Biz Şekiller 1-3&#39;te gösterilen deneylerde kullanılan Nkx2-1 MCherry ESC Dr. Rossant ve Dr Bilodeau teşekkür etmek istiyorum. FACS SickKids-UHN Sitometrisi Tesisinde uygulandı. Bu çalışma Sağlık Araştırma Kanada Enstitüsü ve Yenilik Kanada Vakfı bir altyapı hibe (CSCCD) hibe işletim tarafından desteklenmiştir.

Hayvan deneyleri Sick Children Araştırma Enstitüsü Hastanesi Hayvan Bakım Komitesi talimatlarına uygun olarak gerçekleştirilmiştir. 1. İskele Hazırlık <ol><li> akciğer Decellularization <ol><li> CO 2 odasının kullanılarak yetişkin Wistar sıçan Euthanize. Odasında hayvan koyun ve dakikada odası hacminin% 10-30 bir dolgu hızında% 100 CO 2 pozlama başlar. <ol><li> bilinçsizlik için hayvan gözlemlemek; Bu yaklaşık 2-3 dakika sonra ortaya çıkar. bilinçsizlik Bu süre içinde oluşmazsa, hızı ve oda mühür doldurmak kontrol edin. bilinçsizlik ardından, soluk göz rengi ve solunum olmaması için hayvan gözlemleyin. Her iki gözlenmesi halinde, 1-2 dakika boyunca CO2 doldurma korumak ve daha sonra prosedür için odasından gelen hayvan çıkarın. </li></ol></li><li> forepaws ve arka ayakları sabitleyerek yüzey diseksiyon hayvan Güvenli ve% 70 etanol ile göğüs ve karın bölgeyi sprey. kalp ve lu girişsternum boyunca dikey bir kesi kullanılarak göğüs boşluğu açılarak NGS. </li><li> diyafram üzerinden küçük kesiler yapmak ilk akciğerleri delinmesiyle şansını azaltmak, akciğerler geri çekmek için neden. Bir dikiş ile inferior vena kava bağlanır ve küçük diseksiyon makas ile sol atrium küçük bir kesi yerleştirin. </li><li> Heparinize Hank dengeli tuz çözeltisi (HBSS) (HBSS, 10 U / ml heparin) ile dolu bir 25 G iğne ile hazırlanmış bir 10 ml şırınga kullanarak, akciğer dolaşımı sayesinde tampon itmek için sağ ventrikül içine iğne sokarak akciğer perfüzyon başlatmak (2 ml / dakika oranı). Akciğerler beyaz çevirmek ve sol atrium akan sıvı berrak bitene kadar bu işleme devam edin. </li><li> perfüzyon ardından, tiroid kıkırdak yakın plastik bir kateter ile trakea ve cannulate ortaya çıkarmak ve bir dikişle yerine sabitleyin. </li><li> Kur bir imbik standı ve kelepçe bir 10 ml şırınga sabitleyerek bir yerçekimi perfüzyon sistemi. Kaldır discard şırınga pistonu. akciğerler üzerinde 20 cm şırınga varil üzerinde maksimum doldurma noktasını sabitleyin. şırınga sonuna ve kanüle trakeaya decellularization çözümü sunmak için vana diğer ucuna uzun bir plastik boru için iki yönlü stopcock takın. şırıngaya çözüm dökün ve çözüm ekli plastik boru ve kateter doldurmak için izin verir. <ol><li> 1 dakika boyunca total akciğer kapasitesi (yaklaşık 12 ml) doldurarak akciğerleri lavaj ve sıvı akciğerlerin dışarı akmasına izin vermek için trakea plastik kateter çıkarın. H 2 O 20 cm altına basınç tutmak için akciğerlere lavaging şırınga fazla 10 ml doldurmayın </li></ol></li><li> fosfat tamponlu tuz (PBS) ile 10 kez batırıldıktan ardından sekiz kez decellularization çözeltisi ile akciğerlerin tekrar lavajı. </li><li> boyun ve göğüs boşluğundan serbest trakea ve akciğerler incelemek ve hayvan kaldırmak. vibratome se hazırlık kadar 4 ° C &#39;de soğuk PBS doku tutunctioning. </li></ol></li><li> Kalın bölüm nesil <ol><li> % 2 yaklaşık 15 ml (ağırlık / hacim) agaroz% 4 ve% 6 kadar küçük dikdörtgen bloklar halinde, tüm lobu yerleştirmek için (ağırlık / hacim) agaroz hazırlayın. mikrodalga PBS içinde düşük erime noktalı agaroz toz eritilir. Bir ısı bloğu 50 ml tüpler agaroz aktarın ve jelleşmenin önüne geçmek üzere 40 ° C &#39;nin üzerindeki sıcaklığı muhafaza. </li><li> Küçük bir makas kullanarak her lob (kranial, orta, aksesuar ve kuyruk sağa loblar ve sol lob) ayırmak için her lober bronş sonunda decellularized akciğer teşrih. Pat aşırı PBS kaldırmak ve% 2 içine yerleştirmek için emici yaprak kullanarak her lob kurutun (w / v) agaroz ısıtma bloğu üzerinde iken. </li><li> Petri kabı yerleştirmek, agaroz içinde kaplamanın 5 dakika sonra her bir lob kaldırma ve yüzey soğuk plaka üzerinde 1 dakika boyunca jel sağlar. </li><li> Yavaşça 5 dakika sonra, tekrar% 4 (ağırlık / hacim) agaroz serin lobları yerleştirin ve% 6 (ağırlık / hacim) agaroz ile bir kez daha kaplama tekrarlayın. </li><li> ardışık co sonraHer lob ating, kenarlarından çevreleyen doku agaroz en az 3 mm olan metal taban kalıplar kullanılarak% 6 (ağırlık / hacim) agaroz ayrı her lobun yerleştirin. Orient her lob deneyci bakan metal kalıbın yüzeyinde lobunun en büyük yassı kenarını konumlandırarak forseps kullanarak. Bu kenar vibratome kesit için numune plakasına sabitlenmiş taraf olacaktır. </li><li> blok önceden vibratome ile kesit için en az 30 dakika süreyle soğuk plaka üzerinde jel izin verin. 