Name: a simple critical-sized femoral defect model in mice
Uploaded: 2015-03-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice at JoVE.com

Biz bu tekniğin gelişimi sırasında değerli tavsiye ve yardım için, Karşılaştırmalı Tıp, Temple, Teksas Scott &amp; Beyaz Hastanesi Bölümü personeli ve veteriner hekimler teşekkür ederiz. Bu çalışma Rejeneratif Tıp Programı Fonları Enstitüsü, Scott &amp; Beyaz ALP hibe # 90.172, NIH 2P40RR017447-07 ve NIH R01AR066033-01 (NIAMS) tarafından kısmen finanse edildi. Biz yazının prova Dr Suzanne Zeitouni teşekkür ederim.

NOT: Bu protokol, Jackson Laboratories&#39;den elde edilen dişi çıplak (nu / J) fareler (18-25 g, 6 haftalık) için tasarlanmıştır. Farelerin suşları anatomisi ve büyüme oranı bakımından biraz farklılık yana, biz pim fabrikasyon canlı konuların içine implantasyon öncesinde alıcıların suşu, cinsiyet ve yaş için optimize edilmiştir tavsiye ederiz. Suşları dikkatlice eşleştirilmiş ise, pim ve kemik iliği boşluğu arasındaki girişim uyum son derece tekrarlanabilir. Konut, diyet ve genel hayvancılık için prosedürler bu protokol kapsamı dışındadır, ancak tüm fareler Kurumsal Hayvan Bakım ve belirlenen Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım (8 inci Edition) ve kurumsal politikaların Kılavuz uyarınca muhafaza edildi Kullanım Komitesi (IACUC) ve Scott Beyaz Hastanesi Karşılaştırmalı Tıp Anabilim Dalı (DKMP). Pins 1. Fabrikasyon <imgalt = &quot;Şekil 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52.368 / 52368fig2highres.jpg&quot; /&gt; Şekil 2: Pin montaj. (A) montaj çeşitli aşamalarında cerrahi çelik boru ve 5 mm kalınlığında levha Gelfoam bir 4 mm çaplı silindir kesim Fotoğraf. (B) monte pimi (yukarıdaki) parlatma sonra, Gelfoam silindir çelik üzerine konumlandırılmış, kesilir Yaka (orta), daha sonra kurutuldu, Gelfoam ile kaplanmış steril iğne ile sonuçlanan otoklavda muamele edildi. Bu yaralanma yerinde hücre eki geliştirir ve şifa (aşağıda). (C) medüller iğne ile donatılmış bir eksize femur yönünü korur. (D), çeşitli kalınlıklarda pim meclisleri örnekleri ve bu yaklaşımın esnekliği gösteren uzunlukları. proksimal femur uzak uçlarına trabeküler kemik ile medüller pim etkileşimini gösteren bir pim stabilize femur kusur (E) uCT yeniden oluşturma. <ol><li> 22 G, paslanmaz deri altı boru 9 mm uzunluğa ve bir döner alete takılan bir 23.8 mm çapında fiberglas güçlendirilmiş ağır kesme çarkı ile 19 G, bir boru, 3 mm uzunlukta kesilir. Boru (yukarıdaki Şekil 2A) hareketsiz küçük ince uçlu pense kullanın. Uygun göz koruması takın ve dikkatle döner aracı anlaştım. </li><li> 9 mm&#39;lik milin ortasından siyanoakrilat yapıştırıcı madde küçük bir miktar (yaklaşık 10 ul) yerleştirin. Merkezi kadar 9 mm şaft üzerinde 3 mm yaka Pass ve eşit yaka ve şaft arasındaki tutkal dağıtmak için bükün. Dijital kumpas bir çift boyutları ölçün ve Şekil 1 ile karşılaştırın. En az 15 saat (Şekil 2A, ortası) ayarlamak için izin ver. </li><li> Çapakları ve aşırı tutkal kaldırmak için bir 220 kum zımpara emdirilmiş disk kullanın. </li><li> Döner aracını kullanarak, bir keçe parlatma diski kullanarak pimini lehçe. </li><li> Deiyonize su ile durulayın ve geniş kapsamlı kurussed hava. </li><li> Yaka karşı yeni yapılan pim ve itme milin üzerine bir 19 G derialtı künt iğne yerleştirerek test bütünlüğü. Yaka ağırlığının yaklaşık 25 gr kurtulamazsın emin olun. </li><li> Steril olarak filtreden geçirilmiş, fosfat tamponlu tuzlu su (Şekil 2B, üst) pim durulayın. Pimin mil kesme kemik (Şekil 2C) kenarlarına karşı yaka floş femoral medüller boşluğuna rahatça sığar emin olun. Çalışma ve alıcı (Şekil 2B) belirli amaçlar için Prototip çeşitli konfigürasyonlar. Fiksasyon üst düzeye çıkarmak ve girişim geçişimi (Şekil 2E) geliştirmek amacıyla pimin uçları diafiz trabeküler kemiğe nüfuz emin olun. NOT: Bu uygun canlı farelerde (örneğin Şekil 2C) implantasyon öncesi kemik örnekleri üzerinde test edilmesi tavsiye edilir. </li><li> Bir silindir kesmek için 4 mm çaplı yumruk-biyopsi kesici kullanınCerrahi jelatin sünger 5 mm kalınlığında sacdan. 3 mm uzunluğa silindir Döşeme ve bir delik (aşağıdaki Şekil 2A) üretmek için silindirin uzunluğu boyunca 20 G derialtı iğne geçmek için bir neşter kullanın. NOT: kusur bölgesinde bir jelatin ya da kolajen skafoldun konumlandırma hücre birikimini arttırır ve kemik ekseni boyunca uzunlamasına bir büyümeye yol açar bulmuşlardır. </li><li> Piminin üzerine jelatin köpük silindiri geçmek ve 15 psi&#39;de ve 120 ° C sıcaklıkta kuru bir döngü bandajın (Şekil 2B, orta) ve otoklav ile hizalanır. jelatin köpük kurur ve (aşağıda Şekil 2B) koyulaşacaktır. </li></ol> 2. Cerrahi Tekniği Not: Aşağıdaki yordam Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanımı Kılavuzu (8. Baskı) tarafından belirlenen tüm kurallara uyulması yazılır. Tüm ek politikalar uyunYerel IACUC tarafından belirlenen ve aşağıdaki bölümlerde geçmeden önce yerinde (veya eşdeğeri), IACUC onaylı hayvan kullanımı protokolü sağlamak. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig3highres.jpg" /> Şekil 3: Cerrahi aletler. (A) Cerrahi kiti. Mikro-matkap (1), tekerlek kesme (2), emilebilir sütür (3), dış sütür (4), neşter bıçakları (5), neşter sapı (6), folyo sarılı steril medüller pimleri (7), medüller derinlik göstergesi yapılan formu derialtı boru (8), ince burunlu forseps (9), sıçan-diş forseps (10), künt oyma iğneler (11), iğne sürücüleri (12), küçük hemostatlar (13), ince makas (14), periost asansör (15), modifiye edilmiş Kern forseps (16) (B):. fareler için Kern tarzda kemik kulpları üretmek için gerekli modifikasyonlar. <ol><li> Aracılığıyla trafik bir cerrahi işlem odası ya da temiz laboratuvar kapatılabilen bir kapı ile ve hiçbir seçin. Uygun bir çalışma Surfac sanitizeKlinik dereceli dörtlü-bazlı dezenfektan temizleyici ile e. </li><li> Atılabilir steril eldiven ve elbise giyerek, Otoklavlanmış