Name: diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice
Uploaded: 2011-08-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice at JoVE.com

1. Nekropsi Hazırlık <ol><li> Herhangi bir brüt postmortem muayene (brüt nekropsi) önemli parçalarından hayvan tarih ve bulguların açıklama. </li><li> Histopatoloji slaytlar okuma veteriner patolog hayvan gördük ve arka plan bilgileri için size güveniyor. </li><li> Hayvan euthanize önce ne gördüğünüzü tam olarak açıklayınız. Örneğin, &quot;dişi fare, kafese beş C57BL/6N; baş sağa doğru eğik&quot; veya &quot;kahverengi erkek sıçan suşu bilinmeyen; kuyruk yakın sirti yamali saç dökülmesi var, hayvan kaşıma. head &quot;. </li><li> Net, açıklayıcı, nesnel bir dil kullanın. &quot;Ilımlı&quot;, &quot;hafif&quot; ve &quot;ciddi&quot; olarak Modifiers düzeyleri arasındaki kesilecek bölgenin sınırları eğer yararlı olabilir. Yiyecek ya da ev eşyaları açısından nitelendiren şeyler genellikle tavsiye edilmez. </li><li> Hayvanlar, bulgular veya organların Tartı ve ölçüm genellikle yararlıdır. Bir &quot;büyük dalak&quot; başka bir gözlemci için normal dalak olabilir. Dalak 3cm x 1.5cm daha objektif bilgi sağlar tedbirler olduğunu söyledi. </li><li> Photodocumentation çok değerli olabilir. </li><li> Ilgili tüm iş sağlığı ve canlı hayvanlar, potansiyel olarak bulaşıcı karkasların veya formalin gibi kimyasal maddeler ile çalışmak için gerekli kişisel koruyucu ekipmanlar dikkat edin. </li></ol> 2. Brüt postmortem konumu ve kalp muayenesi, akciğer, karaciğer, böbrekler, dalak <ol><li> Hayvanın ötenazi için önce gerekli malzemeleri toplayın. Minimal, bu bir diseksiyon tahtası ya da benzer bir çalışma yüzeyi, forseps, makas, konteynırlar için etiket, fiksatif ve herhangi bir medya ya da toplama tüpleri / potansiyel gerekli olabilir bardak içermelidir. </li><li> Kısaca durum, davranış, ve hayvan hareketi değerlendirir. Solunum kalıpları (örneğin, hızlı, sığ) yanı sıra ayaktan yeteneği ve yürüme (örneğin, topallama, çizerek, titreme) dikkat edin ve kaydedin. </li><li> AVMA ilkelerine her zaman bağlı kalarak, kurumda standart prosedürlere göre hayvan Euthanize. </li><li> Deri ve tüy anormallikleri, zayıflama, veya dehidrasyon için hayvanın vücut kondisyonu değerlendirin. Herhangi bir yapay manipülasyonlar, implantlar veya cerrahi yara not edin. </li><li> Tüm dış deliklerini (kulaklar, gözler, burun, anüs, genital açıklıklar ve oral kavite) inceleyin. Diseksiyon kapsamı kullanımı daha yakın gözlem için tavsiye edilir. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yatırın. </li><li> Makaslar kullanılarak, cilt yansıtan ve karın duvarı incising, karın iç organları, tükürük ve klitoral / prepusyal bezleri ve servikal ve aksiller lenf düğümleri teşhir, cilt anüs çene ventrum tam uzunlukta insizyon. Sternumun üst akciğer lobları iyice incelemek için yeterince geniş bir alan açmak için, 2 göğüs kafesinin her iki tarafındaki yanal kadar keser, daha sonra üzerinden bir yaparak torasik organlar ortaya çıkarmak ve incelemek için göğüs kafesi kesin. </li><li> Kas-iskelet yapısı görünümünü inceleyin. </li><li> Anormallikleri bütün organları değerlendirin. Özellikle göğüs boşluğunda kalp ve akciğerler bulmak ve tanımlamak. Özellikle bulmak ve karın boşluğunda karaciğer, böbrekler ve dalak belirlemek. Not herhangi bir renk değişiklikleri, büyüklük farklılıkları, ve eksik veya mislocated organları. Yüzeylerin tutarlılık, herhangi bir ek doku (örneğin, kitleler), sıvı cepleri, ya da karın / torasik boşluklarında sıvı varlığında unutmayın. </li><li> Kalınlaşmış duvar, kitleler ve / veya kanama için özel bir dikkat göstererek, gastrointestinal içeriğini sistem, ya da içeriğini eksikliği dikkat edin. Herhangi bir anormallik parankim kontrol etmek için bir neşter veya ustura bıçağı ile böbrekler (orta hat-boyuna sol bölümünde, sağ-kesit, ancak off-center) İnsizyon. Mezenter lenf düğümleri ve / veya kitleler için kontrol edin. </li><li> Tıkanıklıkları, sıvı cepleri, kanama veya diğer anormallikleri arıyorsanız, ürogenital sistem inceleyin. </li></ol> 3. Postmortem toplama, kalp, karaciğer, böbrekler, ve dalak histopatoloji için <ol><li> (NBF) tamponlu formalin,% 10 nötr uygun bir miktar dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Dorsal yatma fare veya sıçan karkas temiz bir diseksiyon kurulu veya benzer çalışma yüzeyine yerleştirin ve doku ortaya çıkar. </li><li> Doku forseps ve makas kullanılarak karkas çıkarın. </li><li> Doku, yağ ve gereksiz bağ dokusu yakından kaldırmak için kesilmiş olmalıdır. Doku kan temiz olmalı, gerektiğinde durulama normal kullanım (veya fizyolojik) tuzlu su). Dokularda durulama için distile veya musluk suyu asla kullanmayın. </li><li> Doku% 10 NBF konteyner içine yerleştirin. </li></ol><ol><li> % 10 NBF uygun miktarda dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Trakea, kalp ve akciğerler Açığa. </li><li> Makas ve forseps kullanma ventral göğüs ve boyun bölgeleri örten deri ve kas çıkarın. </li><li> Makas ve forseps kullanma, göğüs kafesi, akciğer lobları iyice incelemek için yeterince geniş bir alan açmak için 2 göğüs kafesinin her iki tarafındaki yanal kadar keser, daha sonra üzerinde tek bir klavikula yakın yaparak kalp ve akciğerler açığa çıkarın. </li><li> Trakea üzerinde olanlar da dahil olmak üzere, sternum ve kaburga çene kadar uzanan boyun kasları kesip. </li><li> Makas, kaburga kafesinin ön kenar altında takın ve trakea üzerinde kemik bölümü kaldırmak için, her iki tarafta, 2 kesimler yapmak. </li><li> Forseps ile trakea çene yakın tutun ve forseps üzerine yerleştirilen makas ile trakea yoluyla tamamen kesmek </li><li> Tüm torasik dokular hafifçe kadar makas ile ventral doku bağlantıları kırpma, forseps kullanarak trakea yukarı römorkör (trakea, akciğerler, kalp, bu bazen &quot;koparmak&quot; denir) vücut çıkarıldı. </li><li> Akciğerlerin çalışma yüzeyinin düz yatırın. </li><li> Trakea çevresinde sıkı çekin özen dikiş materyali veya mutfak sicim gevşekçe bir parça bağlarlar. </li><li> Bir şırınga fiksatif ile doldurun ve trakea girmek için yeterince küçük bir iğne takılır. Fareler için 26 gauge iğne ile 1 ml veya 3 ml şırınga iyi çalışır. Sıçanlar için 18 gauge bir şırınga ile bir 5ml şırınga iyi çalışır. </li><li> Trakeanın ağzına iğne takın ve iğne çevreleyen trakea tutmak için forseps kullanabilir. Fiksatif ile ciğerlerine doldururken yavaş yavaş başlayın. </li><li> Akciğerleri tam şişirilmiş kadar doldurun. Aşırı ya da underinflate etmeyin. Fiksatif akciğerler tamamen şişirmek için gerekli miktarı, yaş, gerginlik ve hayvan sağlığı ile değişir. <ol><li> Aşırı-enflasyon sızan ve akciğer dokusunda köpük sıvı tarafından tespit edilir. </li><li> Underinflation, tüm alanlarda, düz ve dolu değil görünmesini akciğerler tarafından tespit edilmiştir. </li></ol></li><li> Trakea iğne çıkarın. </li><li> Dikiş materyali veya akciğerlerin fiksatif dışarı akışı önlemek için trakea çevreleyen dize sıkın. </li><li> Doku oranı yaklaşık 20:01 fiksatif kullanarak şişirilmiş akciğerler fiksatif içine yerleştirin. </li></ol> 5. Beynin postmortem toplama <ol><li> % 10 NBF uygun miktarda dolu etiketli konteyner (ler) uygun boyutta toplayın. 20:01 oranı fiksatif bir doku elde etmek için% 10 NBF miktarını ayarlayın. </li><li> Temiz bir diseksiyon tahtası ya da benzer bir çalışma yüzeyine ventral yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Makas ve forseps kullanma, calvaria örten deri ve kas çıkarın. </li><li> Makaslar kullanılarak karkas tamamen baş kaldırmak. </li><li> , Küçük makas, foramen magnum, kafatası spinal kanal içine açılır açılış alt bıçağının kullanılması ve muhafaza makas ipuçları yukarı çekti, doğrudan ve calvaria orta hat üzerinden kesme başlar. </li><li> Forseps kullanarak, beynin maruz calvaria her iki yarısı da geri yansıtır. 1. Mümkün olduğunda, kafatası ise hala fiksatif içine maruz kalan bir beyin. Bu doku, gerekirse kafatası kaldırılması için önce firma olmayı sağlayacaktır. Birçok patologlar bölümlerde ise hala beyin kafatasının kesilmiş olduğunu tercih ediyor. </li><li> Bu yerçekimi doku kafatası düşmesine yardımcı olacak, böylece kafatası hafifçe çevirin. </li><li> Kavisli bir forseps kullanarak, dikkatli bir şekilde, beyin kapsamında ve beyincik doğru hareket eden, beynin dış kenarı boyunca ve koku alma lobları başlayan beyin altında forseps slayt. Yavaşça kafatası düşen beyin inhibe forseps herhangi bir bağ dokusu veya sinirlerin tutam. </li><li> Fiksatif için bir doku yaklaşık 20:01 oranını kullanarak beyin fiksatif içine yerleştirin. </li></ol> 6. Postmortem toplama mezenterik lenf düğümleri (MLN) <ol><li> PCR analizi için doku toplama aseptik teknik kullanılarak yapılmalıdır. Alev, sterilize otoklav veya eşdeğer steril aletlerin kullanılması gerekir. </li><li> Steril Eppendorf tüpleri ve steril makas ve forseps birleştirin. </li><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Steril makas ve forseps kullanarak göğüs kafesi tabanı, genital bölgede ventral karın duvarı insizyonHem cilt ve kas kaldırma ve bağırsaklarda ortaya. </li><li> MLN çekum hemen bitişiğinde, kolon boyunca mezenterik doku karın boşluğuna bulunmaktadır. </li><li> MLN bulmak için, öncelikle, büyük bağırsak, virgül şeklinde bölümünde çekum bulun. Kolon, çekum uzanan ve genellikle fekal pelet varlığı tespit edilebilir. MLN çekum komşu kolon boyunca mezenter bulunmaktadır. Beyaz mezenterik doku doku sarı, oval veya küresel küçük yumru olarak tanımlanır ve genellikle etrafındaki mezenter ve yağ dokusu daha biraz daha kalın ve sıkı olabilir. Yönlendirme için gerekli anatomi ders kitapları kullanın. </li><li> Aseptik teknik ve steril aletler kullanarak tanımlayıcı bilgiler etiketli bir Eppendorf tüp içine MLN ve yer çıkarın. </li></ol> 7. Postmortem toplama solunum aspirat <ol><li> Gerekli malzemeleri birleştirin - steril pipet, steril makas ve forseps, steril solüsyonların kullanımı, solunum yolu ile yıkanmalıdır ve temiz bir diseksiyon kurulu veya benzer bir çalışma yüzeyi. </li><li> Kesme tahtası üzerinde sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yatırın. </li><li> Sıçanlarda bronşiyal aspirat, trakea yoluyla solunum yolu erişebilirsiniz. Trakea yoluyla veya nazofarengeal meatus yoluyla sıçan, erişim, burun aspirat. Farelerde bronş ya da burun aspiratlar, nazofarengeal meatus yoluyla solunum yolu erişebilirsiniz. </li><li> Nazal