4 ° C&#39;de en çok 12 saat boyunca nemlendirilmiş bir odada saklayın blok önce kesit vibratome. </li><li> Kur soğuk PBS 12 ile kesit odasını doldurarak vibratome. Çevre buz banyosu ile kesit boyunca soğuk sıcaklık korumak. metal kalıplar blokları kaldırmak ve doku kenarından yaklaşık 3 mm tutarken, lobu çevreleyen aşırı agaroz aşağı trim bir jilet kullanın. </li><li> yapıştırıcı kullanılarak numune plakasının merkezine doku düzeltmek ve t içine plaka daldırınO kesit odasını PBS dolu. 0,2 mm / sn, 1.85 mm ve 350 um: sırasıyla aşağıdaki hız, genlik ve kalınlık değerleri seçerek vibratome sınırlarını kesit Kur. Not: lob yönlendirme uzunlamasına ve enine iki kısmı, kabul edilebilir. </li><li> Bölüm her lob tamamen. Bir bölüm tam bölüm dizisinin sonunda bıçak ile ayrılmış değilse elle kesilmiş bölümleri küçük makas kullanarak ücretsiz. nazikçe iskele bölümleri toplayın ve bir sonraki adıma kadar buz üzerinde PBS tutmak. Not: Oluşturulan Bölümler proksimal ve distal akciğer alanlarına ve recellularization için kullanılabilir her iki kaynaktan içerecektir; Bununla birlikte, yüzeyin en uzak akciğer içerecektir. </li></ol></li><li> skafold bölümlerinin atım <ol><li> mikrosantrifüj tüpler (30 bölüm / tüp) PBS 350 mikron kalınlığında iskele bölümleri aktarın ve nükleaz ile tedavi (PBS içinde 90 U / ml) (Malzeme listesi bakınız) 12 - üzerinde oda sıcaklığında 24 saat,Bir rotator. </li><li> nükleaz işlemin ardından, yeni bir mikrosantrifüj tüplerine forseps kullanılarak bir döndürücünün üzerine, oda sıcaklığında 6 saat süre ile, steril koşullar altında (PBS içinde 200 U / ml penisilin streptomisin ve 25 ug / ml amfoterisin B), antimikrobiyal çözeltisi ile muamele transferi bölümlerinden oluşmaktadır. Not: iskeleleri, kullanımdan önce bir hafta kadar 4 ° C antimikrobiyal çözelti içinde saklanabilir. </li><li> antimikrobiyal çözeltisi ile arındırma adımından sonra steril şartlar altında iki kez PBS ile yıkayın iskeleleri ve hücreler ile tohumlanmasından önce serbest farklılaşma ortamı (SFDM) serum aktarın. </li></ol></li></ol> 2. Endodermal Hücre Hazırlama <ol><li> Kesin Endoderm İndüksiyon <ol><li> 2i koşullar 13 kullanılarak besleyici içermeyen, serum serbest kültürü altında fare ESC hatları korumak. Trypsinization tarafından yapışık pluripotent kültüründen hücreleri kaldırarak endoderm indüksiyon başlayın. </li><li> 20,000 bir yoğunlukta SFDM tohum hücrelerin yeniden süspanseOrtam değişikliği olmadan hücreler üç gün boyunca, düşük yapışkan tabaklar / ml EB oluşumuna imkan vermek için. </li><li> Üç gün yavaşça, 10 ml bir pipet kullanarak 50 ml konik tüp EBS aktarmak ve onları oda sıcaklığında 3 dakika boyunca alt almasına izin sonra. </li><li> Dikkatlice aspire medya ve eklemek taze SFDM medya 50 ng / ml aktivin A ile desteklenmiş </li><li> geri 1 düşük yapışık plakalar üzerine Tohum hücreleri üç gün daha 2 yoğunluğu ve kültür kesin endoderm farklılaşma elde etmek. </li></ol></li><li> Kesin Endoderm zenginleştirme <ol><li> Gün 6 EBS toplamak tripsin ile ayırmak ve konjuge floresan antikorlar 14 kullanılarak c-KIT ve CXCR4 ifade etiket. </li><li> Her ikisinin de işaretleyicilerin ekspresyonu için floresans ile aktive edilen hücre tasnif (FACS) kullanılarak Sıralama etiketli hücreler zenginleştirilmiş bir nihai endoderm popülasyonu 15 elde edildi. </li></ol></li></ol> 3. Recellularization Kurulumu <ol><li> Hava-sıvı arayüzükültür kurulumu <ol><li> Steril forseps kullanarak bir hidrofobik yüzen membran (8 mikron gözenek boyutu) üzerine SFDM her decellularized iskele bölümü (adım 1.2.9) aktarın. iskele sağlamak bölümler zar üzerinde eşit yayılır. </li><li> sırasıyla SFDM 1 ya da 0.5 ml ile kuyu doldurarak 6 veya 12 oyuklu plakalar hazırlamak. Yavaşça bir hava-sıvı kültür kurulum oluşturma, zar medyanın üstünde yüzen sağlayan kuyu içine membranlar yerleştirin. </li></ol></li><li> 3D iskelelerinin tohumlama <ol><li> Kesin endoderm belirteçleri (adım 2.2.2) için aşağıdaki FACS, hemasitometre kullanarak sıralanmış hücreleri saymak SFDM 5 dakika ve tekrar süspansiyon için 400 xg&#39;de aşağı doğru döndürün. Yaklaşık olarak 100,000 hücre / 10 ul / iskelet ihtiva eden bir birim elde etmek için tekrar süspansiyon hücreleri. </li><li> doğrudan adım 3.1.2 her hazırlanmış bölümü üzerine pipet, hücrelerin 10 ul iskelesi recellularize için. </li><li> kültürlerinde, her 48 saat SFDM ortamı değiştirin. hafif bir eğim de plaka tutarak eski medya aspirekültür bozmamak için. Yavaş yavaş dalgalı membran batan önlemek için oyuk kenarı boyunca kültüre taze SFDM ekleyin. </li><li> olgun havayolu epitel numaralı seribaşı hücrelerin farklılaşmasını sağlamak kadar 21 gün boyunca hava-sıvı kültürleri korumak. Not: Recellularized bölümler hücre kültürü 16 boyunca herhangi bir zaman noktasında, doku boyama ve imünoflöresan (IF) mikroskopi için işlenebilir. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Discher, D. E., Mooney, D. J., Zandstra, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+Factors,+Matrices,+and+Forces+Combine+and+Control+Stem+Cells.">Growth Factors, Matrices, and Forces Combine and Control Stem Cells.</a> Science. 324 (5935), 1673-1677 (2009).</li><li>Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+matrix+dynamics+in+development+and+regenerative+medicine.">Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine.</a> J. Cell Sci. 121 (3), 255-264 (2008).