JoVE Logo

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bir terminal araştırma protokolünün bir parçası olarak 3 aylık bir Danimarka Landrace domuzuna L4-L5 seviyesinde bir lomber spinal kateter yerleştirmek için bir teknik sunuyoruz ve tekal keseden sürekli infüzyon veya BOS örneklemesini mümkün kılıyoruz.

Özet

Domuzlar, domuz ve insan merkezi sinir sistemleri (CNS) arasındaki anatomik ve fizyolojik benzerlikler nedeniyle farmakolojik CNS araştırmaları için büyük bir hayvan modeli olarak giderek daha fazla kullanılmaktadır. Bununla birlikte, daha büyük domuz ırklarında beyin omurilik sıvısına (BOS) geleneksel lomber ponksiyon teknikleriyle erişim, spinal spinöz süreçlerin eğik oryantasyonu ve sınırlı bir interlaminar boşluk nedeniyle zor olabilir. Buna göre, domuzlarda L4/L5 seviyesinde sürekli BOS örneklemesi için bir lomber spinal kateter yerleştirmek için açık bir cerrahi prosedür bu çalışmada ayrıntılı olarak açıklanmaktadır. Domuzu konumlandırdıktan ve anatomik işaretleri belirledikten sonra, dikenli süreçleri ortaya çıkarmak için dorsal orta hat cerrahi insizyonu yapılır. Giriş iğnesini ilerleterek, spinal kateter, omurganın kemik yapılarını sağlam bırakırken spinal kanalın tekal kesesinin içine yerleştirilir. Bu yöntem, minimum kanama veya BOS sızıntısı ile domuz tekal kesesine sürekli infüzyona veya numune alınmasına izin verir. Prosedür basit, zaman açısından verimli ve farklı deney kurulumlarında tekrarlanabilir olup, farmakokinetik araştırma, cerrahi eğitim ve omurilik yaralanması modelleri dahil olmak üzere çeşitli klinik öncesi çalışmalar için önemli bir potansiyel sunar.

Giriş

Hayvan modelleri, etik veya pratik sınırlamalar, hastalıkları araştırmak veya cerrahi yöntemleri test etmek için insan deneklerin kullanılmasını engellediğinde gereklidir. Kemirgenler, düşük maliyetleri nedeniyle yaygın olarak kullanılırken, translasyonel alaka düzeyleri insanlardan önemli farklılıklarla sınırlıdır1. Bununla birlikte, domuzlar, kemirgenlere kıyasla, insanlarla anatomik ve fizyolojik benzerlikler de dahil olmak üzere çeşitli avantajlar sunar - özellikle CNS araştırmasıbağlamında 1,2. Köpek modelleri tarihsel olarak CNS araştırmaları için deneysel modeller olarak hizmet etmiştir, ancak etik hususlar son yıllarda köpeklerin kullanımını kısıtlamıştır3. Ayrıca, domuz organlarının insanla karşılaştırılabilir boyutları, cerrahi araştırmalarda ve prosedürel eğitimde kullanımlarını artırır4. Domuz CNS ve omurgası, beyin ve omurilik mimarisi ve işlevselliği 1,5,6 ile benzerlikleri olan insanlarınkini yakından yansıtır. Daha da önemlisi, domuzlarda vertebral kolon ve omurilik kanalının boyutları, onları cerrahi prosedür eğitimi7,8, ilaç penetrasyonu 9,10, ilaç penetrasyonu 11,12,13 ve omurilik yaralanmaları 14 dahil olmak üzere çeşitli klinik öncesi çalışmalar için uygun hale getirir.

