Name: a method for characterizing embryogenesis in arabidopsis
Uploaded: 2017-08-04T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis at JoVE.com

Biz Dr Jessica Habashi el yazması eleştirel okuma için teşekkür ederiz. Dr. Xianyong Sheng görüntüleme Merkezi, yaşam bilimleri, sermaye Normal Üniversitesi (Pekin, Çin), üniversite DR5-GFP tahlil lokalizasyonu gerçekleştirmek için teşekkür ediyoruz. Bu eser hibe Pekin belediye hükümeti Bilim Vakfı tarafından desteklenmiştir (CIT &#38; TCD20150102) ve ulusal doğal Bilim Vakfı, Çin'den (31600248).

Not: Bu protokol üç bölümden oluşur: 1) vahşi tipi Arabidopsis embriyo DIC mikroskobu; kullanarak desen oluşumunda gözlemleyerek 2) embriyo Desen oluşumu ile işaret protein ifade confocal lazer mikroskobu tarama kullanarak gözlenmesi karakterize; ve 3) ( naa10 mutant örnek olarak kullanarak) embriyogenez olarak belirli bir gen rolünün belirlenmesi.
1. ovule takas
<ol>
	<li>Bitki malzeme hazırlama Not: Burada açıklanan protokol nasıl sağlıklı bitkiler büyümek bir örnektir; sağlıklı bitkiler büyümek için başka yollar da iş.<ol>
		<li>1.5 mL tüp 100 tohum ekleyin ve sonra 5 dk. ters çevir'i tohumları tüp birkaç kez tohum ve çözüm yüzey tohumlar tamamen sterilize etmek için iyi karışık olduğundan emin olmak için sterilize etmek için 1 mL % 1.5 sodyum hipoklorit (mix 85 mL su ile 15 mL % 10 klor) ekleyin.</li>
		<li>Tohumlar tüp altına Santrifüjü 30 tarafından zorla 1200 x g, s süpernatant kaldırmak ve steril su ile tohum kalan sodyum hipoklorit kaldırmak için bir Bank dört kez yıkayın.</li>
		<li>4.4 g Bazal tuz karışımı Murashige ve Skoog (MS) ve 10 g Sükroz 1 litre ultrasaf su ekleyin. Tuzları ve sukroz çözmek için karışımı ilave edin. MS-Sükroz çözüm için eklemek gibi Phytagel, jelleşme Aracısı'nın 3 g çözüm pH 5.8 ile 1 M KOH, için ayarlayın ve belgili tanımlık eriyik vasıl 121 ° C MS orta yapmak 15 dakika sterilize.</li>
		<li>MS orta 30 mL MS orta plakaları oluşturmak için 12 cm kültür çanak içine dökün.</li>
		<li>Steril tohum MS tabağa yerleştirin. Plaka bir büyüme odasına aktarmak ve tohum stratifikasyon (3 gün karanlıkta 4 ° C'de) sonra plaka uzun günlük koşullar (16 h ışık ve karanlık 8 h için 18 ° C 22 ° C) altında tutun.</li>
		<li>8 gün sonra büyüme, bitkiler toprak (karışım besin açısından zengin toprak ve vermikülit 1:1 oranında) içinde bir tepsi, tepsi su kaybını önlemek 5 gün boyunca beyaz, şeffaf kapaklı kapağı takabilir ve Vitrifiye bitkilerin önlemek için bir boşluk bırakmak.</li>
		<li>Tepsiyi kapalı kapağı almak ve gömme Odası (1.1.5 bakınız) uzun günlük koşullar altında bitkilerde yetiştirmek. 6: 00'de ışık açma ve kapatma 10:00 PM. Artış Walk odası yaklaşık 20 gün sonra bitkiler çiçekli ve siliques üretilen.</li>
		<li>Çiçek tomurcukları ile tohum konumunu bir iplik takip ediyor önümüzdeki pm 08:00 işareti (ilk üçüncü çiçek tomurcukları için kullanmayın; Bu çiçek tomurcukları genellikle oluşturulan siliques bir kaç iptal edilen tohumlar geliştirmek ve bu anormal ovules normale oranda değiştirebilir). İşaretli bud ertesi sabah saat 8: 00'de çiçek açtığında ovule tozlaşma başlangıcı tanımlayın.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Hoyer'ın çözüm hazırlanması
	<ol>
		<li>Kloral hidrat 24 g 50 mL tüp ekleyin ve tüp tamamen (kloral hidrat çözümler ışık altında istikrarlı değildir) alüminyum folyo ile sarın.</li>
		<li>Daha sonra 9 mL ultrasaf su ve gliserol 3 mL yukarıdaki ekleyin ve kloral hidrat çözülmeye tüp sallamak. Hoyer'ın çözüm sağlamak için herhangi bir kabarcıkları ortadan kaldırmak için oda sıcaklığında gecede stand tüp ver.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ovule ayrılık ve gümrükleme
	<ol>
		<li>Çift taraflı yapışkan bant bir parça mikroskop cam slayda ekleyin. Bir silique gün sonra tozlaşma (DAP) ile yüzeye dik pseudoseptum slaytta istediğiniz sayıyı yetiştirilen yer; Bu da carpels (şekil 1A ve 1B) bölmek kolay hale getirecek.</li>
		<li>Carpels pseudoseptum her iki tarafında bir şırınga iğnesi bölünmüş ve silique ovules bir stereoscope (rakamlar 1 c ve 1 D) altında görülebilir iki disseke carpels slayda ekleyin.</li>
		<li>Hoyer'ın çözüm cam slayt üzerine 70 µL dağıtmak ve sonra ince uçlu cımbız Hoyer'ın çözüm ile bir çift ucu daldırma nemlendirin. Stereoscope kullanarak, ovules slayt üzerinde embriyo temizlemek için cımbızla Hoyer'ın çözüm taşıyın. Bir coverslip yavaşça herhangi bir kabarcıklar oluşturulmasını engellemek için slayda uygulanır.</li>
		<li>2-12 h için karanlık bir odada bir kutu içine bitmiş slayt (daha olgun bir ovule daha fazla zaman gerektiğini) oda sıcaklığında attın. Embriyo octant ve erken küresel aşamaları (3 DAP) arasında 4 h sonra görülebilir iken, 2/4 hücreli aşamada (1-2 DAP) embriyo mikroskobik 2 h sonra görülebilmektedir. Daha olgun embriyo (4-8 DAP) 12 h sonra görülebilir.</li>
		<li>Mikroskop DIC işlevini kullanarak temizlenen ovules inceleyin. Embriyo bir düşük güç alan (10 X) altında bulun ve sonra geliştirilen embriyolar hücresel desende gözlemlemek için yüksek güç alanına (100 X yağı daldırma objektif) değiştirin.</li>
		<li>Embriyo farklı gelişim aşamalarında inceleyin.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. embriyo desenlendirme ve hücre kimliğini Marker Protein ifade gözlem yolu ile karakterizasyonu
<ol>
	<li>Bitki malzemelerin hazırlanması
	<ol>
		<li>Organizatörü ve marker gen veya hormon yanıt öğe dizisi kodlama klonu ve sonra (gibi GFP); floresan bir protein ile sigorta ardından, yapı (pCambia1300 gibi) ikili vektör içine yerleştirin. Burada, auxin yanıt öğesi bir örnek10 DR5 sunulur.</li>
		<li>İçine vahşi-türü bitkiler Agrobacterium tumefacienstarafından elde edilen DR5-GFP plazmid takdim-dönüşümü11aracılı. Hygromycin içeren MS orta plakaları kullanarak T1 bitkiler seçin (50 mg/mL anne likör, seyreltilmiş 1:1, 000). Transgenik bitkiler uzun kökleri sergi ve büyüme 1.1.5 içinde açıklanan koşullar altında 8 gün sonra iki rozet yaprakları oluşturmak.</li>
		<li>Transgenik bitkiler toprağa aktarabilir ve onları 1.1.6 ve 1.1.7 belirtildiği şekilde yetiştirmek.</li>
		<li>T2 tohum bağımsız T1 hatları toplamak. MS-hygromycin plakaları tohumları ekmek, bir kopya (duyarlı bitkiler için dayanıklı bitkiler oranı kabaca 3:1-ecek var olmak) DR5-GFP ekleme taşıyan bitkiler seçmek ve onları toprağa aktarmak.</li>
		<li>T2 bitkiler 1.1.6 ve 1.1.7 belirtildiği şekilde yetiştirmek.</li>
		<li>T3 tohum T2 bitkilerden toplamak. MS-hygromycin plakaları tohumları ekmek, homozigoz transgenik bitkiler (tüm tek bir satır bitkilerden hygromycin direnç sergileyecek) seçmek ve onları toprağa aktarmak.</li>
		<li>Homozigoz T3 bitkilerin çiçek tomurcukları 1.1.8 içinde belirtildiği şekilde işaretle.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>GFP sinyal gözlem
	<ol>
		<li>Gliserol 3 mL 47 mL %6 gliserol çözüm üretmek için ultrasaf su ile karıştırın.</li>
		<li>Çift taraflı yapışkan bant bir parça cam mikroskop slayda ekleyin ve bir silique 1.3.1 içinde belirtildiği şekilde düzeltin.</li>
