Bu çalışma Kanada Doğa Bilimleri ve Mühendislik Araştırma Konseyi (NSERC) Discovery Grant # 40352, Yenilik Program Başkanı Campus Alberta, MHM Alberta Alzheimer Araştırma Programı ve BKF Doktora Arkadaşlık ve AIHS lisansüstü bursu için NSERC CREATE tarafından desteklenmiştir. Bu protokolün geliştirilmesi için Pu Min Wang&#39;a, cerrahi eğitim için ve Behroo Mirza Ağa ve Di Shao&#39;nun hayvancılık için teşekkür ediyoruz.

<html> Aşağıdaki protokol Lethbridge Hayvan Bakım Komitesi Üniversitesi (ACC) kılavuzları takip ve Hayvan Bakımı Kanada Konseyi (ccac) standartlarına uygun olarak yürütülür. 1. Hazırlık <ol><li> uzamış çalışma süreleri için, tüm açılmış cerrahi malzemeleri otoklav ve bu kısırlık ameliyatı boyunca korunmasını sağlamak. Birden ameliyatları gerekiyorsa, ameliyat arasındaki otoklav. </li><li> Ancak beyin tampon maddesi bol (en az 50 mL) içinde olduğundan emin olun. Çözelti 134 mM sodyum klorid, 5.4 mM potasyum, 1 mM magnezyum klorür hekzahidrat, 1.8 mM kalsiyum klorür dihidrat ve 5 mM HEPES, sodyum, 5 M hidrojen klorür ile 7.4&#39;e dengelenmiş pH oluşur. </li><li> indüksiyon odasında fare yerleştirin ve 3 ile anestezi - 4% izofluran. Ameliyat sırasında bakım için% 2.0 izofluran - 1.0 ile izleyin. görüntüleme sırasında% 0.8 - daha düşük 0.4 şekilde azaltmaks = &quot;xref&quot;&gt; 5, 13, 14, 15, Resim Uygun anestezi yapılmaktadır. Anestezinin Bu düşük seviyeler bu ağrılı uyaranlara areflexic kalmasını sağlamak için fare (yaklaşık her 5 dakika) uyanık ve sık kontrol edilmesi gereken. NOT: Dehidrasyon fare hacim oranına bağlı olarak yüksek yüzey sorunlu hale gelir ve izofluran uzun süreli kullanımı şiddetlenir olabilir. <ol><li> 2 saat - tuzlu su deri altından enjeksiyonlar, 10 g vücut ağırlığı başına 0.1 mi, her 1 kullanın. 2 saat - yeterince hidrate, fare kez her 1 idrar edecektir. </li></ol></li><li> Yakından cerrahi ve görüntüleme boyunca tutarlı anestezi sağlamak için fareyi izler. gözetimsiz fareyi bırakın ve bu bilinci yerine asla özen vermeyin. </li><li> 37 ° C olarak ayarlanmış bir termo-regüle ısıtma yastığı kafa tutucu set-up ve yere anestezi fare aktarın. Üst Teet elde edinH bir diş tutucusundayız. </li><li> Farenin başını başın sağ yan tarafını ortaya çıkarmak için yaklaşık 30 ° sola döndürün ve farenin başını kulak çubuklarının kör ucuyla sabitleyin ( Şekil 1A ). </li><li> Korneanın kurumasını önlemek için oftalmik merhem uygulayın. </li><li> Serebral ödemi azaltmak için, intramusküler olarak deksametazon (4 mg / kg) enjekte edin. </li><li> % 4 klorheksidin (3 kez) ve% 70 etanol (3 kez) batırılmış pamuklu bezle cerrahi alanın üstündeki cildi silin. Her pamuk çubukunu yalnızca bir kez kullanın. </li><li> Cerrahi eldivenleri giyin ve hayvanı yapışkan plastik sarıyla örtün. Lokomotomi alanına subkütan olarak lidokain (8 - 10 mg / kg;% 2 epinefrin) enjekte ederek lokal anestezi sağlayın. İlaç dokuya emilmesi için 3-5 dakika bekleyin. </li></ol> 2. Derinin Çıkarılması ve Kasın Kafatasına Çıkması <ol><li> Bu işlemlerin neredeyse tamamı gerçekleştirilirken kafatasını birdiseksiyon mikroskobu (örneğin 0.7 - 4.5x güç, duruma bağlı olarak). </li><li> forseps ile (sadece kulağın arkasında) orta hattın hemen solundaki cilt 1 mm yukarı kaldırın ve cerrahi makas ile küçük bir yatay kesi yapar. </li><li> sağ kulağa doğru 6 mm yanal kesim ve sonra başın rostral sonuna doğru kesti - 5 yapın. </li><li> ilk kesi noktada, makas takıp rostral 10 mm kesti. </li><li> Sağ kulak çevresinde cildi kesin ve sağ göz yakın kafatası ve temporal kas sağ tarafını ortaya çıkarmak için. maruz alanının en geniş kısmı en az 7 mm olduğundan emin olun. cerrahi alan genişletilmiş gerekiyorsa daha da cildi Trim. </li><li> kafatası ve deri arasındaki bütil siyanoakrilat yapıştırıcı bir kaç damla koyarak kesik etrafında deri sabitleyin. doku sağlanması, daha önce yapışkan etkinliğini geliştirmek için pamuk uçlu aplikatörler ya da rulo dokuları ile kurutulmuştur. </li><li> pamuklu bir bez kullanılarak, yüzey ovmakdairesel hareketlerle kafatası kafatası periost kaldırın. hiçbiri tamamen kafatası kurutarak kalmasını sağlayın. </li><li> Yay makasları ve forsepsler kullanılarak, kafatası zamansal kas ayrı; kesme ve skuamöz kemik (Şekil 1C) ulaşana kadar yanal olarak kas çekin. , Gözün yakın skuamöz kemik seviyesinde boyunca uzanan yüzeysel zamansal damarı zarar vermemeye azami dikkat aksi durumda oluşabilecek kanamalıyım. </li><li> Kontrol jel, köpük, beyin tampon maddesi içinde önceden ıslatılmış olan kanama. Ciddi kanama için bir ısı cauterizer kullanın. Isı cauterizer ile tedavi sonrası