Name: perfusion and inflation of the mouse lung for tumor histology
Uploaded: 2020-08-06T15:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 24 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology at JoVE.com

تم دعم الأبحاث التي تم الإبلاغ عنها في هذا المنشور من قبل المركز الوطني للنهوض بالعلوم التحويلية تحت رقم الجائزة UL1TR003096 (MDE) ، زمالة معهد القلب والرئة والدم الوطنية قبل الدكتوراه في برنامج التدريب على أمراض الرئة 5T32HL134640 (MLD).

تمت الموافقة على جميع الأساليب الموصوفة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها (IACUC) في جامعة ألاباما في برمنغهام.
1. البروتوكول التجريبي
<ol><li>التضحية الماوس باستخدام طريقة IACUC المعتمدة. هنا، استخدمنا خلع عنق الرحم من مخدر الماوس مع 5٪ isoflurane. استخدام الماوس المناسب للدراسة؛ هنا، نستخدم فأرة FVB عمرها 8 أسابيع</li>
	<li>باستخدام مقص جراحي، قم بعمل شق أفقي 3.5-5 مم في منتصف أسفل البطن. بعد ذلك ، أدخل مقصا جراحيا في الثقب الصغير الذي تم إنشاؤه من الشق وقطع عموديا حتى خط الوسط الأوسط إلى أسفل رقبة الماوس مباشرة.</li>
	<li>اسحب الجلد للخلف بأصابعه وافحص العقد اللمفاوية الإبطية.</li>
	<li>باستخدام مقص جراحي، قم بعمل شق الجانبي 3.5 ملم لفتح تجويف البطن، ثم قطع في الاتجاه الأمامي حتى الجزء السفلي من الصدر. فحص الأعضاء في تجويف البطن: الكبد والطحال والكلى، الخ.</li>
	<li>مع شقة من مقص الجراحية، أو باستخدام ملقط، تحريك الكبد لفضح الحجاب الحاجز. فحص الحجاب الحاجز لنمو الورم أو الانبثاث. ثم قم بقص الحجاب الحاجز برفق على الجانب الأيمن للمشغل، مما يسمح له بالتوسع. قطع الحجاب الحاجز بلطف من اليمين إلى اليسار لفضح تجويف الصدر والرئتين. يجب الحرص على عدم قطع الرئتين.</li>
	<li>قطع من خلال أقصى الجانبية من القفص الصدري الأيسر (على يمين المشغل) لفحص الفص الأيسر من الرئتين.</li>
	<li>تحريك بلطف الفصوص اليمنى من الرئة للخروج من الطريق وقطع أقصى الجانبية من القفص الصدري الأيمن وإزالة القفص الصدري. ملاحظة: إزالة القفص الصدري اختياري، على الرغم من إزالة تمكن رؤية أوضح للتضخم الرئة في وقت لاحق.<ol>
<li>إذا كان مطلوبا أنسجة الرئة الطازجة أو المجمدة، استخدم ملقط الهموستات لمشبك الشعب الهوائية من الفص الأيسر وإعادة استئصال الرئة اليسرى باستخدام مقص الجراحية قبل التغلغل.</li>
	</ol>
</li>
	<li>باستخدام ملقط لرفع الأنسجة التي تغطي القصبة الهوائية، وقطع أي الأنسجة الزائدة. ثم قطع بلطف الأنسجة رقيقة بطانة القصبة الهوائية لفضح مجرى الهواء.</li>
	<li>قطع الشريان الكلوي مع مقص الجراحية.</li>
	<li>لتشويش الرئتين، استخدم حقنة 3 مل مع إبرة 22 G لحقن 1x PBS مع 10 U/mL الهيبارين في البطين الأيمن للقلب. يتغلغل الرئتين ببطء في حوالي 300 ميكرولتر / ثانية مع PBS / الهيبارين. الرئتين سوف تتحول في كثير من الأحيان الأبيض. 2.5 مل من برنامج تلفزيوني تستخدم عموما في هذه الخطوة.</li>
	<li>بالنسبة لتضخم الرئة، استخدم حقنة 3 مل مع إبرة 22 G، وهذه المرة عقدت بالتوازي مع القصبة الهوائية. أدخل الإبرة في القصبة الهوائية وحقن 10٪ من الفورمالين بمعدل تدفق لا يزيد عن ~ 200 ميكرولتر / ثانية حتى تضخمت الرئتين بشكل كامل. بمجرد تضخم الرئتين ، سوف يعود الفورماتين إلى التدفق من القصبة الهوائية. عقد الإبرة في مكان لبضع ثوان ثم سحب.<ol>
<li>(اختياري) قبل سحب تضخم الإبر والرئة، استخدم خيوط الخياطة لربط القصبة الهوائية. لتحقيق ذلك، استخدم 4 بوصات من الخيط خياطة عقد نقطة من مؤشر الترابط مع زوج صغير من ملقط. ضع الخيط على الجانب الظهري من القصبة الهوائية وسحب من خلال لجعل حلقة حول الإبرة. المقبل جعل عقدة اليد حول الإبرة. سحب عقدة ضيقة، وإزالة إبرة من القصبة الهوائية، عقدة قريبة.</li>
