Name: diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice
Uploaded: 2011-08-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
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1. Vorbereitung für die Autopsie <ol><li> Wichtige Teile der grobe Obduktion (Autopsie) sind die Geschichte des Tieres und der Beschreibung der Befunde. </li><li> Ein Veterinärpathologe Lesen Ihrer Histopathologie Dias können nicht das Tier gesehen haben und sich auf Sie verlassen für die Hintergrund-Informationen. </li><li> Beschreiben Sie genau, was Sie, bevor Sie das Tier einschläfern zu sehen. Zum Beispiel, &quot;weiblichen Maus, einer von fünf in den Käfig; C57BL/6N; geneigtem Kopf nach rechts&quot; oder &quot;braunen männlichen Ratten, Stamm unbekannt; Tier kratzt, es gibt kreisrundem Haarausfall auf dem Rücken, in der Nähe des Schwanzes und Kopf &quot;. </li><li> Verwenden Sie klare, beschreibende, objektive Sprache. Modifikatoren wie &quot;mild&quot;, &quot;mäßig&quot; und &quot;schwer&quot; kann nützlich sein, wenn die Schwellenwerte zwischen den Ebenen klar abzugrenzen. Beschreiben Dinge in Bezug auf Essen oder Haushaltsgegenstände ist in der Regel nicht empfohlen. </li><li> Wiegen und Messen Tiere, Erkenntnisse oder Organen ist oft nützlich. Eine &quot;große Milz&quot; Sie könnte eine normale Milz zu einem anderen Beobachter. Zu sagen, dass die Milz Maßnahmen 3cm x 1.5cm bietet mehr objektive Informationen. </li><li> Fotodokumentation kann von unschätzbarem Wert. </li><li> Beachten Sie alle relevanten Gesundheits-und persönliche Schutzausrüstung für die Arbeit mit lebenden Tieren, potentiell infektiösen Kadavern oder Chemikalien wie Formalin erforderlich. </li></ol> 2. Gross postmortalen Lage und Untersuchung von Herz, Lunge, Leber, Nieren und Milz <ol><li> Sammle die nötigen Materialien vor Euthanasie des Tieres. Minimal, muss dies eine Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche, Zangen, Scheren, Etiketten für Container, Fixativ und Medien oder Sammelröhrchen / cups, die möglicherweise benötigt werden. </li><li> Kurz über den Zustand, Verhalten und Bewegung des Tieres. Beobachten und aufzeichnen Atemmuster (zB schnelle, flache) sowie ambulante Fähigkeit und Gang (zB Hinken, kreisen, Tremor). </li><li> Euthanize das Tier nach üblichen Verfahren in Ihrer Institution, immer dem AVMA Richtlinien. </li><li> Beurteilen Sie den Körper des Tieres Voraussetzung für Haut und Fell Anomalien, Abmagerung oder Austrocknung. Notieren Sie sich alle künstlichen Manipulationen, Implantate oder chirurgische Narben. </li><li> Überprüfen Sie alle externen Öffnungen (Ohren, Augen, Nase, After, Genital-Öffnungen, und in der Mundhöhle). Die Verwendung eines Binokular ist für eine engere Beobachtung empfohlen. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit Schere, incise die Haut über die gesamte Länge des ventrum aus dem Anus bis zum Kinn, was Haut und Einschneiden der Bauchwand, Freilegung der Bauchorgane, der Speicheldrüsen und Vorhaut / Klitoris Drüsen und Hals-und Achsel-Lymphknoten. Schneiden Sie den Brustkorb zu entlarven und zu untersuchen, die Brustorgane, indem 2 Schnitte seitlich bis jeder Seite des Brustkorbs, dann über, an der Spitze des Brustbeins, einen Raum groß genug, um gründlich zu untersuchen alle Lungenlappen zu öffnen. </li><li> Untersuchen Sie das Aussehen des Muskel-Skelett-Struktur. </li><li> Werten Sie alle Organe auf Anomalien. Insbesondere finden und identifizieren das Herz und die Lunge in den Brustraum. Insbesondere finden und identifizieren die Leber, Nieren und Milz in der Bauchhöhle. Notieren Sie alle Farbänderungen, Größenunterschiede, fehlende oder mislocated Organe. Beachten Sie die Konsistenz von Oberflächen, keine zusätzlichen Gewebe (z. B. Massen), Fluidtaschen, oder das Vorhandensein von Flüssigkeit in der Bauchhöhle / Brusthöhle. </li><li> Beobachten Sie den Gastrointestinaltrakt für den Inhalt, oder das Fehlen von Inhalten, mit besonderem Augenmerk für die verdickten Wänden, Massen, und / oder Blutungen. Inzision der Niere (links Längsschnitt, rechts-Querschnitt, auf der Mittellinie, sondern außermittig) mit einem Skalpell oder einer Rasierklinge zu Parenchym für etwas Ungewöhnliches zu überprüfen. Überprüfen Sie das Mesenterium für vergrößerte Lymphknoten und / oder Massen. </li><li> Untersuchen des Urogenitalsystems, auf der Suche nach Blockaden, Fluidtaschen, Blutungen oder andere Auffälligkeiten. </li></ol> 3. Postmortem Sammlung von Herz, Leber, Nieren und Milz für die Histopathologie <ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% neutral gepuffertem Formalin gefüllten (NBF). Passen Sie die Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche und setzen das Gewebe von Interesse. </li><li> Entfernen Sie das Gewebe von der Karkasse mit einer Pinzette und Schere. </li><li> Tissue sollten eng beschnitten werden, um Fett und unnötige Bindegewebe zu entfernen. Tissue sollte sauber sein Blut, die Nutzung normal (oder physiologische) Kochsalzlösung) als notwendig zu spülen. Verwenden Sie niemals destilliertes oder Leitungswasser auf Gewebe zu spülen. </li><li> Legen Sie das Gewebe in den Behälter von 10% NBF. </li></ol><ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% NBF gefüllt. Passen Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Expose der Luftröhre, Herz und Lunge. </li><li> Mit Schere und Pinzette entfernen Sie die Haut und Muskeln, die über der ventralen Brust-und Gebärmutterhalskrebs Regionen. </li><li> Mit Schere und Pinzette, entfernen Sie den Brustkorb Aussetzen des Herzens und der Lunge, indem sie 2 Schnitte seitlich bis jeder Seite des Brustkorbs, dann über in der Nähe des Schlüsselbeins, um einen Raum groß genug, um gründlich zu untersuchen alle Lungenlappen zu öffnen. </li><li> Schneiden Sie die Nackenmuskulatur, die sich von dem Brustbein und Rippen, die Kiefer, einschließlich derjenigen, die über der Luftröhre. </li><li> Legen Schere unter den vorderen Rand des Brustkorbs und machen 2 Schnitte, einer auf jeder Seite, um den Abschnitt des Knochens über der Luftröhre zu entfernen. </li><li> Fassen Sie die Luftröhre in der Nähe des Kiefers mit einer Pinzette und schneiden vollständig durch die Luftröhre mit einer Schere über der Zange platziert </li><li> Sanft Schlepper der Luftröhre nach oben mit der Zange, Schnippeln ventralen Gewebe-Verbindungen mit der Schere, bis die gesamte Menge von Thorax-Gewebe (Luftröhre, Lunge und Herz, das manchmal auch als die &quot;pflücken&quot;) hat aus dem Körper entfernt worden. </li><li> Lay die Lunge flach auf der Arbeitsfläche. </li><li> Lose Krawatte ein Stück Nahtmaterial oder in der Küche umschlingen die Luftröhre kümmern, keine zu engen ziehen. </li><li> Füllen Sie eine Spritze mit Fixiermittel und fügen Sie eine Nadel, die klein genug, um die Luftröhre zu betreten. Bei Mäusen, arbeitet ein 1ml oder 3ml Spritze mit einer 26-Gauge-Nadel gut. Für Ratten, arbeitet ein 5ml-Spritze mit einer 18-Gauge-Spritze gut. </li><li> Führen Sie die Nadel in die Öffnung der Luftröhre und die Verwendung einer Pinzette in die Luftröhre umgibt die Nadel zu halten. Beginnen Sie langsam Füllung der Lunge mit Fixativ. </li><li> Füllen Sie den Lungen, bis sie vollständig aufgeblasen. Nicht über-oder underinflate. Die Höhe der Fixiermittel benötigt, um vollständig aufzublasen der Lunge variiert je nach Alter, Dehnungs-und Gesundheitszustand des Tieres. <ol><li> Over-Inflation wird durch Flüssigkeit sickert und Schäumen aus dem Lungengewebe nachgewiesen werden. </li><li> Minderdruck von Lungen erscheinen flach und nicht voll in alle Bereiche erfasst. </li></ol></li><li> Entfernen Sie die Nadel aus der Luftröhre. </li><li> Ziehen Sie das Nahtmaterial oder String um die Luftröhre zu Rückfluss von Fixativ aus den Lungen zu verhindern. </li><li> Setzen Sie den aufgeblasenen Lungen in Fixativ mit ca. 20:1 Fixativ, um Gewebe-Verhältnis. </li></ol> 5. Postmortem Sammlung von Gehirn <ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% NBF gefüllt. Passen Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in ventralen Liegen auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit Schere und Pinzette, entfernen Sie die Haut und Muskeln, die über der Schädeldecke. </li><li> Mit einer Schere entfernen den Kopf vollständig von der Karkasse. </li><li> Mit einer kleinen Schere legen Sie die untere Klinge in das Foramen magnum, die Öffnung, wo der Schädel öffnet sich in den Wirbelkanal und halten Schere spitz nach oben, beginnen Schneiden direkt nach oben und durch die Mittellinie der Schädeldecke. </li><li> Mit einer Pinzette, reflektieren die beiden Hälften der Kalotte Aussetzen des Gehirns. 1. Wenn möglich, stellen Sie die freiliegenden Gehirn in Fixativ noch im Schädel. Dies ermöglicht dem Gewebe Firma vor der Entfernung aus dem Schädel zu werden, wenn dies erforderlich ist. Viele Pathologen bevorzugen, dass Teile des Gehirns sind, während noch in den Schädel geschnitten. </li><li> Vorsichtig auf den Kopf des Schädels, so dass die Schwerkraft hilft das Gewebe aus dem Schädel fallen. </li><li> Mit einer gebogenen Pinzette vorsichtig schieben Sie die Zange entlang der Außenkante des Gehirns und unter dem Gehirn ab dem Riechkolben, sich auf die im Großhirn und zum Kleinhirn. Vorsichtig mit der Pinzette eine Bindegewebe oder Nerven, die das Gehirn hemmen fallen aus dem Schädel zu kneifen. </li><li> Legen Sie das Gehirn in Fixativ mit einem ungefähren Verhältnis 20:1 von Gewebe zu Fixativ. </li></ol> 6. Postmortem Sammlung der mesenterialen Lymphknoten (MLN) <ol><li> Tissue-Kollektion für PCR-Analyse sollte mit aseptischen werden. Flamme sterilisiert, autoklaviert oder äquivalent sterilisierten Instrumente sollten genutzt werden. </li><li> Montieren Sie sterile Eppendorf-Röhrchen und einer sterilen Schere und Pinzette. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit sterilisiert Schere und Pinzette incise der ventralen Bauchwand aus dem Genitalbereich auf die Basis des Brustkorbs, Entfernen von Haut und Muskulatur und Freilegen der Darm. </li><li> Die MLN sind in der Bauchhöhle in den mesenterialen Gewebe entlang des Dickdarms, unmittelbar angrenzend an den Blinddarm entfernt. </li><li> So finden Sie die MLN, suchen Sie zunächst den Blinddarm, die die großen, Komma geformten Abschnitt des Darms ist. Der Doppelpunkt erstreckt sich von der Blinddarm, und es kann oft durch die Anwesenheit von fäkalen Pellets identifiziert werden. Die MLN sind im Mesenterium entlang des Dickdarms neben Blinddarm entfernt. Es kann als eine gelbe, ovale oder kugelförmige kleine Klumpen Gewebe in den weißen mesenterialen Gewebe identifiziert werden und ist oft etwas dicker und fester in der Textur als das umgebende Mesenterium und Fett. Verwenden Anatomie Text Bücher als notwendig für die Orientierung. </li><li> Unter aseptischen und sterilen Instrumenten entfernen MLN und Ort in ein Eppendorf-Röhrchen mit der Identifizierung beschriftet. </li></ol> 7. Postmortem Sammlung von Atemwegserkrankungen absaugen <ol><li> Montieren benötigten Nachschub - sterilen Pipette, sterile Schere und Pinzette, sterile Lösungen, um über die Atemwege gespült werden, und eine saubere Sezieren Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf dem Sezieren Bord. </li><li> Für bronchiale Aspiration in Ratten, auf die Atemwege durch die Luftröhre. Für die nasale Absaugen in Ratten, den Zugang entweder durch die Luftröhre oder durch den Nasen-Rachen-Gehörgang. Für bronchiale oder nasale saugt bei Mäusen, Zugriff auf die Atemwege durch den Nasen Gehörgang. </li><li> Wenn beide Nasenschleimhaut und Bronchien saugt notwendig sind, führen Sie die Bronchien absaugen zuerst. Führen nasal absaugen mit einer neuen sterilen Pipette. </li><li> Tracheal-Zugang (empfohlene Methode für Ratten): <ol><li> Zurückhalten der Haut weg von der Halswirbelsäule bis subkutanen Gewebe freizulegen. </li><li> Entfernen Sie die Speicheldrüsen und Halsmuskulatur zur Luftröhre aussetzen. </li><li> Mit sterilen Instrumenten, incise der Luftröhre, den Zugang zu dem Lumen ermöglichen. Pflegen Sie Asepsis während Sammlung (Fahren Sie mit Schritt 7.7). </li></ol></li><li> Nasen-Rachen-Nasengang Zugang (nasal absaugen und Bronchien absaugen, empfohlene Methode für Mäuse aufgrund der geringeren Größe der Luftröhre): <ol><li> Dieses Verfahren kann sowohl für die nasale absaugen und Bronchien absaugen durchgeführt werden. </li><li> Mit Flamme sterilisiert oder autoklaviert Instrumente, sever der Kiefergelenke (Kiefer) Gelenk-und reflektieren den Unterkiefer vom Oberkiefer, Freilegung der Nasen-Rachen-Gehörgang. Pflegen Sie Asepsis während Sammlung (Fahren Sie mit Schritt 