kanama siteleri üzerine bütil siyanoakrilat yapıştırıcı bırakın. Alan yapıştırıcı etkinliğini geliştirmek için pamuk uçlu aplikatörler ya da rulo dokuları kullanılarak daha önce kurutulur emin olun. </li></ol> 3. Kraniotomi NOT: Cerrah kafatasının çıkarılması sırasında gayretli kalmalıdır vedura gereksiz komplikasyonları önlemek için. Sorun giderme adımları komplikasyonlar ortaya gerektiği dahildir. <ol><li> Marka bregma konumu bir ince uçlu kalem ile ya da altta yatan beyin bölgeleri yönlendirmek için (Şekil 2A), küçük bir üçgen parça bandı kesilmiş ve bregma bir köşe noktası ya da. </li><li> kafa plakası tutturulmasına önce kafatası tamamen kuru olduğundan emin olun. daha çok kurutma gerekli olup olmadığını beyin tampon maddesi içinde ıslatılmış jel köpük uygulanmasından sonra, pamuk uçlu çubuk kullanmayın kafatası hızlı bir şekilde, kuru hava olacak. Bu adım, kafa plakası tespit edilmiştir (Şekil 1B) için çok önemlidir. NOT: Orada periost sol kafatasında, ya kafatası kafa plaka üzerinde yapıştırma önce kuru değilse, o ayırmak olasılıkla olacaktır. Böyle bir durumda, hafifçe kafa plaka kaldırmak ve baştan başlayın. Bu işlem sırasında oluşabilecek kanama; o pıhtı için birkaç dakika bekleyin ve sonra yavaşça çıkarın. Bu süreç iki katından daha fazla tekrarlanması tavsiye edilmez. </li> &lt;li&gt; kafa plakası 16 alt kenarı etrafında etil siyanoakrilat yapıştırıcı uygulamak ve kraniyotomi alan (Şekil 1D ve Şekil 2A) üzerinde kafa plakası tutkal. </li><li> Diş çimento sadece Kranyotomi alanı açıkta bırakarak ile kafatası ve kafa plaka arasında açıklık boşluğu doldurun. 10 dakika (Şekil 2B) - Diş kuru çimento ve sertleşmesine, tipik olarak 5 bekleyin. <ol><li> Çimento ayarlandıktan sonra, kısa bir süre için, beyin tampon maddesi ile dolgunun ve 3 bekletin - 5 dakika. (Şekil 2C) açılmadan önce beyin tampon kaldırmak için bir rulo dokusu kullanın. </li></ol></li><li> Hafifçe bir diş matkapla kafatasının yüzeyini puanlama cerrahi alanınızı belirleyin. Bir FG ¼ çapak ile, (20 PSI maksimum değerine ayarlanmış) bir pnömatik matkap kullanın ve bir değişken hız ayak pedalı kontrollü. </li><li> Yavaşça derinleştirmek orijinal puanlama boyunca matkap iz, ematkap güvence altına almak beyinde (Şekil 2B) içine kafatası yoluyla nüfuz etmez. Al sondaj ve nemlendirilmiş haddelenmiş dokuları ile kafatası yüzeyi dabbing arasında her birkaç dakikada döner. Bu mekanik sürtünme ve uzun süreli maruziyetten kafatası ısıtma ve kurutma azaltacaktır. Not: kafatası hızlı ıslak jel köpük uygulanmasından sonra kuru hava olacak. daha kuruma ihtiyaç duyulursa, pamuk uçlu çubuk kullanmayın. Dikkat: kafatası kalınlığı eşit değildir. Kafatası orta çizgiye yakın bölge ve skuamöz görülecek nispeten ince Örneğin, paryetal temporal sırt, kalın bir alandır. </li><li> Sondaj sırasında, periyodik olarak hafifçe forseps veya olmayan hareketli matkap ile üzerine basarak kafatası burkulma kontrol edin. Kemik toka başladığı zaman, sondaj durdurmak ve beyin tampon maddesi içinde tüm pencereyi bırakın. NOT: Kan bir alanın dışarı atılıyor, bu Dura zarar gördüğü önerebilir. Bu durumda, bir sem yerleştirmeki-ıslak alan üzerinde jel köpüğü ve yavaşça bir pamuk uçlu çubuk ile jel köpüğe basınç uygularken kan emmek için deneyin. </li><li> kemik yumuşatmak için ve kafatası çıkarma işlemini kolaylaştırma, kemiğe yapışmasını dura olasılığını azaltmak için kafatası çıkarıldıktan önce en az 5 dakika bekleyin. </li><li> kafatası beyin tampon maddesi içinde batırılmış durumdayken kafatası kaldırma işlemini gerçekleştirin. NOT: Kafatasının bir bölümü inatla bağlı kalmaya devam ederse, # 11 neşter bıçağı yavaşça kafatası skor kullanılabilir. kafatasını ve beynin içine bıçak delinme değil aşırı özen gösterin. </li><li> ön kenarından başlayarak, yavaşça forseps kullanılarak, dura &#39;dan gevşek kafatası kaldırın. Not: kanama az miktarda kafatası kaldırma işlemi sırasında ortaya çıkarsa, bir transfer pipet veya şırınga ile tampon kaldırmak ve daha sonra, yeni tamponu ile değiştirin. </li><li> Kemik gevşek ve sonra forseps ile kemik, dura üzerine sıkıca kavrama &quot;yüzen&quot; ve kemiği kaldırınDura. Kemik asla beyne nüfuz olun. </li><li> kanamayı kontrol etmek için, bir nokta şeklinde bir dokunun köşe rulo ve kafatası kuyudan tampon en çıkarmak. Bir pamuk uçlu çubuk ile çok hafif bir basınç eklenirken hızla kanama alanına, jel köpüğü, tampon içinde ön ıslatmaya uygulanır. Not: kanama genellikle kemik veya dura yüzeyin kenarı gelir; Her iki olguda normaldir ve hiçbir önemli kan damarları zarar görür ise kanama hızla duracaktır. Kanama