Tage) vor der Tier erfährt decken Verpuppung. Eine aktuelle Studie hat eine genetische Manipulation der prothoraciotropic Hormon-Rezeptor, der die Dauer des 3. Larvenstadium Larvenstadium 35 verdreifacht identifiziert. Diese Manipulation wird der Zeitrahmen für die Untersuchung der Wiederherstellung und die Degeneration von Nervenzellen nach Verletzungen deutlich zu verlängern, bis 9 anstelle von 3 Tagen. Dies kann lange genug, um neue Ereignisse, wie Wiederverbindung eines verletzten Axons mit postsynaptischen Ziel beobachten, vor allem, wenn die Schädigung induziert wird, in der Nähe der synaptischen Ende.

Die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster, ist als Modellorganismus für die über 100 Jahre genutzt worden und hat maßgeblich an der Definition grundlegender Signal-und Entwicklungswege, die von Wirbellosen die menschliche konserviert sind erwiesen. Live-Imaging ist ein wichtiger Ansatz zur Untersuchung zellulärer Mechanismen, und das einfache Körperplan und transluzente Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven System für Live-Aufnahmen, insbesondere, da es viele genetische Werkzeuge zur Expression von fluoreszenzmarkierten Proteine ​​in bestimmten Zelltypen zur Verfügung. Eine wichtige Herausforderung für die Live-bildgebenden Verfahren ist nichtinvasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier für die Mikroskopie. Konventionelle Ansätze umfassen Immobilisierung Dissektion 1,2 oder der Einsatz von Chloroform, die beide das Tier zu töten. Die Anästhetika Ether 4 und Isofluran 5-8 wurden ebenfalls verwendet. Anästhetika während viele Vorteile, Sie hemmen auch die neuronale Aktivität und wichtige Physiologie (einschließlich der Herzschlag) 11.09, daher kann der Prozess studierte beeinflussen und erzeugen Stress auf das Tier. Es gibt auch Bedenken hinsichtlich menschlicher Sicherheit für die Arbeit mit Äther und Isofluran. Wir haben eine drogenfreie Methode, um Drosophila-Larven in einer einzigen Schicht PDMS-Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; 12 nennen immobilisieren entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt, wie einholen oder die Larve Chip, und wie man es für die Live-Bildgebung in der Früh inszeniert 3. Larvenstadium zu nutzen. Der Chip besteht aus einem eng anliegenden Mikrokammer, die auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier über sanfte mechanische Kraft zusammen. Die Immobilisierung Verfahren bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Muskeln Körperwand, in unmittelbarer Nähe zu einem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung solcher Strukturen mit hoher numerischer Apertur (hohe Vergrößerung) Ziele. Vorteile der Larve Chip gegenüber anderen herkömmlichen Techniken gehören die folgenden: (i) Die Nutzung der Larve Chip ersetzt die Verwendung von Chemikalien, so dass für in-vivo-Bildgebung von narkotisierten Tieren. (Ii) Larven wieder sofort nach der Entlassung aus dem Chip (im Gegensatz zu einem 2 Stunden Erholungszeit für Isofluoran 8,13). Dies ermöglicht für die Bildgebung über weite Zeitskalen, von Millisekunden bis Minuten, Stunden und Tage. (Iii) Die Verwendung von PDMS, die ein gasdurchlässiges Material ist, kann zur kontinuierlichen Diffusion von Sauerstoff / Luft von der Umgebung in den Larvenkörper. (Iv) Der Chip ist einfach und sicher zu bedienen ist, und (v) sie wiederverwendbar ist, und kann bei minimalen Kosten hergestellt werden. Zusätzlich zu Anleitungen zur Verwendung der Larve Chip wird dieses Protokoll stellen mehrere Beispiele für die Anwendung auf neuronale Ereignisse 3. Larvenstadium zu studieren. Dazu gehören Live-Aufnahmen von Axonal Transport-, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung der Chip ist, um neuronale Antworten auf axonale Schädigung zu untersuchen. Damit wird ein weiteres Verfahren (in Teil 3) für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung beschrieben. Dieser einfache Test kann sowohl schnell und reproduzierbar unter einer Standard Dissektion Stereomikroskop, das für viele Tiere in der gleichen Zeit verarbeitet werden können durchgeführt werden. Zellulären Reaktionen auf die Verletzung durch Live-Bildgebung in der Larve Chip untersucht werden.