		<li>Carpels pseudoseptum her iki tarafında bir şırınga iğnesi bölünmüş ve iki disseke carpels 1.3.2 içinde belirtildiği gibi bir stereoscope altında slayt ekleyin.</li>
		<li>% 6 gliserol cam slayt üzerine 30 µL dağıtmak ve tüm ovules disseke carpels dan ince uçlu cımbız kullanarak çözüm yerleştirin. Bir coverslip slayt üzerinde yavaşça yerleştirin.</li>
		<li>Tohum ceket ve her ovule endosperm embriyo GFP sinyalleri gözlenmesi engelleyebilir gibi embriyo ovule ayıklamak. Slayt hızlı ve hafifçe dokunun (daha olgun bir ovule olan, daha az güç slayt için uygulanan) embriyo ovule üzerinden yükseltme için.</li>
		<li>GFP Floresans mikroskobu tarama confocal lazer kullanarak slayt inceleyin. Düşük güç alan (10 X) altında izole embriyo bulmak ve konumlarını kaydetmek sonra embriyo ifadede DR5-GFP 488 için uyarma ışık kaynağı ayarlayarak gözlemlemek için yüksek güç alanına (100 X yağı daldırma objektif) değiştirmek nm GFP sinyal tespiti.</li>
		<li>GFP ifade daha fazla çözümleme için uygun T3 hattı seçmek için embriyo tespit edebilir.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. embriyo Desen oluşumu Ovule temizlik ve Marker Protein gözlem yolu ile embriyo öldürücü bir Mutant karakterizasyonu: Naa10 örnek olarak
<ol>
	<li>Embriyo desenlendirme naa10 mutant tesislerinde
	<ol>
		<li>Bitki malzemeleri 1.1.1-1.1.7 içinde belirtildiği şekilde hazırlayın.</li>
		<li>Naa10tespit+/ − gene özgü astar5ve sonra işareti kullanan PCR tarafından naa10 çiçek tomurcukları bitkiler+/ − bitkiler 1.1.8 içinde belirtildiği gibi.</li>
		<li>Ovule temizlik ve naa10 mikroskobik incelenmesi gerçekleştirmek+/ − 1.2 ve 1.3 belirtildiği gibi embriyo.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Naa10 embriyo marker protein analizi
	<ol>
		<li>2.1-2.2 içinde özetlenen yordamı kullanarak uygun DR5-GFP transgenik satırları elde edilir.</li>
		<li>Homozigoz DR5-GFP transgenik bir naa10 ile çizgiyi+/ − naa10 elde etmek için bitki+/ − (gene özgü PCR tarafından tanımlanan) F2 üretimi, naa10karakterize etmek için GFP Floresans marker için homozigoz bitkiler+/ −5 ve GFP sinyal homozigoz DR5-GFP satırını kullanarak bir mikroskop altında gözlemlemek.</li>
		<li>Naa10 çiçek tomurcukları mark+/ − 2.1.7 içinde belirtildiği gibi DR5-GFP için homozigoz bitkiler.</li>
		<li>2.2 içinde belirtildiği gibi DR5-GFP için homozigoz naa10 embriyo GFP sinyalin arayın.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Jenik, P. D., Gillmor, C. S., Lukowitz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+patterning+in+Arabidopsis+thaliana.">Embryonic patterning in Arabidopsis thaliana.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 23, 207-236 (2007).</li><li>Lau, S., Slane, D., Herud, O., Kong, J., Jurgens, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+embryogenesis+in+flowering+plants:+setting+up+the+basic+body+pattern.">Early embryogenesis in flowering plants: setting up the basic body pattern.</a> Annu Rev Plant Biol. 63, 483-506 (2012).</li><li>Wendrich, J. R., Weijers, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Arabidopsis+embryo+as+a+miniature+morphogenesis+model.">The Arabidopsis embryo as a miniature morphogenesis model.</a> New Phytol. 199 (1), 14-25 (2013).</li><li>ten Hove, C. A., Lu, K. J., Weijers, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Building+a+plant:+cell+fate+specification+in+the+early+Arabidopsis+embryo.">Building a plant: cell fate specification in the early Arabidopsis embryo.</a> Development. 142 (3), 420-430 (2015).</li><li>Feng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+N-terminal+acetylation+is+required+for+embryogenesis+in+Arabidopsis.">Protein N-terminal acetylation is required for embryogenesis in Arabidopsis.</a> J Exp Bot. 67 (15), 4779-4789 (2016).</li><li>Berleth, T., Jurgens, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+monopteros+gene+in+organising+the+basal+body+region+of+the+Arabidopsis+embryo.">The role of the monopteros gene in organising the basal body region of the Arabidopsis embryo.</a> Development. 118, 575-587 (1993).</li><li>Luo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=D-myo-inositol-3-phosphate+affects+phosphatidylinositol-mediated+endomembrane+function+in+Arabidopsis+and+is+essential+for+auxin-regulated+embryogenesis.">D-myo-inositol-3-phosphate affects phosphatidylinositol-mediated endomembrane function in Arabidopsis and is essential for auxin-regulated embryogenesis.</a> Plant Cell. 23 (4), 1352-1372 (2011).</li><li>Nodine, M. D., Yadegari, R., Tax, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RPK1+and+TOAD2+are+two+receptor-like+kinases+redundantly+required+for+Arabidopsis+embryonic+pattern+formation.">RPK1 and TOAD2 are two receptor-like kinases redundantly required for Arabidopsis embryonic pattern formation.</a> Dev Cell. 12 (6), 943-956 (2007).</li><li>Ulmasov, T., Murfett, J., Hagen, G., Guilfoyle, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aux/IAA+proteins+repress+expression+of+reporter+genes+containing+natural+and+highly+active+synthetic+auxin+response+elements.">Aux/IAA proteins repress expression of reporter genes containing natural and highly active synthetic auxin response elements.</a> Plant Cell. 9 (11), 1963-1971 (1997).</li><li>Friml, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efflux-dependent+auxin+gradients+establish+the+apical-basal+axis+of+Arabidopsis.">Efflux-dependent auxin gradients establish the apical-basal axis of Arabidopsis.</a> Nature. 426 (6963), 147-153 (2003).</li><li>Clough, S. J., Bent, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Floral+dip:+a+simplified+method+for+Agrobacterium-mediated+transformation+of+Arabidopsis+thaliana.">Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana.</a> Plant J. 16 (16), 735-743 (1998).</li><li>Fiume, E., Fletcher, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+Arabidopsis+embryo+and+endosperm+development+by+the+polypeptide+signaling+molecule+CLE8.">Regulation of Arabidopsis embryo and endosperm development by the polypeptide signaling molecule CLE8.</a> Plant Cell. 24 (3), 1000-1012 (2012).</li><li>Jurkuta, R. J., Kaplinsky, N. J., Spindel, J. E., Barton, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+the+apical+domain+of+the+Arabidopsis+embryo+requires+the+BOBBER1+NudC+domain+protein.">Partitioning the apical domain of the Arabidopsis embryo requires the BOBBER1 NudC domain protein.</a> Plant Cell. 21 (21), 1957-1971 (2009).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Ovule izni hücre bölünmesi tespit ve Morfoloji Arabidopsisembriyogenez sırasında değerlendirilmesi için kullanışlı bir yöntemdir; Bu tekniği kullanarak, embriyo doğrudan DIC mikroskobu5,12altında görülebilir. Kritik ovule izni için adım 1.3.4 adımdır. Adım 1.3.4 ovule izni için gereken süreyi değişkendir. 12 h sonra belli belirsiz görünüyorlar ise 2/4 hücreli aşamada embriyo Hoyer'ın çözümünde, 2 h sonra açıkça gör?...