7.7). </li></ol></li><li> Draw etwa 1 ml der Probenahme Flüssigkeit in einer sterilen Pipette. Dies kann physiologische Kochsalzlösung werden, Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung oder Trypticase-Soja-Bouillon. (Go auf 7,8 oder 7,9 Schritt, je nachdem, welche absaugen Sie sammeln.) </li><li> Bronchiale Aspiration: 1. Aseptischen Bedingungen einfügen Pipette in Tracheallumen, gerichtet kaudal und injizieren Sie langsam die Probenahme Flüssigkeit in den Bronchien und der Lunge. Ziehen Sie die Sampling-Flüssigkeit aus den Bronchien und der Lunge in die Pipette und entfernen Sie die Pipette aus der Luftröhre. Nicht alle der Flüssigkeit in die Pipette zurück. Wiederholen Sie, wenn mehr Flüssigkeit für die Prüfung benötigt wird. </li><li> Nasal absaugen: <ol><li> Aseptischen Bedingungen einfügen Pipette in den Nasen-Rachen Gehörgang (Mäuse) oder Tracheallumen (Ratten), gerichtet kranial und injizieren Sie langsam die Probenahme Flüssigkeit in die Nasenhöhle. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Nasenhöhle durch den Kontakt der Nase Gaumen mit der Pipettenspitze oder durch Beobachtung von Flüssigkeit in den Hohlraum, wie Menisken bildet sich an der Nasenöffnung (Nasenlöcher) oder als Flüssigkeit sichtbar durch die transluzente mündlichen Gaumen gesehen gezwungen erreicht ist. Flüssigkeit sollte nicht gesehen Verlassen durch den Mund sein. Wenn ja, neu orientieren die Pipette. </li><li> Ziehen Sie die Sampling-Flüssigkeit aus der Nasenhöhle in die Pipette und entfernen Sie die Pipette aus dem Gehörgang oder der Luftröhre. </li></ol></li><li> Überführen Probe geeigneten Medien oder Container für die Prüfung. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Bauch-und Brustorgane in der Maus. Diese Organe sind in der Regel sichtbar, wenn ein Tier zum ersten Mal geöffnet (keines der Organe wurden verschoben, um auch in anderen Organen im Bauchraum aussetzen). A) Thymus, b) Herz, c) Lungen, d) Membran, e) Leber , f) Dünndarm, g) Blinddarm, h) Harnblase. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Bauch-und retroperitonealen Organe in der Maus. Wenn der Darm und Leber gehoben und bewegt werden (oder entfernt), diese Organe can gesehen werden. a) Leber (als Referenz), b) Darm (als Referenz), c) Magen, d) Milz, e) Nieren, f) Colon descendens, g) Gebärmutter. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Männlichen Geschlechtsorgane. Diese kann größer in größeren, geschlechtsreifen Rüden. A) Samenblasen und Koagulieren Drüsen, b) Hoden (geschoben in die Bauchhöhle vom Hodensack durch den Leistenkanal Ringe, die offen bleiben bei Mäusen und Ratten), c) der Harnblase, d) Präputial Drüsen, e) Nebenhoden. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Weiblichen Geschlechtsorgane. A) nicht-graviden Uterus (Mäuse und Ratten haben einen Uterus bicornis) b) Eierstock, in einem Eierstock Fettpolster, c begraben) Harnblase, d) der Klitoris Drüsen (analog zu den männlichen Vorhaut Drüsen) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Die Autoren sind alle Mitarbeiter von Charles River Labor Nagetier diagnostischen Labor, wo diese Dienste kommerziell angeboten werden.