Domuz modellerinde BOS'a erişim, birçok deney düzeneğinde çok önemlidir. Lomber ponksiyon, tekil BOS örneklemesi veya intratekal ilaç uygulaması için bir yöntem sağlarken, tekrarlanan lomber ponksiyonlar pratik değildir. İntraspinal hematomlar, sinir hasarı ve kanla BOS kontaminasyonu için potansiyel bir risk oluştururlar. İnsan hastalarda, spinal mikrokateterler, anevrizmal subaraknoid kanamalarda sürekli lomber BOS drenajı için yaygın olarak kullanılır ve boyut benzerlikleri nedeniyle domuzlarda sürekli BOS örneklemesi için eşit derecede uygun olmalıdır. Bununla birlikte, domuzlardaki türe özgü anatomik farklılıklar, BOS erişimi için benzersiz zorluklar ortaya çıkarmaktadır. Örneğin, üst üste binen laminaların, kemikleşmiş bağların ve bol miktarda epidural yağ dokusunun varlığı, geleneksel perkütan lomber ponksiyon tekniklerini daha az güvenilir hale getirir15. Göttingen minipiglerinde, seri BOS örneklemesini mümkün kılan minimal invaziv bir perkütan yöntem kullanılmıştır16. Bu yöntem, lomber intervertebral boşlukların manuel olarak tanımlanmasına dayanır ve kateterizasyonun kendisi, introdüser görselleştirilmeden gerçekleştirilir. Bununla birlikte, vertebral boyuttaki anatomik farklılıklar, spinöz süreçler ve epidural yağ dokusu miktarı perkütan kateterizasyonu daha zor hale getirdiğinden, bu teknik daha büyük domuzlar için daha az uygundur15. Bu nedenle, güvenilir kateter yerleşimini sağlamak için daha büyük domuz modellerinde omurganın maruz kalmasını içeren daha invaziv yöntemler gerekebilir.

Bu yazının amacı, L4/L5 seviyesinde domuz tekal kesesine bir spinal kateter yerleştirilmesi için cerrahi prosedürü tanımlamaktır. Prosedür, deneğin konumlandırılmasını, anatomik işaretlere göre cerrahi insizyonun planlanmasını ve kateterizasyondan önce omurganın arka kemik yapılarına erişmeyi içerir.

Protokol

Denekler, Danimarka Hayvan Deneyleri Müfettişliği'nin onayı altında yerel düzenlemelere uygun olarak yerleştirildi (lisans no. 2020-15-0201-00401). Konu bilgisi: Evcil domuz, dişi, yaklaşık 40 kg, 3 aylık.

1. Denek barınma ve ameliyat öncesi oruç tutma

  1. Uygun iklimlendirmeyi sağlamak ve stresi azaltmak için işlemden en az 14 gün önce onaylanmış muhafaza kalemlerinde 12 saatlik aydınlık / karanlık döngülerde gruplar halinde denekler oluşturun17.
  2. Yetersizlik riskini azaltmak için deneklerin planlanan anesteziden 12 saat önce gıda yoksunluğu rejiminde olduğundan emin olun. Deneklerin diyeti yonca veya diğer saman türlerini içeriyorsa, mide boşalma süresini18 daha geciktirebileceğinden, işlemden 2-3 gün önce diyetten çıkarılmalıdır.

2. Anestezi ve monitörizasyon

  1. Ketamin 6.25 mg / mL, Zolazepam 6.25 mg / mL, Litamin 6.25 mg / mL, butorphanol 1.25 mg / mL ve ksilazin 6.25 mg / mL (Zoletil) karışımının 2 mL / 10 kg vücut ağırlığı intramüsküler enjeksiyonu ile deneği uyuşturun.
  2. Termoregülasyonu desteklemek için deneği bir ısıtma battaniyesinin üzerine sırtüstü pozisyonda yerleştirin.
  3. Deneği 6.5 tüp19 boyutunda entübe edin ve nemlendirilmemiş hava, 8-10 mL/kg tidal hacim ve ekspiratuar end-tidal CO2 konsantrasyonlarına göre 16-22 nefes/dk solunum hızı ile mekanik olarak havalandırın < 6.0 kPa.
    NOT: CO2 okumaları, tüpün doğru intratrakeal konumunu doğrular.
  4. % 3 -% 4 buharlaştırılmış sevofluran solunarak anesteziyi koruyun18.
  5. Anestezi sırasında kuruluğu önlemek için oftalmik merhemleri dikkatlice iki taraflı olarak uygulayın.
  6. Her 10dakikada bir kas gevşemesi ve palpebral hareketin olmadığını kontrol ederek yeterli derecede anestezi sağlayın18.
  7. Sıcaklığı izlemek ve idrarı uygun bir kateter torbasında toplamak için üretra19 yoluyla deneğin mesanesine termometreli bir mesane kateteri yerleştirin.
  8. Periferik venöz kateteri perkütan ponksiyon ile uygun bir yüzeyel kulak damarına yerleştirin ve çalışmanın sonunda sürekli salin (NaCl, %0.9) infüzyonu, ilaç infüzyonu ve ötenazi için kullanın.
  9. Perkütan bir ponksiyon yoluyla sağ femoral artere bir femoral arter kateteri (6 Fr levha) yerleştirin. Sürekli invaziv kan basıncı izleme için bu erişimi kullanın.
  10. İşlem boyunca her 5 dakikada bir deneğin yaşamsal belirtilerini izleyin.
    NOT: Hayati belirtiler nabız, sürekli invaziv arteriyel kan basıncı, intravezikal sıcaklık ve gelgit sonu CO2 konsantrasyonunu içerir.

