We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

1. إعداد يرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل أسبوع واحد تسجيل السلوك، وإنشاء الصليب (لا يقل عن 25 من الحور العين و 5 ذكور). الحفاظ على جميع الصلبان وآله عند 25 درجة مئوية. ملاحظة: درجة الحرارة من الظروف والثقافة يمكن أن تتغير، إلا أن خط الزمن هو موضح أدناه تحتاج إلى تعديل لمراعاة التغيرات في سرعة النمو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 أيام قبل التسجيل، وأول شيء في الصباح، ووضع الصليب في قفص جمع مع غطاء أجار / عصير والداب (0.5-1 مل) من عجينة الخميرة في وسط غطاء أجار / عصير. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل قفص جمع وكزة ثقوب في أوقية 6. البولي ايثيلين مربع ذبابة الفاكهة زجاجة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل القبعات أجار / عصير، خلط 18 غراما من أجار بالماء 600 مل في دورق مخروطي. في منفصلة مزيج قارورة 20 غرام السكروز مع 200 مل من عصير التفاح. وحل الميكروويف حتى المواد الصلبة. الجمع بين ويحرك، والسماح الخليط ليبرد إلى 60 درجة مئوية. إضافة 20 مل 10٪ ميثيل ف hydroxybenzoate في 95٪ من الإيثانول، ويقلب. إضافة ~ 7مل إلى النصف السفلي من 35 × 10 ملم جولة طبق بتري. السماح للاجار / عصير ليصلب لمدة 1 ساعة على RT. تخزينها في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل عجينة الخميرة، إضافة أجزاء متساوية من حيث الحجم الخميرة الجافة والمياه. تخزينها في 4 درجات مئوية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق من صحة مجموعات اليرقات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الصباح، قبل 4 أيام و 3 تسجيل، وإزالة الغطاء ووضع سقف جديد على القفص. تغيير القبعات في نفس الوقت كل يوم للحصول على جمع 24 ساعة من البيض واليرقات حديثة الفقس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إزالة كل كأب، وفحصها لمعرفة عدد البيض الصليب هو زرع. توقع بين 500-2،000 البيض. ضبط عدد من البالغين، إذا لزم الأمر. ملاحظة: يجب أن تحاك عدد قليل من البيض إلى يرقات، وسيتم العثور على اليرقات حديثة الفقس بعيدا من معجون الخميرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمر كل غطاء لمدة 24 ساعة. إعادة النظر في الحد الأقصى لتحديد ما إذا اليرقات السليمة. ملاحظة: يجب أن تحاك معظم البيض إلى يرقات، واليرقات يجب أن زحف إلى انتم<html> معجون است. وتشمل علامات سوء الحالة الصحية لعدد كبير من البيض لم يفقس والهيئات اليرقات الميتة بعيدا عن عجينة الخميرة، واليرقات مع بقع داكنة كبيرة في البطن، مما يشير إلى رد فعل جهاز المناعة. إذا اليرقات غير صحية، تغيير القفص، جعل القبعات جديدة / معجون الخميرة، والتحقق من النمط الجيني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل قبعات القديمة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع اليرقات للتسجيلات السلوكية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في كل من 2 و 1 يوم قبل تسجيل، وإزالة الغطاء واستبدالها مع غطاء جديد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمية كل غطاء إزالة والحفاظ على درجة حرارة 25 درجة مئوية. هذا وسوف تنتج سلسلة مراحل اليرقات للتسجيلات السلوكية. اليرقات من حديثا دبرت (0-4 ساعة posthatch) من خلال الطور الثاني (24-48 ساعة posthatch) يمكن استخدامها في القنوات. حفظ القبعات للتسجيلات في أيام متتالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل كل مباراة دولية بعد 48 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لزم الأمر، كرر الخطوات 1.4.1-1.4.3 لمدة تصل إلى 5 د إضافية. بعد أن أقل وتنتج البويضات المخصبة. </li></ol></li></ol>= &quot;jove_title&quot;&gt; 2. إعداد القنوات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد PDMS قناة الخطية (ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان، والمطاط الصناعي السيليكون) قالب الصب (الشكل 1A). تتوفر PDMS قوالب الصب من المختبر Heckscher عند الطلب. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف العفن الصب مع ايزوبروبيل. الهواء الجاف والجاف الداب مع مناديل المختبر، أو استخدام الهواء المعلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قالب الصب إلى 10 سم بيتري غطاء الطبق أو حاوية أخرى. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد وتصب حل الاغاروز. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حل 3٪ الاغاروز في الماء (3 غ في 100 مل) من خلال الميكروويف حتى يذوب تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بارد إلى 55 درجة مئوية، مما يسمح فقاعات ان يصعد الى السطح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يصب الخليط الاغاروز في طبق بتري تحتوي على صب القالب بحيث تغطي القالب فقط. السماح مجموعة الاغاروز حتى عزز. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة القنوات الأغاروس من صب القالب. تقليم حواف القرص الاغاروز بشفرة حلاقة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القناةالصورة في طبق بتري 10 سم مغمورة في الماء. ويمكن أن تظل عند 4 درجة مئوية لمدة 7 أيام. </li></ol></li></ol> 3. تحميل اليرقة إلى قناة لسلوك سجل ملاحظة: إذا تخزين القنوات في 4 درجات مئوية، تسمح القنوات للمجيء إلى RT قبل استخدام لتسجيل السلوكي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام شفرة حلاقة نظيفة لقطع قناة واحدة من تلك التي أعدت في الخطوة 2 (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام زوج من ملقط لوضع قناة مخدد جنبا حتى على الزجاج ساترة (الشكل 2B). حجم وسمك ساترة يعتمد على نطاق محدد المستخدمة في التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط غرامة لتحديد اليرقة من الحد الأقصى للاجار / عصير أعدت في الخطوة 1 ووضع في قناة قطع (الشكل 2C). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تضغط على يرقة. يستلم بلطف مع غيض من طينة ملقط. ومن الممكن أيضا للتلاعب يرقة مع الرسام مع غرامة نقطة. ملاحظة: هذا أمر مهم لأن اليرقات صن جداsitive للمس. إذا لم يتم التعامل معها بحذر، قد تهيمن الردود مسبب للألم سلوكهم خلال الثواني القليلة الأولى من التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل اليرقات التي غمر بها لفترة وجيزة في الماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد وضع اليرقة على قناة قطع، استخدم غيض من طينة ملقط لندف بلطف اليرقة إلى بستان القناة. ملاحظة: بالنسبة لمعظم التطبيقات يجب أن يتطابق مع عرض لليرقة وعرض القناة. متوسط العرض من اليرقات في مراحل مختلفة من التنمية يلي: 0 ساعة posthatch - 140 ميكرون، 24 ساعة posthatch - 180 ميكرون، 48 ساعة posthatch - 320 ميكرون، 72 ساعة posthatch - 500 ميكرون، 96 ساعة posthatch - 750 ميكرون 8. قنوات تأتي في الاعراض التالية: 100، 150، 200، 250، و 300 ميكرون، وجميع القنوات هي 150 ميكرون عميقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام غيض من طينة ملقط أو الفرشاة لضبط الموقف من اليرقة داخل القناة. ويمكن أن تكون موجهة في أي اتجاه: بطنيتصل، أسفل بطني، الجانب بطني واحد، اعتمادا على ما هو هيكل للتصوير. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، والوجه بلطف القناة على مثل تلك اليرقة هي الآن على الغطاء الزجاجي. مكان واحد أو اثنين من قطرات من الماء في نهايات القناة بحيث تملأ بالماء (الشكل 2D). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع بلطف على جانبي القناة لإزالة أي فقاعات الهواء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط اتجاه اليرقة. للقيام بذلك، دفع بلطف القناة ولكن ليس غطاء زجاجي للفة اليرقة. إذا كان هذا لا يغير من اتجاه، وإزالة الغطاء الزجاجي وضبط الموقف اليرقات. اليرقة هي جاهزة للتصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صورة قناة / ساترة على مجهر مقلوب. إذا التصوير على المجهر تستقيم، ببساطة عكس قناة / ساترة. </li></ol></li></ol> 4. قياس الميزة الاهتمام في تسجيل السلوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبنية من الفائدة (على سبيل المثال، والذيل، CNS)، وقياس سمة من الفائدة (على سبيل المثالوكثافة مضان، الموقع) مع مرور الوقت. ملاحظة: لمحات عن مثل الرأس والذيل ويمكن المشروح يدويا. على سبيل المثال، يمكن التعرف على الرأس والتي تحتوي على الظلام على شكل H السنانير الفم، ويمكن التعرف على الذيل كما تحتوي على spiricles القصبة الهوائية الخلفية. وتركز هذه الورقة على الحبل العصبي. استخدام الخلايا العصبية خط GAL4 elav-GAL4 لقيادة التحوير UAS-MYR-GFP (elav&gt; GFP) 9،10 لتسمية fluorescently الجهاز العصبي المركزي (CNS). الجهاز العصبي المركزي يحتوي على اثنين من فصوص المخ الأمامية تعلق على الحبل العصبي، التي تمتد إلى الخلفي (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس كثافة بكسل من الحبل العصبي (و (NC)) في كل نقطة زمنية (ر). يصف أدناه نهج الشرح اليدوي، ولكن يمكن أن يكون آليا هذه الخطوة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في فيجي (أو برامج مماثلة) في القائمة &quot;تحليل&quot; استخدام &quot;القياسات تعيين ...