Embriyogenez daha yüksek bitki gelişiminde ilk olaydır. Olgun embriyo formlarının dışında bir zigot hücre bölünmesi ve farklılaşma altında sıkı genetik kontrol1,2. Arabidopsis embriyoların hücre bölünmeler embriyogenez sırasında dizi beklenen desen3,4takip çünkü morfogenez kontrolünü çalışmaya uzun bir faydalı model vardır. Ancak, bir birkaç hücreyi içeren bir Arabidopsis embriyo gözlenen ve analiz için çok küçük. Buna ek olarak, bazı genler mutasyon embriyo ölümcül5embriyo bu genlerin rol gösteren, neden olabilir. Embriyo ölümcül mutantlar Desen oluşumu karakterizasyonu sayede embriyo gelişimi temel genler düzenleyen moleküler mekanizması anlamak için bir temel sağlar.
Detaylı bir yöntem burada embriyo Desen oluşumu model bitki Arabidopsis karakterizasyonu için doğrudan mikroskobik gözlem tarafından açıklanmıştır. Yöntem ovule izni bir embriyo mikroskobik gözlem tarafından takip içerir. Embriyo öldürücü bir mutant karakterizasyonu ayrıca açıklanmıştır.
Embriyo farklı gelişim aşamalarında morfolojisi Hoyer'ın çözüm6,7ile temizlenmiş ovules kullanarak doğrudan mikroskobu tarafından belirlenebilir. Böyle ovules bir yüksek Kırılma indisi sergi; Böylece, bu ovule yöntemi temizlenmesi özellikle fark girişim kontrast (DIC) mikroskopi tarafından uyulmalıdır numuneler için avantajlıdır.
Buna ek olarak, belirli bir hücre veya hücreler sınırlı sayıda embriyo sırasında ifade edilir genler imleyicileri bir embriyo hücreleri tanımlamak için kullanılabilir. Bu nedenle, hücre Kimlik belirtimi embriyogenez sırasında ifade confocal lazer mikroskobu tarama kullanarak GFP öğesini işaret proteinlerin izleyerek açıklamalı. Tersine, bir bilinmeyen işlev gen -GFP füzyon embriyogenez sırasında ifade desenini gözlemleyerek embriyo desenlendirme ve o gen ifade arasında bir bağlantı sağlamak ve Arabidopsisembriyo için gerekli olan yeni genlerin tanımlaması kolaylaştırmak.
Burada açıklanan yöntemi de embriyo öldürücü bir mutant fenotip karakterize ve etkilenen gen embriyogenez hücresel düzeyde üzerinde etkisini belirlemek için kullanılabilir. Ayrıca, marker gen ifade deseninin ile birlikte bir karşılaştırma sırasında embriyogenez vahşi tipi ve mutant bitkiler arasında moleküler mekanizmaları ve sinyal yollar embriyogenez8,9' ilgili hakkında ipuçları yöntemi yol açabilir. Gerçekten de, naa10 bitkiler için yöntem uygulandı ve mutant hypophysis anormal bölünmesi sırasında embriyo5auxin dağıtım bir değişiklik nedeni olabilir bulundu.