Die Datensammlung am Ende der Studie kann eine Obduktion der Tiere. Beschreiben Sie auch, was man sieht und denken Sie daran, alle Gewebe zu untersuchen. Diese Verfahren sind in erster Linie auf Autopsie und Probennahme für Infektionskrankheiten Überwachung zu optimieren konzipiert, aber die meisten sind leicht zu konzentrieren Untersuchungen von mutmaßlichen Krankheit Vorfälle oder Ausbrüche, in denen vielleicht nur eine Teilmenge der Prozeduren eingesetzt werden würden angepasst. Viele der Verfahren sind auch f?...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reagent Name </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare </th></tr><tr><td> Schneidbrett </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Kleine Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm Klingen, 3,5 &quot;Länge, gerade </td></tr><tr><td> Medium Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Große Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6,25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinzetten-Curved </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, gezahnt, leichten Kurve </td></tr><tr><td> Pinzetten-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(Ewald) </td></tr><tr><td> Pinzetten-Tissue Zange </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Rat Zahn </td></tr><tr><td> Flamme Sterilisator </td><td> Oxford Labware Produkte </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Skalpell </td><td> Cancer Diagnostics, Inc. </td><td> Finger Skalpelle Nr. 60, Kat. Nr. FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetten </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipettieren Sie 5 4.3 &quot;, Kat. Nr. 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Autoclave Taschen </td><td> Proper Manufacturing Company </td><td> Sterilisator Bag Papier Beutel Cat # 021002 (3100923) E09110 </td><td> Für Pasteurpipetten </td></tr><tr><td> Peleusball </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf-Röhrchen </td><td> Sarstedt </td><td> SafeSeal Mikroröhrchen 2ml, Ref # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf-Röhrchen </td><td> Argos </td><td> 5 ml Mikroröhrchen Cat # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Spritze </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602 3 ml-300910 5ml-10ml 309603 Cat # 309604 20ml Cat # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Needles </td><td> BD </td><td> 26G-18G 309625-305195 </td><td></td></tr><tr><td> Neutral gepuffertem Formalin </td><td> VWR </td><td> 20L 10% NBF, Kat. Nr. 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Saline </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Blood Bank, Kat. Nr. 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase Soja-Brühe </td><td> Becton Dickenson </td><td> TSB: Getrocknete, Kat. Nr. 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Buffer, Cat # p3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Formalin Tassen </td><td> VWR </td><td> 4 Unzen Cat # 36318-852 8 Unzen Cat # 36318-860 16 Unzen Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Große Formalin Tassen </td><td> Oakridge Produkte </td><td> 32 Unzen-Container Cat # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra große Formalin Tasse </td><td> VWR </td><td> HDPE Multipurpose 160 Unzen Behälter Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Nahtmaterial </td><td> Henry Schein </td><td> Geflochtene Seide chirurgisches Nahtmaterial, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> Für Mauslunge Inflation </td></tr><tr><td> Schnur </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Für Rattenlunge Inflation </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Es gibt mehrere Sample-Typen, die von einem Tier eingeschläfert gesammelt werden, um möglicherweise zu diagnostizieren oder entdecke Infektionserreger in ein Tier Kolonie. Proper Sammlung von Geweben für weitere histologische Verarbeitung kann Auswirkungen auf die Qualität der Testergebnisse. Dieser Artikel beschreibt das Verhalten eines Bruttogrundgehalt Untersuchung einschließlich Identifizierung von Herz, Leber, Lunge, Nieren und Milz, und wie diese Organe zu sammeln. Zusätzlich vier desto schwieriger Gewebe / Probennahme-Techniken werden demonstriert. Lung Sammlung und Perfusion kann besonders anspruchsvoll wie das Gewebe muss ordnungsgemäß mit einem Fixativ, um für Innere des Gewebes richtig zu fixieren und gründliche histologische Untersuchung zu ermöglichen aufgeblasen werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Technik, um die Lunge zu entfernen und pumpen sie mit Fixativ, um eine optimale Fixierung des Gewebes innerhalb von 24 Stunden zu erreichen. Brain-Sammlung kann ähnlich herausfordernd wie das Gewebe weich und leicht beschädigt werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Technik zu entlarven und entfernen Sie das Gehirn aus dem Schädel mit minimaler Schädigung des Gewebes. Die mesenterialen Lymphknoten ist ein gutes Beispiel geben, in denen viele gemeinsame Infektionserreger erkennen als Darmviren länger anhalten in den Lymphknoten, als sie im Kot abgestoßen werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Verfahren zum Auffinden und aseptisch Entfernen der mesenterialen Lymphknoten. Schließlich kann die Identifizierung von Infektionserregern der Atemwege durch bakterielle Kultur oder PCR-Tests von Nasen-und / oder bronchiale Flüssigkeit ansaugt bei der Obduktion entnommen durchgeführt werden. Dieses Verfahren beschreibt, Beschaffung und Vorbereitung der Atemwege absaugen Probe für die Bakterienkultur und PCR-Tests.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Dieser Artikel beschreibt die Verfahren für die Durchführung eine grundlegende Obduktion einer Maus oder Ratte, und die Sammlung der wichtigsten Organe, sowie eine größere Herausforderung Probe Typen aus für histologische, mikrobiologische und PCR Auswertung.

Diagnostic Necropsy und ausgewählte Gewebe und Probenentnahme bei Ratten und Mäusen

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

75.2K Aufrufe.  Charles River. Dieser Artikel beschreibt die Verfahren für die Durchführung eine grundlegende Obduktion einer Maus oder Ratte, und die Sammlung der wichtigsten Organe, sowie eine größere Herausforderung Probe Typen aus für histologische, mikrobiologische und PCR Auswertung.

Serie: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized animals. Before embarking on an examination of animals for parasites, two things should be considered. One: what use will be made of the information collected, and two: which test is the most appropriate. Knowing that animals are parasitized may be something that the facility accepts, but there is often a need to treat animals and then to determine the efficacy of treatment. Parasites may be detected in animals through various techniques, including samples taken from live or euthanized animals. Historically, the tests with the greatest diagnostic sensitivity required euthanasia of the animal, although PCR has allowed high-sensitivity testing for several types of parasite. This article demonstrates procedures for the detection of endo- and ectoparasites in mice and rats. The same procedures are applicable to other rodents, although the species of parasites found will differ.

This article describes various procedures for screening rats and mice to detect endo- or ectoparasitism. Several diagnostic assays will be demonstrated, both those suitable for use on live animals and those used after euthanasia of the animal. Photographs to aid in identification of rat and mouse parasites will be included.

Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and Western Blot, since it mostly contains lipids. RNA isolation from adipose tissue samples is also challenging as extra steps are required to avoid these lipids. Here, we present a procedure to collect three anatomically different white adipose tissues from mice, to process these samples and perform RNA isolation. We further describe the synthesis of cDNA and gene expression experiments using real-time PCR. The hereby described protocol allows the reduction of contamination from the animal's hair and blood on fat pads as well as cross-contamination between different fat pads during tissue collection. It has also been optimized to ensure adequate quantity and quality of the RNA extracted. This protocol can be widely applied to any mouse model where adipose tissue samples are required for routine experiments such as real-time PCR but is not intended for isolation from primary adipocytes cell culture.

The purpose of this paper is to present a step-by-step procedure to collect different white adipose tissues from mice, process the fat samples and extract RNA.

Maus Fettgewebe Erhebung und Verarbeitung für die RNA-Analyse

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and ...

Biochemie

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Immunhistochemische Analyse im Rat des Zentralnervensystems und peripheren Lymphknoten Gewebeschnitte

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Neurowissenschaften

Metabolomic Analysis of Rat Brain by High Resolution Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy of Tissue Extracts

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics and proteomics have been complemented by comprehensive quantitative analysis of the metabolite pool present in biological systems. This strategy, termed metabolomics, strives to provide a global characterization of the small-molecule complement involved in metabolism. While the genome and the proteome define the tasks cells can perform, the metabolome is part of the actual phenotype. Among the methods currently used in metabolomics, spectroscopic techniques are of special interest because they allow one to simultaneously analyze a large number of metabolites without prior selection for specific biochemical pathways, thus enabling a broad unbiased approach. Here, an optimized experimental protocol for metabolomic analysis by high-resolution NMR spectroscopy is presented, which is the method of choice for efficient quantification of tissue metabolites. Important strengths of this method are (i) the use of crude extracts, without the need to purify the sample and/or separate metabolites; (ii) the intrinsically quantitative nature of NMR, permitting quantitation of all metabolites represented by an NMR spectrum with one reference compound only; and (iii) the nondestructive nature of NMR enabling repeated use of the same sample for multiple measurements. The dynamic range of metabolite concentrations that can be covered is considerable due to the linear response of NMR signals, although metabolites occurring at extremely low concentrations may be difficult to detect. For the least abundant compounds, the highly sensitive mass spectrometry method may be advantageous although this technique requires more intricate sample preparation and quantification procedures than NMR spectroscopy. We present here an NMR protocol adjusted to rat brain analysis; however, the same protocol can be applied to other tissues with minor modifications.

The neurochemistry of mammalian brain is changed in many neurological and systemic diseases. Characteristic profiles of cerebral metabolites can be efficiently obtained based on crude extracts of brain tissue. To this end, high-resolution NMR spectroscopy is employed, enabling detailed quantitative analysis of metabolite concentrations (metabolomics).

Metabolomische Analyse von Rattenhirn Hohe Auflösung Kernresonanzspektroskopie von Gewebeextrakte

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Enhanced Rabies Surveillance Using a Direct Rapid Immunohistochemical Test

Laboratory-based surveillance is integral for rabies prevention, control and management efforts. While the DFA is the gold standard for rabies diagnosis, there is a need to validate additional diagnostic techniques to improve rabies surveillance, particularly in developing countries. Here, we present a standard protocol for the DRIT as an alternative, laboratory or field-based testing option that uses light microscopy as compared to the DFA. Touch impressions of brain tissue collected from suspect animals are fixed in 10% buffered formalin. The DRIT uses rabies virus-specific monoclonal or polyclonal antibodies (conjugated to biotin), a streptavidin-peroxidase enzyme, and a chromogen reporter (such as acetyl 3-amino-9-ethylcarbazole) to detect viral inclusions within infected tissue. In approximately 1 h, a brain tissue sample can be tested and interpreted by the DRIT. Evaluation of suspect animal brains tested from a variety of species in North America, Asia, Africa, and Europe have illustrated high sensitivity and specificity by the DRIT approaching 100% with results compared to DFA. Since 2005, the United States Department of Agriculture&#8217;s Wildlife Services (USDA WS) program has conducted large-scale enhanced rabies surveillance efforts using the DRIT to test &#62;94,000 samples collected from wildlife in strategic rabies management areas. The DRIT provides a powerful, economical tool for rabies diagnosis that can be used by laboratorians and field biologists to improve current rabies surveillance, prevention and control programs globally.

The direct rapid immunohistochemical test (DRIT) offers a World Organization for Animal Health and World Health Organization (OIE/WHO) recognized alternative to the direct fluorescent antibody (DFA) test for rabies diagnosis. This test allows for field-based applications that can be performed in approximately 1 h upon brain impressions using light microscopy.

Verbesserte Tollwutüberwachung mit einem direkten schnellen immunhistochemischen Test

Laboratory-based surveillance is integral for rabies prevention, control and management efforts. While the DFA is the gold standard for rabies diagnosis, ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
Many animal experiments rely on final data collection time points that are gathered from the harvesting and testing of organs and tissues. The use of appropriate methods for the collection of organs and tissues can impact the quality of the samples and the analysis of the data that is gleaned for the testing of the tissues. The method of euthanasia of the animal can also impact the quality of the samples. This manuscript will outline proper necropsy techniques for rats.

Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest in Rodents

Diagnostische Nekropsie und Gewebeentnahme

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
Many animal experiments rely on final data ...

Lehre

JoVE Science Education

Grundlegende Biologie

Labortierforschung

Sterile Tissue Harvest

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
In 1959 The 3 R&#39;s were introduced by W.M.S. Russell and R.L. Burch in their book The Principles of Humane Experimental Technique. The 3 R&#39;s are replacement, reduction, and refinement of the use of animals in research.1 The use of cell lines and tissue cultures that originated from research animals is a replacement technique, as it allows for many experiments to be conducted in vitro. Harvesting tissues and organs for use in cell and tissue cultures requires aseptic technique to avoid contamination of the tissues. Sterile harvest is also necessary for protein and RNA analysis and metabolic profiling of tissues. This manuscript will discuss the process of sterile organ harvest in rats and mice.

Sterile Tissue Harvest in Rodents

Sterile Gewebeentnahme

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
In 1959 The 3 R&#39;s were introduced by W.M.S. ...

A Focus-Forming Assay for Quantifying Virus Titers in the Organs of an Infected Mouse

Source: Brien, J. D. et al., <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/59632">Isolation and Quantification of Zika Virus from Multiple Organs in a Mouse.</a> J. Vis. Exp.&#160;(2019)
The video demonstrates a procedure for quantifying the Zika virus in multiple mouse organs via a focus-forming assay. The process involves infecting mammalian cell monolayers with virus-infected tissue homogenates, followed by the use of methyl cellulose to prevent viral spread. Subsequently, immunostaining is employed to enable precise quantification and measurement of organ-specific infectivity.

Ein fokusbildender Assay zur Quantifizierung von Virustitern in den Organen einer infizierten Maus

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.

1. Organ ...