ve bronşial aspiratlar gerekmesi durumunda, ilk olarak bronşiyal aspirat gerçekleştirin. Burun aspirat yeni bir steril pipet kullanarak gerçekleştirin. </li><li> Trakeal erişim (sıçanlar için önerilen yöntem): <ol><li> Deri, derialtı dokularda açığa servikal bölgede uzak yansıtmaktadır. </li><li> Tükürük bezleri ve servikal trakea maruz kas çıkarın. </li><li> Lümen erişimine izin vermek için steril aletler kullanarak, trakea insizyon. Toplama boyunca asepsi (adım 7.7) koruyun. </li></ol></li><li> Nazofaringeal meatus erişimi (burun aspirat ve bronş aspirat, trakea küçük boyutu nedeniyle fareler için önerilen yöntem): <ol><li> Bu prosedür, burun aspirat ve bronş aspiratı her ikisi için de yapılabilir. </li><li> Alev sterilize veya otoklava aletleri kullanarak, temporomandibular eklem (çene) sever ve maksillanın uzak mandibula yansıtacak, nazofarengeal meatus açığa. Toplama boyunca asepsi (adım 7.7) koruyun. </li></ol></li><li> Örnekleme sıvı yaklaşık 1ml steril bir pipet içine çizin. Bu normal tuzlu su, fosfat tamponlu salin ya da Triptikaz Soya suyu. (Toplama aspirat göre, 7.8 veya 7.9 adıma gidin.) </li><li> Bronş aspirat: 1. Aseptik kaudal yönettiği, trakeal lümen içine pipet yerleştirin ve yavaş yavaş, bronş ve akciğer içine örnekleme sıvısı enjekte. Pipet, bronşlar ve akciğerlerden örnekleme sıvı çekiniz ve trakea pipet kaldırmak. Tüm sıvı pipet içine dönecektir. Daha fazla sıvı test için ihtiyaç duyulması halinde tekrarlayın. </li><li> Burun aspirat: <ol><li> Aseptik nazofarengeal meatus (fare) veya cranially yönettiği trakeal lümen (sıçan), pipet yerleştirin ve yavaş yavaş, burun boşluğuna örnekleme sıvı enjekte. </li><li> Nazal kavite, pipet ile, ya da zorla, burun orifis (burun) ya da saydam bir ağız damak görünür sıvı olarak menisküs şekillendirme olarak görülen boşluğu, içine sıvı gözlem nazal damak temas ile varılan olduğundan emin olun. Ağız yoluyla sıvı çıkmadan görülmemelidir. Eğer öyleyse, yeniden yönlendirmek pipet. </li><li> Pipet içine nazal kavite örnekleme sıvı çekiniz ve meatus veya trakea pipet kaldırmak. </li></ol></li><li> Test için uygun ortam veya konteyner aseptik örnek aktarın. </li></ol> 8. Temsilcisi sonuçları <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 fare Abdominal ve torasik organlar. Bu organlar, bir hayvan ilk açıldığında (organların hiçbiri, karın boşluğunda da mevcut diğer organların açığa taşındı) tipik olarak görülebilir.) Timus, b) kalp, c) akciğer, d) diyafram, e ) karaciğer , f) küçük bağırsak, g) çekum, h) mesane. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 fare abdominal ve retroperitoneal organlar. Bağırsak ve karaciğer kaldırdı ve (veya kaldırılabilir) taşınır varsa, bu organların ca, kolon azalan, mide n görülmektedir. a) karaciğer (referans için), b) bağırsak (referans için), c), d) dalak, e) böbrekler, f), g) rahim. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3. Erkek üreme organları. Bu, daha büyük, cinsel olarak olgun erkeklerde daha büyük olabilir.) Seminal veziküller ve pıhtılaştırma bezleri, b) testis (fare ve sıçanlarda açık kalır kasık yüzük, karın boşluğu ile skrotum içine itti), c) mesane, d) prepusyal bezleri, e) epididim. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4 Kadın üreme organları) olmayan gravid rahim (fareler ve sıçanlar bir bicornuat rahim) b), yumurtalık yağ yastığı, c gömülü yumurtalık), mesane, d) klitoral bezleri (erkek prepusyal bezleri benzer) .