<table><tbody><tr><td>0.5 mm Polyethylene tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-11B</td><td>Polyethylene tubing, I.D. = 0.023 in O.D. = 0.038 in</td></tr><tr><td>1 mm Polyurethane tubing</td><td>Fisher Scientific</td><td>BB521-63</td><td>Polyurethane tubing, I.D. = 0.063 in&amp;nbsp; O.D. = 0.125 in</td></tr><tr><td>Barb to barb connector</td><td>Bio Rad</td><td>732-8300</td><td>0.8 mm barb to barb connector</td></tr><tr><td>3-way Stopcock valve</td><td>Bio Rad</td><td>732-8104</td><td>Screw on valve for the syringe</td></tr><tr><td>Syringe (20 ml)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-817-33</td><td>Screw on 20 ml syringe for&amp;nbsp; generating vacuum</td></tr><tr><td>Dispensing needles, 23 G (0.4 mm I.D., 0.6 mm O.D.)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A684</td><td>Needle for outlet connection</td></tr><tr><td>Dispensing needles, 21 G, (0.6 mm I.D.,&amp;nbsp; 0.8 mm O.D.)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A679</td><td>Needle for outlet connection</td></tr><tr><td>Halocarbon oil</td><td>Sigma</td><td>H8898</td><td>Halocarbon oil 700</td></tr><tr><td>Dumostar Number 5 Forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-498</td><td>For nerve crush</td></tr><tr><td>PDMS Kit (Base and curing agent)</td><td>Ellsworth</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td>Dow Corning Sylgard 184 Silicone Encapsulant 0.5 kg Kit Clear</td></tr><tr><td>Glass Coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-C</td><td>24 mm x 40 mm (thickness according to recommendation for your microscope objective)</td></tr><tr><td>Disposable Plastic Cup (9 oz)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic coffee stirrer stick</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Razor Blade</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Grape juice agar plates</td><td></td><td></td><td>See &lt;a href=&quot;http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925&quot;&gt;http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925&lt;/a&gt; for recipe</td></tr></tbody></table>

using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in drosophila larvae

Live-Imaging ist eine wichtige Technik zur Untersuchung von zellbiologischen Prozesse, aber das kann in lebenden Tieren schwierig sein. Die lichtdurchlässige Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven Modellorganismus für die Live-Imaging-Studien. Allerdings ist eine wichtige Herausforderung für die Live-Imaging-Techniken, um nicht-invasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier auf dem Mikroskop. Dieses Protokoll stellt eine einfache und leicht zu bedienen Verfahren zur Immobilisierung und Abbildung Drosophila-Larven auf einem Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; nennen. Die Larve Chip besteht aus einem eng anliegenden PDMS Mikrokammer, die mit einer dünnen Deckglas, das auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier und bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Körper angebracht ist, besteht Wandmuskulatur, in unmittelbarer Nähe zu dem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung und wichtigsten ist, vermeidet die Verwendung von anesthetics und Chemikalien, die die Untersuchung eines breiten Spektrums von physiologischen Prozessen erleichtert. Da Larven leicht erholen sich von der Immobilisierung, können sie leicht auf mehrere Imaging-Sitzungen unterzogen werden. Dies ermöglicht eine Längsschnittstudien über die Zeit Kurse von Stunden bis Tagen. Dieses Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt, wie man den Chip und wie man den Chip für die Live-Darstellung von neuronalen Ereignisse im 3. Larvenstadium nutzen vorzubereiten. Diese Veranstaltungen sind die schnellen Transport von Organellen in Axonen, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung des Chips ist es, regenerative und degenerative Antworten auf axonalen Verletzungen zu studieren, so dass der zweite Teil dieses Protokoll beschreibt ein neues und einfaches Verfahren für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung.

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Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen.

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

using-microfluidics-chips-for-live-imaging-study-injury-responses

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

15.5K Aufrufe.  University of Michigan.  Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die "Larve Chip" für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen. 

Serie: Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Einfache mikrofluidischen Systemen für<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging der<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Und Zebrafisch

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Forschung

Biotechnik

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

Langfristige Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Augen Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Entwicklungsbiologie

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle synapses, we developed a larval tissue preparation that had features of live intact larvae, but also had good optical properties.  This new preparation also allowed for access of perfusates to the synapse.  We used fly larvae, immersed them in artificial hemolymph, and relaxed their normal rhythmic body contractions by chilling them. Next we dissected off the posterior segments of each animal and with a blunt insect pin pushed the mouth parts backward through the body cavity.  This everted the larval body wall, like turning a sock inside-out.  We completed the dissection with ultra-fine dissection scissors and thus exposed the visceral side of the body wall muscles. The glial structures at the NMJ expressed membrane targeted GFP under the control of glial specific promoters. The post-synaptic membrane, the SSR (Subsynaptic Reticula) in muscle expressed synaptically targeted dsRed. We needed to acutely label the motor neuron terminals, the third part of the synapse. To do this we applied primary antibodies to HRP, conjugated to a far-red emitting flurophore.  To test for dye diffusion properties into the perisynaptic space between the motor neuron terminals and the SSR, we applied a solution of large Dextran molecules conjugated to far-red emitting flurophore and collected images.