&quot; مربع الحوار لتقرير قيمة رمادي متوسط ​​وSLICه موقف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رسم يدويا مربع في وسط الحبل العصبي في الإطار الأول من الفيلم (الشكل 3). ويمكن أيضا أن يكون آليا هذه الخطوة مع تجزئة الصور وتسجيل الخوارزميات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام &quot;القياس&quot; الأمر في قائمة &#39;تحليل&#39; للإبلاغ عن متوسط ​​كثافة بكسل في المنطقة محاصر من الفائدة. هذا يولد &quot;نتائج&quot; نافذة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في الإطار التالي، يدويا إعادة مربع دون تغيير حجم باستخدام مفاتيح الأسهم. استخدام &quot;القياس&quot; الأمر مرة أخرى. وسيتم عرض نتائج المحدثة في إطار &quot;نتائج&quot;. كرر هذه الخطوة لكل إطار من الفائدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حفظ &quot;نتائج&quot; باستخدام &quot;حفظ باسم ...&quot; الأوامر من القائمة ملف. وسيتم تصدير النتائج على النحو ملف .xls. </li></ol></li></ol> 5. تحليل القياسات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيع كل و (NC) القيمة إلى قيمة تتراوح بين 0 و 1 (ض (ر) &lt;/ م&gt;). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في جدول (أو برنامج آخر)، فتح ملف Results.xls. سيكون هذا الملف واثنين من أعمدة تمثل عدد الإطار ومتوسط ​​كثافة مضان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود جديد واستخدام ض صيغة (ر) = و (NC [ر]) -min (و [NC]) / ماكس (و [NC]) -min (و [NC]) لإنشاء قيمة مضان تطبيع المقابلة لكل نقطة زمنية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد فترة اسعة لكل خطوة في التسجيل. ملاحظة: دورة خطوة هي وحدة المتكررة حركة الجسم كله للأمام (والعكس) الزحف. من خلال اتفاقية ويبدأ إلى الأمام خطوة (وينتهي) مع حركة إلى الأمام من الذيل والرأس وغيرها من الأعضاء الداخلية مثل الأمعاء أو الجهاز العصبي المركزي 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تفقد يدويا تسجيل السلوكي وتسجيل الأوقات بدء (ط) من كل خطوة (ط (برايد دورة [ن])). ملاحظة: في المثال التالي، حركة إلى الأماممن الجهاز العصبي المركزي كما تم استخدام بدء دورة خطوة (الشكل 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لكل خطوة تحسب الفترة: ر Δ (دورة برايد) = ط (برايد دورة [ن + 1]) -i (برايد دورة [ن]). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب النسبة المئوية للدورة خطوة المنقضي للكل نقطة زمنية للتسجيل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود إضافي في ملف جدول يمثل الوقت الذي انقضى منذ بداية دورة برايد (ج). ضبط الوقت منذ بدء خطوة خطوة من الصفر في بدء كل خطوة (ج (برايد دورة [ن]) = 0). ضبط مرات بعد بدء وفقا لذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل عمود إضافي في ملف جدول البيانات تمثل دورة في المئة خطوة انقضت (٪ دورة خطوة) تقسيم الأوقات المعدلة حسب الفترة خطوة وضرب من قبل 100 إلى اعتناق النسبة المئوية للدورة خطوة المنقضي: دورة٪ خطوة = (ج (برايد دورة [ن] )) / (Δ ت (دورة برايد) * 100). </li></ol></li></ol> 6. توليد القطبية تنسيق مؤامرات لتمثيل ديناميات الهياكل الاهتمام خلال دورة الزحف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في MATLAB، واستخدام الحوار &quot;استيراد البيانات&quot; في علامة التبويب الصفحة الرئيسية لاستيراد Results.xls المحدثة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل مجموعة جديدة &quot;ثيتا&quot; التي تحتوي على المئة القيم دورة خطوة (٪ دورة خطوة). ( &quot;ثيتا = VAR1&quot; حيث يمثل VAR1 دورة خطوة٪). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل مجموعة جديدة &quot;رو&quot; تحتوي على قيم مضان تطبيع (ض (ر)). ( &quot;رو = Var2&quot; حيث يمثل Var2 ض (ر)). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام &#39;polarplot &quot;الأمر لجعل تنسيق المؤامرات القطبية مع دورة في المئة خطوة مثل زاوية، ومضان كما في دائرة نصف قطرها (&quot; polarplot (ثيتا، رو) &quot;). </li></ol>

<ol>
	<li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism,+segment,+and+somatic+body+wall+musculature.">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li><li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation.">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687 (1996).</li><li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+swimming+behavior:+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems.">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li><li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila.">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li><li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Drosophila+motoneurons:+specification+and+morphology.">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped(+)+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude.">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li><li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae.">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li><li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rover/Sitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development,+Food-Patch+Quality,+and+Starvation.">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis.">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li><li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+/+MAPK+Pathway.">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li><li>Chen, T. -. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity.">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li><li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The visual display of quantitative information. , (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تم بناء جهاز ميكروفلويديك لجعل قنوات الاغاروز الخطية التي يمكن أن تستوعب يرقات ذبابة الفاكهة (الشكل 1). عندما توضع يرقات ذبابة الفاكهة في هذه القنوات الأغاروس الخطية ذخيرتهم السلوكي يقتصر على الزحف، والذي يسمح للمراقبة تفصيلية لديناميات هياكل الي...

ويتمثل الهدف العام من هذه الطريقة هو دراسة ذبابة الفاكهة الزحف اليرقات في التفاصيل. وقد لعبت التجارب على الحركة دورا هاما في تطوير واختبار النظريات حول التحكم في المحركات 2. تقليديا وقد تمت دراسة الحركة في الحيوانات المائية (على سبيل المثال، علقة، امبرى، الشرغوف) 3. وقد سمح للطبيعة المتكررة للتنقل في هذه الحيوانات لدراسة rhythmogenesis، لتحليل الأحداث الفيزيائية الحيوية تحرك القيادة، ورصد أنماط اطلاق العصبية التي ترافق الحركة. استخدام يرقات ذبابة الفاكهة لدراسات الحركة يقدم مزيجا فريدا من المزايا أكثر من النظم نموذج الأخرى: علم الوراثة السطحية والتنمية تتميز جيدا، والهيئة التي هي واضحة بصريا في الأطوار الأولى والثانية، والمستمر انتقال الإلكترون إعادة الإعمار المجهري كامل الجهاز العصبي 4-6. ومع ذلك، ذبابة الفاكهة اليرقات مقامالحركة على أسطح مستوية معقدة إلى حد ما بما في ذلك توقف، تتحول، والتعرجات يزحف 7. يقدم هذا الكتاب وسيلة لاستخدام قنوات الاغاروز الخطية لتوجيه ذبابة الفاكهة السلوك الحركي اليرقات مثل أن اليرقات يقمن مستمرة، على التوالي، والسلوك الزحف الإيقاعي. دراسة ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات في قنوات الأغاروس، بدلا من السلوك على أسطح مستوية، لديها العديد من المزايا. أولا، فإنه يسمح للباحثين لتحديد على وجه التحديد الزحف السلوك من العديد من الحركات التي هي جزء من الذخيرة السلوكية اليرقات. ثانيا، عن طريق ضبط عرض القناة مقابل حجم الجسم اليرقات، سرعة الزحف يمكن تعديلها. ثالثا، تسمح القنوات لليرقة ليتم عرضه من ظهري، بطني، أو الجانب الوحشي اعتمادا على كيفية تحميل يرقة وتوجها داخل القناة. هذا براعة في التوجه اليرقات يسمح لأي هيكل تهم تكون مرئية بشكل مستمر خلال الزحف. رابعا،قنوات قابلة للاستخدام مع مجموعة واسعة من المجاهر والأهداف. على سبيل المثال، وقنوات خطية يمكن استخدامها لمنخفضة الدقة التصوير على المجسامات مشرق الميدان و / أو عالية الدقة التصوير على القرص الغزل المجاهر مبائر 1. خامسا، هذه الطريقة يمكن استخدامها في تركيبة مع / التلاعب العصبية توليد الحرارة علم البصريات الوراثي في ​​أي خلفية وراثية. وأخيرا، لأن كلا من الجسم اليرقات (في الطور الأول والثاني) وقنوات الأغاروس واضحة بصريا، وقنوات يمكن استخدامها عند دراسة الحركات الديناميكية، أو التغيرات في كثافة الفلورسنت هياكل اليرقات وصفت من قبل تحقيقات الفلورسنت المشفرة وراثيا. وصف الأسلوب المناسب للدراسات حركية مفصلة من الأول والثاني الطور ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات. هذا المنشور يحلل التغيرات الديناميكية في كثافة الفلورسنت من الجهاز العصبي المركزي خلال الزحف اليرقات إلى الأمام للتدليل على استخدام القنوات وتمهيدا لنويالتصوير الكالسيوم رونالد.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="643">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">6 oz square Drosophila bottle</td>
			<td style="width:101px;">Scimart</td>
			<td style="width:119px;">DR-103</td>
			<td style="width:212px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agar</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">A1296</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">sucrose</td>
			<td style="width:101px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">apple juice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>not from concentrate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Tegosept</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>T2300</td>
			<td>methyl-p-hydroxybenzoate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">35 x 10 mm round petri dish</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td align="right">351008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">baker&#39;s yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">PDMS casting mold</td>
			<td style="width:101px;">FlowJem</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>can be requested from authors</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">A417-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">laboratory wipes</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">06-666-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">canned air</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">18-431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">10 cm petri dish</td>
			<td style="width:101px;">BioPioneer</td>
			<td style="width:119px;">GS82-1473-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">agarose</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-444-176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">razor blade</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">forceps</td>
			<td style="width:101px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">11241-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">22 x 40 cover glass, #1.5</td>
			<td style="width:101px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-365-605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Fiji (version 1.51d)</td>
			<td style="width:101px;">NIH</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>fiji.sc</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">Excel 2016</td>
			<td style="width:101px;">Microsoft</td>
			<td></td>
			<td>www.microsoftstore.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:211px;">MATLAB R2016</td>
			<td style="width:101px;">Mathworks</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>www.mathworks.com</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

ذبابة الفاكهة الزحف اليرقات يبرز بوصفه نموذجا قويا لدراسة التحكم العصبي في السلوك الحسي. ومع ذلك، سلوك الزحف اليرقات على أسطح مستوية معقدة، بما في ذلك: التوقف، وتحول، والتعرجات. هذا التعقيد في جعبته من حركة يعوق تحليل مفصل للأحداث التي تحدث خلال دورة الزحف خطوة واحدة. للتغلب على هذه العقبة، أدلى قنوات الأغاروس الخطية التي تقيد سلوك اليرقات على التوالي، مستمرة، الزحف الإيقاعي. من حيث المبدأ، لأن قنوات الأغاروس والجسم اليرقات ذبابة الفاكهة على حد سواء واضحة بصريا، يمكن رصد حركة هياكل اليرقات وصفت من قبل تحقيقات الفلورسنت المشفرة وراثيا في حالها، التي تتحرك بحرية اليرقات. في الماضي، وضعت اليرقات في القنوات الخطية والزحف على مستوى الحي كله، الجزء، وتم تحليل العضلات 1. في المستقبل، اليرقات الزحف في قنوات يمكن أن تستخدم في التصوير الكالسيوم لمراقبة العصبيةالنشاط نال. وعلاوة على ذلك، وهذه الأساليب يمكن استخدامها مع يرقات أي الوراثي ومع أي قناة مصممة الباحث. وهكذا بروتوكول الواردة أدناه لا ينطبق على نطاق واسع للدراسات باستخدام يرقة ذبابة الفاكهة نموذجا لفهم التحكم في المحركات.

توضح هذه المقالة طريقة لتوجيه ذبابة الفاكهة سلوك اليرقات باستخدام قنوات الأغاروس ولقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال دورة الزحف. اليرقات في القنوات الخطية أداء نوبات متواصلة من الزحف الإيقاعي (الشكل 3). لأن كلا من اليرقات وقنوات واضح?...

Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

يرقة ذبابة الفاكهة هو نظام نموذج قوي لدراسة التحكم العصبي في السلوك. يصف هذا المنشور استخدام القنوات الاغاروز خطية للحصول نوبات متواصلة من الزحف والأساليب الخطية لقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال سلوك الزحف المتكرر.

عن طريق القنوات الخطي الاغاروز لدراسة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات الزحف السلوك

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

using-linear-agarose-channels-to-study-drosophila-larval-crawling

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.3K Views.  University of Chicago.  يرقة ذبابة الفاكهة هو نظام نموذج قوي لدراسة التحكم العصبي في السلوك. يصف هذا المنشور استخدام القنوات الاغاروز خطية للحصول نوبات متواصلة من الزحف والأساليب الخطية لقياس ديناميكية هياكل اليرقات خلال سلوك الزحف المتكرر. 

Video: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

القبض على الليزر Microdissection ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية المحيطية

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of its convenient genetics and fully sequenced genome. Additionally, the larval nervous system is an ideal model system to study mechanisms of axonal transport as the larval segmental nerves contain bundles of axons with their cell bodies located within the brain and their nerve terminals ending along the length of the body. Here we describe the procedure for visualization of synaptic vesicle proteins within larval segmental nerves. If done correctly, all components of the nervous system, along with associated tissues such as muscles and NMJs, remain intact, undamaged, and ready to be visualized. 3rd instar larvae carrying various mutations are dissected, fixed, incubated with synaptic vesicle antibodies, visualized and compared to wild type larvae. This procedure can be adapted for several different synaptic or neuronal antibodies and changes in the distribution of a variety of proteins can be easily observed within larval segmental nerves.

Visualization of Larval Segmental Nerves in 3rd Instar Drosophila Larval Preparations

Drosophila melanogaster larvae provide an ideal model system to investigate the mechanisms of axonal transport within larval segmental nerves. Using this procedure, 3rd instar larvae carrying various mutations can be compared to wild type larvae.

تصور الأعصاب القطاعي اليرقات في 3 الثالثة طور مرحلي ذبابة الفاكهة التحضيرات اليرقات

Drosophila melanogaster is emerging as a powerful model system for studying the development and function of the nervous system, particularly because of ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including lens-secreting cone cells, pigment cells, a bristle cell and eight photoreceptors (PRs) R1-R8 2. The PRs have specialized microvillar structures, the rhabdomeres, which contain light-sensitive pigments, the Rhodopsins (Rhs). The rhabdomeres of six PRs (R1-R6) form a trapezoid and contain Rh1 3 4. The rhabdomeres of R7 and R8 are positioned in tandem in the center of the trapezoid and share the same path of light. R7 and R8 PRs stochastically express different combinations of Rhs in two main subtypes5: In the 'p' subtype, Rh3 in pR7s is coupled with Rh5 in pR8s, whereas in the 'y' subtype, Rh4 in yR7s is associated with Rh6 in yR8s 6 7 8.
Early specification of PRs and development of ommatidia begins in the larval eye-antennal imaginal disc, a monolayer of epithelial cells. A wave of differentiation sweeps across the disc9 and initiates the assembly of undifferentiated cells into ommatidia10-11. The 'founder cell' R8 is specified first and recruits R1-6 and then R7 12-14. Subsequently, during pupal development, PR differentiation leads to extensive morphological changes 15, including rhabdomere formation, synaptogenesis and eventually rh expression.
In this protocol, we describe methods for retinal dissections and immunohistochemistry at three defined periods of retina development, which can be applied to address a variety of questions concerning retinal formation and developmental pathways. Here, we use these methods to visualize the stepwise PR differentiation at the single-cell level in whole mount larval, midpupal and adult retinas (Figure 1).

Dissection and Immunohistochemistry of Larval, Pupal and Adult Drosophila Retinas

The Drosophila retina is a crystal-like lattice composed of a small number of cell types that are generated in a stereotyped manner 1. Its amenability to sophisticated genetic analysis allows the study of complex developmental programs. This protocol describes dissections and immunohistochemistry of retinas at three discrete developmental stages, with a focus on photoreceptor differentiation.

تشريح والمناعية من اليرقات، العذراء وتعليم الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; شبكية العين

The compound eye of Drosophila melanogaster consists of about 750 ommatidia (unit eyes). Each ommatidium is composed of about 20 cells, including ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given their relevance to development and disease, understanding the mechanisms that govern asymmetric stem cell division has been a robust area of study. Because they are genetically tractable and undergo successive rounds of cell division about once every hour, the stem cells of the Drosophila central nervous system, or neuroblasts, are indispensable models for the study of stem cell division. About 100 neural stem cells are located near the surface of each of the two larval brain lobes, making this model system particularly useful for live imaging microscopy studies. In this work, we review several approaches widely used to visualize stem cell divisions, and we address the relative advantages and disadvantages of those techniques that employ dissociated versus intact brain tissues. We also detail our simplified protocol used to explant whole brains from third instar larvae for live cell imaging and fixed analysis applications.

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

This protocol details a streamlined method used to conduct live cell imaging in the context of an intact larval brain. Live cell imaging approaches are invaluable for the study of asymmetric neural stem cell divisions as well as other neurogenic and developmental processes, consistently uncovering mechanisms that were previously overlooked.

التصوير المباشر ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their worlds when trying to understand their behavior and ecology. Sensitivity to the ultraviolet spectrum (UV; 300 - 400 nm) is found across multiple genera of birds, fish, reptiles, amphibians, and even mammals. This protocol describes a technique for examining organisms for the presence of UV-reflecting structures and a method for testing whether these cues are used as social signals in the context of mate choice. A spectrophotometer is used to detect the presence of UV reflectance and variation in reflective intensity between individuals and sexes. An example of this technique is presented in which a dichotomous mate choice test exposes sexually receptive individuals to opposite sex individuals whose visual appearance can be manipulated by filters that either transmit full spectrum or block UV wavelengths. This system allowed for the determination that female, but not male, sailfin mollies (Poecilia latipinna) were using UV markings as part of their mating decisions. These types of studies serve to expand our knowledge of the range of organisms that utilize UV and provide insight into how UV plays a role in their lives.

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

This protocol outlines the use of spectrophotometry to detect ultraviolet-reflecting structures on organisms (in this example, the sailfin molly Poecilia latipinna) and describes dichotomous choice tests for fish that allow inferences to be made on the role of ultraviolet cues during mate selection.

فحوصات لكشف الهياكل التي تعكس الأشعة فوق البنفسجية، وتحديد أهميتها في تفضيل ماتي باستخدام مولي شراعية الزعانف<em&gt; البكيللية latipinna</em

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

طريقة بسيطة لقياس التغيرات في السلوك المكافأة التماس طريق<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

عن طريق القنوات الخطي الاغاروز لدراسة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية

القبض على الليزر Microdissection ذبابة الفاكهة الخلايا العصبية المحيطية

تصور الأعصاب القطاعي اليرقات في 3^{الثالثة} طور مرحلي ذبابة الفاكهة التحضيرات اليرقات

تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية

طرق الفحص ذبابة الفاكهة سلوك

تشريح والمناعية من اليرقات، العذراء وتعليم الكبار

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في

التصوير المباشر ل

فحوصات لكشف الهياكل التي تعكس الأشعة فوق البنفسجية، وتحديد أهميتها في تفضيل ماتي باستخدام مولي شراعية الزعانف

طريقة بسيطة لقياس التغيرات في السلوك المكافأة التماس طريق