Biz editoryal yardım için Jonna Ellis teşekkür ederim. Ruh Sağlığı Ulusal Enstitüsü: açıklanan proje Ödülü Numarası R01MH079751 (F. Peruzzi PI) tarafından desteklenmiştir. Içeriği sadece yazarların sorumluluğundadır ve mutlaka Ruh Sağlığı Ulusal Enstitüsü veya Ulusal Sağlık Enstitüleri resmi görüşlerini temsil etmez.

1. Poli-D-Lizin (PDL): Hazırlanması <ol><li> 1 mg / ml &#39;lik bir stok solüsyonu elde etmek için PDL 5 mg steril GKD 2 O 5 ml ilave edilir. </li><li> Birkaç kez pipetleme tarafından stok solüsyonu karıştırın. </li><li> Hemen kullanın veya 2-8 Poly-D-Lizin Çözüm saklamak ° C </li></ol> 2. Poly-D-Lizin (PDL): Kaplama Plastik Hücre Kültürü Yemekleri <ol><li> Steril GKD 2 O ile 10 ug / ml &#39;lik nihai konsantrasyona PDL stok solüsyonu ile seyreltilir. </li><li> Kültür yüzey alanı (60 mm çanak için 3 ml) kapsayacak şekilde 60 mm çanak pipetleyin yeterli bir çözüm. </li><li> Kültür yüzey hatta kaplama sağlamak için hafifçe sallayın. </li><li> Gece boyunca oda sıcaklığında (RT) az kaplı inkübe edin. </li><li> Ertesi gün, genellikle diseksiyon gün, aspirasyon tarafından Poly-D-Lizin Çözüm kaldırmak ve steril GKD 2 O 3 ml kısaca yıkayın Bu adımı yineleyin. İkinci yıkamadan sonra, aspirasyon tamamen su çıkarmak. </li><li>Plakalar üç hafta için 4 ° C&#39;de saklanabilir. </li></ol> 3. Poly-D-Lizin (PDL) ve Laminin: Cam hazırlanması ve Kaplama İki odacıklı Slaytlar <ol><li> Sırasıyla, 10 ve 5 ug / ml, nihai konsantrasyon Steril GKD 2 O karışımı PDL (1 mg / ml) ve laminin (1 mg / ml) stok çözeltileri. </li><li> Cam bir kuyu iki odacıklı slayt kültür yüzey alanı (2 hatta cam çift odacıklı slayt her iyi için 1 ml) kapsayacak şekilde pipetleyin yeterli bir çözüm. </li><li> Kültür yüzey hatta kaplama sağlamak için hafifçe sallayın. </li><li> Gece boyunca oda sıcaklığında kaplı inkübe edin. </li><li> Ertesi gün, aspirasyon yoluyla Poly-D-Lizin-Laminin kaplama çözümü kaldırmak ve steril GKD 2 O. 1 ml ile iki kez kısaca yıkayın İkinci yıkamadan sonra, aspirasyon tamamen su çıkarmak. </li><li> Odacık slaytlarınızı üç hafta için 4 ° C&#39;de saklanabilir. </li></ol> Not: Herhangi bir cam haznesi slayt izlemeye kaplanabilirg bu protokol. Her bir slayt kontrolü test Deneysel ortamda (örneğin tedavi edilmezse karşı tedavi, untransfected karşı transfekte) sağlar çünkü çoğu zaman çift odacıklı slaytlar kullanın. 4. Nöronal Diseksiyon ve Kültür <ol><li> 37 ° C su banyosunda aşağıdaki reaktifler Isınma: <ul type="disc"><li> Orijinal 100 ml şişe üzerine TrypLE Express. </li><li> Neurobasal/B27 tam orta (tablo görüyorum). Isıttı hacmi (on 60 mm kaplamalı yemekler örneğin 30 ml) kaplamalı olarak yemeklerinin sayısına bağlıdır. </li></ul></li><li> Dört adet 60 mm&#39;lik kültür kaplarına ve 15 ml BD Falcon yüksek netlik polipropilen konik tüpe 13 ml soğuk Hazırda E çözeltisinden 3 ml ekleyin. </li><li> Üç 100 mm&#39;lik kültür kaplarına her birine soğuk diseksiyon orta (tablo II, Dr Olimpia Meucci, kişisel iletişim bakın) 25-30 ml ekleyin. Orta büyük bir hacmi içeren bu plakaları, hemen sonra embriyo yıkamak için kullanılacaktıramniyotik kese (adımları 4.7 ve 4.8) kaldırılması. </li><li> Laboratuvar Hayvanları Humane Bakımı ve Kullanımı Halk Sağlığı Hizmetleri Politikası&#39;na uygun olarak ve kurumsal olarak onaylanmış hayvan bakım altında CO 2 tarafından bir E17 zamanlı gebe sıçan Euthanize ve protokolünü kullanır. </li><li> % 70 EtOH ile alt karın püskürtün ve rahim ve embriyoların açığa bir makas ile deri ve kas yoluyla mediale kesti. </li><li> Bütün fetuslarda çıkarın ve soğuk diseksiyon orta (25-30 ml, adım 4.3 &#39;e bakınız) aşırı içeren steril 100 mm tabağına yerleştirin. </li><li> Amniyotik kese makas küçük bir çifti kullanılarak embriyo kesin ve soğuk diseksiyon orta içeren ikinci 100 mm tabağına yerleştirin. </li><li> 5-10 saniye hafifçe eğerek 100 mm çanak ile oda sıcaklığında embriyoların yıkayın. Daha sonra, diseksiyon orta içeren üçüncü 100 mm çanak Durulanmış embryo transfer. Aşırı orta İki yıkama