<table><tbody><tr><td>Chloral Hydrate</td><td>Sigma</td><td>15307</td><td></td></tr><tr><td>Murashige and Skoog Basal Medium</td><td>Sigma</td><td>M5519</td><td></td></tr><tr><td>Phytagel</td><td>Sigma</td><td>P8169</td><td></td></tr><tr><td>Hygromycin</td><td>Roche</td><td>10843555001</td><td></td></tr><tr><td>Growth chamber</td><td>Percival</td><td>CU36L5</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescence microscope</td><td>Zeiss Oberkochen</td><td>Zeiss Image M2</td><td>camera: AxioCam 506 color</td></tr><tr><td>Confocal Laser Scanning Microscopy</td><td>Zeiss Oberkochen</td><td>Zeiss LSM 5</td><td>filters: BP 495 - 555 nm</td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Zeiss Oberkochen</td><td>Axio Zoom V16</td><td>camera: AxioCam MRc5</td></tr><tr><td>nutrient-rich soil</td><td>KLASMANN, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50-mL tube</td><td>Corning Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5-mL tube</td><td>Corning Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10% sodium hypochlorite solution</td><td></td><td></td><td>Domestic analytical reagent</td></tr><tr><td>sucrose</td><td></td><td></td><td>Domestic analytical reagent</td></tr><tr><td>KOH</td><td></td><td></td><td>Domestic analytical reagent</td></tr><tr><td>glycerol</td><td></td><td></td><td>Domestic analytical reagent</td></tr><tr><td>culture dish</td><td></td><td></td><td>Domestic supplies</td></tr><tr><td>vermiculite</td><td></td><td></td><td>Domestic supplies</td></tr><tr><td>glass slide</td><td></td><td></td><td>Domestic supplies</td></tr><tr><td>syringe needle</td><td></td><td></td><td>Domestic supplies</td></tr><tr><td>fine-tipped tweezers</td><td></td><td></td><td>Domestic supplies</td></tr><tr><td>super clean bench</td><td></td><td></td><td>Domestic equipment</td></tr></tbody></table>