</li><li>Ghaedi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+iPS+cell-derived+alveolar+epithelium+repopulates+lung+extracellular+matrix.">Human iPS cell-derived alveolar epithelium repopulates lung extracellular matrix.</a> J. Clin. Invest. 123 (11), 4950-4962 (2013).</li><li>Huang, S. X. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+generation+of+lung+and+airway+epithelial+cells+from+human+pluripotent+stem+cells.">Efficient generation of lung and airway epithelial cells from human pluripotent stem cells.</a> Nat. Biotechnol. 32 (1), 84-91 (2014).</li><li>Jensen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+lung+de-cellularization+protocol+supports+embryonic+stem+cell+differentiation+in+vitro+and+following+implantation.">A rapid lung de-cellularization protocol supports embryonic stem cell differentiation in vitro and following implantation.</a> Tissue Eng. Part C: Methods. 18 (8), 632-646 (2012).</li><li>Longmire, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+derivation+of+purified+lung+and+thyroid+progenitors+from+embryonic+stem+cells.">Efficient derivation of purified lung and thyroid progenitors from embryonic stem cells.</a> Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).</li><li>Wong, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+into+mature+airway+epithelia+expressing+functional+CFTR+protein.">Directed differentiation of human pluripotent stem cells into mature airway epithelia expressing functional CFTR protein.</a> Nat. Biotechnol. 30 (9), 876-882 (2012).</li><li>Gilpin, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+Lung+Epithelial+Specification+of+Human+Induced+Pluripotent+Stem+Cells+on+Decellularized+Lung+Matrix.">Enhanced Lung Epithelial Specification of Human Induced Pluripotent Stem Cells on Decellularized Lung Matrix.</a> Annal. Thorac. Surg. 98, 1721-1729 (2014).</li><li>Cortiella, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+Acellular+Natural+Lung+Matrix+on+Murine+Embryonic+Stem+Cell+Differentiation+and+Tissue+Formation.">Influence of Acellular Natural Lung Matrix on Murine Embryonic Stem Cell Differentiation and Tissue Formation.</a> Tissue Eng. Part A. 16 (8), 2565-2580 (2010).</li><li>Princivalle, M., De Agostini, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+roles+of+heparan+sulfate+proteoglycans:+a+comparative+review+in+Drosophila,+mouse+and+human.">Developmental roles of heparan sulfate proteoglycans: a comparative review in Drosophila, mouse and human.</a> Int. J. Dev. Biol. 46, 267-278 (2002).</li><li>Thompson, S. M., Jesudason, E. C., Turnbull, J. E., Fernig, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heparan+sulfate+in+lung+morphogenesis:+The+elephant+in+the+room.">Heparan sulfate in lung morphogenesis: The elephant in the room.</a> Birth Defects Res. Part C, Embryo Today. 90 (1), 32-44 (2010).</li><li>Zimmermann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+reproducibility+in+preparing+precision-cut+liver+tissue+slices.">Improved reproducibility in preparing precision-cut liver tissue slices.</a> Cytotechnology. 61 (3), 145-152 (2009).</li><li>Ying, Q. -. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ground+state+of+embryonic+stem+cell+self-renewal.">The ground state of embryonic stem cell self-renewal.</a> Nature. 453 (7194), 519-523 (2008).</li><li>Fox, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Culture+and+FGF+Signaling+Drive+Differentiation+of+Murine+Pluripotent+Cells+to+Distal+Lung+Epithelial+Cells.">Three-Dimensional Culture and FGF Signaling Drive Differentiation of Murine Pluripotent Cells to Distal Lung Epithelial Cells.</a> Stem Cells Dev. 24 (1), 21-35 (2014).</li><li>Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Purification+of+Specific+Cell+Population+by+Fluorescence+Activated+Cell+Sorting+(FACS).">Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS).</a> J. Vis. Exp. (41), e1546 (2010).</li><li>Shojaie, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acellular+lung+scaffolds+direct+differentiation+of+endoderm+to+functional+airway+epithelial+cells:+requirement+of+matrix-bound+HS+proteoglycans.">Acellular lung scaffolds direct differentiation of endoderm to functional airway epithelial cells: requirement of matrix-bound HS proteoglycans.</a> Stem Cell Reports. 4, 1-12 (2015).</li><li>Kubo, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+definitive+endoderm+from+embryonic+stem+cells+in+culture.">Development of definitive endoderm from embryonic stem cells in culture.</a> Development. 131 (7), 1651-1662 (2004).</li><li>Longmire, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+Derivation+of+Purified+Lung+and+Thyroid+Progenitors+from+Embryonic+Stem+Cells.">Efficient Derivation of Purified Lung and Thyroid Progenitors from Embryonic Stem Cells.</a> Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).</li><li>Wong, M. D., Dorr, A. E., Walls, J. R., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+3D+mouse+embryo+atlas+based+on+micro-CT.">A novel 3D mouse embryo atlas based on micro-CT.</a> Development. 139 (17), 3248-3256 (2012).</li></ol>

beyan için hiçbir rakip mali çıkarları vardır.

Burada açıklanan protokol başka hiçbir takviyesi ile farklılaşmayı doğrudan sadece doğal akciğer iskeleleri kullanarak olgun ESC türetilmiş havayolu epitel üretir. Bu kültür, kurulum, serumsuz, pahalı olmayan ve tekrarlanabilir tanımlanır. Baz farklılaşma medya yok büyüme faktörü takviyesi gereklidir. Kök hücre kökenli akciğer epitel hücreleri üretmek için daha önce yayınlanmış yöntemler soy kısıtlama 3,4,8,18,19 teşvik etmek büyüme faktörü takviyesi ile 2 boyutlu st...

Akciğer soy pluripotent hücrelerin Yönetmen farklılaşma mikro-1,2 hassas sinyal olayları bağlıdır. Bu nedenle sürecin dinamik doğası in vitro akciğer organogenez kesin olayları taklit etmek zor olmuştur. Son raporlar akciğer farklılaşma 3-8 ulaşmak için iki boyutlu kültürlerin çözünür büyüme faktörü takviyesi ile adım adım soy kısıtlama stratejilerini kullanmışlardır. adım adım farklılaşma protokollerde, pluripotent hücreler, embriyonik kök hücreleri (ESC) veya uyarılmış pluripotent kök hücreler olup, ilk kesin endoderm germ tabakasına ayırt edildi. homeodomen içeren transkripsiyon faktörü NKX2-1 ifadesi ile tanımlanan endodermal hücreler daha sonra, akciğer progenitör hücrelere daha sonra bir ön endoderm kaderine itti ve bulundu. Bu akciğer atalarıdır daha proksimal (havayolu) veya uzak (alveolar) akciğer epitel hücrelerinin wi için ayırt edildiinci büyüme faktörü takviyesi devam etti. Böyle 2 boyutlu stratejiler akciğer epitel hücreleri üreten bazı başarı vardı, ancak orada belirsiz verimlilik, diğer Endodermal soy mümkün kirlenme, 3 boyutlu (3D) yapı eksikliği gibi çeşitli sınırlamalar vardır ve bazı durumlarda tanımlanmamış kültürlerin kullanımı serum takviyesi ile. Hücresizleştirilmiş akciğer iskeleler üzerine pluripotent veya farklılaşmış hücrelerin kültürü artan akciğer epitelyal yapılar 3,5,6,8,9 oluşturan Serpilen hücreleri, rejeneratif potansiyelini değerlendirmek için bir tahlil olarak kullanılır. Bu tür raporlar kültür sürekli büyüme faktörü veya serum takviyesi ile İskele üzerinde hücreleri ekildi. Akciğer gelişimi çevresel işaretlere yanıt olarak bölünmesi, göç, gen ekspresyonu ve tek tek hücrelerin farklılaşmasını içermektedir. hücre dışı matrisi (ECM) yapısal destek sağlamanın yanı sıra, tissu yönlendiren glikoproteinlerin bir kafes olanentegre ve bu süreçleri 10,11 düzenleyerek e morfolojilerinden. Daha iyi in vivo akciğer gelişim ortamını taklit etmek endoderm kültürü için doğal bir platform olarak akciğer ECM iskele kullanarak, yüksek verimlilik ve tekrarlanabilirlik ile ayar tanımlanmış 3D-kültürde hücre kökenli havayolu epitel hücrelerini kök yarattı. Fare, akciğer ECM iskeleleri oluşturulan Decellularization hem de fare ESC türetilmiş endodermal hücreler tarafından üretilen ve daha sonra, bu iskeleler üzerine ekilmiştir. CXCR4 ve c-KIT proteinlerinin Çift ifade havayolu (proksimal akciğer) progenitör hücreler olarak tanımlanır Sox2 &amp; NKX2-1 ifade hem pozitif kesin bir endoderm hücre kimliğini ve hücreleri gösterir. Kesin endoderm hücreleri in vitro fonksiyonel hava yolu epitel hücreleri üretmek için üç hafta kadar hava sıvı arayüzü (ALI) de kültüre edildi. Bu protokol tanımdan akciğer soy farklılaşmasını teşvikgibi erken NKX2-1 + / Sox2 + erken proksimal akciğer ataları ortaya çıkması ile gözlenen 7 gün olarak tive endoderm. 14. günde ve kirpikli de ortaya kültür olgun hava yolu epitel hücre popülasyonlarının 21 (TUBB4A +), kulüp (SCGB1A1 +) ve bazal (TRP63 + KRT5 +) yerel fare solunum yollarında morfolojik ve fonksiyonel benzerlik ile hücreleri tarafından. Bu protokol epitel hücreleri hava yolu sağlam farklılaşma elde etmek için 3D-matris mikroçevresinin önemini ortaya koymaktadır.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfusion solution</td><td>Sigma</td><td>H0777</td><td>10 U/ml heparin</td></tr><tr><td>Perfusion solution</td><td>Gibco</td><td>14170112</td><td>dissolved in Hank&#039;s balanced salt solution (HBSS-)</td></tr><tr><td>Decellularization solution</td><td>BioShop</td><td>CHA003</td><td>8&amp;nbsp;mM CHAPS</td></tr><tr><td>Decellularization solution</td><td>Sigma</td><td>E9884</td><td>25&amp;nbsp;mM EDTA</td></tr><tr><td>Decellularization solution</td><td>BioShop</td><td>SOD002</td><td>1&amp;nbsp;M NaCl</td></tr><tr><td>Decellularization solution</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>dissolved in PBS</td></tr><tr><td>Benzonase nuclease</td><td>Novagen</td><td>70664-3</td><td>90&amp;nbsp;U/ml Benzonase nuclease&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Benzonase nuclease</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>diluted in PBS</td></tr><tr><td>Antimicrobial solution&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>15140</td><td>200&amp;nbsp;U/ml penicillin streptomycin</td></tr><tr><td>Antimicrobial solution&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>15290</td><td>25&amp;nbsp;&amp;mu;g/ml amphotericin B</td></tr><tr><td>Antimicrobial solution&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>diluted in PBS</td></tr><tr><td>Trypsinization&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>12605-028</td><td>TrypLE</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Gibco</td><td>IMDM 2440-053, F12 11765-054</td><td>3:1 ratio of IMDM and Ham&amp;rsquo;s modified F12 medium</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Gibco</td><td>12587-010</td><td>B27 supplement (50x dilution)</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td>N2 supplement (100x dilution)</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Gibco</td><td>15260-037</td><td>0.05% (Fraction V) bovine serum albumin</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Gibco</td><td>35050-061</td><td>200&amp;nbsp;mM Glutamax</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Sigma</td><td>M6145</td><td>4&amp;nbsp;&amp;mu;M monothioglycerol</td></tr><tr><td>Serum free differentiation media (SFDM)</td><td>Sigma</td><td>A4403&amp;nbsp;</td><td>0.05&amp;nbsp;mg/ml ascobic acid</td></tr><tr><td>Endoderm induction</td><td>R&amp;amp;D</td><td>338-AC/CF</td><td>Activin A</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CDH1</td><td>BD Biosciences</td><td>610181</td><td>Mouse, non-conjugated, 1:100</td></tr><tr><td>C-KIT</td><td>BD Biosciences</td><td>558163</td><td>Rat, PE-Cy7, 1:100</td></tr><tr><td>CXCR4</td><td>BD Biosciences</td><td>558644</td><td>Rat, APC, 1:100</td></tr><tr><td>KRT5</td><td>Abcam</td><td>ab24647</td><td>Rabbit, non-conjugated, 1:1,000</td></tr><tr><td>NKX2-1</td><td>Abcam</td><td>ab76013</td><td>Rabbit, non-conjugated, 1:200</td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Novus Biologicals</td><td>NB300-144</td><td>Rabbit, non-conjugated, 1:200</td></tr><tr><td>SCGB1A1</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-9772&amp;nbsp;</td><td>Goat, non-conjugated, 1:1,000</td></tr><tr><td>SOX2</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>AF2018&amp;nbsp;</td><td>Goat, non-conjugated, 1:400</td></tr><tr><td>TRP63</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-8431</td><td>Mouse, non-conjugated, 1:200</td></tr><tr><td>TUBB4A</td><td>BioGenex</td><td>MU178-UC</td><td>Mouse, non-conjugated, 1:500</td></tr><tr><td>Goat IgG&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>A-11055</td><td>Donkey, Alexa Fluor 488, 1:200</td></tr><tr><td>Mouse IgG&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>A-21202</td><td>Donkey, Alexa Fluor 488, 1:200</td></tr><tr><td>Mouse IgG&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>A-31571</td><td>Donkey, Alexa Fluor 647, 1:200</td></tr><tr><td>Rabbit IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A-21206</td><td>Donkey, Alexa Fluor 488, 1:200</td></tr><tr><td>Rabbit IgG&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>A-31573</td><td>Donkey, Alexa Fluor 647, 1:200</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Low adherent plates</td><td>Nunc</td><td>Z721050&amp;nbsp;</td><td>Low cell binding plates,&amp;nbsp; 6 wells&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Air-liquid interface membranes&amp;nbsp;</td><td>Whatman</td><td>110614</td><td>Hydrophobic Nucleopore membrane, 8&amp;nbsp;&amp;mu;m pore size</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1200S&amp;nbsp;</td><td>Leica Vibratome</td></tr><tr><td>Tissue Adhesive</td><td>Ted Pella</td><td>10033</td><td>Pelco tissue adhesive</td></tr></tbody></table>