	</ol>
</li>
	<li>استخدام ملقط لرفع القلب، وإدراج مقص الجراحية مباشرة وراء الرئتين، وقطع النسيج الضام في حين رفع القلب لاستئصال الرئتين.</li>
	<li>قطع القلب لإزالته من الرئتين.</li>
	<li>ضع الرئتين كاسيت المسمى مع هوية الماوس أو معرف الدراسة. يمكن ترك الرئتين في التثبيت لأكثر من عام إذا رغبت في ذلك.</li>
	<li>نقل كاسيت يحتوي على الرئتين إلى 70٪ الإيثانول والمضي قدما في معالجة لعلم الأنسجة.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R., Structure, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).</li><li>Vasilescu, D. M., Knudsen, L., Ochs, M., Weibel, E. R., Hoffman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+murine+lung+preparation+for+detailed+structural+evaluation+via+micro-computed+tomography.">Optimized murine lung preparation for detailed structural evaluation via micro-computed tomography.</a> Journal of Applied Physiology. 112 (1), 159-166 (2012).</li><li>Blumler, P., Acosta, R. H., Thomas-Semm, A., Reuss, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+fixation+for+the+preservation+of+air+spaces.">Lung fixation for the preservation of air spaces.</a> Experimental Lung Research. 30 (1), 73-82 (2004).</li><li>Oldmixon, E. H., Suzuki, S., Butler, J. P., Hoppin, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perfusion+dehydration+fixes+elastin+and+preserves+lung+air-space+dimensions.">Perfusion dehydration fixes elastin and preserves lung air-space dimensions.</a> Journal of Applied Physiology. 58 (1), 105-113 (1985).</li><li>Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+fixation+methods+on+lung+morphology+in+a+murine+model+of+emphysema.">A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 299 (6), 843-851 (2010).</li><li>Renne, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendation+of+optimal+method+for+formalin+fixation+of+rodent+lungs+in+routine+toxicology+studies.">Recommendation of optimal method for formalin fixation of rodent lungs in routine toxicology studies.</a> Toxicologic Pathology. 29 (5), 587-589 (2001).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.+A+comparison+of+eleven+laboratory+species.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. A comparison of eleven laboratory species.</a> American Review of Respiratory Disease. 132 (5), 1078-1083 (1985).</li><li>Edmonds, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MicroRNA-31+initiates+lung+tumorigenesis+and+promotes+mutant+KRAS-driven+lung+cancer.">MicroRNA-31 initiates lung tumorigenesis and promotes mutant KRAS-driven lung cancer.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (1), 349-364 (2016).</li><li>Zhao, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wogonin+suppresses+melanoma+cell+B16-F10+invasion+and+migration+by+inhibiting+Ras-medicated+pathways.">Wogonin suppresses melanoma cell B16-F10 invasion and migration by inhibiting Ras-medicated pathways.</a> PLoS One. 9 (9), 106458 (2014).</li></ol>

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

الإجراء المذكور أعلاه لتشويش والتضخم ، وثبات رئتي الماوس مثالية لإعداد سريع وفعال لرئات الماوس لأنسجة ورم الرئة وتحليل علم الأمراض. الإجراء لا يتطلب أي معدات خاصة ويمكن أن يتم في أقل من 6 دقائق لكل ماوس. الإجراء لا يتطلب حجم ثابت للتضخم ولا ضغط السوائل المستمر. نظرا لأن هذا الإجراء غير موحد...