genellikle kan tüm izlerini silmek için yeterlidir. Bununla birlikte, eğer imalatıaçıklı, soğuk diseksiyon orta 25-30 ml içeren taze bir 100 mm çanak ile bir kez daha yıkayın. </li><li> Stereomikroskopta ve kavisli bir forseps kullanarak, deri ve kafatası çekerek her rat embriyo beyni ayıklayın. Soğuk Hazırda E. ile 60 mm yemekleri (genellikle, tabağı başına en fazla 5 beyinleri ile) buz üzerinde bu plakalar tutun birinde bütün beyin yerleştirin. </li><li> Seferinde bir çanak alın ve bir mikroskop altında, hemisfer ayırmak ve orta beyin ve meninks çıkarmadan serebral korteks izole. </li><li> İsteğe Bağlı: orta hat boyunca kesme beyinleri, hipokampi ayıklamak ve hipokampal nöronlar yalıtmak için aşağıdaki prosedürü izleyin. </li><li> Tüm diseksiyonlar tamamlanıncaya kadar buz üzerinde serebral korteks bırakın soğuk Hazırda E. 13 ml içeren 15 ml berrak konik tüp tüm diseke korteksleri toplayın. Kendi küçük boyutları nedeniyle, disseke hipokampi yerine 15 ml tüp bir 1.5 ml Eppendorf tüp toplanabilir. Ya da bu adım korteksleri az, eğer istenirsehipokampi 1 ml&#39;lik bir şişe içinde cryotube yerleştirilebilir hazırda E + 2 +% B27 gentamisin (50 ug / ml) 2-4 korteksleri veya şişe başına 2-4 hipokampi oranında + Fungizone (250 ng / ml). Beyin dokusu kadar bir hafta (daha sonraki dönemlerde henüz test edilen değil) için karanlıkta 4 ° C&#39;de saklanabilir. Gerektiğinde, Hazırda E içeren 15 ml tüp için beyin dokusu aktarmak ve daha sonra nöronlar yalıtmak için aşağıdaki protokolü takip ince pens kullanın. </li><li> Bir doku kültürü kaput tüp aktarın. Korteksleri tüpün dibe sonra dikkatlice süpernatant kaldırmak için izin verin. </li><li> , 15 ml konik tüp taze Hazırda E 13 ml ekleyin korteksleri tüpün dibe çöktüğünden izin ve dikkatli supernatant çıkarın. Bu adım 2 kez daha tekrarlayın ve son yıkamadan sonra, özenle tüm medya çıkarın. </li><li> Sıcak Tr; enzimatik 1-2 ml (hipokampi izolasyonu için daha az kullanın korteksleri sayısına bağlı olarak) ekleyerek serebral korteks sindirmekypLE Express. Parafilm ile tüp kap kapatır ve 10 dakika boyunca 37 ° C&#39;de su banyosu içinde tüp yüzer. </li><li> Kap açılmadan önce% 70 etanol ile tüp püskürtmek ve korteksleri borusunun alt kısmında yerleşir ve süpernatan kaldırmak için izin hazırda E. 10 ml ilave edilir. Bu adım TrypLE Express yıkanmaya üç kez tekrarlayın. Son adım olarak, dikkatle tüm medya çıkarın. </li><li> Yavaşça (4-5 kez) bir yangın-parlatılmış cam Pasteur (çapı yaklaşık 1 mm) kullanılarak Neurobasal/B27 tam medyum 2 ml korteksleri öğütmek. Kabarcıkları önlemek için dikkatli olun. </li><li> Çapında küçük bir steril cam Pasteur pipeti (yani çapı 1/2-3/4 mm pipet) ile başka bir 4-5 kez tekrarlayın. Bir Pasteur pipeti bu küçük kullanmayın veya hücreleri yok edecek. </li><li> Yerleşmek için (eğer varsa, genellikle çok az) doku kalan parçaları izin verin. </li><li> Doku parçaları yerleşmiş bırakarak, yeni bir 15-ml tüpüne üst tek bir hücre süspansiyonu transfer edin. KürkNeurobasal/B27 tam orta 10-12 ml hücre süspansiyonu kadar sulandırmak incele. </li><li> İyice karıştırın ve bir 1.5 ml Eppendorf tüp 50x Sayma Çözüm (Tablo III) 490 ul hücre süspansiyonu 10 ul ekleyerek sayım için hücre seyreltik. </li><li> 5.0 x 10 4 / cm 2 arasında derişimde PDL-kaplı levhalar üzerine plakası hücreleri. Nucleofection yapılmasını mümkün olmaması durumunda, daha yüksek bir konsantrasyonu (8-10 x 10 4 / cm 2) de hücrelerin kaplama önermektedir. </li><li> Yaklaşık 13 x 10 6 nöronların her E17 fetus türetilen Normal olarak, biz, Deneme başına 9-10 fetus incelemek. Daha fazla embriyoların gerekirse, tüm prosedürü iki saatten fazla sürecek olmadığından emin olun. </li><li> Eğer istenirse, 24 saat sonra izole, sitosin-β-D-arabinofuranoside (AraC) 10 uM glial proliferasyonu önlemek amacıyla, her bir çanak eklenebilir. Neurobasal/B27 orta glial proliferasyonu inhibe Bununla birlikte, bu adım gerekli değildirGibi üreticinin önerilerine (Invitrogen / Gibco). </li><li> Kesin