Die Autoren bedanken sich bei der Präsidentenforschungsfonds von Saint Louis University, um WSN vergeben anerkennen

1. Pflege der Bevölkerung Käfige <ol><li> Pflegen Bevölkerung Käfigen bei 25 ° C auf einem 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklus. Solange die Kontroll-und Versuchsgruppen sind mit den gleichen Lichtbedingungen ausgesetzt ist, kann diese Technik in einem Standard-Laborbedingungen durchgeführt werden. </li><li> Lassen Weibchen Eier über Nacht auf Apfelsaft-Agar-Platten zu legen. </li><li> Sammeln frisch geschlüpften Larven durch Aufrechterhalten Platten mit neu abgeschiedenen Eier bei 25 º C für 24 Stunden. Setzen Sie einen kleinen Klecks Hefe in der Mitte der Platte zu geschlüpften Larven zu gewinnen. </li><li> Sammeln 1. Larvenstadium, die in der Mitte der Platte Apfelsaft in den Hefe-Paste migriert haben. Verwenden Sie eine Metallspachtel, um es in einem frischen Apfelsaft Platte übertragen. Zusätzliche Hefe Paste kann um sicherzustellen, dass angemessene Ernährung, bis die Tests durchgeführt werden. Traubensaft Platten können auch anstelle von Apfelsaft-Platten verwendet werden. </li><li> Erhalten späten 2. und frühen 3. Larvenstadium larvae indem 1. Larvenstadien bis zum Alter von 40 bis 48 Stunden. Innerhalb dieses Bereichs die Futterraten sind konstant 13. Alter kann durch Untersuchung der Mundhaken bestätigt, da es deutliche Veränderungen in dieser Struktur mit jeder Häutung der Larven werden. </li><li> Späten 2. und frühen 3. Larvenstadium werden für Tests durch vorsichtiges Verhalten und umfassend Waschen Apfelsaft Platten mit Wasser und Sammeln der Larven auf einem Mesh-Filter gesammelt. Die Larven werden dann mit einer Agar-Platte übertragen. </li><li> Alle Analysen sind parallel mit Kontroll-und Versuchstieren durchgeführt. </li></ol> 2. Behavioral Paradigm - Locomotion <ol><li> Legen Sie eine einzelne 3. Larvenstadium auf einem 2% Agar-Substrat in einem 100-mm-Gewebekulturschale und lassen die Larve für 30 sec akklimatisieren. Die Larven nutzen ihre cephalopharyngeal Skleriten (Mundhaken), um ihre Körper über die Oberfläche des Agar-Substrat zu treiben. Dieser wird auf einer separaten Platte getan, weil icht ist schwieriger, die Kontraktionen Körper in der Hefe-Lösung visualisiert das Tier ist fast die gleiche Farbe wie der Hefe. </li><li> Beobachten und Aufzeichnen jedes posterior nach anterior Bewegung über dem Substrat für einen Zeitraum von 1 min. n = 20 für jeden Genotyp. Nicht mehr als 10 Tieren pro Platte sollte untersucht werden. </li></ol> 3. Verhalten Paradigm - Fütterung <ol><li> Mit stumpfen Pinzette Nr. 5 Inox, transferieren es vorsichtig die 3. Larvenstadium von der Bewegungs Agar-Platte in der Mitte von einer Agar-Platte gefüllt mit 5 ml 2% aktiviert Bäckerhefe Lösung überlagert. Stellen Sie sicher, dass die Lösung homogen ist wie die Hefe im Laufe der Zeit zu begleichen. Wenn in der Hefe-Lösung, werden Larven weitgehend vorhanden und Futtermitteln zu bleiben, erleichtert die Beobachtung des Verhaltens. Die Rate der Mund Haken Kontraktionen korreliert direkt mit der Menge der Nahrung aufgenommen 14. </li><li> Ermöglichen Larve für 30 sec akklimatisieren. </li><li> Beobachten und notieren Sie die Anzahl derMund Haken Kontraktionen für einen Zeitraum von 1 min. n = 20 für jeden Genotyp. </li></ol> 4. Larven Gut Dissektionen <ol><li> Machen Sie eine 4% EM-Grade-Formaldehyd-Fixierungslösung in 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und in einen 3-Spot-und Glas. </li><li> Sorgfältig sezieren wandern späten 3. Larvenstadium Larven Mut in einem 3-Loch-Glasschale mit 1x PBS-Lösung, so dass Sie sicher, dass jedes Mal, dass die Drüsen bleibt intakt. Mit einer Pinzette, halten Sie das hintere Ende, und mit der anderen halten die Mundhaken. Halten Sie das hintere Ende unbeweglich, ziehen Sie vorsichtig an den Mund Haken, um Zugriff auf die Eingeweide zu gewinnen. Entfernen Sie alle dazugehörigen Gewebe (Speicheldrüsen, Gehirn, Fettkörper, etc.), dann übertragen Sie einander gut an die 3-Well-Platte, die die Formaldehyd-Lösung. Wander 3. Larvenstadium verwendet werden, da in diesem Stadium der Entwicklung der Larve aufhören Zuführen in Vorbereitung auf Puparium und die Drüsen aus Hefe gelöscht. </li> &lt;li&gt; Mut Inkubation bei 4 ° C über Nacht in einem undurchsichtigen Gewebekultur-Box. </li><li> Vor dem Entfernen Formaldehyd-Fixierungslösung aus Brunnen, entfernen Sie die Magen caeca und Clip den Mitteldarm ~ 150 um 2 aus dem Drüsen so dass Projektionen deutlich ohne Behinderung angesehen werden. </li><li> Entfernen Formaldehyd fix aus den Vertiefungen und ersetzen mit 1x PBT (1x PBS, 0,1% Protease-freien Rinderserumalbumin, 0,1% Triton X-100)-Pufferlösung. Gründlich waschen Mut 6x für 10 min in 1x PBT. Zeigen Gewebeproben auf einem mechanischen Dreh dabei Wäschen. </li><li> Inkubieren bei 4 ° C für 1 h in 10 -6 M 5-HT an Serotonin-Signalisierung erweitern. Gründlich waschen Mut 6x für 10 min in 1x PBT. Frühere Studien haben gezeigt, dass diese Konzentration von exogenen 5-HT nicht in immunhistochemischen Analysen beeinflussen neuronale Architektur oder Krampfadern Dichte und einfach verbessert das Signal-Rausch-Verhältnis 15-16. </li><li> Inkubation bei 4 &amp;# 176; C über Nacht in anti-Serotonin primären Antikörper (monoklonale in Maus-oder polyklonalen in Kaninchen auferweckt hat). Gründlich waschen Mut 6x für 10 min in 1x PBT. Zeigen Gewebeproben auf einem mechanischen Dreh dabei Wäschen. </li><li> Inkubieren bei 4 ° C für 90 min in sekundären Antikörper (Alexa Fluor 568 Ziege-Anti-Maus oder Anti-Kaninchen-IgG, 1:400 Verdünnung). Gründlich waschen Mut 6x für 10 min in 1x PBT. Zeigen Gewebeproben auf einem mechanischen Dreh dabei Wäschen. </li><li> Inkubieren bei 4 mM Natriumcarbonat für 10 min auf einer mechanischen Drehvorrichtung, montieren, in 4% n-Propyl gallate/20 mM Natriumcarbonat und Ansicht unter Fluoreszenz. Natriumcarbonat wird verwendet, um die Probe in den Puffer und pH-Wert im mountant Medien zu konvertieren. </li><li> Machen Sie Bilder von immungefärbten Gewebeproben bei 400-facher Vergrößerung für die Analyse. </li></ol> 5. Analysis of Neural Circuitry <ol><li> Neuriten-Fasern wurden quantifiziert (Anzahl und Größe der Krampfadernund Verzweigungsgrad) mit Neuroleucida und Neuroexplorer. Dies kann jedoch auch manuell durchgeführt werden oder über das Simple Neuriten Tracer (eine kostenlose Anwendung, die online heruntergeladen werden kann). </li><li> Verfolgen Sie die einzelnen Faser Projektionen aus dem Gehirn zu den Drüsen und zu quantifizieren, Krampfadern Nummer, Niederlassungen und die Zahl der großen Krampfadern pro Längeneinheit. Die axonalen Fasern aus dem Gehirn vorstehen, sind in den recurrens Nerven gebündelt und sind nicht für die Analyse zugänglich, bis sie die Drüsen wo sie trennen und fasciculate erreichen. </li></ol>

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Wir haben nichts zu offenbaren.

Eine anomale Entwicklung des serotonergen stomatogastrischen Schaltung, die während der späten Embryogenese auftritt, wird seine reife Funktion beeinflussen. Änderungen in der Neuritenwachstum-Architektur innervieren der Darm mit dem Ausgang der Funktionsschaltung, die Fütterung wird Rate (durch den Mund Haken Kontraktionen in einem Hefe-Lösung) (Fig. 1) korreliert werden. Die Verwendung des Gal4-UAS bipartite System in Drosophila macht es möglich, gezielt nach oben oder nach unten reguli...

Drosophila ist ein extrem leistungsfähiges Modellsystem zur Untersuchung neuronalen Schaltkreis Entwicklung aufgrund der schnellen Generationszeit, geringe Kosten experimentellen, und die Fähigkeit, genetische und Umweltfaktoren zu manipulieren und zu kontrollieren. Neurogenese, neuronale Wegfindung und Synapsenbildung zwischen Mensch und Drosophila konserviert, daher die Mechanismen in die Erstellung, Pflege und Änderung von neuronalen Schaltkreisen als gut erhalten. Klassische Neurotransmitter wie Serotonin (5-Hydroxytryptamin oder 5-HT) als Wachstumsfaktoren vor der Annahme ihrer Rolle als Signalmoleküle in der reifen neuronalen Schaltkreis 1-3 dienen Frühere Studien haben gezeigt, dass die Konzentration von 5-HT während der Embryogenese gestört verändern die Konnektivität von reifen Neuronen 4. Andere haben gezeigt, dass die Anwendung der Eileiter 5-HT zu kultivierten Neuronen unter Helisoma Neuritenwachstum sowie Synaptogenese 5-7. Drosophila, Entwicklungs 5-HT Pegel umgekehrt proportional zur Anzahl und Größe Krampfadern sowie der Grad der aborization, entlang der Länge der Neuriten aus dem ZNS 8 vorsteht, um den Vorderdarm zusammen. Serotonergen Neurotransmission wurde gezeigt, Fressverhalten in verschiedenen Arten modulieren, einschließlich Drosophila 8-9. Die Speiseschaltung in Drosophila ist eine relativ einfache Schaltung, die als Modell verwendet werden kann, um den Funktionsausgang (Fütterung) mit Veränderungen in der Entwicklung der axonale Projektionen aus dem Gehirn zu den Vorderdarm korrelieren. Schoofs et al. haben gezeigt, dass Drosophila Larvenfraß wird durch zentrale Mustergeneratoren, die die Muskulatur beeinflussen 10 geregelt. Während die spezifische Anatomie muskulös ist nicht vollständig verstanden hat es sich gezeigt, dass die Antennennerv, Oberkiefernerv und prothoracic Zubehör Nerven sind für die Muskel Ziele in die beteiligten verantwortlichFressverhalten. Die meisten Daten, die die Muskulatur und Nerven Anatomie der wirbellosen Fütterung auf Calliphora-Larven beschränkt. Die Zufuhrrate des zweiten Larvenstadium kann durch Zurückziehen der cephalopharyngeal Skleriten (Mundhaken) bewertet und ist reproduzierbar und mit hohem Durchsatz. Die cephalopharyngeal Platten werden durch Fasern aus zentralen 5-HT-Neuronen über den frontalen innerviert. Das Drüsen oder Vorderdarm, wird durch serotonerge Fasern (recurrens Nerv), die im Mitteldarm fasciculate und sind verantwortlich für die Kontraktionen des Vorderdarm (Abbildung 1) 11-12 innerviert. Änderungen der axonalen Verzweigung, und die Anzahl und Größe von Krampfadern entlang der Länge der Neuriten, kann mit immunhistochemischen Techniken quantifiziert werden. Manipulieren von neuronalen 5-HT während der Entwicklung, entweder direkt oder indirekt, kann die Funktions Ausgang dieser Speiseschaltung, die beurteilt werden können, und korreliert mit den Veränderungen in der Morphologien änderngy des Neuriten-Architektur.

<table><tbody><tr><td>Eclipse E-800 Microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroleucida</td><td>MBF Biosciences</td><td>NL-15</td><td>Used to analyze gut fiber architecture, not necessary to have</td></tr><tr><td>Northern Eclipse</td><td>Empix Inc</td><td></td><td>Imaging software</td></tr><tr><td>G-2E/C TRITC EX 528-553</td><td>Nikon Instruments</td><td>96312</td><td>Filter for specific secondary antibody</td></tr><tr><td>N.A. 0.75; W.D. 0.72 mm; DIC Prism: 40xI, 40x I-C; Spring loaded</td><td>Nikon Instruments</td><td>MRH00400</td><td>Objective used for imaging</td></tr><tr><td>Simple Neurite Tracer</td><td>NIH Image J</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer&quot;&gt;http://fiji.sc/Simple_Neurite_Tracer&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

functional analysis of the larval feeding circuit in drosophila

Das serotonerge Speiseschaltung in Drosophila melanogaster-Larven können auf neuronale Substrate von entscheidender Bedeutung bei der Entwicklung der Schaltung untersuchen. Der funktionalen Ausgang der Schaltung, Zuführen, Änderungen in der Architektur des neuronalen stomatogastrischen System visualisiert werden. Fütterungsverhalten kann durch die Beobachtung der Rate von Zurückziehen der Mundhaken, die Innervation vom Gehirn empfangen aufgezeichnet werden. Bewegungsapparat Verhalten wird als physiologischer Kontrolle für die Fütterung verwendet, da Larven nutzen ihre Mundhaken zu durchqueren über eine Agar-Substrat. Veränderungen im Ernährungsverhalten kann mit der axonalen Architektur der Neuriten korreliert werden innervieren den Darm. Immunhistochemisch ist es möglich, diese Veränderungen zu visualisieren und zu quantifizieren. Unsachgemäße Handhabung der Larven während Verhalten Paradigmen Daten zu ändern, da sie sehr empfindlich auf Manipulationen. Die richtige Abbildung der Neuriten Architektur innervierder Darm ist kritisch für eine genaue Quantifizierung der Anzahl und Größe von Krampfadern sowie der Umfang der Verzweigungsknoten. Analyse der meisten Schaltungen erlauben nur zur Visualisierung von Neuriten Architektur oder Verhaltenswirkungen, jedoch erlaubt dieses Modell ein, um das Ausgangssignal der Funktionsschaltung mit den Störungen der neuronalen Architektur korrelieren.

Die serotonergen Speiseschaltung in der Drosophila-Larve kann als äußerst effektives Modell, um den Einfluss der einzelnen Faktoren auf die Entwicklung des Nervensystems beobachten, zu dienen. Durch Quantifizieren Zufuhrrate, ist es möglich, die Axon-Architektur der Speiseschaltung mit funktionellen Ausgang (Fig. 1) zu verbinden. Die Bewegungs Assay als physiologische Steuerung für die Einziehungen der Mundhaken verwendet, da ihre Larven verwenden Mundhaken, um sich über die Oberfläche de...

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Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Die Speiseschaltung in Drosophila melanogaster-Larven serviert ein einfaches aber leistungsstarkes Modell, das Änderungen in der Zuführungsrate, mit Veränderungen in der neuronalen Schaltkreise stomatogastrischen korreliert werden können. Diese Schaltung wird der zentrale serotonerge Neuronen, die Projektionen auf die Mundhaken sowie die Vorderdarm senden zusammen.

Funktionelle Analyse der Larvenfütterung Circuit in Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

functional-analysis-of-the-larval-feeding-circuit-in-drosophila

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

10.2K Aufrufe.  Saint Louis University School of Medicine.  Die Speiseschaltung in Drosophila melanogaster-Larven serviert ein einfaches aber leistungsstarkes Modell, das Änderungen in der Zuführungsrate, mit Veränderungen in der neuronalen Schaltkreise stomatogastrischen korreliert werden können. Diese Schaltung wird der zentrale serotonerge Neuronen, die Projektionen auf die Mundhaken sowie die Vorderdarm senden zusammen. 

Serie: Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forschung

Neurowissenschaften

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Verhalten

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

Überwachung Herzfunktion Larven Drosophila melanogaster Für physiologische Untersuchungen

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Biologie

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Bildgebung von lebenden Hirnexplantaten von Drosophila melanogaster Larven des dritten Stadiums

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der asymmetrischen Zellteilungsdynamik: Ein Protokoll für die Live-Bildgebung von Drosophila-Larven-Hirnexplantaten 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

Entwicklungsbiologie

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Linear Agarose Kanäle zu studieren<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval Krabbeln Verhalten

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Funktionelle Analyse der Larvenfütterung Circuit in Drosophila

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Überwachung Herzfunktion Larven Drosophila melanogaster Für physiologische Untersuchungen

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für

Linear Agarose Kanäle zu studieren

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in