<ol>
	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Yazarlar, bu hizmetlerin ticari sunulmaktadır Charles River laboratuvar kemirgen teşhis laboratuvarı, tüm çalışanları vardır.

Veri toplama bir çalışmanın sonunda hayvanların postmortem muayene gerekebilir. Görülen şeyin iyi tanımlamak ve tüm dokularda incelemek unutmayın. Bu prosedürler, öncelikle nekropsi ve örnek toplama bulaşıcı hastalık gözetim için optimize etmek için tasarlanmıştır, ama en kolay prosedürleri belki de yalnızca bir alt kümesini istihdam olacağı hastalık şüphesi olayları ya da salgınlar odaklı araştırmalara uyarlanmıştır. Prosedürlerin çoğu aynı zamanda daha yaygın bir sonraki an...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reaktif adı </th><th> Şirket </th><th> Katalog numarası </th><th> Yorumlar </th></tr><tr><td> Kesim tahta </td><td> Thermo Electron Corp Kedi # 36.114 </td><td> Kedi # 36.114 </td><td></td></tr><tr><td> Küçük makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm bıçakları, 3.5 &quot;uzunluk, düz </td></tr><tr><td> Orta makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Büyük makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Forseps-Eğri </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, tırtıklı, hafif eğri </td></tr><tr><td> Forseps-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Forseps-Doku Forseps </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8160 </td><td> Sıçan diş </td></tr><tr><td> Alev sterilizatör </td><td> Oxford Laboratuvar Ürünleri </td><td> Bacti-ölü yakma fırını # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Skalpel </td><td> Kanser Diagnostics, Inc. </td><td> Parmak Neşter # 60 # FS0060, Kedi </td><td></td></tr><tr><td> Pipetler </td><td> VWR </td><td> Pasteur pipetleyin 5 3 / 4 &quot;, Kedi # 14.672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Otoklav çanta </td><td> Uygun Üretim Şirketi </td><td> Sterilizatör Çanta Kağıt Torbalar Kedi # 021.002 (3.100.923) E09110 </td><td> Pasteur pipetler için </td></tr><tr><td> Pipet ampul </td><td> VWR </td><td> Kedi # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tüpleri </td><td> Sarstedt </td><td> SafeSeal mikrotüp 2mL, Ref No: 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tüpleri </td><td> Argos </td><td> 5ml mikrotüp Cat # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Şırınga </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309.602 3 ml-10 ml 300.910 5ml-309.603 Kedi # 309.604 20ml Kedi # 309.661 </td><td></td></tr><tr><td> Iğneler </td><td> BD </td><td> 26g-309.625 18G-305.195 </td><td></td></tr><tr><td> Nötr formalin solüsyonu </td><td> VWR </td><td> 20L% 10 NBF, Kedi # 16.004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Tuzlu </td><td> ThermoScientific </td><td> Önbellekli Kan Bankası Tuzlu, Kedi # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Triptikaz soya broth </td><td> Becton Dickenson </td><td> TSB: Susuz, Kedi # 211.825 </td><td></td></tr><tr><td> Fosfat tamponlu salin </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Tampon, Kedi # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Formalin bardak </td><td> VWR </td><td> 4oz Kedi # 36.318-852 8oz Cat # 36.318-860 16oz Cat # 36.318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Büyük formalin bardak </td><td> Oakridge Ürünler </td><td> 32oz konteyner Kedi # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Ekstra büyük formalin fincan </td><td> VWR </td><td> HDPE Çok Amaçlı 160oz konteyner Cat # 89.038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Dikiş materyali </td><td> Henry Schein </td><td> Örgülü ipek cerrahi dikiş, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> Fare akciğer enflasyon için </td></tr><tr><td> Sicim </td><td> Staples </td><td> Kedi # Qua-46.173 </td><td> Sıçan akciğer enflasyon </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Teşhis veya bir hayvan koloni enfeksiyöz ajanlar keşfetmek yardımcı olmak amacıyla bir ötenazi hayvan toplanan olabilir birden fazla örnek türleri vardır. , Daha fazla histolojik işlem için dokuların doğru toplanması, test sonuçlarının kalitesini etkileyebilir. Bu makale, kalp kimlik, karaciğer, akciğerler, böbrekler, dalak, yanı sıra bu organların nasıl toplamak da dahil olmak üzere temel bir brüt muayene davranış açıklanmıştır. Ayrıca dört daha zor doku / numune toplama teknikleri gösterilmektedir. Doku doku içinde sırayla düzgün bir şekilde düzeltmek için ayrıntılı bir histolojik değerlendirme ve etkinleştirmek için bir fiksatif ile şişirilmiş olması gerekir gibi Akciğer toplama ve perfüzyon özellikle zor olabilir. Bu makale, fiksatif ile akciğer dokusunun en iyi fiksasyon 24 saat içinde ulaşmak için kaldırmak ve şişirmek için adım adım tekniği ile göstermektedir. Beyin dokusu yumuşak ve kolayca zarar toplama benzer zor olabilir. Bu makale, minimal doku hasarı ile kafatası beyin ortaya çıkarmak ve kaldırmak için adım adım tekniği ile göstermektedir. Mezenterik lenf nodu Enterik virüsler lenf nodu onlar dışkı döken daha uzun süre devam ettiği çok yaygın bulaşıcı ajanların algılamak için iyi bir örnek türüdür. Bu makale, bulma ve aseptik mezenterik lenf nodu kaldırılması için adım adım prosedürü göstermektedir. Son olarak, solunum yolu enfeksiyon ajanlarının belirlenmesi, burun ve / veya bronşiyal nekropsi az sıvı alınması aspiratlarda bakteriyel kültür veya PCR testi yapılabilir. Bu prosedür, solunum aspirat örneği almak ve bakteriyel kültür ve PCR testi için hazırlanıyor açıklamaktadır.

Watch this Scientific Journal Video about Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice at JoVE.com

Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Bu makale, bir fare veya sıçan bir temel postmortem muayene yapılması için usul ve toplama temel organlarının yanı sıra, histolojik, mikrobiyolojik ve PCR değerlendirilmesi için daha zorlu örnek türleri açıklanmaktadır.

Tanı Otopsi ve Sıçanlar ve Fareler Seçilmiş Doku ve Örnek Toplama

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

diagnostic-necropsy-selected-tissue-sample-collection-rats

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

75.2K Görüntüleme.  Charles River. Bu makale, bir fare veya sıçan bir temel postmortem muayene yapılması için usul ve toplama temel organlarının yanı sıra, histolojik, mikrobiyolojik ve PCR değerlendirilmesi için daha zorlu örnek türleri açıklanmaktadır.

Video: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized animals. Before embarking on an examination of animals for parasites, two things should be considered. One: what use will be made of the information collected, and two: which test is the most appropriate. Knowing that animals are parasitized may be something that the facility accepts, but there is often a need to treat animals and then to determine the efficacy of treatment. Parasites may be detected in animals through various techniques, including samples taken from live or euthanized animals. Historically, the tests with the greatest diagnostic sensitivity required euthanasia of the animal, although PCR has allowed high-sensitivity testing for several types of parasite. This article demonstrates procedures for the detection of endo- and ectoparasites in mice and rats. The same procedures are applicable to other rodents, although the species of parasites found will differ.

This article describes various procedures for screening rats and mice to detect endo- or ectoparasitism. Several diagnostic assays will be demonstrated, both those suitable for use on live animals and those used after euthanasia of the animal. Photographs to aid in identification of rat and mouse parasites will be included.

Tanı Laboratuvarı Sıçanlar ve Fareler Ecto-Endoparasites

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and Western Blot, since it mostly contains lipids. RNA isolation from adipose tissue samples is also challenging as extra steps are required to avoid these lipids. Here, we present a procedure to collect three anatomically different white adipose tissues from mice, to process these samples and perform RNA isolation. We further describe the synthesis of cDNA and gene expression experiments using real-time PCR. The hereby described protocol allows the reduction of contamination from the animal's hair and blood on fat pads as well as cross-contamination between different fat pads during tissue collection. It has also been optimized to ensure adequate quantity and quality of the RNA extracted. This protocol can be widely applied to any mouse model where adipose tissue samples are required for routine experiments such as real-time PCR but is not intended for isolation from primary adipocytes cell culture.

The purpose of this paper is to present a step-by-step procedure to collect different white adipose tissues from mice, process the fat samples and extract RNA.

Fare yağ dokusu toplama ve işleme RNA analizi için

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and ...

Biyokimya

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Sıçan Santral Sinir Sistemi immunohistokimyasal Analizi ve Çevresel lenf nodu Doku Bölümler

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Nörobilim

Metabolomic Analysis of Rat Brain by High Resolution Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy of Tissue Extracts

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics and proteomics have been complemented by comprehensive quantitative analysis of the metabolite pool present in biological systems. This strategy, termed metabolomics, strives to provide a global characterization of the small-molecule complement involved in metabolism. While the genome and the proteome define the tasks cells can perform, the metabolome is part of the actual phenotype. Among the methods currently used in metabolomics, spectroscopic techniques are of special interest because they allow one to simultaneously analyze a large number of metabolites without prior selection for specific biochemical pathways, thus enabling a broad unbiased approach. Here, an optimized experimental protocol for metabolomic analysis by high-resolution NMR spectroscopy is presented, which is the method of choice for efficient quantification of tissue metabolites. Important strengths of this method are (i) the use of crude extracts, without the need to purify the sample and/or separate metabolites; (ii) the intrinsically quantitative nature of NMR, permitting quantitation of all metabolites represented by an NMR spectrum with one reference compound only; and (iii) the nondestructive nature of NMR enabling repeated use of the same sample for multiple measurements. The dynamic range of metabolite concentrations that can be covered is considerable due to the linear response of NMR signals, although metabolites occurring at extremely low concentrations may be difficult to detect. For the least abundant compounds, the highly sensitive mass spectrometry method may be advantageous although this technique requires more intricate sample preparation and quantification procedures than NMR spectroscopy. We present here an NMR protocol adjusted to rat brain analysis; however, the same protocol can be applied to other tissues with minor modifications.

The neurochemistry of mammalian brain is changed in many neurological and systemic diseases. Characteristic profiles of cerebral metabolites can be efficiently obtained based on crude extracts of brain tissue. To this end, high-resolution NMR spectroscopy is employed, enabling detailed quantitative analysis of metabolite concentrations (metabolomics).

Doku Esansı Yüksek Çözünürlük Nükleer Manyetik Rezonans Spektroskopisi ile Sıçan Beyin metabolomic Analizi

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

Sıçan beyin dokusunda incelemek için THP kullanılarak hücre-tipi-spesifik gen ifadesi

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Enhanced Rabies Surveillance Using a Direct Rapid Immunohistochemical Test

Laboratory-based surveillance is integral for rabies prevention, control and management efforts. While the DFA is the gold standard for rabies diagnosis, there is a need to validate additional diagnostic techniques to improve rabies surveillance, particularly in developing countries. Here, we present a standard protocol for the DRIT as an alternative, laboratory or field-based testing option that uses light microscopy as compared to the DFA. Touch impressions of brain tissue collected from suspect animals are fixed in 10% buffered formalin. The DRIT uses rabies virus-specific monoclonal or polyclonal antibodies (conjugated to biotin), a streptavidin-peroxidase enzyme, and a chromogen reporter (such as acetyl 3-amino-9-ethylcarbazole) to detect viral inclusions within infected tissue. In approximately 1 h, a brain tissue sample can be tested and interpreted by the DRIT. Evaluation of suspect animal brains tested from a variety of species in North America, Asia, Africa, and Europe have illustrated high sensitivity and specificity by the DRIT approaching 100% with results compared to DFA. Since 2005, the United States Department of Agriculture&#8217;s Wildlife Services (USDA WS) program has conducted large-scale enhanced rabies surveillance efforts using the DRIT to test &#62;94,000 samples collected from wildlife in strategic rabies management areas. The DRIT provides a powerful, economical tool for rabies diagnosis that can be used by laboratorians and field biologists to improve current rabies surveillance, prevention and control programs globally.

The direct rapid immunohistochemical test (DRIT) offers a World Organization for Animal Health and World Health Organization (OIE/WHO) recognized alternative to the direct fluorescent antibody (DFA) test for rabies diagnosis. This test allows for field-based applications that can be performed in approximately 1 h upon brain impressions using light microscopy.

Doğrudan hızlı Immünhistokimyasal testi kullanarak gelişmiş kuduz gözetimi

Laboratory-based surveillance is integral for rabies prevention, control and management efforts. While the DFA is the gold standard for rabies diagnosis, ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Büyük ve küçük hayvanlarda kuduz Necropsy teknikleri

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
Many animal experiments rely on final data collection time points that are gathered from the harvesting and testing of organs and tissues. The use of appropriate methods for the collection of organs and tissues can impact the quality of the samples and the analysis of the data that is gleaned for the testing of the tissues. The method of euthanasia of the animal can also impact the quality of the samples. This manuscript will outline proper necropsy techniques for rats.

Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest in Rodents

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
Many animal experiments rely on final data ...

Education

JoVE Science Education

Temel Biyoloji

Laboratuvar Hayvanları Araştırması

Sterile Tissue Harvest

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
In 1959 The 3 R&#39;s were introduced by W.M.S. Russell and R.L. Burch in their book The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R&#39;s are replacement, reduction, and refinement of the use of animals in research.1 The use of cell lines and tissue cultures that originated from research animals is a replacement technique, as it allows for many experiments to be conducted in vitro. Harvesting tissues and organs for use in cell and tissue cultures requires aseptic technique to avoid contamination of the tissues. Sterile harvest is also necessary for protein and RNA analysis and metabolic profiling of tissues. This manuscript will discuss the process of sterile organ harvest in rats and mice.

Sterile Tissue Harvest in Rodents

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
In 1959 The 3 R&#39;s were introduced by W.M.S. ...

A Focus-Forming Assay for Quantifying Virus Titers in the Organs of an Infected Mouse

Source: Brien, J. D. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59632">Isolation and Quantification of Zika Virus from Multiple Organs in a Mouse.</a> J. Vis. Exp.&#160;(2019)
The video demonstrates a procedure for quantifying the Zika virus in multiple mouse organs via a focus-forming assay. The process involves infecting mammalian cell monolayers with virus-infected tissue homogenates, followed by the use of methyl cellulose to prevent viral spread. Subsequently, immunostaining is employed to enable precise quantification and measurement of organ-specific infectivity.

Enfekte Bir Farenin Organlarındaki Virüs Titrelerini Ölçmek için Odak Oluşturan Bir Test

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.

1. Organ ...