توجد مجموعة متنوعة من نماذج الماوس من تكوين الرئة وانبثاث السرطان إلى الرئة بدءا من GEMMs المعقدة إلى النماذج المستحثة بالسرطان إلى نماذج سينجينيك وزينوغرافت ، حيث يتم حقن الخلايا السرطانية عن طريق داخل القلب أو داخل القلب أو الوريد الذيل أو طرق أخرى لإنشاء أورام داخل الرئة. تشترك جميع هذه النماذج في الحاجة المشتركة للتقييم النسيجي لأمراض الأنسجة الرئوية وعلم الأمراض. وبالتالي ، من الضروري أن يكون لديك طريقة قوية وسريعة لإجراء عمليات التشريح للفئران أثناء تغلغل الرئتين لإزالة الدم الزائد ، وتضخيم وإصلاح الرئتين لتصور بنية الرئة بوضوح. السرعة هي عنصر حاسم في هذا الإجراء لأنه قد يكون من الضروري جمع الرئتين من عشرات الفئران في نقطة زمنية واحدة. يمكن تنفيذ هذا الإجراء في أقل من 6 دقائق لكل ماوس.
في حين أن هذا الإجراء هو أكثر من كافية لتقييم الأنسجة الورم, لا ينصح لأولئك الذين يرغبون في إجراء قياسات مجسمة أو مورفومترية من الرئتين. تتطلب هذه القياسات توحيد تضخم الرئة ، وكذلك حساب المساحة السطحية المطلقة للرئة والحجم المطلق وحجم السنة المائية ورقم1. هذه الطريقة ليست أيضا الأمثل لبعض نهج التصوير. على سبيل المثال ، يتطلب تصوير الرئتين عن طريق μCT للتحليل المورفومتري السابق فيفو أن تظل الرئتين مملوءتين بالهواء2. عندما يكون الحفاظ على المساحات والأبعاد الهوائية هي الشاغل الرئيسي ، يوصى بإصلاح الرئتين عن طريق تقنيات الجفاف التروية3،4. واحدة من أكبر الشواغل لهذا النموذج هو احتمال تمزق الجدران الحويصلات، وتقليل استخدامه في دراسات انتفاخ الرئة. ومع ذلك ، فإن الإجراء الموصى به لتثبيت الرئتين لدراسة انتفاخ الرئة لا يزال مشابها تماما ، حيث يوصى بإصلاح الرئتين إما عن طريق غرس 10٪ من الفورمالين داخل الرحم (على غرار البروتوكول الموصوف هنا) تحت ضغط السوائل المستمر أو عن طريق التثبيت الموضعي5.
ميزة الإجراء الموصوف هنا هو أنه لا يتطلب ضغط السوائل المستمر ، بدلا من ذلك تضخيم الرئتين حتى تتوسع بشكل كامل ، وبالتالي تقليل الوقت اللازم لإجراء العملية. الإجراء الموصوف هنا يشبه إلى حد كبير الأساليب التي أوصت بها نزع السلاح من جمعية علم الأمراض السموم ، حيث تم تشكيل لجنة فرعية للتوصية بأفضل طرق تثبيت الرئة لدراسات السموم. أوصى غالبية العلماء داخل هذه اللجنة الفرعية بإصلاح الرئتين عن طريق غرس داخل الرحم بحقنة ، علىالرغممن وجود توصيات مختلفة حول الوقت الذي تركت فيه الرئة في التثبيت 6 . وهكذا ، في حين أن مجموعة متنوعة من أساليب تضخم الرئة والتثبيت موجودة ، يقترح أن تكون الطريقة الموصوفة هنا هي الطريقة المثلى لتضخيم وإصلاح الرئتين بسرعة لتقييم الهسطولوجيا الورم المصب.