Visualizing the Live Drosophila Glial-neuromuscular Junction with Fluorescent Dyes

We described structural features of the Glia-neuromuscular synapses in a novel Inside-out tissue preparation of live fly larvae using fluorescent dyes with confocal microscopy. We labeled live neuron terminals with fluorescent primary antibodies to HRP, and also visualized the perisynaptic space with fluorescent Dextrans.

Visualisierung der Live- Drosophila Glial-neuromuskulären Synapse mit Fluoreszenzfarbstoffen

Our project identified GFP labeled glial structures at the developing larval fly neuromuscular synapse. To look at development of live glial-nerve-muscle ...

Biologie

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Live-Bildgebung Drosophila melanogaster Embryonale Hemocyte Migrationen

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Neurowissenschaften

Drosophila Embryo Preparation and Microinjection for Live Cell Microscopy Performed using an Automated High Content Analyzer

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and computational modeling to classify and compare biological processes. Although cell culture model systems are great for high content imaging, high throughput studies of cell morphology suggest that ex vivo cultures are limited in recapitulating the morphological complexity found in cells within living organisms. As such, there is a need for a scalable high throughput model system to image living cells within an intact organism. Described here is a protocol for using a high content image analyzer to simultaneously acquire multiple time-lapse videos of embryonic Drosophila melanogaster development during the syncytial blastoderm stage. The syncytial blastoderm has traditionally served as a great in vivo model for imaging biological events; however, obtaining a significant number of experimental replicates for quantitative and high-throughput approaches has been labor intensive and limited by the imaging of a single embryo per experimental repeat. Presented here is a method to adapt imaging and microinjection approaches to suit a high content imaging system, or any inverted microscope capable of automated multipoint acquisition. This approach enables the simultaneous acquisition of 6-12 embryos, depending on desired acquisition factors, within a single imaging session.

Presented here is a protocol to microinject and simultaneously image multiple Drosophila embryos during embryonic development using a plate-based, high content imager.

Drosophila Embryo Vorbereitung und Mikroinjektion für die Live-Zellmikroskopie mit einem automatisierten High Content Analyzer durchgeführt

Modern approaches in quantitative live cell imaging have become an essential tool for exploring cell biology, by enabling the use of statistics and ...

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of the fly such as imaginal discs, the larval brain or egg chambers of adult females or the adult intestine can be extracted and kept in culture for imaging with time-lapse microscopy, providing valuable insights into cell and developmental biology. Here, we describe in detail our current protocol for the dissection of Drosophila larval brains, and then present our current approach for immobilizing and orienting larval brains and other tissues on a glass coverslip using Fibrin clots. This immobilization method only requires the addition of Fibrinogen and Thrombin to the culture medium. It is suitable for high-resolution time lapse imaging on inverted microscopes of multiple samples in the same culture dish, minimizes the lateral drifting frequently caused by movements of the microscope stage in multi-point visiting microscopy and allows for the addition and removal of reagents during the course of imaging. We also present custom-made macros that we routinely use to correct for drifting and to extract and process specific quantitative information from time-lapse analysis.

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

This protocol describes applications of sample immobilization using Fibrin clots, limiting drifting, and allowing the addition and washout of reagents during live imaging. Samples are transferred to a drop of Fibrinogen containing culture medium on the surface of a coverslip, after which polymerization is induced by adding thrombin.

Anwendungen der Immobilisierung von Drosophila-Geweben mit Fibrin-Clots für Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of ...

Long-term In Vivo Tracking of Inflammatory Cell Dynamics Within Drosophila Pupae

During the rapid inflammatory response to tissue damage, cells of the innate immune system are quickly recruited to the injury site. Once at the wound, innate immune cells perform a number of essential functions, such as fighting infection, clearing necrotic debris, and stimulating matrix deposition. In order to fully understand the diverse signaling events that regulate this immune response, it is crucial to observe the complex behaviors of (and interactions that occur between) multiple cell lineages in vivo, and in real-time, with the high spatio-temporal resolution. The optical translucency and the genetic tractability of Drosophila embryos have established Drosophila as an invaluable model to live-image and dissect fundamental aspects of inflammatory cell behavior, including mechanisms of developmental dispersal, clearance of apoptotic corpses&#160;and/or microbial pathogens, and recruitment to wounds. However, more recent work has now demonstrated that employing a much later stage in the Drosophila lifecycle &#8211; the Drosophila pupa &#8211; offers a number of distinct advantages, including improved RNAi efficiency, longer imaging periods, and significantly greater immune cell numbers. Here we describe a protocol for imaging wound repair and the associated inflammatory response at the high spatio-temporal resolution in live Drosophila pupae. To follow the dynamics of both re-epithelialization and inflammation, we use a number of specific in vivo fluorescent markers for both the epithelium and innate immune cells. We also demonstrate the effectiveness of photo-convertible fluorophores, such as Kaede, for following the specific immune cell subsets, to track their behavior as they migrate to, and resolve from, the injury site.