generation of esc-derived mouse airway epithelial cells using decellularized lung scaffolds

Akciğer soy farklılaşma büyüme faktörü sinyalizasyon, hücre-hücre etkileşimleri ve hücre-matriks etkileşimleri içeren karmaşık çevresel ipuçları entegrasyonunu gerektirir. Bu nedenle karmaşıklığı nedeniyle, in vitro olarak akciğer gelişiminin tekrarlama zorlu olan akciğer epitelyal hücrelerine kök hücrelerin farklılaşmasını teşvik etmek. Bu protokol, hücresizleştirilmiş akciğer iskeleleri kök hücre türevli yolu epitel hücreleri akciğer, 3 boyutlu bir ortam taklit eden ve üretmek için kullanılır. Fare embriyonik kök hücre ilk önce decellularized iskelelerinin üzerine ekilir aktivin A Endoderm hücreleri ile bir embriyoid gövde (EB) kültür yöntemi kullanılarak endoderm soyuna farklılaşmış ve en fazla 21 gün süreyle hava-sıvı arayüzü kültüre edilir. Bu teknik, ek büyüme faktörü takviyesi olmadan fonksiyonel hava yolu epitel hücrelerine seribaşı hücreler (kirpikli hücreler, kulüp hücreleri ve bazal hücreler) farklılaşmasını teşvik eder. Bu kültür kurulum tanımlanır, serum-ücretsiz, ucuz ve tekrarlanabilir. Sınırlı kirlenme kültüründe olmayan akciğer endoderm soydan gelen olmamasına rağmen, bu protokol sadece hava yolu epitel popülasyonları üretir ve alveol epitel hücrelerinin neden vermez. Bu protokol ile oluşan hava yolu epitelial akciğer organojenez esnasında ve hastalık modelleme ya da sistik fibroz gibi hava yolu ilgili patolojilerin ilaç keşfi platformları için hücre-matris etkileşimlerini incelemek için kullanılabilir.