zaman istenen türev aşaması bağlı olmasına rağmen, nöronlar, in vitro olarak 4-5 gün sonra deneyler için kullanılabilir. Biz hayatta önemli bir azalma (Şekil 1) olmadan 4 hafta için kültürlü nöronlar var. </li><li> Genişletilmiş kültür için, taze hazırlanmış Neurobasal/B27 tam orta her hafta kültür ortamı değiştirin. </li></ol> 5.. Temsilcisi Sonuçlar Cam haznesi slaytlar nöronlar üzerinde kültive immünsitokimya tabi tutulabilir. Şekil 1 kültüründe beş gün sonra sabit ve nöronal işlemleri gösteren anti-MAP-2 antikoru ile immunolabeled bir kortikal nöron tipik bir görüntüsü gösterilmektedir. Şekil 2 kültüründe 3 hafta sonra bir sıçan hipokampal nöron bir temsilcisi görüntüsünü gösterir. Tamamen farklılaşmış hücre nöronal morfoloji MAP-2 tarafından vurgulanır immunolabeling (MAP-2 nöronal belirteç, fare monoklonal antikor klonunun AP-20, Gene Tex, Irvine, CA), daha önce tarif edildiği gibi 1 standart bir prosedür izlenerek,. Görüntüleri EXi aqua kamera (Qimaging), motorlu Z ekseni ve SlideBook5 kazanım / Dekonvolüsyonun yazılımı (Akıllı Görüntüleme Yenilikler, Inc, Denver, CO) ile donatılmış Nikon Eclipse E400 dik floresans mikroskobu ile görüntülenmiştir. Her bir resmin üç boyutlu görüntüleri bir dizi birini iki boyutlu resme deconvoluted ve çözünürlüğü artırmak için yakın maksimal yoğunluğu sinyali kesme ayarlayarak çözüldü. Şekil 3 nöronal kültürlerin saflığı gösterir. Protein lizatları DIV7 sıçan nöronal kültürlerin (ctx) gelen ve insan glioblastoma (GBM) bir durumda elde edilmiştir. Beklenildiği gibi, nöronal lizat nöronal protein MAP-2 ve astrositik işaretleyici GFAP negatif için güçlü bir şekilde pozitif olduğu; GBM proteini lizat negatif f ikenya GFAP MAP-2 ve pozitif. Bizim protokol biz orta diseksiyon ve durulama olarak yıllarca Hazırda E kullanarak rağmen, son zamanlarda biz daha fazla kullanmak için beyin dokuları korumak için ek bir ve çok pratik kullanım incelemiş bulunuyoruz. Şekil 4 in vitro 5 (DIV5) bir gün göstermektedir embriyosu kendi orijinal Diseksiyon sonra hazırda E + B27 in bir hafta süreyle 4 ° C de muhafaza korteksleri izole sıçan kortikal nöronların kültürü. Nöronlar daha önce tarif edildiği gibi PDL ve laminin ile kaplanmış bir cam iki bölmeli kayar üzerine ekildi. Elde edilen görüntü SlideBook5 toplama / yukarıda tarif edildiği gibi Dekonvolüsyonun yazılımı (Şekil 2) kullanılarak deconvoluted edildi. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3965/3965fig1.jpg" /> Şekil 1. PmaxGFP (Amaxa, Lonza, Walkersville, MD) ile nucleofected ve MAP ile immunolabeled bir kortikal nöron Temsilcisi görüntü-2 Antikor, kırmızı. Orijinal büyütme 100x. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3965/3965fig2.jpg" /> Şekil 2. Kültür 3 hafta sonra hipokampal nöronların, kırmızı, MAP-2 immün gösteren Temsilcisi görüntü. DAPI boyama, mavi, hücre çekirdeği gösterir. Orijinal büyütme 40x. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3965/3965fig3.jpg" /> Nöronal hücre kültürlerinin saflığı gösteren Şekil 3. Western blot. Sıçan ve insan nöronal protein GBM lizatlarının 30 ug elektroforez ile ayrılmış ve standart prosedürler takip 1 Western blot analizi tabi tutuldu. Anti-MAP-2 Hücre Sinyalleşme (Danvers, MA) ile bir tavşan poliklonal olarak, anti-GFAP antikoru Chemicon (Millipore, Billerica, MA) ile bir fare monoklonal, ve fare monoklonal antikoru, anti-Grb2 BD Transduction Laboratories (yapıldı Sparks, MD). Grb2 bir yükleme kontrol olarak kullanılmıştır. </p&gt; <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3965/3965fig4.jpg" /> Şekil 4. Temsilcisi in vitro 5 gün resimleri (DIV5) sol korteks elde edilen sıçan kortikal nöronların Hazırda E onların diseksiyonu sonrası bir hafta boyunca, 4 ° C + B27. Bir cam çift odacıklı slayt kültüre nöronlar A) Faz kontrast. Orijinal büyütme 20X. B) İmmünofloresan yeşil, nöronal süreçleri MAP-2 ekspresyonu gösteren; kültür astrositik işaretleyici GFAP negatif idi. DAPI boyama, mavi, hücre çekirdeği gösterir. Orijinal büyütme 40x.