Long-term In Vivo Tracking of Inflammatory Cell Dynamics Within Drosophila Pupae

Here we present a protocol for live-imaging wound repair and the associated inflammatory response at high spatio-temporal resolution in vivo. This method utilizes the pupal stage of Drosophila development to enable long-term imaging and tracking of specific cell populations over time and is compatible with efficient RNAi-mediated gene inactivation.

Langfristig In Vivo Verfolgung von entzündlichen Zelldynamik in Drosophila Puppen

During the rapid inflammatory response to tissue damage, cells of the innate immune system are quickly recruited to the injury site. Once at the wound, ...

Immunologie und Infektion

Mechanostimulation of Multicellular Organisms Through a High-Throughput Microfluidic Compression System

During embryogenesis, coordinated cell movement generates mechanical forces that regulate gene expression and activity. To study this process, tools such as aspiration or coverslip compression have been used to mechanically stimulate whole embryos. These approaches limit experimental design as they are imprecise, require manual handling, and can process only a couple of embryos simultaneously. Microfluidic systems have great potential for automating such experimental tasks while increasing throughput and precision. This article describes a microfluidic system developed to precisely compress whole Drosophila melanogaster (fruit fly) embryos. This system features microchannels with pneumatically actuated deformable sidewalls and enables embryo alignment, immobilization, compression, and post-stimulation collection. By parallelizing these microchannels into seven lanes, steady or dynamic compression patterns can be applied to hundreds of Drosophila embryos simultaneously. Fabricating this system on a glass coverslip facilitates the simultaneous mechanical stimulation and imaging of samples with high-resolution microscopes. Moreover, the utilization of biocompatible materials, like PDMS, and the ability to flow fluid through the system make this device capable of long-term experiments with media-dependent samples. This approach also eliminates the requirement for manual mounting which mechanically stresses samples. Furthermore, the ability to quickly collect samples from the microchannels enables post-stimulation analyses, including -omics assays which require large sample numbers unattainable using traditional mechanical stimulation approaches. The geometry of this system is readily scalable to different biological systems, enabling numerous fields to benefit from the functional features described herein including high sample throughput, mechanical stimulation or immobilization, and automated alignment.

The present protocol describes the design, fabrication, and characterization of a microfluidic system capable of aligning, immobilizing, and precisely compressing hundreds of Drosophila melanogaster embryos with minimal user intervention. This system enables high-resolution imaging and recovery of samples for post-stimulation analysis and can be scaled to accommodate other multicellular biological systems.

Mechanostimulation mehrzelliger Organismen durch ein mikrofluidisches Kompressionssystem mit hohem Durchsatz

During embryogenesis, coordinated cell movement generates mechanical forces that regulate gene expression and activity. To study this process, tools such ...

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because the larval body wall and most internal organs are transparent. However, continuous live imaging of intact Drosophila larvae for longer than 30 min has been challenging because it is difficult to noninvasively immobilizeimmobilizing larvae for a long time. Here we present a larval mounting method called LarvaSPA that allows for continuous imaging of live Drosophila larvae with high temporal and spatial resolution for longer than 10 hours. This method involves partially attaching larvae to the coverslip using a UV-reactive glue and additionally restraining larval movement using a polydimethylsiloxane (PDMS) block. This method is compatible with larvae at developmental stages from second instar to wandering third instar. We demonstrate applications of this method in studying dynamic processes of Drosophila somatosensory neurons, including dendrite growth and injury-induced dendrite degeneration. This method can also be applied to study many other cellular processes that happen near the larval body wall.

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

This protocol describes a method for mounting Drosophila larvae to achieve longer than 10 h of uninterrupted time-lapse imaging in intact live animals. This method can be used to image many biological processes close to the larval body wall.

LarvaSPA, Eine Methode zur Montage von Drosophila Larva für Langzeit-Zeitraffer-Imaging

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because ...

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in

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Einfache mikrofluidischen Systemen für

Langfristige Live-Imaging von