a method for characterizing embryogenesis in arabidopsis

Gelişimleri çok öngörülebilir doğası göz önüne alındığında, Arabidopsis embriyo bir model olarak morfogenez tesislerinde çalışmaları için kullanılmaktadır. Ancak, erken aşamada bitki embriyo küçük ve onları gözlemlemek ve çözümlemek zor hale birkaç hücre içeriyor. Bir yöntemi Desen oluşumu bitki embriyo model organizma Arabidopsiskullanma mikroskop altında karakterize için burada kullanılmıştır. Taze ovules Hoyer'ın solution'ı kullanma izni, cep telefonu numarasını ve Morfoloji embriyo gözlenen ve onların gelişim aşamasında fark girişim kontrast mikroskobu bir 100 X yağı daldırma objektifi kullanarak tarafından tespit edilemedi. Buna ek olarak, belirli işaret proteinlerin yeşil flüoresan Protein (GFP ile) öğesini ifade mikroskobu tarama confocal lazerle hücre Kimlik belirtimi embriyo desenlendirme sırasında ek açıklama eklemek için takip. Böylece, bu yöntem vahşi-türü bitki embriyolar, hücresel ve moleküler düzeyde oluşumunda desen gözlemlemek ve embriyo vahşi-türü bitkiler ve embriyo ölümcül mutantlar Desen oluşumu karşılaştırarak embriyo desenlendirme belirli genlerin rol tanımlamak için kullanılabilir. Bu nedenle, yöntem Arabidopsisembriyogenez karakterize etmek için kullanılabilir.

Bu makalede açıklanan yöntemi embriyogenez doğrudan bir mikroskop altında gözlemlemek, belirli işaretleri ile hücre Kimlik belirtimi embriyogenez sırasında ek açıklama eklemek ve belirli bir gen rolü embriyogenez sırasında karakterize için kullanılabilir.
Temsilcisi sonuçları analiz (olgun yürüyüş-stick sahneye uzun zigot sahneden) içinde vahşi tipi Arabidopsis biçimlenme embriyo <strong class=...

Watch this Scientific Journal Video about A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis at JoVE.com

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

Bu iletişim kuralı Arabidopsis içinde embriyogenez embriyo Desen oluşumu bir mikroskop altında incelenmesi ve ardından ovule izni ile gözlemlemek için bir yöntem özetliyor.

Embriyogenez Arabidopsis olarak karakterize bir yöntem

Given the highly predictable nature of their development, Arabidopsis embryos have been used as a model for studies of morphogenesis in plants. However, ...

a-method-for-characterizing-embryogenesis-in-arabidopsis

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

11.0K Görüntüleme.  Capital Normal University. Bu iletişim kuralı Arabidopsis içinde embriyogenez embriyo Desen oluşumu bir mikroskop altında incelenmesi ve ardından ovule izni ile gözlemlemek için bir yöntem özetliyor.

Video: A Method for Characterizing Embryogenesis in Arabidopsis

Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

Early embryogenesis starting from a single cell zygote goes through rapid cell division and morphogenesis, and is morphologically characterized by pre-globular, globular, heart, torpedo and cotyledon stages. This progressive development is under the tight regulation of a complex molecular network. Harvesting sufficient early embryos at a similar stage of development is essential for investigating the cellular and molecular regulation of early embryogenesis. This is not straightforward since early embryogenesis undergoes rapid morphogenesis in a short while e.g. 8 days for Medicago truncatula to reach the early cotyledon stage. Here, we address the issue by two approaches. The first one establishes a linkage between embryo development and pod morphology in helping indicate the stage of the zygotic embryo. This is particularly based on the number of pod spirals and development of the spines. An alternative way to complement the in vivo studies is via culturing leaf explants to produce somatic embryos. The medium includes an unusual hormone combination - an auxin (1-naphthaleneacetic acid), a cytokinin (6-benzylaminopurine), abscisic acid and gibberellic acid. The different stages can be discerned growing out of the callus without dissection.

Protocols for Obtaining Zygotic and Somatic Embryos for Studying the Regulation of Early Embryo Development in the Model Legume Medicago truncatula

The goal is to illustrate that the model legume Medicago truncatula can be readily utilized to investigate the regulation of early plant embryogenesis to complement the non-legume Arabidopsis model. Pod morphology is linked to zygotic embryogenesis stages and a protocol to collect embryos using tissue culture is also provided.

Model Baklagil Erken Embriyo Geliştirme Yönetmeliği incelenmesi için zigotik ve somatik embriyolar Elde protokolleri<em&gt; Medicago truncatula</em

Early embryogenesis starting from a single cell zygote goes through rapid cell division and morphogenesis, and is morphologically characterized by ...

Gelişim Biyolojisi

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

Arabidopsis Çiçek Gelişmekte Konfokal Görüntüleme Canlı

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; for example, how the zygote polarizes to establish the body axis and how the embryo specifies various cell fates during organ formation. This manuscript describes an in vitro ovule culture method to perform live-cell imaging of developing zygotes and embryos of Arabidopsis thaliana. The optimized cultivation medium allows zygotes or early embryos to grow into fertile plants. By combining it with a poly(dimethylsiloxane) (PDMS) micropillar array device, the ovule is held in the liquid medium in the same position. This fixation is crucial to observe the same ovule under a microscope for several days from the zygotic division to the late embryo stage. The resulting live-cell imaging can be used to monitor the real-time dynamics of zygote polarization, such as nuclear migration and cytoskeleton rearrangement, and also the cell division timing and cell fate specification during embryo patterning. Furthermore, this ovule cultivation system can be combined with inhibitor treatments to analyze the effects of various factors on embryo development, and with optical manipulations such as laser disruption to examine the role of cell-cell communication.

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

This manuscript describes an in vitro ovule cultivation method that enables live-cell imaging of Arabidopsis zygotes and embryos. This method is utilized to visualize the intracellular dynamics during zygote polarization and the cell fate specification in developing embryos.

Vitro Zigot polarizasyon, Live-hücre görüntüleme ve Arabidopsis thaliana embriyo desenlendirme için ovule ekimi

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One challenge is that embryogenesis dynamically unfolds over a period of about 13 h; this half day-long timescale has constrained the scope of experiments by limiting the number of embryos that can be imaged. Here, we describe a semi-high-throughput protocol that allows for the simultaneous 3D time-lapse imaging of development in 80&#8211;100 embryos at moderate time resolution, from up to 14 different conditions, in a single overnight run. The protocol is straightforward and can be implemented by any laboratory with access to a microscope with point visiting capacity. The utility of this protocol is demonstrated by using it to image two custom-built strains expressing fluorescent markers optimized to visualize key aspects of germ-layer specification and morphogenesis. To analyze the data, a custom program that crops individual embryos out of a broader field of view in all channels, z-steps, and timepoints and saves the sequences for each embryo into a separate tiff stack was built. The program, which includes a user-friendly graphical user interface (GUI), streamlines data processing by isolating, pre-processing, and uniformly orienting individual embryos in preparation for visualization or automated analysis. Also supplied is an ImageJ macro that compiles individual embryo data into a multi-panel file that displays maximum intensity fluorescence projection and brightfield images for each embryo at each time point. The protocols and tools described herein were validated by using them to characterize embryonic development following knock-down of 40 previously described developmental genes; this analysis visualized previously annotated developmental phenotypes and revealed new ones. In summary, this work details a semi-high-throughput imaging method coupled with a cropping program and ImageJ visualization tool that, when combined with strains expressing informative fluorescent markers, greatly accelerates experiments to analyze embryonic development.

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

This work describes a semi-high-throughput protocol that allows simultaneous 3D time-lapse imaging of embryogenesis in 80&#8211;100 C. elegans embryos in a single overnight run. Additionally, image processing and visualization tools are included to streamline data analysis. The combination of these methods with custom reporter strains enables detailed monitoring of embryogenesis.

C. elegans Embriyonik Gelişimi Analiz Etmek Için Yarı-yüksek-throughput Görüntüleme Yöntemi ve Veri Görselleştirme Araç Seti

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One ...

Translating Ribosome Affinity Purification (TRAP) to Investigate Arabidopsis thaliana Root Development at a Cell Type-Specific Scale

In this article, we give hands-on instructions to obtain translatome data from different Arabidopsis thaliana root cell types via the translating ribosome affinity purification (TRAP) method and consecutive optimized low-input library preparation.
As starting material, we employ plant lines that express GFP-tagged ribosomal protein RPL18 in a cell type-specific manner by use of adequate promoters. Prior to immunopurification and RNA extraction, the tissue is snap frozen, which preserves tissue integrity and simultaneously allows execution of time series studies with high temporal resolution. Notably, cell wall structures remain intact, which is a major drawback in alternative procedures such as fluorescence-activated cell sorting-based approaches that rely on tissue protoplasting to isolate distinct cell populations. Additionally, no tissue fixation is necessary as in laser capture microdissection-based techniques, which allows high-quality RNA to be obtained.
However, sampling from subpopulations of cells and only isolating polysome-associated RNA severely limits RNA yields. It is, therefore, necessary to apply sufficiently sensitive library preparation methods for successful data acquisition by RNA-seq.
TRAP offers an ideal tool for plant research as many developmental processes involve cell wall-related and mechanical signaling pathways. The use of promoters to target specific cell populations is bridging the gap between organ and single-cell level that in turn suffer from little resolution or very high costs. Here, we apply TRAP to study cell-cell communication in lateral root formation.