<ol>
	<li>Aprea, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubulin-mediated+binding+of+human+immunodeficiency+virus-1+Tat+to+the+cytoskeleton+causes+proteasomal-dependent+degradation+of+microtubule-associated+protein+2+and+neuronal+damage.">Tubulin-mediated binding of human immunodeficiency virus-1 Tat to the cytoskeleton causes proteasomal-dependent degradation of microtubule-associated protein 2 and neuronal damage.</a> J. Neurosci. 26, 4054-4062 (2006).</li><li>Kivell, B. M., McDonald, F. J., Miller, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serum-free+culture+of+rat+post-natal+and+fetal+brainstem+neurons.">Serum-free culture of rat post-natal and fetal brainstem neurons.</a> Brain Res. Dev. Brain Res. 120, 199-210 (2000).</li><li>Kivell, B. M., McDonald, F. J., Miller, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+serum-free+culture+of+late+fetal+and+early+postnatal+rat+brainstem+neurons.">Method for serum-free culture of late fetal and early postnatal rat brainstem neurons.</a> Brain Res. Brain Res. Protoc. 6, 91-99 (2001).</li><li>Brewer, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serum-free+B27/neurobasal+medium+supports+differentiated+growth+of+neurons+from+the+striatum,+substantia+nigra,+septum,+cerebral+cortex,+cerebellum,+and+dentate+gyrus.">Serum-free B27/neurobasal medium supports differentiated growth of neurons from the striatum, substantia nigra, septum, cerebral cortex, cerebellum, and dentate gyrus.</a> J. Neurosci. Res. 42, 674-683 (1995).</li><li>Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culturing nerve cells. , (1998).</li><li>Eletto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+SNAP25+expression+by+HIV-1+Tat+involves+the+activity+of+mir-128a.">Inhibition of SNAP25 expression by HIV-1 Tat involves the activity of mir-128a.</a> J. Cell Physiol. 216, 764-770 (2008).</li><li>Gualco, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IGF-IR-dependent+expression+of+Survivin+is+required+for+T-antigen-mediated+protection+from+apoptosis+and+proliferation+of+neural+progenitors.">IGF-IR-dependent expression of Survivin is required for T-antigen-mediated protection from apoptosis and proliferation of neural progenitors.</a> Cell Death Differ. 17, 439-451 (2010).</li><li>Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+and+differentiation+of+adult+neuronal+progenitor+cells+transplanted+to+the+adult+brain.">Survival and differentiation of adult neuronal progenitor cells transplanted to the adult brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92, 11879-11883 (1995).</li><li>Keyser, D. O., Pellmar, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+transmission+in+the+hippocampus:+critical+role+for+glial+cells.">Synaptic transmission in the hippocampus: critical role for glial cells.</a> Glia. 10, 237-243 (1994).</li><li>Pfrieger, F. W., Barres, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+efficacy+enhanced+by+glial+cells+in+vitro.">Synaptic efficacy enhanced by glial cells in vitro.</a> Science. 277, 1684-1687 (1997).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Rat hipokampal ve kortikal nöronların diseksiyon ve kültür yöntemi burada açıklanan kimyasal olarak tanımlanmış bir orta (Şekil 3) yetiştirilen yaklaşık saf nöronal kültürlerin kullanıldığı deneyler sağlar. Serumsuz medya kültürü neredeyse saf nöronlar için protokolleri daha önce 2,3,4 tanımlanmış olmasına karşın, bizim yöntem yapılan önemli değişiklikler vardır. Geleneksel protokolleri farklı (yani Banker ve ark.) 5, biz TrypLE Express, dah...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif </td><td> Konsantrasyon </td></tr><tr><td> Neurobasal </td><td> % 98 </td></tr><tr><td> B27 </td><td> % 2 </td></tr><tr><td> Glutamax </td><td> 0.5 mM </td></tr></tbody></table> Tablo I. Neurobasal/B27 tam medyum. <table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif </td><td> Konsantrasyon </td></tr><tr><td> Glikoz </td><td> 16 mM </td></tr><tr><td> Sakaroz </td><td> 22 mM </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> 10 mM </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 160 mM </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 5 mM </td></tr><tr><td> Na 2 HPO 4 </td><td> 1 mM </td></tr><tr><td> KH 2 PO 2 </td><td> 0,22 mM </td></tr><tr><td> Gentamisin </td><td> 50 mcg / ml </td></tr&gt; <tr><td> Fungizone </td><td> 250 ng / ml </td></tr><tr><td> pH </td><td> 7.4 </td></tr><tr><td> Osmolarite </td><td> 320-330 mOsm </td></tr></tbody></table> Tablo II. Diseksiyon orta. <table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif </td><td> Hacim (ul) </td></tr><tr><td> Neurobasal/B27 tam medyum </td><td> 240 </td></tr><tr><td> Tripan Mavi% 0.4 Leke </td><td> 250 </td></tr><tr><td> Toplam </td><td> 490 </td></tr></tbody></table> Tablo III. Çözüm Sayma 50x. <table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif </td><td> Şirket </td><td> Cat. numara </td></tr><tr><td> Hazırda D </td><td> Brainbits </td><td> 767171 </td></tr><tr><td> Neurobasal </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 21103-049 </td></tr><tr><td> B27 </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 17504-044 </td></tr><tr><td> Fungizone </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 15290-018 </td></tr><tr><td> Gentamisin sülfat </td><td> Sigma Aldrich </td><td> G1264 </td></tr><tr><td> Glutamax 200 mM </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 35050 </td></tr><tr><td> TrypLE Express w / o fenol kırmızısı </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 12604 </td></tr><tr><td> Sitosin-β-D-arabinofuranoside hidroklorür </td><td> Sigma Aldrich </td><td> C6645 </td></tr><tr><td> Poli-D-Lizin </td><td> Sigma Aldrich </td><td> P6407 </td></tr><tr><td> Laminin 1 mg / ml </td><td> Millipore </td><td> CC095 </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> Sigma Aldrich </td><td> H3375 </td></tr><tr><td> Tripan Mavi% 0.4 Leke </td><td> Gibco, Invitrogen </td><td> 15250 </td></tr></tbody></table&gt; Tablo IV. Özel reaktifler. <table border="1"><tbody><tr><td> Ekipman </td><td> Şirket </td><td> Cat. numara </td></tr><tr><td> Stereo Mikroskop </td><td> Olympus </td><td> SZ61 </td></tr><tr><td> Büyük Forseps </td><td> FST </td><td> 11022-14 </td></tr><tr><td> İnce uçlu bir pens </td><td> Moria </td><td> MC40B </td></tr><tr><td> Mikro ince uçlu pens </td><td> Moria </td><td> MC31 </td></tr><tr><td> Keskin makaslar </td><td> Roboz </td><td> RS-6820 </td></tr><tr><td> Mikro Kesme makas </td><td> FST </td><td> 91460-11 </td></tr><tr><td> Mikro Eğri makas Dissecting </td><td> FST </td><td> 14067-11 </td></tr><tr><td> Cam 2 odacıklı slaytlar </td><td> Lab-Tek </td><td> 154461 </td></tr><tr><td> 60 mm yemekleri </td&gt; <td> BD Falcon </td><td> 353002 </td></tr><tr><td> 100 mm yemekleri </td><td> Corning </td><td> 430167 </td></tr><tr><td> 15 ml&#39;lik tüplere </td><td> BD Falcon </td><td> 352099 </td></tr><tr><td> 1.5 ml cryo tüp flakon </td><td> Nunc </td><td> 375353 </td></tr></tbody></table> Tablo V. Spesifik ekipmanlar.