bez örtüler ile dezenfekte çalışma yüzeyine yaklaşık 60 x 90 cm 2 steril bir alan kurmak. NOT: Bir asistan dış ambalajı kaldırmak ve alanı kurma araştırmacı steril malzeme sunmak için tavsiye edilir. </li><li> Drape sıcak bir su yeniden sirkülatörün takılan bir dezenfekte ısıtma yastığı yerleştirin ve steril tek kullanımlık örtüler ile kaplayın. Çalışma sıcaklığına bir kordon sterilizatör ısıtın (250-265 ° C, bu, 30 dakika kadar sürer). </li><li> Steril alanda, tüm bileşenlere kolay erişim sağlamak için cerrahi kiti (Şekil 3A) düzenlemek. Ayrıca, steril pamuk gazlı bez (2 x 2 inç 2), steril Q ipuçları, steril tuzlu su, ve klorheksidin / izopropil alkol cerrahi dezenfektan aplikatörler (ağırlık / hacim% 0.9) ihtiva eden bir steril çelik çanak (500 mi) sağlar. </li><li> Küçük birleştirinVeteriner rehberlik ve kullanıcı kılavuzuna uygun bir indüksiyon odasına ve burun-koni montaj ile steril alanın yanındaki hayvan anestezi ünitesi. Gaz temini ve izofluran, USP gibi klinik sınıf oksijen kullanın. </li></ol><img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig4highres.jpg" /> Şekil 4: Cerrahi yöntem. (AC) Yaklaşım ve femur maruz kalma. (DE) Yükseklik ve keser. (FK) Raybalama ve medüller kanallar boyutlandırma. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig5highres.jpg" /> Şekil 5: Cerrahi yöntem. Pimin (AB) Kurulum. (CD) Kapanış. (E) ameliyat sonrası düzgün yerleştirilmiş pim 24 saat tipik görüntüsü. <ol start="6"><li> Anestezi sistemi ve se indüksiyon odasında bir fare yerleştirinT 2 dakika -1 O 2 L% 3 izofluran konsantrasyonu çıkışı (h / h). <ol><li> Fare 1 dakika içinde bilinçsiz olup olmadığını kontrol edin; % 4 konsantrasyonunu (h / h) gerektiğinde. Altında konumlandırılmış ısıtma pedi steril alanında fare, yer çıkarın ve burun konisi uygulayın. Transferi kurumsal politikasına uygun olarak yeterli cerrahi uçak için koni akar, ve% 2.5 izofluran azaltmak, bir daha 20 saniye bekleyin ve test. Tipik olarak, hafifçe sıkılmış bir arka bacak refleksi eksikliği yeterli anestezi belirlenmesi için yeterli. </li><li> Tüm süreç boyunca, bilinçsiz ise oksijenlenme uygun bir düzeyde sağlamak için güçlü bir düzenli nefes ve ekstremite ve ağız bölgesinde pembe renk için bir asistan monitör var. Veteriner rehberlik ve kurumsal politika gerekirse uygun anestezi ayarlayın. Steril yapay gözyaşı yağ merhemi (% 15 (h / h) arasında mineral yağ,% 83 halinde (hacim / hacim) WHGözleri ite vazelin). </li></ol></li><li> Yeni bir tek örtü üzerinde yukarı bakacak arka-bacak ile tek yüzüne fare çevirin. Gerekirse, bir elektrikli tıraş makinesi veya epilasyon kremi ile kürk çıkarın. Steril serum fizyolojik ile site silin ve aşırı kürk ek örtü çıkarın. Tüm parçaları ancak tüm arka-uzuv (Şekil 4A) kapsayacak ancak renklendirme ve nefes izlemek için yüz ve pençe görünümünü korumak amacıyla fare üzerinde yeni bir Fenestralı örtü yerleştirin. </li><li> Uyluk kemiğinin merkeze yakın ve uzak uçlara bulun ve uzunlamasına ekseni (Şekil 4B) boyunca, 5-10 mm cilt insizyon. Biceps femoris ve vastus lateralis üzerinden femur lateral yaklaşım sergilemek, bir 15. neşter ile fasya cilt katmanı ayırın. Her iki kasların septalar (bu kas pembe renk üzerine beyaz doku çizgi) buluştuğu bulun. Bir neşter ile dikkatlice intermusküler sınırına kadar birlikte teşrihFemur (Şekil 4B) görülebilir. </li><li> Tüm gövdesini (Şekil 4C) açığa çıkartacak şekilde bir künt periosteal ile kesi geliştirin. Medial tarafında (Şekil 4D) posterior nörovasküler demeti korumak için dikkat çekerken ayrıca femur orta üçte ikisinin açığa asansör kullanın. Yavaşça steril Q-ucu veya eşdeğeri ile yumuşak bir neşter ile kemik kapalı doku, ve kuru kazıyın. </li><li> Steril bir neşter veya işaretleyici ile kumpaslar gerekirse ve işareti ile femur merkezini bulun, sonra merkezden proksimal ve distalde 1.5 mm işaretleyin. Yavaşça kemik aşırı basınç önlemek için önceden Kern tarzı moda ince burunlu forseps bir çift kullanarak femur kavramak. Not: değişiklikler için kesin boyutlar Şekil 3B&#39;de verilmiştir. Bu gerektiren baskı altında kırmak olmaz kemik sağlamak için kullanmadan önce bir ötenazi numune üzerinde forseps test tavsiye edilirkesim sırasında immobilizasyon d. </li><li> Ince elmas kum kaplı kesme tekerleği (8 mm çap x 0.1 mm genişlik) ile donatılmış ince bir matkap kullanarak, (Şekil 4E) altındaki dokuyu korumak için asansör ilk kesim yapmak. Sıkıca 3 mm segmenti kaldırarak, ikinci kesim yapmak, diafiz ekstremite tutarken 45 ° kesim femur Raising. NOT: Yüz koruması, bu aşamada tavsiye edilir. </li><li> Forseps tarafından hareketsiz kemik ile, dikkatli bir künt 23 G derialtı iğne ile her iki ucuna medüller boşlukları oyun. 19 G, borular takımı içinde yerleştirilmiş 22 G, bir boru uzunluğunu yapılmış bir önceden hazırlanmış derinlik ölçer kullanılarak (Şekil 3A, ı 8 TEM), delik medüller derinliğini belirlemek ve 3 mm, emin olun (Şekil 4F-k) . Medüller kavite 22 G derinlik ölçer direnir ise, bir künt 22 G derialtı iğne ile tekrar oyun. </li><li> Dikkatlice sonra proksimal distal medüller c içine medüller pimini takınavities istikrarlı 3 mm&#39;lik boşluk (Şekil 5A, B) orijinal uzunluğuna geri femur getirmek ve kurmak. Gerekirse, femur kortikal kemik çubuk iyi bir girişim geçişimi elde etmek için el ile gerilim arasında küçük bir miktar uygulanır. Pim, her iki tarafın medüller boşlukların içine rahatça sığar ve kesim kemik kenarları yaka ile aynı hizada olduğundan emin olun. Bir boşluk varsa, bir 22 G, kör bir iğne ile bir kez daha oyun. </li><li> Pim üzerinde kas ve periferik doku konumlandırmak ve sürekli bir emilebilir 5-0 dikiş (Şekil 5C) ile kapatın. Cerrahi yapıştırıcı (Şekil 5D) ile 5-7 kare düğüm naylon 5-0 sütür ve mühür ile yakın cilt kesisi. </li></ol> 3. Ameliyat sonrası Prosedürler <ol><li> Cilt kesisi kapattıktan sonra, anestezi çekilme, ama O 2 fare hareket