Yazarlar WSN layık Aziz Louis Üniversitesi Rektörlük Araştırma Fonu kabul etmek istiyorum

1.. Nüfus Kafes Bakım <ol><li> 12 saat ışık-karanlık çevrimi ile 25 ° C &#39;de nüfus kafesleri koruyun. Sürece kontrol ve deney grupları aynı aydınlatma koşullarına maruz kaldığı zaman, bu teknik, standart bir laboratuvar ortamında gerçekleştirilebilir. </li><li> Kadın elma suyu agar plakaları üzerinde gece yumurtalarını bırakmak için izin verir. </li><li> 24 saat boyunca 25 ° C &#39;de, yeni biriken yumurta plakaları koruyarak yeni yumurtadan çıkmış larva toplayın. Taranmış larva çekmek için plakanın ortasına maya küçük topak yerleştirin. </li><li> Elma suyu plakasının merkezinde maya hamur içine göç 1. instar larvaları toplamak. Taze elma suyu plaka aktarmak için metal bir spatula kullanın. Ek maya hamur tahliller yapılana kadar yeterli gıda olmadığından emin olmak için ilave edilebilir. Üzüm suyu plakaları da elma suyu levhaların yerine kullanılabilir. </li><li> Geç 2.-erken 3 instar l elde1. 40-48 saat için yaş Instars izin vererek arvae. Bu aralıkta yemleme 13 sabittir. Her larva molt bu yapıda belirgin değişiklikler olduğu gibi yaş ağız kanca incelenmesi ile teyit edilebilir. </li><li> 2. geç-erken 3. instar larvaları yavaşça ve yaygın su ile elma suyu tabak yıkama ve bir gözenekli filtre üzerine toplanmasıyla larvaları davranış testleri için toplanır. Larvalar daha sonra bir agar plakası üzerine aktarılır. </li><li> Tüm analizler kontrol ve deney hayvanları kullanarak paralel olarak gerçekleştirilir. </li></ol> 2. Davranış Paradigma - Locomotion <ol><li> Bir 100 mm doku kültürü çanağı içinde bir% 2 agar tabaka üzerinde tek bir 3. deri değiştirme safhasında larva yerleştirin ve larva 30 saniye süre ile uyum sağlamaya izin verir. Larva agar alt-tabakanın yüzeyi üzerinde vücutlarını itmek için cephalopharyngeal sklerit (ağız kanca) kullanın. Bu ayrı bir tabakta yapılır çünkü it hayvan neredeyse maya gibi aynı renkte olduğu gibi maya çözelti içinde vücut kasılmaları görselleştirmek için daha zordur. </li><li> 1 dakikalık bir süre için alt-tabaka üzerinde ön hareketine her posterior dikkat edin ve kaydedin. n = her bir genotip için 20. En fazla 10 hayvan plaka başına test edilmelidir. </li></ol> 3. Davranış Paradigma - Yemleme <ol><li> Küt paslanmaz çelik 5. cımbız kullanarak dikkatli bir şekilde% 2 aktif ekmek mayası çözeltisi, 5 ml ile kaplanmış bir agar dolu plakasının merkezine lokomotor agar plakasından 3. instar larvası aktarın. Maya zamanla razı olacak gibi çözüm homojen olduğundan emin olun. Ne maya çözeltisi içinde büyük ölçüde larva davranış gözlem kolaylaştırmak, yer ve yem kalacaktır. Ağız kanca kasılmaların hızı, doğrudan 14 yutulur gıda miktarı ile ilişkilidir. </li><li> Larva 30 saniye gelmesini bekleyin. </li><li> Gözlemlemek ve sayısını kaydetmek1 dakikalık bir süre boyunca ağız kanca kasılmalar. n = her bir genotip için 20. </li></ol> 4. Larva Gut Diseksiyonlarında <ol><li> 3-çukurlu nokta cam 1x fosfat tamponlu tuz (PBS) ve yerinde bir% 4 EM dereceli formaldehit tespit çözüm olun. </li><li> Dikkatle, 1x PBS solüsyonu kullanarak 3-iyi bir cam tabak geç 3 instar larva cesareti dolaşıp proventrikülüs değişmeden kalır emin her zaman yapmak teşrih. Bir forcep ile, posterior ucundan tutun ve diğer, ağız kanca tutun. Posterior uç hareketsiz tutarken, hafifçe cesareti erişmek için ağız kanca çekin. Ilişkili herhangi bir doku (tükrük bezleri, beyin, vücut yağ, vb) çıkarın, daha sonra formaldehit düzeltmeyi içeren 3-iyi bir çanak her gut aktarın. 3. instar larva dolaşıp çünkü gelişme bu aşamada, larva pupariation için hazırlık beslenme ateşkes kullanılan ve proventrikülüs maya temizlenir. </li> &lt;li&gt; opak bir doku kültür kutusuna bir gece boyunca 4 ° C&#39;de inkübe edin bağırsaklar. </li><li> Kuyulardan formaldehit tespitine çözüm çıkarmadan önce, mide çekumlardan kaldırmak ve projeksiyonlar açıkça engel olmadan görülebilir böylece proventriculus gelen ~ 150 mikron 2 midgut klibi. </li><li> Kuyulardan formaldehit düzeltme çıkarın ve 1x PBT (1 x PBS,% 0.1 &#39;lik bir proteaz içermeyen sığır serumu albümini,% 0.1 Triton X-100) tampon çözeltisi ile değiştirin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin. </li><li> 10 -6 M serotonin sinyalini geliştirmek için 5-HT 1 saat boyunca 4 ° C&#39;de inkübe edin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Önceki çalışmalar eksojen 5-HT bu konsantrasyon immünohistokimyasal analizler nöronal mimari veya varis yoğunluğunu etkilemez gösterdi ve sadece gürültü oranı, 15-16 sinyal artırır var. </li><li> 4 inkübe &amp;# 176; C gecede, anti-serotonin primer antikor (fare ya da tavşan poliklonal büyüdü monoklonal) içinde. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin. </li><li> (; 1:400 seyreltme Alexa Fluor 568 keçi anti-fare ya da anti-tavşan IgG), ikincil antikor olarak, 90 dakika boyunca 4 ° C&#39;de inkübe edin. İyice 1x PBT 10 dakika boyunca cesaretin 6x yıkayın. Yıkar yaparken mekanik bir döndürücüde doku örnekleri yerleştirin. </li><li> Mekanik bir karıştırıcı üzerine, 10 dakika boyunca 4 mM sodyum karbonat içinde inkübe, daha sonra n-propil gallate/20 mM sodyum karbonat% 4 montaj ve floresan altında görünüşüdür. Sodyum karbonat mountant ortam içinde kullanılan tampon ve pH örnekleri dönüştürmek için kullanılır. </li><li> Analizi için 400X büyütme ile immunohistokimyasal doku örneklerinin görüntüler yakalayın. </li></ol> 5. Sinir Devre Analizi <ol><li> Nörit lifler (nicelleştirilmiştir sayısı ve büyüklüğü varikositlerdenve dallanma derecesi) Neuroleucida ve Neuroexplorer kullanarak. Ancak, bu da elle gerçekleştirilir veya Basit Neurite Tracer (online indirilebilir ücretsiz bir uygulama) kullanılarak yapılabilir. </li><li> Proventriculus beyinden gelen tek lif projeksiyonları Trace ve varis numarası, şube ve birim uzunluk başına büyük varisler sayısını ölçmek. Beyinden çıkıntı aksonal lifler nüks sinir bindirildiğini ve onlar onlar ayrı proventrikulus ve salkımlı ulaşana kadar analiz için erişilebilir değillerdir. </li></ol>

<ol>
	<li>Weiss, E., Maness, P., Lauder, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Why+do+neurotransmitters+act+like+growth+factors?.">Why do neurotransmitters act like growth factors?.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 323-335 .</li><li>Herlenius, E., Lagercrantz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotransmitters+and+neuromodulators+during+early+human+development.">Neurotransmitters and neuromodulators during early human development.</a> Early Hum. Dev. 65, 21-37 .</li><li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine.">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li><li>Sodhi, M., Sanders-Bush, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+brain+development.">Serotonin and brain development.</a> International Review of Neurobiol. 59, 111-174 (2004).</li><li>Goldberg, J., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+and+function+of+the+neurotransmitter+serotonin+during+development+of+the+Helisoma+nervous+system.">Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system.</a> Dev. Biol. 131, 483-495 (1989).</li><li>Goldberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+regulation+of+neurite+outgrowth+in+identified+neurons+from+mature+and+embryonic+Helisoma+triyolvis.">Serotonin regulation of neurite outgrowth in identified neurons from mature and embryonic Helisoma triyolvis.</a> Perspect Dev Neurobiol. 5, 373-387 (1998).</li><li>Haydon, P., McCobb, P., Kater, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+selectively+inhibits+growth+cone+motility+and+synaptogenesis+of+specific+identified+neurons.">Serotonin selectively inhibits growth cone motility and synaptogenesis of specific identified neurons.</a> Sci. 226, 561-564 (1984).</li><li>Neckameyer, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+trophic+role+for+serotonin+in+the+development+of+a+simple+feeding+circuit.">A trophic role for serotonin in the development of a simple feeding circuit.</a> Dev. Neurosci. 32, 217-237 .</li><li>De Vry, J., Schreiber, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+selected+serotonin+5-HT+1+and+5-HT+2+receptor+agonists+on+feeding+behavior:+possible+mechanisms+of+action.">Effects of selected serotonin 5-HT 1 and 5-HT 2 receptor agonists on feeding behavior: possible mechanisms of action.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 24, 341-353 (2000).</li><li>Schoofs, A., Niederegger, S., van Ooyen, A., Heinzel, H., Spie&#223;, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+brain+can+eat:+Establishing+the+existence+of+a+central+pattern+generator+for+feeding+in+third+instar+larvae+of+Drosophila+virilis+and+Drosophila+melanogaster.">The brain can eat: Establishing the existence of a central pattern generator for feeding in third instar larvae of Drosophila virilis and Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 56, 695-705 (2010).</li><li>Spie&#223;, R., Schoofs, A., Heinzel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+stomatogastric+nervous+system+associated+with+the+foregut+in+Drosophila+melanogaster+and+Calliphora+vicin+third+instar+larvae.">Anatomy of the stomatogastric nervous system associated with the foregut in Drosophila melanogaster and Calliphora vicin third instar larvae.</a> J. Morphol. 269, 272-282 (2008).</li><li>Neckameyer, W. S., Bhatt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophic+actions+of+dopamine+on+the+development+of+a+serotonergic+feeding+circuit+in+Drosophila+melanogaster.">Neurotrophic actions of dopamine on the development of a serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster.</a> Biomed Cent NeuroSci. 13, 26 (2012).</li><li>Sewall, D., Burnet, B., Connolly, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+larval+feeding+behavior+in+Drosophila+melanogaste.">Genetic analysis of larval feeding behavior in Drosophila melanogaste.</a> Genet. Res. 24, 163-173 (1975).</li><li>Joshi, A., Mueller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+higher+feeding+rate+in+Drosophila+due+to+density-dependent+natural+selection.">Evolution of higher feeding rate in Drosophila due to density-dependent natural selection.</a> Evolution. 42, 1090-1093 (1988).</li><li>Budnik, V., Wu, C., White, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+branching+of+serotonin-containing+neurons+in+Drosophila+mutants+unable+to+synthesize+serotonin+and+dopamine.">Altered branching of serotonin-containing neurons in Drosophila mutants unable to synthesize serotonin and dopamine.</a> J. Neurosci. 9, 2866-2877 (1989).</li><li>Sykes, P., Condron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+sensitivity+to+serotonin+of+Drosophila+varicosities+in+the+central+nervous+system.">Development and sensitivity to serotonin of Drosophila varicosities in the central nervous system.</a> Dev. Biol. 286, 207-216 (2005).</li><li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Running+hot+and+cold:+behavioral+strategies,+neural+circuits,+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+inC.+elegansand+Drosophila.">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis inC. elegansand Drosophila.</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li><li>McKemy, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+sensing+across+species.">Temperature sensing across species.</a> Pflugers Archives. 454, 777-791 (2007).</li></ol>

Biz ifşa hiçbir şey yok.

Geç embriyojenez sırasında oluşur serotonerjik stomatogastric devresi, anormal gelişimi, olgun fonksiyonunu etkiler. Nörit mimarisinde değişiklikler gut (bir maya çözelti içinde ağız kanca kasılma ile ölçülen) oranı besleme devresinin fonksiyonel çıkışı, (Şekil 1) ile ilişkili olabilir innerve. Drosophila UAS-Gal4 bipartit sisteminin kullanımı mümkün özellikle belirli bir dokuya belirli transkriptin yukarı-veya aşağı-düzenlenmiş ekspresyonunu hedeflemek için...

Drosophila nedeniyle hızlı bir nesil zaman, düşük deney maliyetinin, genetik ve çevresel faktörlerin manipüle ve kontrol yeteneği nöral devre geliştirme eğitimi için son derece güçlü bir model sistem. Nöron, nöronal yol bulma ve sinaptogenez insan ve Drosophila arasında muhafaza edilir, bu nedenle, oluşturma, bakım ve nöral devreleri değiştirerek mekanizmalar da korunmuştur. Gibi serotonin (5-hidroksitriptamin veya 5-HT) gibi klasik nörotransmiterler, olgun sinir devresinde 1-3 sinyal molekülleri olarak rollerini kabul etmeden önce, büyüme faktörleri olarak görev yapabilir Daha önceki çalışmalar, olgun nöronların 4&#39;ün bağlantı değiştirebilir embriyojenez sırasında 5-HT seviyelerini tedirgin göstermiştir. Diğer Helisoma kültürlü nöronlar için 5-HT ektopik uygulama nörit gelişimini hem de sinaptogenez 5-7 baskı altında olduğunu göstermiştir. D&#39;derosophila, gelişimsel 5-HT seviyeleri ters olarak CNS 8 foregut için çıkıntı nörit uzunluğu boyunca varis sayısı ve boyutu, hem de aborization derecesi ile ilgilidir. Serotonerjik sinir Drosophila 8-9 de dahil olmak üzere, çeşitli türlerde beslenme davranışları modüle ettiği gösterilmiştir. Drosophila besleme devresi foregut beyinden aksonal çıkıntıların gelişiminde değişiklikler ile fonksiyonel çıkış (besleme) ilişkilendirmek için bir model olarak kullanılabilir nispeten basit bir devredir. Schoofs et al. Drosophila larva besleme kasları 10 etkileyebilir merkezi desen jeneratörleri tarafından düzenlenir olduğunu göstermiştir. Spesifik kas anatomi tam olarak anlaşılamamakla birlikte, bu antennal sinir, üst çene siniri ve protorasik bezle aksesuar sinir katılan kas hedefler için sorumlu olduğu gösterilmiştirbeslenme davranışı. Omurgasız besleme kas ve sinir anatomisi ile ilgili en veri Calliphora larvaları ile sınırlıdır. İkinci instar larvalarının besleme oranı cephalopharyngeal sklerit (ağız kancalar) geri çekilmesi ile değerlendirilmiş ve tekrarlanabilir ve yüksek verimli edilebilir. Cephalopharyngeal plakaları frontal sinir yoluyla santral 5-HT nöronların lifleri tarafından innerve edilir. Proventrikülüs veya foregut, midgut salkımlı ve (Şekil 1) 11-12 foregut kasılmaları sorumludur serotonerjik lifler (sinir nüks) tarafından innerve edilir. Aksonal dallanma değişiklikler ve nörit uzunluğu boyunca varikositlerden sayısı ve büyüklüğü, immünohistokimyasal teknikler kullanılarak kantifiye edilebilir. Ya doğrudan ya da dolaylı olarak, geliştirme sırasında nöronal 5-HT idare etme şekillendirmeler değişiklikler ile değerlendirilir ve korele edilebilir, bu besleme devresinin fonksiyonel çıkışı değiştirebilirnörit mimari gy.

<table><tbody><tr><td>Eclipse E-800 Microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroleucida</td><td>MBF Biosciences</td><td>NL-15</td><td>Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have</td></tr><tr><td>Northern Eclipse</td><td>Empix Inc</td><td></td><td>Imaging software</td></tr><tr><td>G-2E/C TRITC EX 528-553</td><td>Nikon Instruments</td><td>96312</td><td>Filter for specific secondary antibody</td></tr><tr><td>N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded</td><td>Nikon Instruments</td><td>MRH00400</td><td>Objective used for imaging</td></tr><tr><td>Simple Neurite Tracer</td><td>NIH Image J</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer&quot;&gt;http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

functional analysis of the larval feeding circuit in drosophila

Drosophila melanogaster larvalarda serotonerjik besleme devresi devrenin geliştirilmesi sırasında kritik önem nöronal substratları incelemek için kullanılabilir. Devrenin işlevsel bir çıkış kullanarak, besleme, stomatogastric sisteminin nöronal mimarisinde değişiklikler görülebilir. Besleme davranış beyin sinirlerini almak ağız kanca, retraksiyonun hızını gözlemleyerek tarafından kaydedilebilir. Larvalar bir ağar tabakayı karşısında çapraz onların ağız kanca kullanmak beri lokomotor davranışlar, beslenmesi için bir fizyolojik kontrol olarak kullanılmıştır. Besleme davranış değişiklikleri neurites aksonal mimarisi ile ilişkili olabilir gut innerve. Immünohistokimya kullanılarak bu değişiklikler görselleştirmek ve ölçmek mümkündür. Onlar manipülasyonlara çok hassas olarak davranış paradigmaları sırasında larvaların Yanlış kullanım verilerini değiştirebilir. Nörit mimarlık inervasyonu Uygun görüntülemegut kesin varikositlerden sayısı ve büyüklüğü ölçülmesi hem de dal düğümlerin ölçüde için çok önemlidir. En devrelerin analizi sadece nörit mimari veya davranışsal etkilerinin görselleştirme için izin, ancak bu model bir nöronal mimari engelli devrenin işlevsel çıktı korelasyon sağlar.

Drosophila larva serotonerjik besleme devresi sinir sistemi gelişiminde belirli faktörlerin etkisini gözlemlemek için son derece etkili bir model olarak hizmet edebilir. Besleme hızı ile ölçülmesi, bu fonksiyonel çıkış (Şekil 1) ile birlikte besleme devresinin aksonal mimarisi bağlamak mümkündür. Larvalar agar yüzeyi boyunca kendilerini itmek için ağız kanca kullandığından lokomotor deney, ağız kancaların geri çekme için fizyolojik bir kontrol olarak kullanılır. ...

Watch this Scientific Journal Video about Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila at JoVE.com

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Drosophila melanogaster larvaları besleme devresi besleme hızındaki değişimler stomatogastric sinir devresi değişiklikler ile korelasyon sağlayan bir basit ama güçlü bir model oluşturuyor. Bu devre, ağız kanca projeksiyonlar hem de foregut göndermek merkezi serotonerjik nöronların oluşmaktadır.

Içinde larvaların Devre Fonksiyonel Analiz Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

functional-analysis-of-the-larval-feeding-circuit-in-drosophila

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

10.2K Görüntüleme.  Saint Louis University School of Medicine.  Drosophila melanogaster larvaları besleme devresi besleme hızındaki değişimler stomatogastric sinir devresi değişiklikler ile korelasyon sağlayan bir basit ama güçlü bir model oluşturuyor. Bu devre, ağız kanca projeksiyonlar hem de foregut göndermek merkezi serotonerjik nöronların oluşmaktadır. 

Video: Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Belirlenen Nöronlar ve Beslenme Davranışı Kalsiyum sinyaller aynı anda kayıt Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Nörobilim

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Nicel gıda alımı deneyleri birleştirerek ve zorla iştah Drosophila içinde çalışmaya nöronların aktive

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Davranış

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Larvaların olarak izlenmesi Kalp Fonksiyonu Drosophila melanogaster Fizyolojik Çalışmaları

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Biyoloji

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

Drosophila'da Tüketimin Nicelleştirilmesi için Yüksek Verimli Mikro Plaka Besleyici Tahlili

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larvalarından Canlı Beyin Eksplantlarının Görüntülenmesi

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

Yazar Gündemi: Asimetrik Hücre Bölünmesi Dinamiğinin Araştırılması: Drosophila Larva Beyin Eksplantlarının Canlı Görüntülenmesi İçin Bir Protokol 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larva Beyinlerinin Canlı Hücre Görüntülemesi

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

Gelişim Biyolojisi

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

için yiyecek arama yolu uzunluğu Protokolü<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larva

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Doğrusal Agaroz Kanallar kullanarak Okuyacak<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva Tarama Davranış

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Kılcal Besleyici Testi Gıda Alımını içinde Tedbirler<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Içinde larvaların Devre Fonksiyonel Analiz Drosophila

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Belirlenen Nöronlar ve Beslenme Davranışı Kalsiyum sinyaller aynı anda kayıt Drosophila melanogaster

Nicel gıda alımı deneyleri birleştirerek ve zorla iştah Drosophila içinde çalışmaya nöronların aktive

Larvaların olarak izlenmesi Kalp Fonksiyonu Drosophila melanogaster Fizyolojik Çalışmaları

Drosophila'da Tüketimin Nicelleştirilmesi için Yüksek Verimli Mikro Plaka Besleyici Tahlili

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larva Beyinlerinin Canlı Hücre Görüntülemesi

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larva Beyinlerinin Canlı Hücre Görüntülemesi

Drosophila melanogaster Üçüncü Instar Larva Beyinlerinin Canlı Hücre Görüntülemesi

için yiyecek arama yolu uzunluğu Protokolü

Doğrusal Agaroz Kanallar kullanarak Okuyacak

Kılcal Besleyici Testi Gıda Alımını içinde Tedbirler