isolation and culture of rat embryonic neural cells: a quick protocol

Biz E15-17 rat embriyoları hipokampal veya kortikal nöronların ayırmak ve kültür için hızlı bir yöntem tarif edilir. Prosedürü fare ve insan birincil nöronlar ve sinir progenitörlerin izolasyonu başarıyla uygulanabilir. Ayrışmış nöronlar ila birkaç hafta serum içermeyen aracı madde içinde muhafaza edilir. Bu kültürler nucleofection, immünsitokimya, nükleik asit hazırlanması yanı sıra elektrofizyoloji için de kullanılabilir. Büyük nöronal kültürler da iyi bir verim lentiviral transdüksiyonu ile oranı ve daha az etkin bir şekilde, kalsiyum fosfat ya da bu gibi lipid lipofektamin bazlı yöntem ile transfekte edilebilir.

Watch this Scientific Journal Video about Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol at JoVE.com

Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol

Biz kemirgen embriyolardan hipokampal ve kortikal nöronlar yalıtmak ve kültürüne hızlı bir metodoloji tanıtılmıştır. Bu protokol bize neredeyse saf nöronal kültürlerin gerekli olduğu deneyler yapmasına imkan tanıyor.

Sıçan Embriyonik Nöral Hücre İzolasyonu ve Kültür: Bir Hızlı Protokol

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied ...

isolation-and-culture-of-rat-embryonic-neural-cells-a-quick-protocol

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.1K Görüntüleme.  LSU Health Sciences Center - New Orleans. Biz kemirgen embriyolardan hipokampal ve kortikal nöronlar yalıtmak ve kültürüne hızlı bir metodoloji tanıtılmıştır. Bu protokol bize neredeyse saf nöronal kültürlerin gerekli olduğu deneyler yapmasına imkan tanıyor.

Video: Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol

An Optogenetic Approach for Assessing Formation of Neuronal Connections in a Co-culture System

Here we describe a protocol to generate a co-culture consisting of 2 different neuronal populations. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are reprogrammed from human fibroblasts using episomal vectors. Colonies of iPSCs can be observed 30 days after initiation of fibroblast reprogramming. Pluripotent colonies are manually picked and grown in neural induction medium to permit differentiation into neural progenitor cells (NPCs). iPSCs rapidly convert into neuroepithelial cells within 1 week and retain the capability to self-renew when maintained at a high culture density. Primary mouse NPCs are differentiated into astrocytes by exposure to a serum-containing medium for 7 days and form a monolayer upon which embryonic day 18 (E18) rat cortical neurons (transfected with channelrhodopsin-2 (ChR2)) are added. Human NPCs tagged with the fluorescent protein, tandem dimer Tomato (tdTomato), are then seeded onto the astrocyte/cortical neuron culture the following day and allowed to differentiate for 28 to 35 days. We demonstrate that this system forms synaptic connections between iPSC-derived neurons and cortical neurons, evident from an increase in the frequency of synaptic currents upon photostimulation of the cortical neurons. This co-culture system provides a novel platform for evaluating the ability of iPSC-derived neurons to create synaptic connections with other neuronal populations.

A protocol to generate a co-culture system consisting of neurons derived from induced pluripotent stem cells (iPSCs), primary cortical neurons and astrocytes is described. This co-culture system allows detection of the formation of synaptic contacts and circuits between new, iPSC-derived neurons and pre-existing cortical neurons expressing channelrhodopsin-2.

Bir Co-kültür Sistemde nöronal bağlantıları Oluşumunda değerlendirilmesi için bir optogenetic Yaklaşım

Here we describe a protocol to generate a co-culture consisting of 2 different neuronal populations. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are ...

Gelişim Biyolojisi

Rapid Neuronal Differentiation of Induced Pluripotent Stem Cells for Measuring Network Activity on Micro-electrode Arrays

Neurons derived from human induced Pluripotent Stem Cells (hiPSCs) provide a promising new tool for studying neurological disorders. In the past decade, many protocols for differentiating hiPSCs into neurons have been developed. However, these protocols are often slow with high variability, low reproducibility, and low efficiency. In addition, the neurons obtained with these protocols are often immature and lack adequate functional activity both at the single-cell and network levels unless the neurons are cultured for several months. Partially due to these limitations, the functional properties of hiPSC-derived neuronal networks are still not well characterized. Here, we adapt a recently published protocol that describes production of human neurons from hiPSCs by forced expression of the transcription factor neurogenin-212. This protocol is rapid (yielding mature neurons within 3 weeks) and efficient, with nearly 100% conversion efficiency of transduced cells (&#62;95% of DAPI-positive cells are MAP2 positive). Furthermore, the protocol yields a homogeneous population of excitatory neurons that would allow the investigation of cell-type specific contributions to neurological disorders. We modified the original protocol by generating stably transduced hiPSC cells, giving us explicit control over the total number of neurons. These cells are then used to generate hiPSC-derived neuronal networks on micro-electrode arrays. In this way, the spontaneous electrophysiological activity of hiPSC-derived neuronal networks can be measured and characterized, while retaining interexperimental consistency in terms of cell density. The presented protocol is broadly applicable, especially for mechanistic and pharmacological studies on human neuronal networks.

We modify and implement a previously published protocol describing the rapid, reproducible, and efficient differentiation of human&#160;induced&#160;Pluripotent Stem Cells (hiPSCs) into excitatory cortical neurons12. Specifically, our modification allows for control of neuronal cell density and use on micro-electrode arrays to measure electrophysiological properties at the network level.

Mikro-elektrot dizileri Ağ Aktivite Ölçüm uyarılmış pluripotent kök hücrelerin Rapid Nöronal Farklılaşma

Neurons derived from human induced Pluripotent Stem Cells (hiPSCs) provide a promising new tool for studying neurological disorders. In the past decade, ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

Embriyonik Mürin Nöral Tüp çıkan sinirsel Crest Hücre İzolasyonu ve Kültür

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

Nörobilim

Isolation and Culture of Embryonic Mouse Neural Stem Cells

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and expansion of NSCs provide a suitable source of cells for neuroscientists to study the function of neurons and glial cells along with their interactions. There are several reported techniques for the isolation of neural stem cells from adult or embryo mammalian brains. During the microsurgical operation to isolate NSCs from different regions of the embryonic CNS, it is very important to reduce the damage to the brain cells to obtain the highest ratio of live and expandable stem cells. A possible technique for stress reduction during isolation of these cells from the mouse embryo brain is the reduction of surgical time. Here, we demonstrate a developed technique for rapid isolation of these cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence. Surgical procedures include harvesting E13 mouse embryos from the uterus, cutting the frontal fontanelle of the embryo with a bent needle tip, extracting the brain from the skull, microdissection of the isolated brain to harvest the ganglionic eminence, dissociation of the harvested tissue in NSC medium to gain a single cell suspension, and finally plating cells in suspension culture to generate neurospheres.

Here, we introduce a novel microsurgical technique for the isolation of neural stem cells from the E13 mouse embryo ganglionic eminence.

Yalıtım ve kültür embriyonik fare nöral kök hücrelerin

Neural stem cells (NSCs) are multipotent and can give rise to the three major cell types of the central nervous system (CNS). In vitro culture and ...

Dissection of Local Ca2+ Signals in Cultured Cells by Membrane-targeted Ca2+ Indicators

Calcium ion (Ca2+) is a universal intracellular messenger molecule that drives multiple signaling pathways, leading to diverse biological outputs. The coordination of two Ca2+ signal sources&#8212;&#8220;Ca2+ influx&#8221; from outside the cell and &#8220;Ca2+ release&#8221; from the intracellular Ca2+ store endoplasmic reticulum (ER)&#8212;is considered to underlie the diverse spatio-temporal patterns of Ca2+ signals that cause multiple biological functions in cells. The purpose of this protocol is to describe a new Ca2+ imaging method that enables monitoring of the very moment of &#8220;Ca2+ influx&#8221; and &#8220;Ca2+ release&#8221;. OER-GCaMP6f is a genetically encoded Ca2+ indicator (GECI) comprising GCaMP6f, which is targeted to the ER outer membrane. OER-GCaMP6f can monitor Ca2+ release at a higher temporal resolution than conventional GCaMP6f. Combined with plasma membrane-targeted GECIs, the spatio-temporal Ca2+ signal pattern can be described at a subcellular resolution. The subcellular-targeted Ca2+ indicators described here are, in principle, available for all cell types, even for the in vivo imaging of Caenorhabditis elegans neurons. In this protocol, we introduce Ca2+ imaging in cells from cell lines, neurons, and glial cells in dissociated primary cultures, and describe the preparation of frozen stock of rat cortical neurons.