etmeye başlayana kadar akan kalmasına izin; Bu az 1 dakika sürer. Fare 5 dakika sonra hareketsiz kalırsaO 2 yönetim, veteriner müdahale kurumsal politikalara bakın. </li><li> Fare hareket başladığında, yavaşça tercihen kuru, otoklava yatak içeren bir kafese transfer. <ol><li> Her kafeste bir iglo tipi yuva yerleştirin ve fare hareketi azaltarak, içine çekilmek olacaktır. Fare arka ekstremite hareketlilik bilinç kurtarma sonra 5-10 dakika kurtarır kontrol edin. </li><li> Kurumsal politikalar doğrultusunda günlük postoperatif izleme yapın. İlk 5-7 gün kafesin zeminine jelatinleştirilmiş nemlendirme ve yiyecek sağlamak ve kurumsal onaylanan politikalar doğrultusunda analjezi ve postoperatif izleme yönetmek. NOT: Biz yönetmek 0.05-0.1 mg kg -1 günde iki kez, ilk 3 gün ve daha sonra tuzlu subkutan 0.25 ml, ile buprenorfın 24 fare, normal programını yeniden değilse. </li></ol></li><li> Kurtarma, ilk 24 saat sonra, unde canlı hayvan X-ışını görüntüleme gerçekleştirmekr anestezi pimi yerleştirme (Şekil 4E) görselleştirmek için. Pim yerinden ise, derhal revizyon ameliyatı düşünün. </li><li> Günde 7 ameliyat sonrası anda, kurumsal hayvancılık politikalarına uygun olarak gruplar halinde anestezi ve evin altında sütür çıkarın. </li><li> 2-5 hafta sonra, insanca Amerikan Veteriner Hekimleri Birliği ile uyumlu hayvanlar ötenazi 25 yöntemleri onaylı euthanize. NOT: piyasada mevcut barbiturate-kombinasyon ötenazi kokteyl bir intraperitoneal enjeksiyonu etkili ve insancıl, ama ötenazi yerel kurumsal politikalar takip edilmelidir olduğunu. </li><li> Dikkatle proksimal femur ve medial taraftan pelvis teşhir ederek arka-uzuv uzak teşrih. Bir neşter ile asetabulum (kalça soketi) den femur başını ayrılmakta iken yavaşça bacak lateral tarafında içe doğru eklemi basın. Serbest, keskin bir neşter veya mikro-makas ile kas ve cilt kalan CutTüm ekstremite pelvis oluştururlar. Rongeurs veya ağır makas keskin bir çift, düşük arka-uzuv (tibia / fibula) diz ekleminin altında yaklaşık 5 mm kesti. NOT: Tüm örneklerin analiz öncesi aynı şekilde depolanması tavsiye edilir. </li><li> Cildi çıkarın, ancak yerinde kas bırakın. 1 ay kadar önce görüntüleme için, 10 mM CaCl2 ile doldurulmuş fosfat-tampon tuzlu su içinde depolama ve ardından 1 hafta boyunca 10 mM CaCl2 sabitleyici ile takviye edilmiş,% 10 tamponlu formalin içine doku düzeltildi. 4 ° C&#39;de tespit ve depolama gerçekleştirin. Alternatif olarak, derhal tespit olmadan örnekleri tarayın. </li></ol> Örneklerinin 4. Analizi NOT: Kemik iyileşmesi bu protokol kapsamı dışındadır metodolojileri geniş bir yelpazede tarafından değerlendirilebilir. Aşağıdaki başarılı bir örnek MikroBT&#39;lerin (uCT) görüntüleyici kullanarak istihdam var bir yöntemdir. Aşağıdaki parametreler ar önerilirE o zaman projenin özel ihtiyaçları için optimize, başlangıçta test. <ol><li> Enstrüman odasında plastik sızdırmazlık film ve dikey pozisyon onu ince bir tabaka halinde numune sarın. Femur tüm tarama sırasında numune aşamasında dik olduğundan emin olun. Aşağıdaki parametrelere tarama ayarlayın; gerilimi = 29 kV, akım = 661 uA, güç = 19 W, görüntü piksel boyutu (um) = 21.00; 360 derece dönebilen = yes; Çerçeve ortalama = (5); rotasyon aşaması (C) = 1.00, rastgele hareket =. Tarama başına tek bir hedef klasör (örneğin Şekil 6A) JPEG dosyaları olarak kaydedin. NOT: Tarama 57 dakika içinde tam olmalıdır. </li><li> Aşağıdaki parametrelere dayalı eksenel görüntüler oluşturmak için yeniden yapılanma yazılımı yararlanın; yumuşatma = (4), hiza tazminat = üzerinde, halka artefakt azaltma = (5), kiriş-sertleştirme düzeltme (% 40) üzerine, CS rotasyon (°) = 0.00 üzerinde. 2,000-15,000 Hounsfield birimlerine çıktı ayarlayın. JPEG dosyaları olarak kaydetme görüntüleritarama başına tek hedef klasörde. </li><li> Eksenel görüntüleri ve analitik yazılım kullanarak, ilk proksimal ve orijinal kusur uzak kenarları ayarlayarak faiz (ROI) bölgeyi tanımlamak. Sadece yaka kapsayacak bölümleri seçerek bunu başarmak. Yaka medüller pin daha kalın olduğundan, bu bölümler kolayca (sol Şekil 6B) tanımlanır. (Sağ, Şekil 6B) (100 mikron marjı) etrafında bir dışlama alanı çizim ve ROI bölümlerin her bölgeyi aktararak hesaplamalardan yaka hariç. NOT: yeni kemik hacmi (Şekil 6C, D) atalet 3D oluşturulmasında ve hesaplamalar kutup dakika kolaylıkla yazılımı kullanılarak elde edilebilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Brinker, M. R., O'Connor, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+fractures+and+dislocations+referred+for+orthopaedic+services+in+a+capitated+population.">The incidence of fractures and dislocations referred for orthopaedic services in a capitated population.</a> J Bone Joint Surg Am. 86, 290-297 (2004).</li><li>Cheung, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+future+of+bone+healing.">The future of bone healing.</a> Clin Podiatr Med Surg. 22, 631-641 (2005).</li><li>Rosemont, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> United States Bone and Joint Decade: The burden of musculoskeletal diseases and musculoskeletal injuries. , (2008).</li><li>Tzioupis, C., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+long-bone+non-unions.">Prevalence of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S3-S9 (2007).</li><li>Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concepts+of+fracture+union,+delayed+union,+and+nonunion.">Concepts of fracture union, delayed union, and nonunion.</a> Clin Orthop Relat Res. , S22-S30 (1998).</li><li>Spicer, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+bone+regeneration+using+the+rat+critical+size+calvarial+defect.">Evaluation of bone regeneration using the rat critical size calvarial defect.</a> Nat Protoc. 7, 1918-1929 (2012).