Bu protokolde belirtildiği gibi, kesin endoderm sağlam farklılaşma epitel hücreleri decellularized akciğer iskele bölümleri numaralı seribaşı hücrelerin uzun kültürünü kullanılarak elde edilebilir havayolunu olgun. Decellularized iskeleleri (1) konak hücreler tamamen çıkarıldığından emin olmak için karakterize, ve (2) hücre dışı matriks proteinleri farklılaşması için iskeleler kullanmadan önce korunmuş tavsiye edilir. Şekil 1A &#39;de ...

Watch this Scientific Journal Video about Generation of ESC-derived Mouse Airway Epithelial Cells Using Decellularized Lung Scaffolds at JoVE.com

Generation of ESC-derived Mouse Airway Epithelial Cells Using Decellularized Lung Scaffolds

Decellularized Akciğer Yapı iskeleleri kullanarak ESC türetilmiş Fare Havayolu Epitel Hücreleri Üretimi

Bu protokol verimli hava yolu epitel hücreleri olgun fare embriyonik kök hücre kaynaklı kesin endoderm yönlendirir. Bu farklılaşma tekniği tanımlanmış bir serum içermeyen kültür ortamında, akciğer soy özellikleri doğrudan 3 boyutlu hücresizleştirilmiş akciğer iskeleleri kullanır.

Lung lineage differentiation requires integration of complex environmental cues that include growth factor signaling, cell-cell interactions and ...

generation-esc-derived-mouse-airway-epithelial-cells-using

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.6K Görüntüleme.  Hospital for Sick Children.  Bu protokol verimli hava yolu epitel hücreleri olgun fare embriyonik kök hücre kaynaklı kesin endoderm yönlendirir. Bu farklılaşma tekniği tanımlanmış bir serum içermeyen kültür ortamında, akciğer soy özellikleri doğrudan 3 boyutlu hücresizleştirilmiş akciğer iskeleleri kullanır. 

Video: Generation of ESC-derived Mouse Airway Epithelial Cells Using Decellularized Lung Scaffolds

Procedure for Lung Engineering

Lung tissue, including lung cancer and chronic lung diseases such as chronic obstructive pulmonary disease, cumulatively account for some 280,000 deaths annually; chronic obstructive pulmonary disease is currently the fourth leading cause of death in the United States1. Contributing to this mortality is the fact that lungs do not generally repair or regenerate beyond the microscopic, cellular level. Therefore, lung tissue that is damaged by degeneration or infection, or lung tissue that is surgically resected is not functionally replaced in vivo. To explore whether lung tissue can be generated in vitro, we treated lungs from adult rats using a procedure that removes cellular components to produce an acellular lung extracellular matrix scaffold. This scaffold retains the hierarchical branching structures of airways and vasculature, as well as a largely intact basement membrane, which comprises collagen IV, laminin, and fibronectin. The scaffold is mounted in a bioreactor designed to mimic critical aspects of lung physiology, such as negative pressure ventilation and pulsatile vascular perfusion. By culturing pulmonary epithelium and vascular endothelium within the bioreactor-mounted scaffold, we are able to generate lung tissue that is phenotypically comparable to native lung tissue and that is able to participate in gas exchange for short time intervals (45-120 minutes). These results are encouraging, and suggest that repopulation of lung matrix is a viable strategy for lung regeneration. This possibility presents an opportunity not only to work toward increasing the supply of lung tissue for transplantation, but also to study respiratory cell and molecular biology in vitro for longer time periods and in a more accurate microenvironment than has previously been possible.

We have developed a decellularized lung extracellular matrix and novel biomimetic bioreactor that can be used to generate functional lung tissue. By seeding cells into the matrix and culturing in the bioreactor, we generate tissue that demonstrates effective gas exchange when transplanted in vivo for short periods of time.

Akciğer Mühendisliği Prosedürü

Lung tissue, including lung cancer and chronic lung diseases such as chronic obstructive pulmonary disease, cumulatively account for some 280,000 deaths ...

Biyomühendislik

Nonhuman Primate Lung Decellularization and Recellularization Using a Specialized Large-organ Bioreactor

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an attractive alternative to classic organ transplantation. This technology utilizes an organ&#39;s natural biological extracellular matrix (ECM) as a scaffold onto which autologous or stem/progenitor cells may be seeded and cultured in such a way that facilitates regeneration of the original tissue. The natural ECM is isolated by a process called decellularization. Decellularization is accomplished by treating tissues with a series of detergents, salts, and enzymes to achieve effective removal of cellular material while leaving the ECM intact. Studies conducted utilizing decellularization and subsequent recellularization of rodent lungs demonstrated marginal success in generating pulmonary-like tissue which is capable of gas exchange in vivo. While offering essential proof-of-concept, rodent models are not directly translatable to human use. Nonhuman primates (NHP) offer a more suitable model in which to investigate the use of bioartificial organ production for eventual clinical use.
The protocols for achieving complete decellularization of lungs acquired from the NHP rhesus macaque are presented. The resulting acellular lungs can be seeded with a variety of cells including mesenchymal stem cells and endothelial cells. The manuscript also describes the development of a bioreactor system in which cell-seeded macaque lungs can be cultured under conditions of mechanical stretch and strain provided by negative pressure ventilation as well as pulsatile perfusion through the vasculature; these forces are known to direct differentiation along pulmonary and endothelial lineages, respectively. Representative results of decellularization and cell seeding are provided.

Whole-organ decellularization produces natural biological scaffolds that may be used for regenerative medicine. The description of a nonhuman primate model of lung regeneration in which whole lungs are decellularized and then seeded with adult stem cells and endothelial cells in a bioreactor that facilitates vascular circulation and liquid media ventilation is presented.

There are an insufficient number of lungs available to meet current and future organ transplantation needs. Bioartificial tissue regeneration is an ...

Decellularization of the Murine Cardiopulmonary Complex

We present here a decellularization protocol for mouse heart and lungs. It produces structural ECM scaffolds that can be used to analyze ECM topology and composition. It is based on a microsurgical procedure designed to catheterize the trachea and aorta of a euthanized mouse to perfuse the heart and lungs with decellularizing agents. The decellularized cardiopulmonary complex can subsequently be immunostained to reveal the location of structural ECM proteins. The whole procedure can be completed in 4 days.
The ECM scaffolds resulting from this protocol are free of dimensional distortions. The absence of cells enables structural examination of ECM structures down to submicron resolution in 3D. This protocol can be applied to healthy and diseased tissue from mice as young as 4-weeks old, including mouse models of fibrosis and cancer, opening the way to determine ECM remodeling associated with cardiopulmonary disease.

This protocol aims to decellularize the heart and lungs of mice. The resulting extracellular matrix (ECM) scaffolds can be immunostained and imaged to map the location and topology of their components.

Murine Kardiyopulmoner Kompleksinin Hücreden Arındırılması

We present here a decellularization protocol for mouse heart and lungs. It produces structural ECM scaffolds that can be used to analyze ECM topology and ...

Kanser Araştırmaları

Mouse Embryonic Lung Culture, A System to Evaluate the Molecular Mechanisms of Branching

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of the lung endoderm with its surrounding mesenchyme and mesothelium. Lung mesenchyme has been shown to be the source of inductive signals for lung branching morphogenesis. Epithelial-mesenchymal-mesothelial interactions are also critical to embryonic lung morphogenesis. Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system (in the absence of maternal influence and blood flow). More importantly this technique can be readily done in a serumless, chemically defined culture media. Gain and loss of function can be achieved using expressed proteins, recombinant viral vectors and/or analysis of transgenic mouse strains, antisense RNA, as well as RNA interference gene knockdown.

Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system.

Fare Embriyonik Akciğer Kültür, Dallanma Moleküler Mekanizmalar değerlendirin Bir Sistem

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of ...

Biyoloji

Generation of Airway Epithelial Cell Air-Liquid Interface Cultures from Human Pluripotent Stem Cells

Diseases of the conducting airway such as asthma, cystic fibrosis (CF), primary ciliary dyskinesia (PCD), and viral respiratory infections are major causes of morbidity and mortality worldwide. In vitro platforms using human bronchial epithelial cells (HBECs) have been instrumental to our understanding of the airway epithelium in health and disease. Access to HBECs from individuals with rare genetic diseases or rare mutations is a bottleneck in lung research.
Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are readily generated by "reprogramming" somatic cells and retain the unique genetic background of the individual donor. Recent advances allow for the directed differentiation of iPSCs to lung epithelial progenitor cells, alveolar type 2 cells, as well as the cells of the conducting airway epithelium via basal cells, the major airway stem cells.
Here we outline a protocol for the maintenance and expansion of iPSC-derived airway basal cells (hereafter iBCs) as well as their trilineage differentiation in air-liquid interface (ALI) cultures. iBCs are maintained and expanded as epithelial spheres suspended in droplets of extracellular matrix cultured in a primary basal cell medium supplemented with inhibitors of TGF-&#223; and BMP signaling pathways. iBCs within these epithelial spheres express key basal markers TP63 and NGFR, can be purified by fluorescence activated cell sorting (FACS), and when plated on porous membranes in standard ALI culture conditions, differentiate into a functional airway epithelium. ALI cultures derived from healthy donors are composed of basal, secretory and multiciliated cells and demonstrate epithelial barrier integrity, motile cilia, and mucus secretion. Cultures derived from individuals with CF or PCD recapitulate the dysfunctional CFTR-mediated chloride transport or immotile cilia, the respective disease-causing epithelial defects.
Here, we present a protocol for the generation of human cells that can be applied for modeling and understanding airway diseases.

Recent advances in human induced pluripotent stem cell differentiation protocols allow for the stepwise derivation of organ-specific cell types. Here, we provide detailed steps for the maintenance and expansion of iPSC-derived airway basal cells and their differentiation into a mucociliary epithelium in air-liquid interface cultures.

İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinden Hava Yolu Epitel Hücresi Hava-Sıvı Arayüz Kültürlerinin Oluşturulması

Diseases of the conducting airway such as asthma, cystic fibrosis (CF), primary ciliary dyskinesia (PCD), and viral respiratory infections are major ...

Gelişim Biyolojisi

<meta charset="utf8"></head><body>Akciğer Bariyeri Bütünlüğü, Hastalık ve İlaç Keşfini İncelemek için Hava Yolu Modeli

iPSC-Derived Epithelial, Mesenchymal, Endothelial, and Immune Cell Co-Culture to Model Airway Barrier Integrity in Lung Health and Disease

Human lung tissue is composed of an interconnected network of epithelium, mesenchyme, endothelium, and immune cells from the upper airway of the nasopharynx to the smallest alveolar sac. Interactions between these cells are crucial in lung development and disease, acting as a barrier against harmful chemicals and pathogens. Current in vitro co-culture models utilize immortalized cell lines with different biological backgrounds, which may not accurately represent the cellular milieu or interactions of the lung. We differentiated human iPSCs into 3D lung organoids (containing both epithelium and mesenchyme), endothelial cells, and macrophages. These were co-cultured in an air-liquid interface (ALI) format to form an epithelial/mesenchymal apical barrier invested with macrophages and a basolateral endothelial barrier (iAirway). iPSC-derived iAirways showed a reduction in barrier integrity in response to infection with respiratory viruses and cigarette toxins. This multi-lineage lung co-culture system provides a platform for studying cellular interactions, signaling pathways, and molecular mechanisms underlying lung development, homeostasis, and disease progression. iAirways closely mimic human physiology and cellular interactions, can be generated from patient-derived iPSC&#39;s, and can be customized to include different cell types of the airway. Overall, iPSC-derived iAirway models offer a versatile and powerful tool for studying barrier integrity to better understand genetic drivers for disease, pathogen response, immune regulation, and drug discovery or repurposing in vitro, with the potential to advance our understanding and treatment of airway diseases.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: İzojenik Epitelyal, Endotel ve Bağışıklık Hücreleri Kullanılarak İnsan Hava Yolu Yeniden Modellenmesi ve Viral Yanıtların Modellenmesi

This article describes the generation of a complex, multi-cellular airway barrier model composed of induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived lung epithelium, mesenchyme, endothelial cells, and macrophages in an air-liquid interface culture.

Akciğer Sağlığı ve Hastalığında Hava Yolu Bariyeri Bütünlüğünü Modellemek için iPSC'den Türetilmiş Epitelyal, Mezenkimal ve İmmün Hücre Ko-Kültürü

Human lung tissue is composed of an interconnected network of epithelium, mesenchyme, endothelium, and immune cells from the upper airway of the ...

Engineered Lung Tissues Prepared from Decellularized Lung Slices

There is a need for improved 3-dimensional (3D) lung models that recapitulate the architectural and cellular complexity of the native lung alveolus ex vivo. Recently developed organoid models have facilitated the expansion and study of lung epithelial progenitors in vitro, but these platforms typically rely on mouse tumor-derived matrix and/or serum, and incorporate just one or two cellular lineages. Here, we describe a protocol for generating engineered lung tissues (ELTs) based on the multi-lineage recellularization of decellularized precision-cut lung slices (PCLS). ELTs contain alveolar-like structures comprising alveolar epithelium, mesenchyme, and endothelium, within an extracellular matrix (ECM) substrate closely resembling that of native lung. To generate the tissues, rat lungs are inflated with agarose, sliced into 450 &#181;m-thick slices, cut into strips, and decellularized. The resulting acellular ECM scaffolds are then reseeded with primary endothelial cells, fibroblasts, and alveolar epithelial type 2 cells (AEC2s). AEC2s can be maintained in ELT culture for at least 7 days with a serum-free, chemically-defined growth medium. Throughout the tissue preparation and culture process, the slices are clipped into a cassette system that facilitates handling and standardized cell seeding of multiple ELTs in parallel. These ELTs represent an organotypic culture platform that should facilitate investigations of cell-cell and cell-matrix interactions within the alveolus as well as biochemical signals regulating AEC2s and their niche.

This protocol describes a method to generate reproducible, small-scale engineered lung tissues, by repopulating decellularized precision-cut lung slices with alveolar epithelial type 2 cells, fibroblasts, and endothelial cells.

Desellülerize Akciğer Dilimlerinden Hazırlanan Mühendislik Akciğer Dokuları

There is a need for improved 3-dimensional (3D) lung models that recapitulate the architectural and cellular complexity of the native lung alveolus ex ...

Imaging-Guided Bioreactor for Generating Bioengineered Airway Tissue

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in regenerative medicine and bioreactor technologies offer opportunities to produce lab-grown functional tissue and organ constructs that can be used to screen drugs, model disease, and engineer tissue replacements. Here, a miniaturized bioreactor coupled with an imaging modality that allows in situ visualization of the inner lumen of explanted rat trachea during in vitro tissue manipulation and&#160;culture is described. Using this bioreactor, the protocol demonstrates imaging-guided selective removal of endogenous cellular components while preserving the intrinsic biochemical features and ultrastructure of the airway tissue matrix. Furthermore, the delivery, uniform distribution, and subsequent prolonged culture of exogenous cells on the decellularized airway lumen with optical monitoring in situ are shown. The results highlight that the imaging-guided bioreactor can potentially be used to facilitate the generation of functional in vitro airway tissues.

The protocol describes an imaging-enabled bioreactor that allows the selective removal of the endogenous epithelium from the rat trachea and homogenous distribution of exogenous cells on the lumen surface, followed by long-term in vitro culture of the cell-tissue construct.

Biyomühendislik hava yolu dokusu üretmek için görüntüleme kılavuzlu biyoreaktör

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in ...

Decellularized Akciğer Yapı iskeleleri kullanarak ESC türetilmiş Fare Havayolu Epitel Hücreleri Üretimi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Akciğer Mühendisliği Prosedürü

Nonhuman Primate Lung Decellularization and Recellularization Using a Specialized Large-organ Bioreactor

Murine Kardiyopulmoner Kompleksinin Hücreden Arındırılması

Fare Embriyonik Akciğer Kültür, Dallanma Moleküler Mekanizmalar değerlendirin Bir Sistem

İnsan Pluripotent Kök Hücrelerinden Hava Yolu Epitel Hücresi Hava-Sıvı Arayüz Kültürlerinin Oluşturulması

Akciğer Sağlığı ve Hastalığında Hava Yolu Bariyeri Bütünlüğünü Modellemek için iPSC'den Türetilmiş Epitelyal, Mezenkimal ve İmmün Hücre Ko-Kültürü

Akciğer Sağlığı ve Hastalığında Hava Yolu Bariyeri Bütünlüğünü Modellemek için iPSC'den Türetilmiş Epitelyal, Mezenkimal ve İmmün Hücre Ko-Kültürü

Akciğer Sağlığı ve Hastalığında Hava Yolu Bariyeri Bütünlüğünü Modellemek için iPSC'den Türetilmiş Epitelyal, Mezenkimal ve İmmün Hücre Ko-Kültürü

Desellülerize Akciğer Dilimlerinden Hazırlanan Mühendislik Akciğer Dokuları

Biyomühendislik hava yolu dokusu üretmek için görüntüleme kılavuzlu biyoreaktör