devam ederse, kan görüntüleme alanı üzerinde bir pıhtı yaprağının oluşturulması, tüm pencereyi doldurabilir. <ol><li> dikkatli bir şekilde, pıhtı levha kaldırmak rüptüre kan damarının kaynağı etrafında sağlam kan pıhtısı bırakırken görüntüleme alanından pıhtılaşmış kan parçaları almak için. Bu daha da kan kaybına neden olabileceğinden kanama kaynağından kan pıhtısı kaldırmaz özen gösterin. herhangi bir kan yıkayacak beyin tampon maddesi ile beynin yüzey yıkayın. </li><li> dokunmamak için özenhassas beyin dokusu ya da beyne yabancı maddelerin eklenmesi; 5 dakika boyunca (Şekil 2E) - kanama yaklaşık 2, durana kadar yineleyin. NOT: kraniotomi kranial pencereyi hazırlamak için hazır Bu noktada (adım 5). Gerekirse, kranial pencereyi (Adım 4) takılmasından önce dura kaldırın. </li></ol></li></ol> 4. Dura Kaldırma NOT: Dura kaldırma aşırı dikkat gerektirir ve üzeri 15 dk sürebilir. <ol><li> kraniyotomi aşırı tampon uzak çizin. nemli bir yüzeye korurken, forseps ile dura küçük bir parça kapmak ve yavaşça dura gözyaşı. </li><li> hafifçe yırtılma ve dura kesip forseps ve yay makas kullanın. </li><li> dura yüzer ve beyinden ayrılması için beyin yüzeyi üzerinde daha fazla beyin tampon bırakın. Tüm Dura kafa penceresi sitesinden çıkarılana kadar devam edin. Doğru yapıldığında beyin farklı bl ile çok temiz olması görünecektirood kaplar ve herhangi bir leke (2F Şekil 2E karşılaştırın). Dikkat: dura bazı alanlarda (parietal ilişki alanına orta hat proksimal yakınında örneğin,), beyin yüzeyinde küçük arteryollerin bağlı olan ve bu çıkarılması arteriolden bozulabilir. Böyle durumlarda, arteriol üstünden bozulmamış dura küçük bir parça bırakmak daha iyi olabilir. VSD bu küçük alanı nüfuz edebilir, ancak bu büyük kanama olan tercih edilir. </li><li> kısa sürede pulsasyon gelen hareketi en aza indirmek için ve şişme daha önlemek için mümkün olduğu kadar agaroz beyin yüzeyi saptamak (adım 5). </li></ol> 5. kraniyal Pencere hazırlanması <ol><li> % 70 etanol ile cam kapak Sprey ve yavaşça kuru bir hava kutuyu kullanın. Cam bir noktalar veya tozun tamamen temiz olduğundan emin olun. </li><li> beyin tampon maddesi 15 mL agaroz tozunun 200 mg ısıtılarak% 1.3 agaroz hazırlayın. Mikrodalga fırın ayarlayınBütün agar eriyene kadar, yavaşça arasında karıştırılarak, her seferinde 15 saniye - 10 için yüksek ve ısıya ave. Not: Bu görüntüleme ile engel olacak şekilde, hava kabarcığı veya partiküllerin bulunma olduğundan emin olun. </li><li> Sıcak agaroz bir termometre yerleştirilir ve aşağı doğru agaroz soğumaya sadece sıcaklık katılaşan yukarıda (~ 40 ° C). Not: Agaroz kabın dış tarafı üzerine soğuk su çalıştırma soğutma işlemini hızlandırabilir. Yavaşça bir kabarcıkları sağlamak için, sürekli karıştırma veya partiküllerin bulunmaktadır. </li><li> Hemen agar uygulamadan önce, kafatası kuyudan beyin tampon çıkarın. Bir transfer pipet ile agaroz kadar çizin ve beyin üzerinde doğrudan agaroz bırakın. Hızlı bir şekilde yüzey üzerinde kapak kayma yerleştirin ve agaroz ile kapak kayma köşelerinde damla sıkıştırın. </li></ol> 6. Ötenazi NOT: Deneyimlerimize göre, bu prosedür deneyimli alır cerrahlar en az 3-4 uygulama ameliyatları% 90&#39;ından fazlasını elde etmekbaşarı oranı. Az deneyimli cerrahlar bile fazla deneyim gerektirir. kraniyotomi veya durotomy sırasında, beyin, beyin içine, kemiğin içinden matkap zımbalar gibi hasar sürdürmek olabilir. kraniyotomi kenarında Bazı küçük bir hasar izin verilebilir. Beyin parlak kırmızı hasarsız kan damarları ve beyaz korteks ile &quot;temiz&quot; görünmüyor Ancak, deney sonlandırılır gerekebilir. kötü preparatların örnekleri arasında, ölü kan damarları ile olanlar yer alır, veya korteks yırtık veya hasar görmüş kan damarları ile işaretlenmesi. Bu bulgulardan herhangi biri varsa, deney olası yüksek kalitede veri verecektir. Ameliyat / deneme başarılı olup olmadığı, insanca Deneyin tamamlanmasında fare euthanize. <ol><li> Derinden en az% 3.5 izofluran ile uyutmak. Daha sonra, 300 mg / kg sodyum pentobarbital intraperitonal enjeksiyon ile verir. İğne karaciğer içine sokulur İdeal olarak, ölüm çok hızlı (&lt;1 dakika) olur. </li><li> perfüzyon gerekiyorsa, hayvan (adım 1.3) ilerlemeden önce derin anestezi olduğundan emin olun. </li><li> perfüzyon gerekli değildir Alternatif olarak, 5 dakika en az bekleyin ve sonra fare ölmüş olduğundan emin olun. solunum, kalp atışı yokluğunun, hem de ağrı geri çekilmesi ve kornea refleksleri eksikliği teyit edin. Ayrıca, korteks üzerinde kan damarlarının soluk mavi / beyaz ekstremite renklendirme ve karartma için gözlemleyin. </li></ol>