</li><li>Green, E., Lubahn, J. D., Evans, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors,+treatment,+and+outcomes+associated+with+nonunion+of+the+midshaft+humerus+fracture.">Risk factors, treatment, and outcomes associated with nonunion of the midshaft humerus fracture.</a> J Surg Orthop Adv. 14, 64-72 (2005).</li><li>Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+health+economics+of+the+treatment+of+long-bone+non-unions.">The health economics of the treatment of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S77-S84 (2007).</li><li>Dimitriou, R., Mataliotakis, G. I., Angoules, A. G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complications+following+autologous+bone+graft+harvesting+from+the+iliac+crest+and+using+the+RIA:+a+systematic+review.">Complications following autologous bone graft harvesting from the iliac crest and using the RIA: a systematic review.</a> Injury. 42, S3-S15 (2011).</li><li>Boer, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+history+of+bone+grafts.">The history of bone grafts.</a> Clin Orthop Relat Res. , 292-298 (1988).</li><li>Aro, H. T., Aho, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+use+of+bone+allografts.">Clinical use of bone allografts.</a> Ann Med. 25, 403-412 (1993).</li><li>Burstein, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+substitutes.">Bone substitutes.</a> Cleft Palate Craniofac. J. 37, 1-4 (2000).</li><li>Kao, S. T., Scott, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+bone+substitutes.">A review of bone substitutes.</a> Oral Maxillofac Surg Clin North Am. 19, 513-521 (2007).</li><li>Boden, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+biology+of+lumbar+spine+fusion+and+principles+for+selecting+a+bone+graft+substitute.">Overview of the biology of lumbar spine fusion and principles for selecting a bone graft substitute.</a> Spine. (Phila Pa 1976). 27, S26-S31 (1976).</li><li>Hollinger, J. O., Kleinschmidt, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+defect+as+an+experimental+model+to+test+bone+repair+materials).">The critical size defect as an experimental model to test bone repair materials).</a> J Craniofac Surg. 1, 60-68 (1990).</li><li>Key, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+local+calcium+depot+on+osteogenesis+and+healing+of+fractures.">The effect of local calcium depot on osteogenesis and healing of fractures.</a> J. Bone Joint Surg. (Am). 16, 176-184 (1934).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration).">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration).</a> J Orthop Trauma. 23, S31-S38 (2009).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49, 591-599 (2011).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21, 685-690 (2003).</li><li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia.">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11, 305-312 (1993).</li><li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice.">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18, 687-695 (2004).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation:+a+comprehensive+review.">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-12 (2013).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice.">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J Surg Res. 147, 84-91 (2008).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relief+of+pain+in+laboratory+animals.">The relief of pain in laboratory animals.</a> Lab Anim. 18, 147-160 (1984).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guidelines on the Euthanasia of Animals. , (2013).</li><li>Neill, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-computed+tomography+assessment+of+the+progression+of+fracture+healing+in+mice.">Micro-computed tomography assessment of the progression of fracture healing in mice.</a> Bone. 50, 1357-1367 (2012).</li><li>Bagi, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+micro-CT+to+evaluate+cortical+bone+geometry+and+strength+in+nude+rats:+correlation+with+mechanical+testing,+pQCT+and+DXA.">The use of micro-CT to evaluate cortical bone geometry and strength in nude rats: correlation with mechanical testing, pQCT and DXA.</a> Bone. 38, 136-144 (2006).</li><li>Hadjiargyrou, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+bone+regeneration.+Insight+into+the+molecular+complexity+of+wound+repair.">Transcriptional profiling of bone regeneration. Insight into the molecular complexity of wound repair.</a> J Biol Chem. 277, 30177-30182 (2002).</li><li>Clough, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+regeneration+with+osteogenically+enhanced+mesenchymal+stem+cells+and+their+extracellular+matrix+proteins.">Bone regeneration with osteogenically enhanced mesenchymal stem cells and their extracellular matrix proteins.</a> J Bone Miner Res. , (2014).</li><li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair.">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> J Orthop Res. 23, 1300-1307 (2005).</li><li>Jepsen, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+variation+in+the+patterns+of+skeletal+progenitor+cell+differentiation+and+progression+during+endochondral+bone+formation+affects+the+rate+of+fracture+healing.">Genetic variation in the patterns of skeletal progenitor cell differentiation and progression during endochondral bone formation affects the rate of fracture healing.</a> J Bone Miner Res. 23, 1204-1216 (2008).</li><li>Thayer, T. C., Wilson, S. B., Mathews, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+nonobese+diabetic+mice+to+understand+human+type+1+diabetes.">Use of nonobese diabetic mice to understand human type 1 diabetes.</a> Endocrinol Metab Clin North Am. 39, 541-561 (2010).</li><li>Jee, W. S., Yao, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview:+animal+models+of+osteopenia+and+osteoporosis.">Overview: animal models of osteopenia and osteoporosis.</a> J Musculoskelet Neuronal Interact. 1, 193-207 (2001).</li></ol>