Translating Ribosome Affinity Purification TRAP to Investigate Arabidopsis thaliana Root Development at a Cell Type-Specific Scale

Translating ribosome affinity purification (TRAP) offers the possibility to dissect developmental programs with minimal processing of organs and tissues. The protocol yields high-quality RNA from cells targeted with a green fluorescent protein (GFP)-labeled ribosomal subunit. Downstream analysis tools, such as qRT-PCR or RNA-seq, reveal tissue and cell type-specific expression profiles.

Bir Hücre Tipine Özel Ölçekte Arabidopsis thaliana Kök Gelişimini Araştırmak Için Ribozom Affinity Arınma (TRAP) Çevirisi

In this article, we give hands-on instructions to obtain translatome data from different Arabidopsis thaliana root cell types via the translating ribosome ...

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called photoreceptors to sense and adapt to light. The red/far-red light-absorbing phytochrome photoreceptors have been studied extensively. Phytochromes exist as a family of proteins with distinct and overlapping functions in all higher plant systems in which they have been studied1. Phytochrome-mediated light responses, which range from seed germination through flowering and senescence, are often localized to specific plant tissues or organs2. Despite the discovery and elucidation of individual and redundant phytochrome functions through mutational analyses, conclusive reports on distinct sites of photoperception and the molecular mechanisms of localized pools of phytochromes that mediate spatial-specific phytochrome responses are limited. We designed experiments based on the hypotheses that specific sites of phytochrome photoperception regulate tissue- and organ-specific aspects of photomorphogenesis, and that localized phytochrome pools engage distinct subsets of downstream target genes in cell-to-cell signaling. We developed a biochemical approach to selectively reduce functional phytochromes in an organ- or tissue-specific manner within transgenic plants. Our studies are based on a bipartite enhancer-trap approach that results in transactivation of the expression of a gene under control of the Upstream Activation Sequence (UAS) element by the transcriptional activator GAL43. The biliverdin reductase (BVR) gene under the control of the UAS is silently maintained in the absence of GAL4 transactivation in the UAS-BVR parent4. Genetic crosses between a UAS-BVR transgenic line and a GAL4-GFP enhancer trap line result in specific expression of the BVR gene in cells marked by GFP expression4. BVR accumulation in Arabidopsis plants results in phytochrome chromophore deficiency in planta5-7. Thus, transgenic plants that we have produced exhibit GAL4-dependent activation of the BVR gene, resulting in the biochemical inactivation of phytochrome, as well as GAL4-dependent GFP expression. Photobiological and molecular genetic analyses of BVR transgenic lines are yielding insight into tissue- and organ-specific phytochrome-mediated responses that have been associated with corresponding sites of photoperception4, 7, 8. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) of GFP-positive, enhancer-trap-induced BVR-expressing plant protoplasts coupled with cell-type-specific gene expression profiling through microarray analysis is being used to identify putative downstream target genes involved in mediating spatial-specific phytochrome responses. This research is expanding our understanding of sites of light perception, the mechanisms through which various tissues or organs cooperate in light-regulated plant growth and development, and advancing the molecular dissection of complex phytochrome-mediated cell-to-cell signaling cascades.

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

The molecular basis of spatial-specific phytochrome responses is being investigated using transgenic plants that exhibit tissue- and organ-specific phytochrome deficiencies. The isolation of specific cells exhibiting induced phytochrome chromophore depletion by Fluorescence-Activated Cell Sorting followed by microarray analyses is being utilized to identify genes involved in spatial-specific phytochrome responses.

Hücre tipi Özgül gösterilmeden FACS yardımlı kullanarak Doku ve Organ spesifik Fitokrom Yanıtları incelenmesi Arabidopsis thaliana</em

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called ...

Biyoloji

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

Uzun süreli, yüksek çözünürlüklü Konfokal Time Lapse Görüntüleme<em&gt; Arabidopsis Kotiledon</emÇimlenme sırasında&gt; Epidermis

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a consequence, the isolation of plant embryos at early stages (1 cell to globular stage) is technically challenging due to their relative inaccessibility. Efficient manual dissection at early stages is strongly impaired by the small size of young Arabidopsis seeds and the adhesiveness of the embryo to the surrounding tissues. Here, we describe a method that allows the efficient isolation of young Arabidopsis embryos, yielding up to 40 embryos in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. Embryos are released into isolation buffer by slightly crushing 250-750 seeds with a plastic pestle in an Eppendorf tube. A glass microcapillary attached to either a standard laboratory pipette (via a rubber tube) or a hydraulically controlled microinjector is used to collect embryos from droplets placed on a multi-well slide on an inverted light microscope. The technical skills required are simple and easily transferable, and the basic setup does not require costly equipment. Collected embryos are suitable for a variety of downstream applications such as RT-PCR, RNA sequencing, DNA methylation analyses, fluorescence in situ hybridization (FISH), immunostaining, and reporter gene assays.

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

We report an efficient and simple method to isolate embryos at early stages of development from Arabidopsis thaliana seeds. Up to 40 embryos can be isolated in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. The procedure is suitable for transcriptome, DNA methylation, reporter gene expression, immunostaining and fluorescence in situ hybridization analyses.

Erken evre Embriyolar verimli ve hızlı İzolasyon<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Tohumlar

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a ...

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the adult plant. The female SMC (megaspore mother cell, MMC) differentiates in the ovule primordium and undergoes meiosis. The selected haploid megaspore then undergoes mitosis to form the multicellular female gametophyte, which will give rise to the gametes, the egg cell and central cell, together with accessory cells. The limited accessibility of the MMC, meiocyte and female gametophyte inside the ovule is technically challenging for cytological and cytogenetic analyses at single cell level. Particularly, direct or indirect immunodetection of cellular or nuclear epitopes is impaired by poor penetration of the reagents inside the plant cell and single-cell imaging is demised by the lack of optical clarity in whole-mount tissues.
Thus, we developed an efficient method to analyze the nuclear organization and chromatin modification at high resolution of single cell in whole-mount embedded Arabidopsis ovules. It is based on dissection and embedding of fixed ovules in a thin layer of acrylamide gel on a microscopic slide. The embedded ovules are subjected to chemical and enzymatic treatments aiming at improving tissue clarity and permeability to the immunostaining reagents. Those treatments preserve cellular and chromatin organization, DNA and protein epitopes. The samples can be used for different downstream cytological analyses, including chromatin immunostaining, fluorescence in situ hybridization (FISH), and DNA staining for heterochromatin analysis. Confocal laser scanning microscopy (CLSM) imaging, with high resolution, followed by 3D reconstruction allows for quantitative measurements at single-cell resolution.

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

We provide here an efficient and reliable protocol for immunostaining, Fluorescence in&#160;situ Hybridization, DNA staining followed by quantitative, high-resolution imaging in whole-mount Arabidopsis thaliana ovules. This method was successfully used to analyze chromatin modifications and nuclear architecture.

Tüm montaj ovüllerindeki in Kromatin Modifikasyonu ve Nükleer Mimarlık Kantitatif, Tek hücreli Analizi için Etkin Bir Yöntem<em&gt; Arabidopsis</em

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the ...

Identification of the Genes Involved in Stomatal Development via Epidermal Phenotype Scoring

Stomata are small pores on the surface of land plants that are involved in gas exchange and water vapor release, and their function is critical for plant productivity and survival. As such, understanding the mechanisms by which stomata develop and pattern has tremendous agronomic value. This paper describes two phenotypic methods using Arabidopsis cotyledons that can be used to characterize the genes controlling stomatal development and patterning. Presented first are procedures for analyzing the stomatal phenotypes using toluidine blue O-stained cotyledons. This method is fast and reliable and does not require the use of epidermal peels, which are widely used for phenotypic analyses but require specialized training. Due to the presence of multiple cysteine residues, the identification and generation of bioactive EPF peptides that have a role in stomatal development have been challenging. Thus, presented second is a procedure used to identify stomatal ligands and monitor their biological activity by bioassays. The main advantage of this method is that it produces reproducible data relatively easily while reducing the amount of peptide solution and the time required to characterize the role of the peptides in controlling stomatal patterning and development. Overall, these well-designed protocols enhance the efficiency of studying the potential stomatal regulators, including cysteine-rich secretory peptides, which require highly complex structures for their activity.

Identification of the Genes Involved in Stomatal Development via Epidermal Phenotype Scoring

This paper describes two phenotyping methods without the use of epidermal peels to characterize the genes controlling stomatal development. The first method demonstrates how to analyze a stomatal phenotype using a toluidine blue O-stained plant epidermis. The second method describes how to identify stomatal ligands and monitor their biological activities.

Stomatal Gelişimde Rol Oynayan Genlerin Epidermal Fenotip Skorlaması ile Tanımlanması

Stomata are small pores on the surface of land plants that are involved in gas exchange and water vapor release, and their function is critical for plant ...

Embriyogenez Arabidopsis olarak karakterize bir yöntem

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Model Baklagil Erken Embriyo Geliştirme Yönetmeliği incelenmesi için zigotik ve somatik embriyolar Elde protokolleri

Arabidopsis Çiçek Gelişmekte Konfokal Görüntüleme Canlı

Vitro Zigot polarizasyon, Live-hücre görüntüleme ve Arabidopsis thaliana embriyo desenlendirme için ovule ekimi

C. elegans Embriyonik Gelişimi Analiz Etmek Için Yarı-yüksek-throughput Görüntüleme Yöntemi ve Veri Görselleştirme Araç Seti

Bir Hücre Tipine Özel Ölçekte Arabidopsis thaliana Kök Gelişimini Araştırmak Için Ribozom Affinity Arınma (TRAP) Çevirisi

Hücre tipi Özgül gösterilmeden FACS yardımlı kullanarak Doku ve Organ spesifik Fitokrom Yanıtları incelenmesi Arabidopsis thaliana

Uzun süreli, yüksek çözünürlüklü Konfokal Time Lapse Görüntüleme

Erken evre Embriyolar verimli ve hızlı İzolasyon

Tüm montaj ovüllerindeki in Kromatin Modifikasyonu ve Nükleer Mimarlık Kantitatif, Tek hücreli Analizi için Etkin Bir Yöntem

Stomatal Gelişimde Rol Oynayan Genlerin Epidermal Fenotip Skorlaması ile Tanımlanması