<ol>
	<li>Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+rapid+redistribution+of+sensory-evoked+depolarization+through+existing+cortical+pathways+after+targeted+stroke+in+mice.">Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).</li><li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain.">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li><li>Grinvald, A., Hildesheim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VSDI:+a+new+era+in+functional+imaging+of+cortical+dynamics.">VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics.</a> Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).</li><li>Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topological+basis+for+the+robust+distribution+of+blood+to+rodent+neocortex.">Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).</li><li>Mohajerani, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+cortical+activity+alternates+between+motifs+defined+by+regional+axonal+projections.">Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections.</a> Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).</li><li>Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mirrored+bilateral+slow-wave+cortical+activity+within+local+circuits+revealed+by+fast+bihemispheric+voltage-sensitive+dye+imaging+in+anesthetized+and+awake+mice.">Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice.</a> J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).</li><li>Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+voltage-sensitive+dye+imaging+of+rat+cortical+activity+with+high+signal-to-noise+ratio.">Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio.</a> J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Kerr, J. N., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Aronoff, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-range+connectivity+of+mouse+primary+somatosensory+barrel+cortex.">Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).</li><li>McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-sensitive+dye+imaging+reveals+dynamic+spatiotemporal+properties+of+cortical+activity+after+spontaneous+muscle+twitches+in+the+newborn+rat.">Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat.</a> J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).</li><li>Sweetnam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetes+impairs+cortical+plasticity+and+functional+recovery+following+ischemic+stroke.">Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke.</a> J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).</li><li>Yin, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+field+recordings+effectively+monitor+the+mouse+cortex+and+hippocampus+under+isoflurane+anesthesia.">In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia.</a> Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).</li><li>Sharp, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+stimulus-evoked+cerebral+hemodynamics+in+the+awake+mouse+and+under+a+novel+anesthetic+regime.">Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime.</a> Scientific Reports. 5, 12621 (2015).</li><li>Kyweriga, M., Mohajerani, M. H., Kianianmomeni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics:+Methods+and+Protocols.">Optogenetics: Methods and Protocols.</a> Methods in Molecular Biology. 1408, 251-265 (2016).</li><li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , (2005).</li><li>Vanni, M. P., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+transcranial+spontaneous+activity+mapping+in+GCaMP3+transgenic+mice+reveals+extensive+reciprocal+connections+between+areas+of+somatomotor+cortex.">Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex.</a> J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).</li><li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+of+High-Frequency+Mesoscale+Intracortical+Maps+Using+the+Genetically+Encoded+Glutamate+Sensor+iGluSnFR.">Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR.</a> J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).</li><li>Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+infraslow+spontaneous+membrane+potential+fluctuations+recapitulate+high-frequency+activity+cortical+motifs.">Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs.</a> Nat Commun. 6, 7738 (2015).</li><li>Lim, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Large-Scale+Cortical+Mapping+Using+Channelrhodopsin-2+Stimulation+in+Transgenic+Mice+Reveals+Asymmetric+and+Reciprocal+Relationships+between+Cortical+Areas.">In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas.</a> Front Neural Circuits. 6, (2012).</li><li>Ferezou, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+cortical+sensorimotor+integration+in+behaving+mice.">Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice.</a> Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).</li><li>Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes.">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Büyük bir kafa penceresi için bu yenilikçi protokol, serebral korteksin temporal ve parietal alanlarında eşzamanlı görüntülemeyi mümkün kılar. Optik görüntüleme ile birleşince, spontan ve stimulus tarafından tetiklenen aktivite sırasında kortikal alanlardaki sinirsel dinamikleri açığa çıkarmaya yardımcı olabilir. Bu geniş kraniotomi ayrıca, orta serebral arterin (MCA) proksimal ucu da dahil olmak üzere, kortikal vaskülatür ağının geniş bir uzantısı ortaya çıkararak, in vivo</e...

kranyotomi beynin bir bölümünü ortaya çıkartmak üzere Sinirbilimcilerce kullanılan standart bir prosedürdür. elektrofizyoloji başlangıcından beri, kraniotomi nörobilim alanında benzeri görülmemiş atılımlar sağladı. elektrotlar ile serebral korteksin Yoğun haritalama bu haritalara dayalı deneyler test hipotezler ve teoriler yol açmıştır. Son zamanlarda kraniyotomi maruz kalan bölgelerde 5, 6, 7 içinde kortikal aktivite gerçek zamanlı görünebilirliğini mümkün kılan, kortikal kan akışı, 1, 2, 3 ve nörovasküler mimarisi 4 in vivo görüntüleme için kullanılan olan yeni bir dönem girmiştir. Çok sayıda çalışma yapısı ve kortikal nöronlar, glia fonksiyonu ve cor çalışma, in vivo optik görüntüleme teknikleri ile bir arada kraniyotomi kullanmasına rağmentical damar 8, 9, daha ileri araştırmalar maruz korteksin küçük alanlar ile sınırlı (fakat 10) vardır. Bu protokolün amacı, büyük bir yanal kraniyotomi oluşturma skuamöz kemiğe orta hat serebral korteks tutulması ve bregma ve lambda ötesine uzanan için bir yöntem temin etmektir. Bu büyük kraniyotomi eşzamanlı Birleşim kortislerinin görüntüleme (retrosplenial, singulat ve parietal), birinci ve ikinci motor, somatosensör, görsel, işitsel korteks sağlar. Bu yöntem, daha önce kortikal alanlar kendiliğinden ve uyarıcı indüklenmiş kortikal aktivite 5, 11, 12 boyunca birbiriyle nasıl etkileşime birden fazla araştırmak için voltaja duyarlı boya görüntüleme (VSDI) ile birleştirilmiştir. Bu prosedürün en zor yönleri kafasının konumlandırılması içerirHayvanın, kafa sabitleme plakası ve parietal kemik zamansal kas ayıran kanama önler. Bakım ayrıca eğik bir açıda kafatası eğrileri olarak delme ve kafatası çıkarma işlemleri sırasında alınmalıdır.