<table><tbody><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher</td><td>23-245685</td><td></td></tr><tr><td>22 G Needle</td><td>BD</td><td>305155</td><td></td></tr><tr><td>3 mL syringe</td><td>BD</td><td>309656</td><td></td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td>Decon</td><td>2405</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8595</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Fisher</td><td>H19</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Corning</td><td>21-030-CV</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8428</td><td></td></tr></tbody></table>

perfusion and inflation of the mouse lung for tumor histology

القدرة على تقييم الأنسجة الرئوية أمر بالغ الأهمية لمجالات أبحاث سرطان الرئة ونقائل السرطان. من المهم بنفس القدر إجراء عمليات التشريح بسرعة وكفاءة من الدراسات دون التضحية بجودة الأنسجة المشتراة. الهدف من هذا البروتوكول هو تقديم طريقة لتشويش وتضخيم وإصلاح رئتي الماوس بسرعة للتحليل النسيجي في المصب. ولا توحد هذه الطريقة تضخم الرئة؛ بل إنها لا توحد معدل التضخم في الرئة. وبالتالي، فإنه لا يتطلب أي إجراءات خاصة أو معدات وبدلا من ذلك ببساطة يغرس التثبيت مباشرة من خلال القصبة الهوائية بعد التغلغل من خلال القلب. وهذا يسمح لتقدير كاف لحجم الورم، والأنسجة، والتهديف. وهذا يسمح أيضا لجمع الأنسجة المجمدة قبل تثبيت أنسجة الرئة. هذه الطريقة محدودة من حيث أنها لا تسمح للقياس الكمي المورفومتري اللاحق للرئة. ومع ذلك، فهو أكثر من كاف لتحليل ورم الرئة من نماذج الماوس المعدلة وراثيا (GEMMs)، ونماذج syngeneic، فضلا عن دراسات ورم xenograft والانبثاث.

يسمح البروتوكول أعلاه بالتشويش السريع والتضخم وإصلاح رئتي الماوس. وتمثل الأرقام المبينة أدناه أهمية كل خطوة. يصور الشكل 1 الرئتين الملطختين H&E اللتين تم تغلغلهما في PBS والرئتين حيث تم تخطي خطوة التشوه أو فشلت الرئتين في التغلغل بشكل صحيح. كما هو مبين، الدم الزائد في الرئتين...

Watch this Scientific Journal Video about Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology at JoVE.com

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

الغرض من هذه الطريقة هو تقديم طريقة بسيطة وفعالة للتشويش والتضخم ، وثبات رئتي الماوس لفحص أمراض أورام الرئة وتقييم الانبثاث إلى الرئة.

التخبط والتضخم في الرئة الماوس لعلم الأنسجة الورم

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

perfusion-and-inflation-of-the-mouse-lung-for-tumor-histology

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Cancer Research

18.2K Views.  University of Alabama at Birmingham. الغرض من هذه الطريقة هو تقديم طريقة بسيطة وفعالة للتشويش والتضخم ، وثبات رئتي الماوس لفحص أمراض أورام الرئة وتقييم الانبثاث إلى الرئة.

Video: Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window

Metastasis to secondary sites such as the lung, liver and bone is a traumatic event with a mortality rate of approximately 90% 1. Of these sites, the lung is the most difficult to assess using intravital optical imaging due to its enclosed position within the body, delicate nature and vital role in sustaining proper physiology. While clinical modalities (positron emission tomography (PET), magnetic resonance imaging (MRI) and computed tomography (CT)) are capable of providing noninvasive images of this tissue, they lack the resolution necessary to visualize the earliest seeding events, with a single pixel consisting of nearly a thousand cells. Current models of metastatic lung seeding postulate that events just after a tumor cell&#39;s arrival are deterministic for survival and subsequent growth. This means that real-time intravital imaging tools with single cell resolution 2 are required in order to define the phenotypes of the seeding cells and test these models. While high resolution optical imaging of the lung has been performed using various ex vivo preparations, these experiments are typically single time-point assays and are susceptible to artifacts and possible erroneous conclusions due to the dramatically altered environment (temperature, profusion, cytokines, etc.) resulting from removal from the chest cavity and circulatory system 3. Recent work has shown that time-lapse intravital optical imaging of the intact lung is possible using a vacuum stabilized imaging window 2,4,5 however, typical imaging times have been limited to approximately 6 hr. Here we describe a protocol for performing long-term intravital time-lapse imaging of the lung utilizing such a window over a period of 12 hr. The time-lapse image sequences obtained using this method enable visualization and quantitation of cell-cell interactions, membrane dynamics and vascular perfusion in the lung. We further describe an image processing technique that gives an unprecedentedly clear view of the lung microvasculature.

This protocol describes the use of multiphoton microscopy to perform long-term high-resolution, single cell imaging of the intact lung in real time using a vacuum stabilized imaging window.

على المدى الطويل عالية الدقة حيوي داخلي المجهري في الرئة مع فراغ استقرت النافذة التصوير

Metastasis to secondary sites such as the lung, liver and bone is a traumatic event with a mortality rate of approximately 90% 1. Of these sites, the lung ...

Utilizing 18F-FDG PET/CT Imaging and Quantitative Histology to Measure Dynamic Changes in the Glucose Metabolism in Mouse Models of Lung Cancer

A hallmark of advanced tumors is a switch to aerobic glycolysis that is readily measured by [18F]-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose positron emission tomography (18F-FDG PET) imaging. Co-mutations in the KRAS proto-oncogene and the LKB1 tumor suppressor gene are frequent events in lung cancer that drive hypermetabolic, glycolytic tumor growth. A critical pathway regulating the growth and metabolism of these tumors is the mechanistic target of the rapamycin (mTOR) pathway, which can be effectively targeted using selective catalytic mTOR kinase inhibitors. The mTOR inhibitor MLN0128 suppresses glycolysis in mice bearing tumors with Kras and Lkb1 co-mutations, referred to as KL mice. The therapy response in KL mice is first measured by 18F-FDG PET and computed tomography (CT) imaging before and after the delivery of MLN0128. By utilizing 18F-FDG PET/CT, researchers are able to measure dynamic changes in the glucose metabolism in genetically engineered mouse models (GEMMs) of lung cancer following a therapeutic intervention with targeted therapies. This is followed by ex vivo autoradiography and a quantitative immunohistochemical (qIHC) analysis using morphometric software. The use of qIHC enables the detection and quantification of distinct changes in the biomarker profiles following treatment as well as the characterization of distinct tumor pathologies. The coupling of PET imaging to quantitative histology is an effective strategy to identify metabolic and therapeutic responses in vivo in mouse models of disease.

Utilizing 18F-FDG PET/CT Imaging and Quantitative Histology to Measure Dynamic Changes in the Glucose Metabolism in Mouse Models of Lung Cancer

In this protocol, we describe how to utilize [18F]-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose positron emission tomography and computed tomography (18F-FDG PET/CT) imaging to measure the tumor metabolic response to the targeted therapy MLN0128 in a Kras/Lkb1 mutant mouse model of lung cancer and coupled imaging with high resolution ex vivo autoradiography and quantitative histology.

استخدام التصوير PET/CT فدج و 18والأنسجة الكمية لقياس التغيرات الدينامية في استقلاب الجلوكوز في نماذج الماوس من سرطان الرئة

A hallmark of advanced tumors is a switch to aerobic glycolysis that is readily measured by [18F]-2-fluoro-2-deoxy-D-glucose positron emission tomography ...