Dissection of Local Ca2+ Signals in Cultured Cells by Membrane-targeted Ca2+ Indicators

Here we present a protocol for Ca2+ imaging in neurons and glial cells, which enables the dissection of Ca2+ signals at subcellular resolution. This process is applicable to all cell types that allow the expression of genetically encoded Ca2+ indicators.

Yerel Ca2 + sinyalleri membran hedefli Ca2 + göstergeleri tarafından kültürlü hücrelerdeki diseksiyon

Calcium ion (Ca2+) is a universal intracellular messenger molecule that drives multiple signaling pathways, leading to diverse biological outputs. The ...

A Cell Culture Model for Studying the Role of Neuron-Glia Interactions in Ischemia

Ischemic stroke is a clinical condition characterized by hypoperfusion of brain tissue, leading to oxygen and glucose deprivation, and the consequent neuronal loss. Numerous evidence suggests that the interaction between glial and neuronal cells exert beneficial effects after an ischemic event. Therefore, to explore potential protective mechanisms, it is important to develop models that allow studying neuron-glia interactions in an ischemic environment. Herein we present a simple approach to isolate astrocytes and neurons from the rat embryonic cortex, and that by using specific culture media, allows the establishment of neuron- or astrocyte-enriched cultures or neuron-glia cultures with high yield and reproducibility.
To study the crosstalk between astrocytes and neurons, we propose an approach based on a co-culture system in which neurons cultured in coverslips are maintained in contact with a monolayer of astrocytes plated in multiwell plates. The two cultures are maintained apart by small paraffin spheres. This approach allows the independent manipulation and the application of specific treatments to each cell type, which represents an advantage in many studies.
To simulate what occurs during an ischemic stroke, the cultures are subjected to an oxygen and glucose deprivation protocol. This protocol represents a useful tool to study the role of neuron-glia interactions in ischemic stroke.

Here, we present a simple approach using specific culture media that allows the establishment of neuron- and astrocyte-enriched cultures, or neuron-glia cultures from the embryonic cortex, with high yield and reproducibility.

İskemide Nöron-Glia Etkileşimlerinin Rolünü Nörade İncelemek İçin Hücre Kültürü Modeli

Ischemic stroke is a clinical condition characterized by hypoperfusion of brain tissue, leading to oxygen and glucose deprivation, and the consequent ...

Preparation of Rat Serum Suitable for Mammalian Whole Embryo Culture

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for investigating the mechanisms of developmental processes. Immediately centrifuged (IC) rat serum is commonly used for WEC and is essential for the growth and development of cultured mouse and rat embryos ex vivo. For the culture of midgestation embryos (i.e., E8.0-12.5 for the mouse, and E10.0-14.5 for the rat), 100% rat serum is the best media for supporting the growth of the embryo ex vivo. To prepare rat serum suitable for WEC, the collected blood should be centrifuged immediately to separate the blood cells from the plasma fraction. After centrifugation, the fibrin clot forms in the upper layer; this clot should be squeezed gently using a pair of sterile forceps and subsequently centrifuged to completely separate the blood cells from the serum. In this video article, we demonstrate our standard protocol for the preparation of optimal IC rat serum, including blood collection from the abdominal aorta of male rats and extraction of the serum by centrifugation.

Mammalian whole embryo culture (WEC) is widely used in teratology and developmental biology. Immediately centrifuged rat serum is commonly provided as a medium for both mouse and rat WEC. In this video, we demonstrate our standard protocol for the preparation of high-quality rat serum suitable for mammalian WEC.

Memeli Tüm Embriyo Kültürü için uygun Rat Serum hazırlanması

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for ...

Biyoloji

In Vitro Myelination of Peripheral Axons in a Coculture of Rat Dorsal Root Ganglion Explants and Schwann Cells

The process of myelination is essential to enable rapid and sufficient signal transduction in the nervous system. In the peripheral nervous system, neurons and Schwann cells engage in a complex interaction to control the myelination of axons. Disturbances of this interaction and breakdown of the myelin sheath are hallmarks of inflammatory neuropathies and occur secondarily in neurodegenerative disorders. Here, we present a coculture model of dorsal root ganglion explants and Schwann cells, which develops a robust myelination of peripheral axons to investigate the process of myelination in the peripheral nervous system, study axon-Schwann cell interactions, and evaluate the potential effects of therapeutic agents on each cell type separately. Methodologically, dorsal root ganglions of embryonic rats (E13.5) were harvested, dissociated from their surrounding tissue, and cultured as whole explants for 3 days. Schwann cells were isolated from 3-week-old adult rats, and sciatic nerves were enzymatically digested. The resulting Schwann cells were purified by magnetic-activated cell sorting and cultured under neuregulin and forskolin-enriched conditions. After 3 days of dorsal root ganglion explant culture, 30,000 Schwann cells were added to one dorsal root ganglion explant in a medium containing ascorbic acid. The first signs of myelination were detected on day 10 of coculture, through scattered signals for myelin basic protein in immunocytochemical staining. From day 14 onward, myelin sheaths were formed and propagated along the axons. Myelination can be quantified by myelin basic protein staining as a ratio of the myelination area and axon area, to account for the differences in axonal density. This model provides experimental opportunities to study various aspects of peripheral myelination in vitro, which is crucial for understanding the pathology of and possible treatment opportunities for demyelination and neurodegeneration in inflammatory and neurodegenerative diseases of the peripheral nervous system.