The authors have no competing financial interests.

Bu yazıda, standart laboratuvar ve veteriner ekipman kullanılarak kemirgen femur kritik boyutlu pin-stabilize kusur oluşturmak için basit bir yöntem tarif. Pimleri ve cerrahi prosedür kendisi montaj pratik gerektirir iken, iyi bir iyi eğitimli biyomedikal araştırma bilim adamı ya da veteriner yetenekleri dahilindedir. pin eksternal fiksatörü veya birbirine vidaları istihdam daha karmaşık yaklaşımlar daha prosedür teknik olarak daha uygun hale ek fiksasyon olmadan medüller ...

Bu tedavi kırıklı hastalar için cerrahi, 500.000 prosedürleri kemik grefti 2 kullanımını içerir. ABD nüfusunun yarısı 65 1 yaşına göre bir kırık yaşadıklarını tahmin edilmektedir ve bu sayı giderek yaşlanan nüfus 3 artması bekleniyor . Kemik nedbe bırakmadan iyileşmesi kapasitesine sahip birkaç organlardan biri olmasına rağmen işlem 3,4 başarısız nerede, örnekleri vardır. Koşullar ve tedavi kalitesine bağlı olarak, uzun kemik kırıklarının% 2-30 sendikasız 3,5 sonuçlanan başarısız. Tanımı, psödoartroz, boy-kritik veya sendika üyesi olmayan kemik yaralanmaları üzerinde bazı tartışmalar var olmaya devam ederken, genellikle konu 6 doğal ömrü boyunca iyileşmeyen bir yaralanma anlamına gelir. Deneysel amaçlı, bu süre ortalama büyüklükteki bir kemik yaralanması tam iyileşme için gerekli ortalama süre kısaltılır. Sigara sendika kemik lezyonları num için ortayaerous nedenleri, ama önemli faktörler nedeniyle hastalık veya 7 yaş için kritik büyüklükte boşluk, enfeksiyon, zayıf anjiyogenez, tütün kullanımı, ya da inhibe osteoregenerative kapasitesi sonuçlanan aşırı travma vardır. Olmayan sendikalar başarıyla tedavi bile, bu yaralanma türüne ve 8 çalışan yaklaşımlara bağlı olarak, prosedür başına 60.000 $ aşan mal olabilir. Orta durumlarda, otolog kemik grefti kullanılır. Bu strateji, yaralanma yerinde bir donor sitesi ve implantasyondan kemik iyileşme içerir. Bu yaklaşım, son derece etkili olmakla beraber, mevcut donör kaynaklı kemik hacmi sınırlıdır ve prosedür, birçok hastada 9,10 kalıcı ağrı oluşturan bir ilave cerrahi içerir. Buna ek olarak, otolog kemik grefti etkinliği, hastanın sağlık bağlıdır. Sentetik malzemeler veya işlenmiş kadavra kemikten yapılmış kemik yerine 11-13 bol mevcuttur, ancak bunlar hadüşük konukçu hücre yapışma özelliklerine, düşük osteoconductivity ve immün red 14 potansiyeli dahil olmak üzere önemli kısıtlamaları, ve,. Güvenli, etkili ve yaygın olarak kullanılan, kemik yenilenmesi teknolojileri için acil bir ihtiyaç vardır. Kemik rejeneratif stratejiler geliştirmek için yetenek deney hayvanlarında ciddi kemik travma taklit yeteneği kritik bir şekilde bağlıdır, ancak büyük kemik lezyonlarının nesil ve istikrar teknik zordur. Çoğu durumda, ciddi uzun kemik travması doğal iyileşmeyecek bir kusur kurarak deneysel taklit edilir. Bu türler 15 ile değişir, ancak bu, kemik enine kesit 16 daha büyük bir çapının 1.5 mislinden daha olan bir kemik parçası tamamen çıkarılması ile elde edilir. Kemik daha sonra kırık kenarlarının doğru bir şekilde yerleştirilmesini sağlamak ve hareket için izin vermek için, bir metal implant ile stabilize edilir. Nedeniyle kendi küçük boyutu ve kırılganlıkuzun kemikler, farelerde bu tür lezyonların kurulması çoğu araştırma grupları yeteneklerini ötesindedir. Bu nedenle, uzun kemik defekti modelleri, farelerde ve büyük hayvanlar sınırlıdır. Yine, fareler onlar genetiği değiştirilmiş ve insan hücreleri ve dokuları reddetmek değil bağışıklık tehlikeye suşlar olarak yetiştirilen olabilir ki önemli araştırma avantajlar göze. İnsan hücre tabanlı uygulamalar için, bağışıklığı baskılanmış farelerin onlar fizyolojik evin kolay, iyi karakterize çünkü çalışmak için cazip, maliyet etkin ve kolay histolojik radyolojik ve analiz. Büyük önem bağışıklık yetmezlikli fareler insanlar dahil olmak üzere farklı türlerden hücreleri reddetme kalmamasıdır. Kendi küçük boyutu da hücreler veya ortopedik uygulamalarda deneysel iskeleler hacimleri çok küçük sayılar test izin verir. Birkaç kemirgen ortopedik modeller kemik istikrar 17,18 değişik derecelerde göze olduğu bildirilmiştir. Bu systeendokondral iyileşme 19 bildirilmiş olmasına rağmen, bu dış fiksatörlerle ve kilitleme plakaları gibi istikrar çok yüksek seviyelerde, neden ms ağırlıklı intramembranöz kemikleşme ile iyileşir. Buna karşılık, bu tür sabitlenmemiş veya kısmen sabit medüller işaretçilerine kullananlar gibi bazı mikro ve / veya makro-motion, izin olanlar, genellikle endokondral kemikleşme 20,21 üstünlüğü ile iyileşir. Gecikmeli sendika veya uzun kemiğin olmayan sendika kusurlar nedeniyle gerekli istikrar ekstra seviyesine farelerde elde etmek oldukça zordur. Ancak, bir takım yaklaşımlar birbirine çivi ile medüller pimleri, kilitleme plakaları ve dış fiksatörlerle 22 olmak üzere, bildirilmiştir. Bu sistemler genellikle iyi çalışır, ancak onların karmaşık tasarım onlar yüklemek için teknik olarak zor olabilir verilen. Örneğin, Garcia ve arkadaşları. 23 farelerde kullanılmak için zarif birbirine pim sistemi geliştirmiştir, ancak söz konusu prosedür, iki ayrı yerinde kesiler içerirs ve femur geniş değişiklik işaretçilerine karşılamak için. Bu prosedürler, bir mikroskop altında yapıldı. Bu yazıda, 3 mm kemik açığının kapanmasını önlemek ve aynı zamanda kusur orijinal kenarlarını belirginleştiren tasarlanmış bir merkezi yakalı basit femur medüller pin tarif. Pim kemik kendisi sabit değil iken, yeterli müdahale medüller kavite sonuçlarının pin çapı ve raybalama hassas boyutlandırma burulma hareketi (Şekil 1) en aza indirmek için. Doğuştan yaş, cinsiyet ve gerilme-uyumlu farelerin dikkatli seçimi ile, sonuç kolayca radyolojik değerlendirilebilir oldukça tekrarlanabilir hipertrofik olmayan uniondefect 22 olduğunu. Ayrıca Söz konusu bölgeler yeniden üretilebilir, de novo kemik oluşumu ve histomorfolojik parametrelerin ölçülmesi için mikro-bilgisayarlı tomografi (uCT sonra) tanımlanabilir. pimleri hazır araçları kullanarak laboratuvarda prototyped edildi.<img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig1highres.jpg" /> Şekil 1: Deneysel ilke defekt modeli diyagramsal özeti.. Bir 9-10 mm kemirgen femur merkezi 3 mm segmenti (solda) cerrahi olarak eksize edilir. Bir 3 mm uzunluğunda, 19 göstergesi cerrahi çelik boru tam merkezine (sağda) uzun bir 9 mm, 22 G paslanmaz çelik boru geçti ve yapıştırıcı ile sabittir. Elde edilen pim kemik 3 mm&#39;lik bir bölümü yerine 19 G, yaka (aşağıda, merkez) ile femur kalan proksimal ve distal kısımlarının medüller kanala takılır.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Pin assembly&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Dremel rotary tool</td><td>Dremel</td><td>8220</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Heavy duty cut off wheel</td><td>Dremel</td><td>420</td><td></td></tr><tr><td>Surgical tubing 19&amp;nbsp;G</td><td>Small Parts (Amazon)</td><td>B000FMZ8LY</td><td>OD 1.07&amp;nbsp;mm, ID 0.889&amp;nbsp;mm</td></tr><tr><td>Surgical tubing 21&amp;nbsp;G</td><td>Small Parts (Amazon)</td><td>B000FMZ8YQ</td><td>OD 0.82&amp;nbsp;mm, ID 0.635&amp;nbsp;mm</td></tr><tr><td>Surgical tubing 22&amp;nbsp;G</td><td>Small Parts (Amazon)</td><td>B000FMYLZS</td><td>OD 0.719&amp;nbsp;mm, ID 0.502&amp;nbsp;mm</td></tr><tr><td>Surgical tubing 23&amp;nbsp;G</td><td>Small Parts (Amazon)</td><td>B000FN0SY0</td><td>OD 0.643&amp;nbsp;mm, ID 0.444&amp;nbsp;mm</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate adhesive</td><td>Loctite</td><td>1365882</td><td></td></tr><tr><td>Emery disc</td><td>Dremel</td><td>413</td><td></td></tr><tr><td>Rubber polishing point</td><td>Dremel</td><td>462</td><td></td></tr><tr><td>Felt polishing disc</td><td>Dremel</td><td>414</td><td></td></tr><tr><td>Gelatin sponge</td><td>Surgifoam/Ethicon</td><td>1974</td><td></td></tr><tr><td>Punch biopsy cutter</td><td>Miltex</td><td>33-34</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Surgery/post-operative&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Warm pad and circulator pump</td><td>Stryker/Thermocare</td><td>TP700, TP700C, TPP722</td><td></td></tr><tr><td>Coverage quaternary spray</td><td>Steris</td><td>1429-77</td><td></td></tr><tr><td>Bead sterilizer</td><td>Germinator/CellPoint Scentific</td><td>Germinator 500</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia system</td><td>VetEquip Inc</td><td>901806 or 901807/901809</td><td></td></tr><tr><td>Isofluorane anesthetic</td><td>VETone/MWI</td><td>501017, 502017</td><td></td></tr><tr><td>Surgical disinfectant</td><td>Chloraprep/CareFusion</td><td>260449</td><td></td></tr><tr><td>Surgical tools</td><td>Fine Science Tools</td><td>various</td><td>recommend German made</td></tr><tr><td>Face protection</td><td>Splash Shield</td><td>4505</td><td></td></tr><tr><td>Rechargable high speed drill</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-17</td><td></td></tr><tr><td>Diamond cutting wheel</td><td>Strauss Diaiond</td><td>361.514.080HP</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable sutures&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>UM-213</td><td></td></tr><tr><td>Outer sutures</td><td>Ethicon</td><td>668G</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Hydration gel</td><td>Clear H2O</td><td>70-01-1082</td><td></td></tr><tr><td>Diet gel</td><td>Clear H2O</td><td>72-01-1062</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Reckitt and Benckser</td><td>12496-0757-01</td><td>controlled substance</td></tr><tr><td>Mouse igloos</td><td>Bio Serv</td><td>K3328, 3570,3327</td><td></td></tr><tr><td>Euthanasia cocktail</td><td>Euthasol/Virbac</td><td>710101</td><td>controlled substance</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Analysis&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Live animal imager&amp;nbsp;</td><td>Orthoscan</td><td>FD Pulse</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Micro-CT unit and software</td><td>Bruker</td><td>Skyscan1174</td><td>or equivalent</td></tr><tr><td>Sealing film/Parafilm M</td><td>VWR or Fisher</td><td>100501-338, S37441</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">*Generic sources are suitable for all other items such as gause, drapes, protective clothing, animal care equipment.</td></tr></tbody></table>

a simple critical-sized femoral defect model in mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Fareler genellikle bilinci kurtarmak ve arka bacak hareketlilik anestezi çekilmesinden sonra 5-10 dakika. İlk 5 gün boyunca, ayrı ayrı fareler ev ve ekstremitenin aşırı kullanımını önlemek için çevre zenginleştirme tanıtmak için tavsiye edilir. Bu amaçla, iglo tipi yuvaları yuva bina ihtiyacını azaltmak ve istirahat teşvik. Ayrıca, kafesin kat yiyecek ve hidrojelin karşılık pim yer değiştirme olasılığını azalttığını gözledik. Kurumsal-onaylanan politikalar doğrultusunda gerekli 5 g...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice at JoVE.com

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

a-simple-critical-sized-femoral-defect-model-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

15.0K Görüntüleme.  Texas A&M Health Science Center. Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice. 

Video: A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

Use of Human Perivascular Stem Cells for Bone Regeneration

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are a FACS-sorted population of 'pericytes' (CD146+CD34-CD45-) and 'adventitial cells' (CD146-CD34+CD45-), each of which we have previously reported to have properties of mesenchymal stem cells. PSCs, like MSCs, are able to undergo osteogenic differentiation, as well as secrete pro-osteogenic cytokines1,2. In the present protocol, we demonstrate the osteogenicity of PSCs in several animal models including a muscle pouch implantation in SCID (severe combined immunodeficient) mice, a SCID mouse calvarial defect and a femoral segmental defect (FSD) in athymic rats. The thigh muscle pouch model is used to assess ectopic bone formation. Calvarial defects are centered on the parietal bone and are standardly 4 mm in diameter (critically sized)8. FSDs are bicortical and are stabilized with a polyethylene bar and K-wires4. The FSD described is also a critical size defect, which does not significantly heal on its own4. In contrast, if stem cells or growth factors are added to the defect site, significant bone regeneration can be appreciated. The overall goal of PSC xenografting is to demonstrate the osteogenic capability of this cell type in both ectopic and orthotopic bone regeneration models.

Human perivascular stem cells (PSCs) are a novel stem cell class for skeletal tissue regeneration similar to mesenchymal stem cells (MSCs). PSCs can be isolated by FACS (fluorescence activated cell sorting) from adipose tissue procured during standard liposuction procedures, then combined with an osteoinductive scaffold to achieve bone formation in vivo.

Kemik Rejenerasyon için İnsan perivasküler Kök Hücre kullanın

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are ...

Biyomühendislik

A Simple Guide Screw Method for Intracranial Xenograft Studies in Mice

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma (glioma) and medulloblastoma. The widely used stereotactic approach only allows for the injection of a single animal at a time, is labor intensive and requires highly specialized equipment. The guide screw method, initially developed by Lal et al.,1 was developed to eliminate cumbersome stereotactic procedures. We now describe a modified guide screw approach that is rapid and exceptionally safe; both of which are critical ethical considerations. Notably, our procedure now incorporates an infusion pump that allows up to 10 animals to be simultaneously injected with tumor cells.
To demonstrate the utility of this procedure, we established human U87MG glioma cells as intracranial xenografts in mice, which were then treated with AMG102; a fully human antibody directed to HGF/scatter factor currently undergoing clinical evaluation2-5. Systemic injection of AMG102 significantly prolonged the survival of all mice with intracranial U87MG xenografts and resulted in a number of complete cures. 
This study demonstrates that the guide screw method is an inexpensive, highly reproducible approach for establishing intracranial xenografts. Furthermore, it provides a relevant physiological model for validating novel therapeutic strategies for the treatment of brain cancers.

In order to evaluate novel therapeutic paradigms for the treatment of glioma, physiological relevant models are essential. We utilize an implantable guide screw procedure for establishment of intracranial xenograft models that is more rapid and safer than stereotactic approaches.

Basit Fare İntrakranial Xenograftlarında Çalışmaları Kılavuzu Vida Yöntemi

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma ...

Tıp

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Farelerde bir Segmental Femoral Kritik boyutlu Defekt Modelinde kurulması Plaka Osteosentez tarafından Stabilize

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. Critical-sized segmental defects are challenging to treat clinically, and research efforts could benefit from a reliable, ambulatory small animal model of a segmental femoral defect. In this study, we present an optimized surgical protocol for the consistent and reproducible creation of a 5 mm critical diaphyseal defect in a rat femur stabilized with an external fixator. The diaphyseal ostectomy was performed using a custom jig to place 4 Kirschner wires bicortically, which were stabilized with an adapted external fixator device. An oscillating bone saw was used to create the defect. Either a collagen sponge alone or a collagen sponge soaked in rhBMP-2 was implanted into the defect, and the bone healing was monitored over 12 weeks using radiographs. After 12 weeks, rats were sacrificed, and histological analysis was performed on the excised control and treated femurs. Bone defects containing only collagen sponge resulted in non-union, while rhBMP-2 treatment yielded the formation of a periosteal callous and new bone remodeling. Animals recovered well after implantation, and external fixation proved successful in stabilizing the femoral defects over 12 weeks. This streamlined surgical model could be readily applied to study bone healing and test new orthopedic biomaterials and regenerative therapies in vivo.

In vivo mammalian models of critical-sized bone defects are essential for researchers studying healing mechanisms and orthopedic therapies. Here, we introduce a protocol for the creation of reproducible, segmental, femoral defects in rats stabilized using external fixation.

Güvenilir ve tekrarlanabilir kritik ölçekli gelen bir Segmental femur kusur manken özel eksternal fiksatör ile stabilize Sıçanlarda

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

Endochondral standart biyomekanik koşullar altında farelerde şifa kırık çözümlemek için minimal invaziv bir Model

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Farelerde kapalı femur kırığı nesil: kemik şifa çalışması için bir Model

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Sıçan Femoral Kutusunun Kurulması ve Değerlendirilmesi: Kavite Defekti Modeli

Creating a Box-Cavity Defect Model in the Cortical Bone of Rat Femora

Severe bone defects or complex fractures can result in serious complications such as nonunion or insufficient bone healing. Tissue engineering, which involves the application of cells, scaffolds, and cytokines, is considered a promising solution for bone regeneration. Consequently, various animal models that simulate bone defects play a crucial role in exploring the therapeutic potential of tissue engineering for bone healing. In this study, we established a box-shaped cortical bone defect model in the mid-femur of rats, which could serve as an ideal model for assessing the function of biomaterials in promoting bone healing. This box-shaped cortical bone defect was drilled using an oral low-speed handpiece and shaped by a lathe needle. Post-operative micro-CT analysis was immediately conducted to confirm the successful establishment of the box-cavity cortical bone defect. The femurs on the operated side of the rats were then harvested at multiple time points post-surgery (0 days, 2 weeks, 4 weeks, and 6 weeks). The healing process of each sample&#39;s defect area was evaluated using micro-CT, hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining, and Masson trichrome staining. These results demonstrated a healing pattern consistent with intramembranous ossification, with healing essentially complete by 6 weeks. The categorization of this animal model&#39;s healing process provides an effective in vivo method for investigating novel biomaterials and drugs that target intramembranous ossification during bone tissue defect healing.

Yazar Spotlight: Biyomalzemelerin ve Kemik Rejenerasyonunun Gelişmiş Değerlendirilmesi için Kutu Boşluklu Kortikal Yaklaşım

Here, we present a protocol for creating a box-cavity defect in rat femoral diaphysis tissue. This model can assess biomaterial performance under biomechanical stress and explore mechanisms of bone regeneration related to intramembranous osteogenesis.

Sıçan Femora'nın Kortikal Kemiğinde Bir Kutu Boşluğu Defekti Modeli Oluşturma

Severe bone defects or complex fractures can result in serious complications such as nonunion or insufficient bone healing. Tissue engineering, which ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

Fare Femurunun Stabilize Pin ile Enine Kırılması

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Kemik Rejenerasyon için İnsan perivasküler Kök Hücre kullanın

Basit Fare İntrakranial Xenograftlarında Çalışmaları Kılavuzu Vida Yöntemi

Farelerde bir Segmental Femoral Kritik boyutlu Defekt Modelinde kurulması Plaka Osteosentez tarafından Stabilize

Güvenilir ve tekrarlanabilir kritik ölçekli gelen bir Segmental femur kusur manken özel eksternal fiksatör ile stabilize Sıçanlarda

Endochondral standart biyomekanik koşullar altında farelerde şifa kırık çözümlemek için minimal invaziv bir Model

Farelerde kapalı femur kırığı nesil: kemik şifa çalışması için bir Model

Sıçan Femora'nın Kortikal Kemiğinde Bir Kutu Boşluğu Defekti Modeli Oluşturma

Sıçan Femora'nın Kortikal Kemiğinde Bir Kutu Boşluğu Defekti Modeli Oluşturma

Sıçan Femora'nın Kortikal Kemiğinde Bir Kutu Boşluğu Defekti Modeli Oluşturma

Fare Femurunun Stabilize Pin ile Enine Kırılması