3. Hayvan konumlandırma

  1. Deneği ameliyat masasının merkezinde yüzüstü pozisyona getirin. Herhangi bir skolyozu önlemek için deneğin omurgasının düz olduğundan emin olun.
  2. Laminalar arasındaki açılanmayı artırmak için omurganın bel yönünün altına bir kum torbası yerleştirin.
  3. Ameliyat bölgesindeki saçları bir düzeltici ile tıraş edin.
  4. İyot çözeltisini cerrahi bölgeye santrifüj şeklinde uygulayın. Tüm ameliyat bölgesi kaplanana kadar bu işlemi tekrarlayın.
  5. Nesneyi hafifçe dik konuma getirin.

4. Cerrahi ekipmanın hazırlanması

  1. Malzeme Tablosunda listelenen cerrahi ekipmanı hazırlayın.

5. Temel anatomik işaretlerin tanımlanması

  1. Deneğin lomber omurgasının her iki yanındaki iliak kresti tanımlayın ve sakrum tanımlanana kadar konturları medial olarak takip edin (Şekil 1).
  2. Sakrumun kraniyal yönü ile L6'nın spinöz süreci arasındaki orta hattaki intervertebral boşluğu tanımlayın.
  3. L6, L5 ve L4'ün dikenli süreçlerini tanımlayın (Şekil 1, Şekil 2).

6. Dikenli süreçlerin açığa çıkarılması

  1. 24 numaralı neşteri kullanarak L4-L6 spinöz süreçleri boyunca orta hat insizyonu yapın, cildi ve subkutisi kesin.
  2. Yüzeysel damarlardan ve arteriyollerden küçük kanamayı koterize etmek için bir monopolar kullanın.
  3. Kanı cerrahi bir bataklıkla silin ve aktif kanama olup olmadığını kontrol edin; Monopolar'ı buna göre kullanın.
    NOT: Hematomları önlemek için küçük kanamaları bile durdurmak önemlidir.
  4. Cerrahi ekartörü yerleştirin ve açıklığı genişletin.
  5. Dikenli süreçlere dorsal supraspinöz ligamenti tanımlayın.
  6. İnsizyonu, spinöz süreçlerin yaklaşık 1 cm'si görünene kadar spinöz süreçlerin lateral yönü boyunca monopolar ile kademeli olarak genişletin (Şekil 3).
    NOT: Prosedürü uygulayan kişi sağ elini kullanıyorsa, daha sonra tanıtıcının yerleştirilmesini kolaylaştırmak için deneğin spinöz sürecin sağ yan yönünü takip etmeyi düşünmelidir.
  7. L4 / L5 arasındaki interspinöz bağı tanımlayın (Şekil 3).
  8. Aktif kanamayı kontrol edin ve buna göre koterizasyon için monopolar uygulayın.

7. Tekal keseye erişim

  1. Manuel palpasyon ile spinöz süreçlerin laminaları arasındaki L4 / L5 intervertebral boşluğu tanımlayın.
  2. Tanıtıcıyı, eğimi ve lümeni L4/L5 intralaminar boşluğa doğru açılı bir kraniyal yönde yönlendirilecek şekilde yerleştirin (Şekil 2, Şekil 4, Şekil 5).
  3. Tanıtıcının 30° yatay ve 45° kraniyal eğimde tutulduğundan emin olun (Şekil 5).
    NOT: L4/L5 arasındaki intralaminar boşluğa doğru nişan alın.
  4. Hafif bir direnç hissedilene kadar tanıtıcıyı kademeli olarak ilerletin; Bu, ligamentum flavum'u temsil eder.
    NOT: Künt direnç hissi, introdüstratörün dikenli işlem tarafından durdurulduğunu gösterir. Böyle bir durumda, tanıtıcıyı 1 cm geri çekin ve biraz farklı bir eğimle tekrar ilerletin.
  5. Sıkı ama çok dikkatli bir baskı uygulayın ve ani bir direnç kaybı hissedilene kadar introdüseri flavum ligament boyunca mililitre mililitre ilerletin.
    NOT: Denek bel kaslarında veya arka bacaklarda motor refleksler sergiliyorsa, bunun nedeni sinir kökleri ile doğrudan temastır ve yetersiz anestezi değildir.
  6. Görünür BOS akışını kontrol etmek için trokarı çıkararak tanıtıcının her ilerlemesini takip edin.
  7. Ligamentum flavuma ve ardından dura mater'e nüfuz ettikten sonra introdüstreden BOS akışının görsel olarak onaylanmasıyla introdüstrünün spinal kanal içine doğru yerleştirildiğini onaylayın.
    NOT: BOS'un spontan akışı yavaş olabilir. Onay, tanıtıcıyı steril salinle doldurarak ve nabız atışını gözlemleyerek hızlandırılabilir.
  8. Kateteri hazırlarken aşırı BOS kaybını önlemek için trokarı introdüsere tekrar yerleştirin.

8. Kateterin tekal kese içine yerleştirilmesi

  1. Kılavuz teli kateterin içine yerleştirin.
  2. Trokarı tanıtıcıdan çıkarın.
  3. Kılavuz teli içeren kateteri, hafif bir direnç hissedilene kadar tanıtıcıya yerleştirin.
  4. Tanıtıcıdan distal olarak 5 cm ölçün ve cerrahi işaretleyici ile bir işaret koyun.
  5. Kateter tekal kese içine ilerletilirken, daha önce ölçülen işaret introdüsere ulaşana kadar hafif ama sıkı bir basınç uygulayın.
    NOT: Medüller refleksler nedeniyle, denek yeterince anestezi almasına rağmen seğirebilir/hareket edebilir.
  6. Kateteri yerinde tutarken introdüseri dikkatlice geri çekin.
    NOT: Introdüser çıkarılırken yanlış yerleştirmeyi önlemek için kateter cildin üzerinde görünür görünmez katetere sıkıca tutun.
  7. Kateteri cilt seviyesinde sıkıca tutarken kılavuz teli çıkarın (Şekil 6).
  8. Katetere 2 mL tek kullanımlık plastik şırınga takın.
  9. Kateterden BOS aspirasyonu ile omurilik kanalı içindeki yeri doğrulayın.
  10. Şırıngada BOS eksikliği olması durumunda, açıklığı sağlamak için kateteri birkaç milimetre yavaşça geri çekin.
  11. Yanlış yerleştirmeyi önlemek için spinal kateteri cerrahi ekartöre ve cilde bantla sabitleyin.

9. Lipopolisakkarit uygulaması

  1. Merkezi venöz tabakaya 400 μg E. coli lipopolisakkarit (LPS) (OH: 143) uygulayın.
  2. Bir zamanlayıcı başlatın.

10. BOS örneklemesi

  1. Toplam lökosit sayısını, BOS albüminini ve BOS IgG'yi ölçmek için takip eden 24 saat boyunca saatlik olarak BOS örnekleri alın. Her numuneye maksimum 0,5 mL BOS çizin.

11. Ötenazi

  1. Periferik venöz kateterden bir bolus pentobarbital (50 mg / kg) uygulayın.
  2. Kardiyak arrestin bir teyidi olarak solunum cihazındaki nabız, kan basıncı ve gelgit sonu CO2 konsantrasyon eğrilerini düz çizgi için gözlemleyin.

Sonuçlar

Domuzun yüzüstü konumlandırılması, bel omurlarına cerrahi erişimi optimize eder. Destekleyici kum torbalarının kullanılması, bitişik lomber spinöz süreçler arasındaki açılanmayı arttırır, böylece omurilik kanalına erişimi iyileştirir.

Bu çalışmada E. coli lipopolisakkarit ile intraventriküler inokülasyonu takiben BOS kompartmanı içindeki inflamatuar yanıtın araştırılması amaçlanmıştır. Toplam 10 domuz prosed?...

Tartışmalar

Domuzlarda sürekli BOS örneklemesi için lomber kateter yerleştirilmesi için gösterilen prosedür birkaç önemli adımı içerir. İlk olarak, başarılı bir kateterizasyon için en uygun koşulları sağlamak için doğru vertebral seviyeye maruz kalınmalıdır. Domuz omuriliği, insanlara kıyasla kaudal olarak daha fazla uzanır ve L1-L2 seviye 20'de sonlanan insan konus medullaris'in aksine, S2-S3 seviye15'e ulaşır. Sonuç ola...

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, Danimarka'daki Aalborg Üniversite Hastanesi Biyomedikal Laboratuvarı personeli tarafından paylaşılan deneyim için içten teşekkürlerimizi sunarlar.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Adjustable operating table N/AN/A
Bair Hugger heater3M B5005241003
Bair Hugger heating blanket3MB5005241003
Endotracheal tube size 6.5DVMedDVM-107860Cuffed endotracheal tube 
Euthasol Vet Dechra Veterinary Products A/S380019phentobarbital for euthanazia, 400mg/mL 
Foley Catheter 12F Becton, Dickinson and CompanyD175812ECatheter with in-built thermosensor 
Intravenous peripheral catheterAvantor BDAM381344Size G18
Intravenous sheath Coris AvantiAvanti Cordis Femoral Sheath 6F
Monopolar, ForceTriad SystemMedtronic
Plastic Syringe, 2 mL Becton, Dickinson and Company300928
Primus respirator Dräger Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthisa 
Self-retaining retractorWorld Precission Instruments501722Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt 
Silicone Lumbar Catheter incl. IntroducerIntegraNL8508330
Sterile Saline Fresnius Kabi8055411000 mL 
Sterile surgical swaps
Surgical scalpel no 24Swann Morton5.03396E+12Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24
Zoletil Vet VirbacMedical mixture for induction of anesthesia

Referanslar

  1. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
  2. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  3. Yaksh, T. L., Rudy, T. A. Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space. Physiol Behav. 17 (6), 1031-1036 (1976).
  4. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), eabd5758 (2021).
  5. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
  6. Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838 (2019).
  7. Toossi, A., et al. Comparative neuroanatomy of the lumbosacral spinal cord of the rat, cat, pig, monkey, and human. Sci Rep. 11 (1), 1955 (1955).
  8. Busscher, I., Ploegmakers, J. J. W., Verkerke, G. J., Veldhuizen, A. G. Comparative anatomical dimensions of the complete human and porcine spine. Eur Spine J. 19 (7), 1104-1114 (2010).
  9. Säteri, T., et al. Ex vivo porcine models are valid for testing and training microsurgical lumbar decompression techniques. World Neurosurg. 155, e64-e74 (2021).
  10. Yamanouchi, K., et al. Validation of a surgical drill with a haptic interface in spine surgery. Sci Rep. 13 (1), 598 (2023).
  11. Hanberg, P., Bue, M., Birke Sørensen, H., Søballe, K., Tøttrup, M. Pharmacokinetics of single-dose cefuroxime in porcine intervertebral disc and vertebral cancellous bone determined by microdialysis. Spine J. 16 (3), 432-438 (2016).
  12. Hvistendahl, M. A., et al. Cefuroxime concentrations in the anterior and posterior column of the lumbar spine - an experimental porcine study. Spine J. 22 (9), 1434-1441 (2022).
  13. Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: a novel porcine model. J Antimicrob Chemother. 79 (6), 1313-1319 (2024).
  14. Thygesen, M. M., et al. A 72-h sedated porcine model of traumatic spinal cord injury. Brain Spine. 4, 102813 (2024).
  15. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. J Neurosci Methods. 216 (1), 10-15 (2013).
  16. Bergadano, A., et al. A minimally-invasive serial cerebrospinal fluid sampling model in conscious Göttingen minipigs. J Biol Methods. 6 (1), e107 (2019).
  17. Maxwell, A. R., Castell, N. J., Brockhurst, J. K., Hutchinson, E. K., Izzi, J. M. Determination of an acclimation period for swine in biomedical research. J Am Assoc Lab Anim Sci. 63 (6), 651-654 (2024).
  18. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig Sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13 (24), 3807 (2023).
  19. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652 (2011).
  20. Grogan, J. P., Daniels, D. L., Williams, A. L., Rauschning, W., Haughton, V. M. The normal conus medullaris: CT criteria for recognition. Radiology. 151 (3), 661-664 (1984).
  21. Bessen, M. A., et al. Characterising spinal cerebrospinal fluid flow in the pig with phase-contrast magnetic resonance imaging. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 5 (2023).
  22. Weber-Levine, C., et al. Porcine model of spinal cord injury: A systematic review. Neurotrauma Rep. 3 (1), 352-368 (2022).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Lomber Spinal KateterDomuzlarBeyin Omurilik S v sSpinal Ponksiyon TeknikleriCerrahi lemBOS rneklemesiAnatomik aretlerTekal KeseSpinal Kanalnf zyon Y ntemiKlinik ncesi al malarFarmakokinetik Ara t rmaCerrahi E itimOmurilik Yaralanmas Modelleri

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Araştırma

Eğitim

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır