Bu eser University of Nevada, Reno fonlarından başlangıç ve Ulusal Sağlık Enstitüsü grant numarası P20 GM103650 altında NIGMS tarafından desteklenmiştir.

1. bir davranış Arena inşa ve donanım Optogenetic stimülasyon davranış arenada etkinleştirmek için hazırlanıyor
<ol><li>Bir ışık yoksun davranış arena inşa için 89 x 61 x 66 cm3 boyutta bir kutu oluşturmak (35" L x 24" W x 26" H) (bkz: Malzemeler tablo) siyah renkli pleksiglas akrilik levhalar (3 mm kalınlığında) yaptı. Böyle bir kutu oluşturmak için malzemeleri yerel donanım mağazalarında mevcut olmalıdır. Bu kutusunu masa üstü davranış odasında (şekil 1A) yerleştirin.</li>
	<li>Tek renkli bir USB 3.0 CCD kamera ile donatılmış bir IR uzun taramalı 830 nm filtre ve bir 8 mm F1.4 C-mount lens ile Dağı ( Tablo malzemelerigörmek) kara kutu tavan ortasına. Yer iki kızılötesi LED ( Tablo malzemelerigörmek) (Resim 1A) karanlık arenada larva aydınlatmak için masa üstü şeritler.</li>
	<li>LED platform oluşturmak için bir 22 cm × 22 cm kare alüminyum levha (tercihen sprey herhangi bir yansımaları ortadan kaldırmak için siyah mat ile boyalı) edinin. Plaka Merkezi'ndeki CCD kamera sığmayacak kadar büyük bir delik bir metal kesici kullanarak.</li>
	<li>(Bkz. Tablo reçetesi) kırmızı LED şerit ışıklar ile metal plaka kapak. Serisi LED ışık şerit teller lehim ve şerit kablo ahududu Pi 2B mikro işlemcisi tarafından denetlenen bir optocoupler geçiş içine yem ( Tablo malzemelerigörmek) (Resim 1B ve 2).</li>
	<li>Yükleyin ve optocoupler geçiş için LED şeritler bağlanmadan önce ahududu Pi işlemci üzerinde Ubuntu dostum/Raspian Jesse/Linux esaslı iş sistem yapılandırın. Güç LED şeritler ve optocoupler (Şekil 2) için bir güç kaynağına takın (bkz. Tablo malzeme). CCD kamera (şekil 1B) çevresinde LED platformu bağlayın. Not: Ubuntu dostum v16.04 işletim sistemi serbestçe kullanılabilir. Basit temel Python komut LED ışık uyaranlara (sözdizimi dosyasına bakın) programı alışkanlıkları kolayca adapte edilebilir.</li>
	<li>Homojen olma davranışı arenada çeşitli noktalarda olun. Arena yüzeyi bir Spektrometre yardımıyla mutlak olma ölçmek ve ~1.3 W/m2 arena yüzeyi boyunca olmasını belirler. Not: Bu yoğunlukta deneyler boyunca sıcaklığında hiçbir önemli değişiklikler gözlendi. Başka bir çalışmada10 ~1.9 W/m2 bir daha yüksek olma kullanılan ve hiçbir değişiklik sıcaklık deneyleri boyunca gözlendi.</li>
</ol>2. davranış analizleri için Drosophila larva hazırlanması
<ol><li>Standart sinek Gıda sinekler korumak ( Tablo malzemelerigörmek) 25 ° C, % 50-60 RH ve 12 h/12 h açık/koyu döngüsü.</li>
	<li>
CsChrimson ORNs tek bir çift hızlı için bakire kadın UAS-IVS-CsChrimson bir OrX-Gal4 satırından erkekler için çizgiyi ('X' 21 larva koku reseptör birine karşılık gelen (ya da) her birinde benzersiz olarak ifade edilir genler ORNs 21 çiftlerini)9,11.
	<ol>
<li>Alternatif olarak, CsChrimson tüm 21 larva ORNs içinde hızlı için çapraz bir UAS-IVS-CsChrimson bakire kadın erkekler için ('Orco' tüm 21 ORNs ifade edilen ortak reseptör olduğu) bir Orco-Gal4 satırından satır.</li>
		<li>UAS-IVS-CsChrimson çizgi kendisi tarafından bir denetim bu deneyler olarak kullanın. Not: burada listelenen sinek stokları Bloomington Drosophila hisse senedi merkezinde mevcut tüm bulunmaktadır ( Tablo malzemelerigörmek).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Sonra erkek ve dişi sinekler çapraz dostum ve 48 h için yumurtalarını bırakmak için izin verilir, yetişkinler için taze bir şişe aktarın.
	<ol>
<li>Yumurta içeren gıda şişe yüzeye 400 µL Dimetil sülfoksit (DMSO) çözünmüş 400 µM all-trans retinal (ATR) ve distile suda 89 mM Sükroz içeren bir karışımı ekleyin. Not: Sükroz az miktarda larva ATR çözümünün beslenme teşvik etmektedir. ATR bir kofaktör CsChrimson ifade9,10etkinleşmiş için gerekli olduğunu. ATR ışığa duyarlı olduğunu.</li>
		<li>ATR yumurta içeren gıda şişeleri eklendikten sonra bir ek 72 h için karanlık şişeleri kuluçkaya. Not: Bu çalışma ve yukarıdaki iki çalışmaları nedeniyle ATR besleme larva davranışı üzerindeki etkileri gözlemledik değil iken, ATR ATR içermiyor yukarıdaki karışımı aynı miktarda sınama satırlarındaki subjecting tarafından besleme etkileri için kontrol önerilir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Üçüncü-biçim larva (~ 120 yumurta döşeme sonra h) bir yüksek yoğunluklu (% 15) Sükroz çözüm kullanarak yüzen tarafından sinek gıda yüzeyinden ayıklayın. Bir P1000 kullanarak micropipette 1000 mL cam kabı içine Sükroz çözüm yüzeyinde yüzen larva ayırın.</li>
	<li>Larvalar 3-4 kez her zaman 800 mL distile su cam ölçek değiştirerek yıkayın. Larvalar 10 dakikadır davranış tahlil tabi önce dinlenmek izin verir.</li>
</ol>3. davranış tahlil
<ol><li>(22-25 ° C arasında) tutarlı ısısını korumak ve davranış odasında (50 ile %60 RH) nem.</li>
	<li>
Larva gezinme orta 22 cm x 22 cm kare Petri kabına içine erimiş özel (% 1.5) tarafından dökme 150 mL hazırlayın. Bir Petri kabına tahlil, 8 – 10 deneme deneme başına her deneme için dökülür. Özel kuvvetlendirmek ve 1-2 h Petri yemekler için davranış assay olarak kullanmadan önce soğumaya izin.
	<ol>
<li>En fazla 20 hazırlandı üçüncü-biçim larva Merkezi, Petri yemek için (Resim 1C) aktarın. Petri kabına kapağı ile kapak. CCD kamera altında davranış arenada Petri kabına yerleştirin. Not: bağlı olarak deneme, davranış deneyleri genellikle 3-5 min için yapılmaktadır. Bir propil rehberlik yardım sağlamak için tahlil kullandıysanız, ortaya çıkan koku degrade için yaklaşık15 dk sabit kalır gözlenmiştir. Uzun tahlil kez tavsiye edilmez. Larva su kaybı nedeniyle veya uzun süreli 630 nm kırmızı ışık pozlama üzerinde zararlı etkileri bu zaman noktaları içinde gözlenen değil.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Larva video görselleştirmek için turn ON 850 nm kızılötesi LED ışık kaynağı. Larva hareketi kaydetmek üzere CCD kamerayla başlatın.</li>
	<li>Ahududu Pi işlemci, program uygun desen kırmızı ışık stimülasyon yönetmek için bu yordamı ile ilişkili yazılım kullanarak. Not: Bir basit dayalı Python komut kümesi LED ışık uyaranlara (sözdizimi dosyasına bakın) programı desenleri kolayca adapte edilebilir.</li>
</ol>4. veri işleme ve analiz
<ol><li>Kaydedilen videoyu her deneme Matlab gibi kullanılabilir herhangi bir programlama yazılım alın.</li>
	<li>Bir film her larva XY koordinatları bir fonksiyonu olarak elde edilir. İzleme yazılımı sınırlamalar dayalı, 15-20 üçüncü-biçim larva bir tek film1,8' izlenebilir. Not: Bir dizi (sözdizimi dosyasına bakın) uygun koşullarına uygun kolayca adapte edilebilir basit Matlab kodları ('Tracklarva') sağlanır. Bu program tüm denemeler bir deneyde birleştirir ve her larva XY koordinatları assay süresi boyunca verir (bkz: kod sözdizimi aşağıda). Alternatif olarak, araştırmacılar için serbestçe kullanılabilir çeşitli açık kaynak tabanlı programlar ihtiyacım var. Örneğin JAABA (http://jaaba.sourceforge.net/)12.</li>
	<li>
Oluşturulan XY koordinatları larva yörüngeleri çizilecek ve larva hareket daha ileri düzeyde çözümlemek için kullanın.
	<ol>
<li>Davranış analizleri için hız, yol eğriliği, başlık açı, gibi seyir istatistikleri çalışır ve döner dizileri alternatif içine bireysel larva yörüngeleri segmentlere ayırmak için kullanın.</li>
		<li>İshal sürekli dönemlerinde ileri hareketi tanımlanır. Sırayla art arda gelen ishal ayırın. Döner bayraklı değişiklikleri yörünge yönlendirme açılarla yaşındayken > 45° (sözdizimi dosyasına bakın).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Çalışma hızı, uzunluk, çalışma yönü ve diğer parametreleri gerektiği gibi çalışması için ortalama değerleri hesaplar. Not: 'İshal' ve 'durur' larva yörüngeleri ayıklamak için basit sözdizimi bir dizi sağlanan (sözdizimi dosyasına bakın). Basit Matlab veya Excel tabanlı işlevleri uzunluğu hesaplamak değerleri 'çalışma hızı', 'çalıştırmak için ' ayıklanan veriler için uygulanabilir vs.</li>
	<li>± SEM Yani davranış her ölçüm için veri temsil etmek</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mathew, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+diversity+among+sensory+receptors+in+a+Drosophila+olfactory+circuit.">Functional diversity among sensory receptors in a Drosophila olfactory circuit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 2134-2143 (2013).</li><li>Ramaekers, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glomerular+maps+without+cellular+redundancy+at+successive+levels+of+the+Drosophila+larval+olfactory+circuit.">Glomerular maps without cellular redundancy at successive levels of the Drosophila larval olfactory circuit.</a> Current biology : CB. 15, 982-992 (2005).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular,+anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">Molecular, anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Current biology : CB. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Kreher, S. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+larva.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila larva.</a> Neuron. 46, 445-456 (2005).</li><li>Kreher, S. A., Mathew, D., Kim, J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translation+of+sensory+input+into+behavioral+output+via+an+olfactory+system.">Translation of sensory input into behavioral output via an olfactory system.</a> Neuron. 59, 110-124 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Monte, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+larval+olfactory+response+in+Drosophila+and+its+genetic+basis.">Characterization of the larval olfactory response in Drosophila and its genetic basis.</a> Behav Genet. 19, 267-283 (1989).</li><li>Gershow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+airborne+cues+to+study+small+animal+navigation.">Controlling airborne cues to study small animal navigation.</a> Nature methods. 9, 290-296 (2012).</li><li>Klapoetke, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11, 338-346 (2014).</li><li>Hernandez-Nunez, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reverse-correlation+analysis+of+navigation+dynamics+in+Drosophila+larva+using+optogenetics.">Reverse-correlation analysis of navigation dynamics in Drosophila larva using optogenetics.</a> eLife. 4, (2015).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li><li>Kabra, M., Robie, A. A., Rivera-Alba, M., Branson, S., Branson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JAABA:+interactive+machine+learning+for+automatic+annotation+of+animal+behavior.">JAABA: interactive machine learning for automatic annotation of animal behavior.</a> Nature methods. 10, 64-67 (2013).</li><li>Newquist, G., Novenschi, A., Kohler, D., Mathew, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+contributions+of+Olfactory+Receptor+Neurons+in+a+Drosophila+olfactory+circuit.">Differential contributions of Olfactory Receptor Neurons in a Drosophila olfactory circuit.</a> eNeuro. 3, (2016).</li><li>Schulze, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamical+feature+extraction+at+the+sensory+periphery+guides+chemotaxis.">Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis.</a> eLife. 4, (2015).</li><li>Tastekin, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+Subesophageal+Zone+in+Sensorimotor+Control+of+Orientation+in+Drosophila+Larva.">Role of the Subesophageal Zone in Sensorimotor Control of Orientation in Drosophila Larva.</a> Current Biology. 25, 1448-1460 (2015).</li><li>Famiglietti, E. V., Kolb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+basis+for+ON-and+OFF-center+responses+in+retinal+ganglion+cells.">Structural basis for ON-and OFF-center responses in retinal ganglion cells.</a> Science. 194, 193-195 (1976).</li><li>Luo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+thermotaxis+in+Caenorhabditis+elegans+is+mediated+by+distinct+sensorimotor+strategies+driven+by+the+AFD+thermosensory+neurons.">Bidirectional thermotaxis in Caenorhabditis elegans is mediated by distinct sensorimotor strategies driven by the AFD thermosensory neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 2776-2781 (2014).</li><li>Berck, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+wiring+diagram+of+a+glomerular+olfactory+system.">The wiring diagram of a glomerular olfactory system.</a> eLife. 5, (2016).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Burada, Drosophila larva davranış aynı anda optogenetic harekete geçirmek koku nöronların karşılık olarak ölçülmesi için izin veren bir yöntem açıklanmıştır. Daha önce açıklanan larva izleme yöntemleri1,8 farklı koku teslim teknolojisini kullanıyor ORNs harekete geçirmek. Ancak, bu yöntemleri özgüllük veya zamansal desenleri ORN etkinleştirme için kontrol edemiyorum. Bizim yöntem bu açıkları ORN harekete geçirmek daha...

Drosophila larva'nın ortamında koku bilgilerine yalnızca 21 işlevsel olarak farklı ORNs, faaliyetleri hangisini sonuçta larva davranış1,2,3,4belirlemek hissettim. Henüz, nispeten az hangi tarafından bu 21 ORNs faaliyetlerine duyusal bilgi kodlanmış mantığı hakkında bilinir. Böylece her larva ORN davranış için fonksiyonel katkılarıyla deneysel olarak ölçmek için gerek yoktur.
Drosophila larva ORNs tüm repertuar duyusal yanıt profilini ayrıntılı1,4,5, bireysel ORNs koku devre ve dolayısıyla katkılarıyla eğitim gördü, ancak gezinme davranışı büyük ölçüde bilinmeyen kalır. Zorluklar larva davranış çalışmaları, şimdiye kadar dağınık şekilde ve geçici tek ORNs etkinleştirmek için yetersizlik nedeniyle ortaya çıkmaktadır. Özellikle 19 21 Drosophila larva ORNs'harekete geçirmek odorants oluşan bir panel son zamanlarda açıklanan1idi. Her propil panelde, düşük konsantrasyonlarda, onun soydaş ORN sadece fizyolojik bir yanıt aydınlığa çıkartıyor. Ancak, normalde geleneksel davranış deneyleri için kullanılan yüksek konsantrasyonları her propil birden çok ORNs1,5,6fizyolojik yanıt aydınlığa çıkartıyor. Ayrıca, odorants Bu bölmedeki istikrarlı koku degradeler7,8oluşumu üzerinde bağlı davranış çalışmalar yorumlanması karmaşık hale volatilities çeşitli var. Son olarak, doğal olarak meydana gelen koku uyaranlara laboratuvar koşullarında çoğaltmak zordur zamansal bir bileşen var. Bu nedenle larva davranış aynı anda kayma ve zamansal bir şekilde tek tek ORNs etkinleştirilirken ölçebilen bir yöntem geliştirmek önemlidir.
Burada, yukarıda açıklanan larva izleme üzerinde avantajları vardır bir yöntem1,8deneyleri göstermektedir. Gershow ve ark. içinde açıklanan izleme tahlil elektronik kontrollü vanalar koku davranış arena8istikrarlı bir degrade korumak için kullanır. Ancak, karmaşık mühendislik koku uyarıcı kurulum oluşturmak ilgili düzeyi nedeniyle, bu yöntem diğer laboratuvarlarda çoğaltmak zordur. Ayrıca, özellikle tek ORNs etkinleştirmek için odorants kullanılmasıyla ilgili konuları çözülmemiş kalır. Mathew vd içinde açıklanan izleme tahlil daha basit bir koku iletim sistemi kullanır, ancak ortaya çıkan koku degrade test propil volatilite bağlıdır ve tahlil1uzun süreler için kararsız. Böylece, koku bir çekim gücü ile hafif bir çekim gücü yerine, bizim yöntem özgüllük avantajları ve ORN etkinleştirme kesin zamansal bir denetim vardır ve farklı güçlü koku degradeler oluşumu üzerinde bağımlı değildir.
Bizim yöntem kurmak kolaydır ve araştırmacılar Drosophila larva gezinti yönlerini ölçme baktılar için uygundur. Araştırmacı kendi favori sistemin neuron(s) tercih CsChrimson ifadede sürücü yapabiliyor olması koşuluyla bu tekniği diğer sistemleri modellemek için adapte. CsChrimson kanal rhodopsin, kırmızı kaymıştır bir sürümüdür. Larva'nın fototaksis sisteme görünmez dalga boylarında, aktif. Biz bu nedenle nöronların özgüllük, güvenilirlik ve tekrarlanabilirlik9ile faaliyet manipüle edebiliyoruz. Özel yazılım konuların boyut değişiklikleri için hesap yazılı değiştirerek, bu yöntem kolayca gezinme larvaları diğer böcek türleri için adapte olabilir.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Video camera to capture larval movement&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CCD Camera&amp;nbsp;</td><td>Edmund Optics</td><td>106215</td><td></td></tr><tr><td>M52 to M55 Filter Thread Adapter</td><td>Edmund Optics</td><td>59-446</td><td></td></tr><tr><td>2&quot; Square Threaded Filter Holder for Imaging Lenses&amp;nbsp;</td><td>Edmund Optics</td><td>59-445</td><td></td></tr><tr><td>RG-715, 2&quot; Sq. Longpass Filter</td><td>Edmund Optics</td><td>46-066</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Electronics for optogenetic setup&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Raspberry Pi 2B</td><td>RASPBERRY-PI.org</td><td>RPI2-MODB-V1.2</td><td></td></tr><tr><td>3 Channel programmable power supply</td><td>newegg.com</td><td>9SIA3C62037092</td><td></td></tr><tr><td>8 Channel optocoupler relay</td><td>amazon.com</td><td>6454319</td><td></td></tr><tr><td>630nm Quad-row LED strip lights</td><td>environmentallights.com</td><td>red3528-450-reel</td><td></td></tr><tr><td>850nm LED strips</td><td>environmentallights.com</td><td>wp-4000K-CC5050-60x2-kit</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Software&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ubuntu MATE v16.04</td><td>Nubuntu</td><td>https://github.com/yslo/nubuntu</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other items&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plexiglass black acrylic</td><td>Home Depot</td><td>MC1184848bl</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Fly food and other reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nutrifly fly food</td><td>Genesee Scientific</td><td>66-112</td><td></td></tr><tr><td>Agarose powder</td><td>Genesee Scientific</td><td>20-102</td><td></td></tr><tr><td>22cm X 22cm square petri-dish</td><td>VWR Inc.</td><td>25382-327</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>84097</td><td></td></tr><tr><td>All trans-retinal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R2500</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Flies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;UAS-IVS-CsChrimson&amp;nbsp;&lt;/em&gt;</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>55134</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Orco-Gal4&lt;/em&gt;</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>26818</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Or42a-Gal4&lt;/em&gt;</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>9970</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Or7a-Gal4&lt;/em&gt;</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>23907</td><td></td></tr></tbody></table>

tracking drosophila larval behavior in response to optogenetic stimulation of olfactory neurons

Böcekler koku kaynakları doğru gezinme olanağı onların birinci dereceden koku reseptör nöronlar (ORNs) faaliyetleri üzerinde temel alır. Hatırı sayılır miktarda bilgi ile ilgili ORN yanıt odorants için oluşturulan, davranışsal yanıt sürüş belirli ORNs rolü kötü anlaşılır kalır. Bireysel ORNs, birden çok ORNs tek odorants ve koku uyaranlara kullanarak doğal olarak gözlenen zamansal değişimleri çoğaltılıyor zorluk tarafından aktive etkinleştirmek odorants farklı volatilities nedeniyle davranış analizlerde komplikasyonlar ortaya geleneksel koku-teslimat yöntemlerinin laboratuvarda. Burada, yanıt olarak kendi ORNs aynı anda optogenetic uyarılması Drosophila larva davranış analiz eder bir protokol açıklayın. Burada kullanılan optogenetic teknoloji ORN harekete geçirmek özgüllük ve ORN etkinleştirme zamansal kalıplarının hassas kontrol sağlar. Karşılık gelen larva hareketi izlenir, dijital olarak kaydedilmiş ve özel yazılım yazılı kullanılarak analiz. Koku uyaranlara ışık uyaranlara ile değiştirerek, bu yöntem için daha kesin bir denetim bireysel ORN etkinleştirme larva davranış üzerindeki etkilerini incelemek için izin verir. Bizim yöntem daha fazla etkisi ikinci dereceden projeksiyon nöronların (PNs) yerel nöronlar (Ins) yanı sıra larva davranış çalışma için uzun olabilir. Nasıl koku nöron faaliyetleri tamamlayıcı çalışmalar içinde davranış yanıt-e doğru çevirmek ve bu yöntem böylece koku devre işlevi kapsamlı bir diseksiyon sağlayacak.

ORN harekete geçirmek özgüllük göstermek için bizim yöntem başarıyla iki farklı ORN (ORN::7a & ORN::42a) etkisini belirlemek için uygulandı (Or7a veya Or42a ifade ORNs) etkinleştirme larva davranış (şekil 3). Son çalışmalar bireysel ile tutarlı larva ORNs işlevsel olarak farklı1,10,13, CsChrimson ifade ORN::7a ışık tarafından uyardığında ...

Watch this Scientific Journal Video about Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons at JoVE.com

Koku Nöronlarının Optogenetik Uyarımına Yanıt Olarak Drosophila Larva Davranışının Takibi | Sinirbilim | Video

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

Bu iletişim kuralı Drosophila larva yanıt onun koku nöronlar eşzamanlı optogenetic uyarılması için gezinme davranışını analiz eder. 630 nm dalga boyunda ışık kırmızı kaymıştır kanal rhodopsin ifade bireysel koku nöronlar etkinleştirmek için kullanılır. Larva hareketi aynı anda izlenir, dijital olarak kaydedilmiş ve özel olarak yazılmış yazılım kullanılarak analiz.

Yanıt koku nöronlar Optogenetic uyarılması olarak Drosophila larva davranışını izlemek

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

tracking-drosophila-larval-behavior-response-to-optogenetic

Universidad de Cartagena UDEC

Research

Education

JoVE Journal

JoVE Core

Biology

Neuroscience

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

Ecology

Behavior

SCIENTISTS IN ACTION

7.2K Görüntüleme.  University of Nevada. Bu iletişim kuralı Drosophila larva yanıt onun koku nöronlar eşzamanlı optogenetic uyarılması için gezinme davranışını analiz eder. 630 nm dalga boyunda ışık kırmızı kaymıştır kanal rhodopsin ifade bireysel koku nöronlar etkinleştirmek için kullanılır. Larva hareketi aynı anda izlenir, dijital olarak kaydedilmiş ve özel olarak yazılmış yazılım kullanılarak analiz.

Video: Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biyoloji

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

Koku-uyarılmış Cevaplarının Kalsiyum Görüntüleme Drosophila Antennal Lob

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Nörobilim

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

In iştahlı İlişkilendirilebilir Olfaktör Öğrenme<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Yarı sağlam Lazer Aydınlatma ile Sinir Faaliyet optogenetic Pertürbasyon<em&gt; Drosophila</emMotion&gt; Larva

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Koku kılavuzluğunda Davranış Yüksek çözünürlüklü Niceleme<em&gt; Drosophila melanogaster</emKullanma&gt;<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Of Bilgisayar İzleme tarafından Analiz Edilmiş Olfaktor Davranışlar<em&gt; Drosophila</em&gt; Dört kadranda olfactometer içinde

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

Drosophila melanogaster Öğrenme Kaynaklı Sinaptik Plastisite Vivo Optik Kalsiyum Görüntüleme

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Behavioral Assays for Optogenetic Manipulation of Neural Circuits in Drosophila melanogaster

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study introduces easy-to-implement setups for applying optogenetic methods in Drosophila melanogaster. Two optogenetic tools, CsChrimson, a red-light-activated cation channel, and GtACR2, a blue-light-activated anion channel, were employed in four experimental approaches. Three of these approaches involve single-fly experiments: (1) a blue-light optogenetic thermotactic positional preference assay targeting temperature-sensitive heating cells, (2) a red-light optogenetic positional preference assay activating bitter sensing neurons, and (3) a proboscis extension response assay activating the sweet-sensing neurons. The fourth approach (4) is a fly maze setup to assess avoidance behaviors using multiple flies. The ability to manipulate neural activity temporally and spatially offers powerful insights into sensory processing and decision-making, underscoring the potential of optogenetics to advance our knowledge of neural function. These methods provide an accessible and robust framework for future research in neuroscience to enhance the understanding of specific neural pathways and their behavioral outcomes.

This paper presents methods for optogenetic manipulation in Drosophila melanogaster, utilizing CsChrimson and GtACR2 to activate and silence specific neurons. Four experiments are described to utilize optogenetics to explore thermotactic and gustatory behaviors, providing insights into the underlying neural mechanisms governing these processes.

Drosophila melanogaster'de Nöral Devrelerin Optogenetik Manipülasyonu için Davranışsal Testler

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study ...

Navigational Behavior of Drosophila Larvae in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Sensory Neurons

Source: Clark, D. A., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57353">Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates a study of the navigational behavior of Drosophila larvae in response to optogenetic stimulation of olfactory sensory neurons (ORNs). Transgenic Drosophila larvae expressing light-sensitive ion channels in the ORNs are placed on agarose within a behavior arena. Optogenetic stimulation with light opens the channels, causing a cation influx that triggers the transmission of the signal to the brain, and the navigation behavior is recorded.

Koku Alma Duyu Nöronlarının Optogenetik Stimülasyonuna Yanıt Olarak Drosophila Larvalarının Seyir Davranışı

1. Building a Behavior Arena and Preparing Hardware to Enable Optogenetic Stimulation in the Behavior Arena

	To build a light-deprived behavior arena, ...

Yanıt koku nöronlar Optogenetic uyarılması olarak Drosophila larva davranışını izlemek

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Koku-uyarılmış Cevaplarının Kalsiyum Görüntüleme Drosophila Antennal Lob

In iştahlı İlişkilendirilebilir Olfaktör Öğrenme

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım

Yarı sağlam Lazer Aydınlatma ile Sinir Faaliyet optogenetic Pertürbasyon

Koku kılavuzluğunda Davranış Yüksek çözünürlüklü Niceleme

Of Bilgisayar İzleme tarafından Analiz Edilmiş Olfaktor Davranışlar

Drosophila melanogaster Öğrenme Kaynaklı Sinaptik Plastisite Vivo Optik Kalsiyum Görüntüleme

Drosophila melanogaster'de Nöral Devrelerin Optogenetik Manipülasyonu için Davranışsal Testler

Koku Alma Duyu Nöronlarının Optogenetik Stimülasyonuna Yanıt Olarak Drosophila Larvalarının Seyir Davranışı