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of micrometastases by radiologic imaging and the success in their therapeutic eradication remain limited.
While animal models have proven to be invaluable tools for cancer research1, the monitoring/visualization of micrometastases remains a challenge and inaccurate evaluation of metastatic spread in preclinical studies potentially leads to disappointing results in clinical trials2. Consequently, there is great interest in refining the methods to finally allow reproducible and reliable detection of metastases down to the single cell level in normal tissue. The main focus therefore is on techniques, which allow the detection of tumor cells in vivo, like micro-computer tomography (micro-CT), positron emission tomography (PET), bioluminescence or fluorescence imaging3,4. We are currently optimizing these techniques for in vivo monitoring of primary tumor growth and metastasis in different osteosarcoma models. Some of these techniques can also be used for ex vivo analysis of metastasis beside classical methods like qPCR5, FACS6 or different types of histological staining. As a benchmark, we have established in the present study the stable transfection or transduction of tumor cells with the lacZ gene encoding the bacterial enzyme &beta;-galactosidase that metabolizes the chromogenic substrate 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-galactopyranoside (X-Gal) to an insoluble indigo blue dye7 and allows highly sensitive and selective histochemical blue staining of tumor cells in mouse tissue ex vivo down to the single cell level as shown here. This is a low-cost and not equipment-intensive tool, which allows precise validation of metastasis8 in studies assessing new anticancer therapies9-11. A limiting factor of X-gal staining is the low contrast to e.g. blood-related red staining of well vascularized tissues. In lung tissue this problem can be solved by in-situ lung perfusion, a technique that was recently established by Borsig et al.12 who perfused the lungs of mice under anesthesia to clear them from blood and to fix and embed them in-situ under inflation through the trachea. This method prevents also the collapse of the lung and thereby maintains the morphology of functional lung alveoli, which improves the quality of the tissue for histological analysis. In the present study, we describe a new protocol, which takes advantage of a combination of X-gal staining of lacZ-expressing tumor cells and in-situ perfusion and fixation of lung tissue. This refined protocol allows high-sensitivity detection of single metastatic cells in the lung and enabled us in a recent study to detect "dormant" lung micrometastases in a mouse model13, which was originally described to be non-metastatic14.

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

The novel protocol reported in the present study allows selective detection of lung metastases at single cell resolution in mice by combined in-situ lung perfusion and fixation and X-Gal staining of lacZ-tagged tumor cells.

تحسين التصور الانبثاث الرئة في قرار خلية واحدة في الفئران عن طريق الجمع بين<em&gt; في الوضع الطبيعي</em&gt; الإرواء من أنسجة الرئة وX-غال تلوين لل<em&gt; lacZ</em&gt; الكلمات الدلالية الخلايا السرطانية،

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of ...

Medicine

A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), representing the gas-exchange capacity of the lung, is a critical criterion to assess respiratory function. However, observer bias can significantly influence measured values for lung morphological parameters. The protocol that we describe here minimizes variations during measurements of two morphological parameters used for ISA calculation: internal lung volume (ILV) and mean linear intercept (MLI). Using ISA as a morphometric and functional parameter to determine the outcome of alveolar regeneration in both pneumonectomy (PNX) and prosthesis implantation mouse models, we found that the increased ISA following PNX treatment was significantly blocked by implantation of a prosthesis into the thoracic cavity1. The ability to accurately quantify ISA is not only expected to improve the reliability and reproducibility of lung function studies in injured-induced alveolar regeneration models, but also to promote mechanistic discoveries of multiple pulmonary diseases.

Internal lung surface area (ISA) is a critical criterion for assessing lung morphology and physiology in lung diseases and injury-induced alveolar regeneration. We describe here a standardized method that can minimize the measurement bias for ISA in both lung pneumonectomy and prosthesis implantation mouse models.

طريقة موحدة لقياس المساحة الداخلية الرئة السطحية عن طريق استئصال رئوي الماوس وزرع الاصطناعية

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), ...

Developmental Biology

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

قبل التكييف الهوائية للفئران مع بليوميسين يزيد من كفاءة Engraftment خلية سرطان الرئة أورثوتوبيك

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

Air-Inflation of Murine Lungs with Vascular Perfusion-Fixation

Lung histology is often used to investigate the contributions provided by airspace cells during lung homeostasis and disease pathogenesis. However, commonly used instillation-based fixation methods can displace airspace cells and mucus into terminal airways and can alter tissue morphology. In comparison, vascular perfusion-fixation techniques are superior at preserving the location and morphology of cells within airspaces and the mucosal lining. However, if positive airway pressure is not simultaneously applied, regions of the lungs may collapse and capillaries may bulge into the alveolar spaces, leading to distortion of the lung anatomy. Herein, we describe an inexpensive method for air-inflation during vascular perfusion-fixation to preserve the morphology and location of airway and alveolar cells and interstitium in murine lungs for downstream histologic studies. Constant air pressure is delivered to the lungs via the trachea from a sealed, air-filled chamber that maintains pressure via an adjustable liquid column while fixative is perfused through the right ventricle.

Presented is a method for air-inflation with vascular perfusion-fixation of the lungs that preserves the location of cells within airways, alveoli and interstitium for structure-function analyses. Constant airway pressure is maintained with an air-inflation chamber while fixative is perfused via the right ventricle. Lungs are processed for histologic studies.

تضخم الهواء من الرئتين مورين مع الأوعية الدموية تثبيت التخبط

Lung histology is often used to investigate the contributions provided by airspace cells during lung homeostasis and disease pathogenesis. However, ...

Neuroscience

<meta charset="utf8"></head><body>المراقبة في الوقت الحقيقي للديناميكيات الخلوية في زراعة رئة الفأر

Intravital Two-Photon Microscopy of the Transplanted Mouse Lung

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by crosstalk between donor and recipient cells. A better understanding of these processes relies on the use of preclinical animal models and is aided by an ability to study intra-graft immune cell trafficking in real-time. Intravital two-photon microscopy can be used to image tissues and organs for depths up to several hundred microns with minimal photodamage, which affords a great advantage over single-photon confocal microscopy. Selective use of transgenic mice with promoter-specific fluorescent protein expression and/or adoptive transfer of fluorescent dye-labeled cells during intravital two-photon microscopy allows for the dynamic study of single cells within their physiologic environment. Our group has developed a technique to stabilize mouse lungs, which has enabled us to image cellular dynamics in na&#239;ve lungs and orthotopically transplanted pulmonary grafts. This technique allows for detailed assessment of cellular behavior within the vasculature and in the interstitium, as well as for examination of interactions between various cell populations. This procedure can be readily learned and adapted to study immune mechanisms that regulate inflammatory and tolerogenic responses after lung transplantation. It can also be expanded to the study of other pathogenic pulmonary conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>تسليط الضوء على المؤلف: تطوير مناعة زراعة الرئة من خلال التصوير داخل الجسم

Here, we present a protocol to intravitally image the transplanted mouse left lung using two-photon microscopy. This represents a valuable tool for studying cellular dynamics and interactions in real-time following murine lung transplantation.

الفحص المجهري ثنائي الفوتون داخل الجسم لرئة الفأر المزروعة

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by ...

التخبط والتضخم في الرئة الماوس لعلم الأنسجة الورم

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

على المدى الطويل عالية الدقة حيوي داخلي المجهري في الرئة مع فراغ استقرت النافذة التصوير

استخدام التصوير PET/CT فدج و ¹⁸والأنسجة الكمية لقياس التغيرات الدينامية في استقلاب الجلوكوز في نماذج الماوس من سرطان الرئة

تحسين التصور الانبثاث الرئة في قرار خلية واحدة في الفئران عن طريق الجمع بين

طريقة موحدة لقياس المساحة الداخلية الرئة السطحية عن طريق استئصال رئوي الماوس وزرع الاصطناعية

تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان

قبل التكييف الهوائية للفئران مع بليوميسين يزيد من كفاءة Engraftment خلية سرطان الرئة أورثوتوبيك

تضخم الهواء من الرئتين مورين مع الأوعية الدموية تثبيت التخبط

الفحص المجهري ثنائي الفوتون داخل الجسم لرئة الفأر المزروعة

الفحص المجهري ثنائي الفوتون داخل الجسم لرئة الفأر المزروعة

الفحص المجهري ثنائي الفوتون داخل الجسم لرئة الفأر المزروعة