<table><tbody><tr><td>Heating Pad</td><td>FHC</td><td>40-90-2</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>2 or more pairs are recommended</td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00, 15000-10</td><td>1 pair should be designated for dura removal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Jet tooth shade powder</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Powder</td><td>to be mixed with the Jet Liquid</td></tr><tr><td>Jet tooth shade liquid</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Liquid</td><td>to be mixed wihth the Jet Powder&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Drill Heads - Carbide Burs FG 1/4 389</td><td>Midwest Dental</td><td>385201</td><td></td></tr><tr><td>Agarose Powder</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9793</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Sinclair Dental Canada</td><td>Pfizer Gelfoam</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>124125</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine 2% Epinephrine</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125299</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethazone 5&amp;nbsp;mg/mL</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125231</td><td></td></tr><tr><td>Butyl cyanoacrylate glue (VetBond)</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>12612</td><td></td></tr></tbody></table>

a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity

Kraniyotomi in vivo deneyler için beyin ortaya çıkarmak için sıkça uygulanan bir yöntemdir. Fare araştırmada, çok laboratuvar küçük kraniyotomi, tipik olarak 3 mm x 3 mm kullanmaktadır. Bu protokol, fare temporal hem de parietal korteks üzerinde bir serebral hemisfer en açığa büyük ölçüde daha büyük bir 7 mm x 6 mm kafatası pencere oluşturmak için bir yöntem sağlar (- yan 4.5 mm, 0-6 mm, örneğin 2.5 bregmaya). Bu ameliyatı gerçekleştirmek için, kafa, yaklaşık 30 derece eğik olmalıdır ve temporal kas çok geri çekilmesi gerekir. Nedeniyle kemik kaldırma miktarının büyüklüğü nedeniyle, bu prosedür sadece cerrahi ve deney boyunca anestezi hayvanla akut deneyler için tasarlanmıştır. Bu yenilikçi büyük yanal kafatası pencerenin temel avantajı korteksin Lateral ve medial alanlar eşzamanlı erişim sağlamaktır. Bu büyük tek taraflı kafatası pencere hücreleri arasındaki sinirsel dinamiklerini incelemek için kullanılabilir,hem de çoklu elektrod elektrofizyolojik kayıtları, nöronal aktivite (örneğin, içsel veya dışsal görüntüleme) ve Optogenetic stimülasyon görüntüleme birleştirerek farklı kortikal alanlar arasındaki olarak. Buna ek olarak, bu büyük kraniyotomi yanal kortikal damar doğrudan kontrol sağlayan, kortikal kan damarlarının geniş bir alanı gösterir.

<html> 6 mm yanal - tek bir yarım küre içinde kortikal alanlar arasındaki etkileşimi incelemek için, sagital sinüs ve 5 boyunca uzanan bir geniş kraniyotomi kullanılır. Bu kafa penceresi birinci (motor, somatosensör, görsel, işitsel), sekonder (motor, görsel) ve ilişki (retrosplenial, singulat, paryetal derneği) sağ beyin hemisfer (Şekil 3A) korteks dahil. Bu iş için, biz 3 zardaki potansiyel değişiklikleri yansı...

Watch this Scientific Journal Video about A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity at JoVE.com

A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Bu protokol, fare serebral korteksinin temporal hem de parietal bölgelerinde üzerinde büyük tek taraflı kraniyotomi oluşturmak için bir yöntem sunulur. Bu kortikal yarımkürenin geniş alan üzerinde gerçek zamanlı görüntüleme için özellikle yararlıdır.

Beyin Faaliyet Mesoscale Geniş alan Optik Görüntüleme için Büyük Yanal Kraniotomi Prosedürü

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

a-large-lateral-craniotomy-procedure-for-mesoscale-wide-field-optical

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K Görüntüleme.  University of Lethbridge.  Bu protokol, fare serebral korteksinin temporal hem de parietal bölgelerinde üzerinde büyük tek taraflı kraniyotomi oluşturmak için bir yöntem sunulur. Bu kortikal yarımkürenin geniş alan üzerinde gerçek zamanlı görüntüleme için özellikle yararlıdır. 

Video: A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Kronik Beyin Görüntüleme Kraniyotomi Cerrahi Prosedür

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Biyoloji

Longitudinal Intravital Imaging of Brain Tumor Cell Behavior in Response to an Invasive Surgical Biopsy

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized treatment determination. However, perturbation of the tumor architecture by biopsy and other invasive procedures has been associated with undesired effects on tumor progression, which need to be studied in depth to further improve the clinical benefit of these procedures. Conventional static approaches, which only provide a snapshot of the tumor, are limited in their ability to reveal the impact of biopsy on tumor cell behavior such as migration, a process closely related to tumor malignancy. In particular, tumor cell migration is the key in highly aggressive brain tumors, where local tumor dissemination makes total tumor resection virtually impossible. The development of multiphoton imaging and chronic imaging windows allows scientists to study this dynamic process in living animals over time. Here, we describe a method for the high-resolution longitudinal imaging of brain tumor cells before and after a biopsy in the same living animal. This approach makes it possible to study the impact of this procedure on tumor cell behavior (migration, invasion, and proliferation). Furthermore, we discuss the advantages and limitations of this technique, as well as the ability of this methodology to study changes in the cancer cell behavior for other surgical interventions, including tumor resection or the implantation of chemotherapy wafers.

Here we describe a method for high-resolution time-lapse multiphoton imaging of brain tumor cells before and after invasive surgical intervention (e.g., biopsy) within the same living animal. This method allows studying the impact of these invasive surgical procedures on tumor cells&#39; migratory, invasive, and proliferative behavior at a single cell level.

Invaziv cerrahi biyopsiye yanıt olarak beyin tümörü hücre davranışının boyuna Intravital görüntüleme

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized ...

Kanser Araştırmaları

Targeted Labeling of Neurons in a Specific Functional Micro-domain of the Neocortex by Combining Intrinsic Signal and Two-photon Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, direction5-7, ocular dominance8,9 and binocular disparity9. Orientation selectivity is the most widely studied feature and a continuous map with a quasi-periodic layout for preferred orientation is present across the entire primary visual cortex10,11. Integrating the synaptic, cellular and network contributions that lead to stimulus selective responses in these functional maps requires the hybridization of imaging techniques that span sub-micron to millimeter spatial scales. With conventional intrinsic signal optical imaging, the overall layout of functional maps across the entire surface of the visual cortex can be determined12. The development of in vivo two-photon microscopy using calcium sensitive dyes enables one to determine the synaptic input arriving at individual dendritic spines13 or record activity simultaneously from hundreds of individual neuronal cell bodies6,14. Consequently, combining intrinsic signal imaging with the sub-micron spatial resolution of two-photon microscopy offers the possibility of determining exactly which dendritic segments and cells contribute to the micro-domain of any functional map in the neocortex. Here we demonstrate a high-yield method for rapidly obtaining a cortical orientation map and targeting a specific micro-domain in this functional map for labeling neurons with fluorescent dyes in a non-rodent mammal. With the same microscope used for two-photon imaging, we first generate an orientation map using intrinsic signal optical imaging. Then we show how to target a micro-domain of interest using a micropipette loaded with dye to either label a population of neuronal cell bodies or label a single neuron such that dendrites, spines and axons are visible in vivo. Our refinements over previous methods facilitate an examination of neuronal structure-function relationships with sub-cellular resolution in the framework of neocortical functional architectures.

A method is described for labeling neurons with fluorescent dyes in predetermined functional micro-domains of the neocortex. First, intrinsic signal optical imaging is used to obtain a functional map. Then two-photon microscopy is used to label and image neurons within a micro-domain of the map.

Belirli Fonksiyonel İçsel Sinyal birleştiren tarafından neokorteks Mikro-etki ve İki foton Görüntüleme nöronlar Hedefli Etiketleme

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, ...