In the coculture system of dorsal root ganglia and Schwann cells, myelination of the peripheral nervous system can be studied. This model provides experimental opportunities to observe and quantify peripheral myelination and to study the effects of compounds of interest on the myelin sheath.

Sıçan dorsal kök ganglion eksplantları ve schwann hücrelerinin bir kokültüründe periferik aksonların in vitro miyelinasyonu

The process of myelination is essential to enable rapid and sufficient signal transduction in the nervous system. In the peripheral nervous system, ...

Nöral Kök ve Oligodendrosit Progenitör Hücre İzolasyonu için Sıçan "Beyin Sağım"

The "Brain Milking" Method for the Isolation of Neural Stem Cells and Oligodendrocyte Progenitor Cells from Live Rats

Tissue-specific neural stem cells (NSCs) remain active in the mammalian postnatal brain. They reside in specialized niches, where they generate new neurons and glia. One such niche is the subependymal zone (SEZ; also called the ventricular-subventricular zone), which is located across the lateral walls of the lateral ventricles, adjacent to the ependymal cell layer. Oligodendrocyte progenitor cells (OPCs) are abundantly distributed throughout the central nervous system, constituting a pool of proliferative progenitor cells that can generate oligodendrocytes.
Both NSCs and OPCs exhibit self-renewal potential and quiescence/activation cycles. Due to their location, the isolation and experimental investigation of these cells is performed postmortem. Here, we describe in detail &#34;brain milking&#34;, a method for the isolation of NSCs and OPCs, amongst other cells, from live animals. This is a two-step protocol designed for use in rodents and tested in rats. First, cells are &#34;released&#34; from the tissue via stereotaxic intracerebroventricular (i.c.v.) injection of a &#34;release cocktail&#34;. The main components are neuraminidase, which targets ependymal cells and induces ventricular wall denudation, an integrin-&#946;1-blocking antibody, and fibroblast growth factor-2. At a second &#34;collection&#34; step, liquid biopsies of cerebrospinal fluid are performed from the cisterna magna, in anesthetized rats without the need of an incision.
Results presented here show that isolated cells retain their endogenous profile and that NSCs of the SEZ preserve their quiescence. The denudation of the ependymal layer is restricted to the anatomical level of injection and the protocol (release and collection) is tolerated well&#160; by the animals. This novel approach paves the way for performing longitudinal studies of endogenous neurogenesis and gliogenesis in experimental animals.

Yazar Spotlight: Yeni Bir Beyin Sağım Protokolü Kullanarak Canlı Hayvanlardan Nöral Kök ve Progenitör Hücrelerin Toplanması 

A method for the isolation of neural stem cells and oligodendrocyte progenitor cells from the brains of live rats is presented here in experimental detail. It allows multiple collections of these cells from the same animals without compromising their well-being.

Canlı Sıçanlardan Nöral Kök Hücrelerin ve Oligodendrosit Progenitör Hücrelerin İzolasyonuna Yönelik "Beyin Sağım" Yöntemi

Tissue-specific neural stem cells (NSCs) remain active in the mammalian postnatal brain. They reside in specialized niches, where they generate new ...

Sıçan Embriyonik Nöral Hücre İzolasyonu ve Kültür: Bir Hızlı Protokol

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bir Co-kültür Sistemde nöronal bağlantıları Oluşumunda değerlendirilmesi için bir optogenetic Yaklaşım

Mikro-elektrot dizileri Ağ Aktivite Ölçüm uyarılmış pluripotent kök hücrelerin Rapid Nöronal Farklılaşma

Embriyonik Mürin Nöral Tüp çıkan sinirsel Crest Hücre İzolasyonu ve Kültür

Yalıtım ve kültür embriyonik fare nöral kök hücrelerin

Yerel Ca^{2 +} sinyalleri membran hedefli Ca^{2 +} göstergeleri tarafından kültürlü hücrelerdeki diseksiyon

İskemide Nöron-Glia Etkileşimlerinin Rolünü Nörade İncelemek İçin Hücre Kültürü Modeli

Memeli Tüm Embriyo Kültürü için uygun Rat Serum hazırlanması

Sıçan dorsal kök ganglion eksplantları ve schwann hücrelerinin bir kokültüründe periferik aksonların in vitro miyelinasyonu

Canlı Sıçanlardan Nöral Kök Hücrelerin ve Oligodendrosit Progenitör Hücrelerin İzolasyonuna Yönelik "Beyin Sağım" Yöntemi

Canlı Sıçanlardan Nöral Kök Hücrelerin ve Oligodendrosit Progenitör Hücrelerin İzolasyonuna Yönelik "Beyin Sağım" Yöntemi