Nörobilim

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Ortotopik Glioblastoma Fare Modeli Beyin parankim fiziksel kısıtlamaları bakımı ve Intravital İki foton Mikroskopi için uygundur

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Tıp

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Serebellar Aksonlar Lazer Nanosurgery<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of motor and cognitive disabilities. Its high prevalence poses a serious health burden, as stroke is among the principal causes of long-term disability and death worldwide1. Recovery of neuronal function is, in most cases, only partial. So far, treatment options are very limited, in particular due to the narrow time window for thrombolysis2,3. Determining methods to accelerate recovery from stroke remains a prime medical goal; however, this has been hampered by insufficient mechanistic insights into the recovery process. Experimental stroke researchers frequently employ rodent models of focal cerebral ischemia. Beyond the acute phase, stroke research is increasingly focused on the sub-acute and chronic phase following cerebral ischemia. Most stroke researchers apply permanent or transient occlusion of the MCA in mice or rats. In patients, occlusions of the MCA are among the most frequent causes of ischemic stroke4. Besides proximal occlusion of the MCA using the filament model, surgical occlusion of the distal MCA is probably the most frequently used model in experimental stroke research5. Occlusion of a distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA branch typically spares the striatum and primarily affects the neocortex. Vessel occlusion can be permanent or transient. High reproducibility of lesion volume and very low mortality rates with respect to the long-term outcome are the main advantages of this model. Here, we demonstrate how to perform a chronic cranial window (CW) preparation lateral to the sagittal sinus, and afterwards how to surgically induce a distal stroke underneath the window using a craniotomy approach. This approach can be applied for sequential imaging of acute and chronic changes following ischemia via epi-illuminating, confocal laser scanning, and two-photon intravital microscopy.

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Surgical occlusion of a distal middle cerebral artery branch (MCAo) is a frequently used model in experimental stroke research. This manuscript describes the basic technique of permanent MCAo, combined with the insertion of a lateral cranial window, which offers the opportunity for longitudinal intravital microscopy in mice.

Yanal Kronik Kranial Pencere Hazırlık sağlar<em&gt; İn Vivo</em&gt; Farelerde Distal Orta Serebral Arter Tıkanıklığı takiben Gözlem

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

uzunlamasına<em&gt; İn Vivo</em&gt; Cerebrovasculature Görüntüleme: MSS Hastalıkları uygunluk

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Translational Brain Mapping at the University of Rochester Medical Center: Preserving the Mind Through Personalized Brain Mapping

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, neuroanesthesia, and neurosurgery. Patients who have tumors or epileptogenic tissue in eloquent brain areas are studied preoperatively with functional and structural MRI, and intraoperatively with direct electrical stimulation mapping. Post-operative neural and cognitive outcome measures fuel basic science studies about the factors that mediate good versus poor outcome after surgery, and how brain mapping can be further optimized to ensure the best outcome for future patients. In this article, we describe the interdisciplinary workflow that allows our team to meet the synergistic goals of optimizing patient outcome and advancing scientific understanding of the human brain.

This article provides an overview of a multi-modal brain mapping program designed to identify regions of the brain that support critical cognitive functions in individual neurosurgery patients.

Rochester Tıp Merkezi Üniversitesi'nde Çeviri beyin haritalama: Kişiselleştirilmiş Beyin Haritalama ile Zihin Korunması

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Behaving Farelerinin Hipokampusunda Nöronal Aktiviteleri Görselleştirmek için Kraniyotomi Prosedürü

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy (pCLE) of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application to elucidate capillary blood flow effects during seizures, driven by mural cells. In vitro and in vivo cortical imaging have shown that capillary constrictions driven by pericytes can result from functional local neural activity, as well as from drug application, in healthy animals. Here, a protocol is presented on how to use pCLE to determine the role of microvascular dynamics in neural degeneration in epilepsy, at any tissue depth (specifically in the hippocampus). We describe a head restraint technique that has been adapted to record pCLE in awake animals, to address potential side-effects of anesthetics on neural activity. Using these methods, electrophysiological and imaging recordings can be conducted over several hours in deep neural structures of the brain.

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy pCLE of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

Whereas multiphoton imaging is only effective at limited depths from the tissue&#8217;s surface, it is possible to achieve 3 &#181;m resolution imaging at any depth via pCLE. Here, we present a protocol to conduct pCLE imaging to measure microvascular dynamics in the hippocampus of ictal and wild-type mice.

Uyanık Farelerde Hipokampal Kılcal Damarların İn Vivo Fiber Bağlantılı Klinik Öncesi Konfokal Lazer Taramalı Endomikroskopisi (pCLE)

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application ...

Beyin Faaliyet Mesoscale Geniş alan Optik Görüntüleme için Büyük Yanal Kraniotomi Prosedürü

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler