Este trabalho foi apoiado em parte pelo NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Merit Review Award I01 BX002356 do Departamento de Assuntos de Veteranos dos EUA; Fundação Craig H Neilsen 296749; Fundação de Investigação de Lesões Cerebrais de Indiana e Fundação de Fundação Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Estado de Indiana ISDH 13679 (XW); E a Fundação NeuroCures.

Todos os procedimentos de tratamento cirúrgico e animal foram realizados conforme aprovado pelo Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (Conselho Nacional de Pesquisa) e as Diretrizes do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Faculdade de Medicina da Universidade de Indiana. 1. Preparando o animal e realizando a Laminectomia espinhal T10 <ol><li> Esterilize os instrumentos cirúrgicos e o estabilizador da espinha do metal em uma autoclave. Limpe a mesa de operação cirúrgica. Aquecer uma almofada de aquecimento a 37 ° C. Coloque a almofada de aquecimento na mesa de operação e cubra-a com cortinas cirúrgicas estéreis. Use a técnica estéril durante toda a operação. </li><li> Use ratos adultos C57 / 6J adultos com 10 semanas de idade para este estudo. Anestesiar cada animal com uma injeção intraperitoneal (ip) de uma mistura de cetamina (87,7 mg / kg) e xilazina (12,3 mg / kg). Confirme a anestesia completa, provocando nenhuma resposta a uma estimulação de nocicepção induzida por pitada da pata. </stro<html> Ng&gt; <ol><li> Administre subcutaneamente buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), um agente analgésico e carprofeno (5 mg / kg), um fármaco antiinflamatório não esteróide. </li></ol></li><li> Raspar o cabelo sobre a coluna toracolumbar usando uma tosquinha elétrica. Esfregue a pele com solução de betadina e 70% de toalhetes de álcool. </li><li> Aplique pomada oftálmica nas córneas para proteger os olhos da secagem durante a cirurgia. </li><li> Com um bisturi, faça uma incisão da pele da linha média de 1,5 cm na parte de trás do animal para expor as lâminas vertebrais torácicas de 9 a 11. Empurre o tecido adiposo subcutâneo rostralmente. Disseca os músculos paraspinal longe dos processos espinhosos e das lâminas, em direção às facetas laterais de cada lado. </li><li> Posicione o mouse na calha em forma de U do estabilizador ( Figura 2A E 2B ). Aperte bilateralmente os braços de aço inoxidável sob as facetas expostas da vértebra T10 (G &quot;&gt; Figura 4A) e aperte usando os parafusos de polegar anexados aos braços ( Figura 2A ). </li><li> Remova o processo espinhoso T10 e a lâmina (laminectomia) utilizando um micro-rongeur que expõe a dura-máter na cobertura da medula espinhal ( Figura 4B ). </li></ol> 2. Realizando a lesão T10 Contusion usando o Impactor LISA <ol><li> Gire o botão do regulador de pressão no tanque de nitrogênio para ajustar o nitrogênio comprimido para 20 PSI ou 138 kPa ( Figura 1A ) para este estudo. NOTA: A pressão é ajustável de 10-120 PSI. Uma pressão mais alta resultará em um impacto de maior velocidade. A ponta do dispositivo SCI com um diâmetro de 1,2 mm é projetada para ratos e a ponta com um diâmetro de 2,2 mm é projetada para ratos. Ao mudar de ratos para ratos, a ponta de diâmetro maior pode ser formada adicionando um anel à ponta de metal (id 1.2 mm / od 2.2 mm). Utilizamos a ponta de 1,2 mm nos ratos SCI sTudy. Esterilize a dica SCI antes de usar. </li><li> Ligue o computador para iniciar o software. Botão 1 ( Figura 1B ) para ativar a ponta do pêndulo em uma posição completamente estendida ( Figura 3A -1 ). NOTA: A função do botão 1 é ativar ou desativar manualmente o cilindro pneumático. </li><li> Coloque o recipiente em forma de U com o mouse no palco ( Figura 2B ). Corrigir o estágio no lugar apertando os parafusos de polegar do suporte ( Figura 2B ). </li><li> Sob a zona &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (verde), defina o nível zero, com um sensor laser que mede a distância para a ponta do êmbolo totalmente estendido, clicando no botão &quot;INICIAR LEITURA&quot; ( Figura 3A ). A distância será mostrada no parâmetro &quot;Range&quot; nesta zona ( Figura 3A ). Clique no botão &quot;SET ZERO&quot; ( por exemplo, 8,951 mm, mostrado na Figura 3A ). </li><li> Pressione o botão 1 ( Figura 1B ) para retirar a ponta do impactor ( Figura 3B -1 , indicada por uma seta superior) e desbloqueie o parafuso de fixação 1 ( Figura 2B ). Puxe o parafuso na posição direita ( Figura 3B -1 , indicada por uma seta lateral) para afastar a ponta do caminho do raio laser e girar o parafuso 90 ° no sentido horário para bloquear o parafuso. </li><li> Mova o palco ajustando os micro-drivers frontal e lateral ( Figura 1C ) para apontar o feixe de laser para o centro da medula espinal dorsal exposta. Depois que a localização da lesão for direcionada, mude a distância do tecido clicando no botão &quot;INICIAR LEITURA&quot; sob o &quot;SET BJ LIGHT&quot;Zona EVEL (azul) ( Figura 3B e 3B-1 ). </li><li> Ajuste lentamente a distância entre o sensor e a medula espinhal através do microcircuito vertical ( Figura 1C ) para atingir o parâmetro de deslocamento desejado ( por exemplo, 0,500 mm, mostrado na caixa de parâmetros &quot;Lamentação&quot;) na zona &quot;SET NJ. LEI&quot; (Azul) ( Figura 3B ). <ol><li> Quando o deslocamento de lesão desejado for atingido, grave a distância do tecido ( por exemplo, 8,451 mm, mostrado na caixa de parâmetros &quot;Range&quot;) ( Figura 3B ). Defina o deslocamento desejado (Lesão) = distância da ponta (Zero) - distância do tecido (Faixa) ( Figura 3B ). Quando a lesão desejada ( p. Ex., Deslocamento de tecido de 0,500 mm) é alcançada ( Figura 3B ), clique no botão &quot;SET BUG&quot; na seção &quot;SET NJ PRIORITY&quot; paraDefinir a lesão. </li></ol></li><li> Gire o Parafuso 1 90 ° no sentido anti-horário para destravar o parafuso, empurre a ponta de impacto de volta para a trajetória do raio laser ( Figura 3C -1 , direção indicada por uma seta) e bloqueie o Parafuso 1 girando 90 ° no sentido horário. </li><li> Clique no botão Executar sob a zona vermelha &quot;RUN EXPERIMENT&quot; ( Figura 3C ) para executar o impacto. As caixas de parâmetros dentro desta zona mostrarão o (s) tempo (s) de lesão, a força (mV), a velocidade (m / s) e o deslocamento da lesão (mm) ( Figura 3C ). </li><li> Depois de todos os dados de lesões serem gravados e salvos, remova a calha em forma de U com o mouse do palco. Confirme visualmente a lesão da medula espinhal sob o microscópio cirúrgico ( Figura 4C ). </li><li> Suturar os músculos paravertebrais, fáscia superficial e pele com sutura contínua com seda 3-0 (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Inject thE animal com 1 mL de solução salina a 0,9% subcutânea para hidratação e colocá-lo em uma almofada controlada por temperatura até que a consciência completa tenha sido recuperada. Coloque o mouse em uma gaiola com comida e água acessíveis. </li><li> Para cuidados pós-operatórios, expresse manualmente a bexiga até retornar espontaneamente a veia da bexiga. Para analgesia, injete Buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / dia durante 2 dias. Se ocorrer infecção da bexiga urinária, injete Baytril (SQ, 5-10 mg / kg em 0,1 mL, 1 dose diariamente) durante 7-10 dias. Se ocorrer uma infecção regional / sistémica, injete Gentamicina (SQ, 5-8 mg / kg, diluída em 1 ml de solução salina estéril, a cada 8-12 h) durante 4 dias. </li><li> Remova os fios da sutura em 14 dias pós-SCI. </li><li> No dia 42 do pós-lesão, os camundongos serão sacrificados pela perfusão. Após a anestesia adequada como 1,2, serão perfundidos com 30 ml (0,01 M) de solução salina tamponada com fosfato (PBS) e 30 ml de paraformaldeído a 4% em PBS 0,01 M. Um centímetro da medula espinhal incluindo a lesão épicaEnter será coletado e processado para análise de seção e histológica. </li></ol>

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Christopher B. Shields, MD possui a propriedade do Louisville Injury System Apparatus (LISA) produzido pelo Louisville Impactor System, LLC.

Em 1911, Allen descreveu o primeiro modelo de queda de peso usando um peso fixo para induzir feridas nas cordas espinhais expostas dos cães 12 . Modelos de queda de peso similares foram desenvolvidos com base no modelo Allen, incluindo o pêndulo 3 , 6 , 13 , 14 da NYU / MASCIS. Além do modelo de queda de peso, outros dispositivos SCI foram criados. O modelo OSU / ESCID 5 , 7 usa um mecanismo de deslocamento de tecido para controlar a gravidade da lesão, e o modelo IH, 4 , 8 usa a força para criar um SCI graduável. Nestes sistemas, a estabilização vertebral é obtida através do aperto dos processos espinhosos rostral e caudal ao local da lesão. Esses dispositivos utilizam baixas velocidades de lesão, especificamente 0,33 a 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),E 0,13 m / s (IH). Estabilizar os processos espinhosos rostral e caudal pode causar flexibilidade da coluna vertebral e movimento da coluna durante o impacto, o que pode afetar a precisão da lesão. O método LISA tenta superar as deficiências dos modelos existentes, particularmente em relação à instabilidade da coluna vertebral e baixa velocidade de lesão. Este método usa estabilização de faceta bilateral e evita artefatos de movimento associados à lesão. Este dispositivo utiliza uma velocidade de alto impacto que pode ser ajustada entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . O sensor laser é mais avançado que o Vibrador Ling usado no modelo ESCID e mede com precisão a distância da superfície da medula espinhal sem necessidade de contato com os tecidos. O modelo foi originalmente desenvolvido para produzir um SCI de rato, e agora foi adaptado para produzir SCI em camundongos e em primatas não humanos 16 , com modificações. Espinha dA abilização reduz a variabilidade em todos os métodos de SCI experimentais, particularmente em modelos de deslocamento de tecido. O sensor de distância laser determina a magnitude do deslocamento do tecido da medula espinhal durante os movimentos respiratórios. É importante que o ponto da medula espinhal em que o laser esteja focado seja o ponto idêntico atingido pelo pêndulo. Este passo é realizado durante o passo de calibração ( Figura 3 ), quando a ponta do impactor e o raio laser estão alinhados. Uma fraqueza potencial deste modelo é que a magnitude do deslocamento do tecido é medida a partir da superfície dural. Embora a espessura da duraçao constitua uma diferença insignificante entre animais, pode haver variabilidade significativa no espaço subaracnóideo preenchido com líquido cefalorraquidiano (LCR). A variabilidade nos resultados de lesões pode ocorrer ao produzir uma lesão de contusão muito leve usando um pequeno deslocamento de tecido. Em geral, a consistência da lesão é principalmente dependenteSobre a precisão do deslocamento do tecido e também sobre a velocidade e o tempo de contato do tecido do êmbolo. A amplitude de deslocamento do tecido é ampla (precisão: 0-10 ± 0,005 mm). Com base em dados piloto anteriores e informações publicadas em roedores e primatas não humanos, um deslocamento de 20% do diâmetro ântero-posterior do SC produz um SCI suave, um deslocamento de 30-40% produz um SCI moderado e um deslocamento&gt; 50% Produz SCI severo a uma velocidade de 1 m / s. Haverá pequenas diferenças dependendo das espécies animais. O tempo de permanência é ajustável de 0 a 5 s usando um relé de tempo. Em nosso estudo, o tempo de permanência foi fixado em 300 ms. Isso pode ser facilmente ajustado para replicar os tempos de permanência de outros dispositivos SCI, incluindo os modelos NYU e IH. Em resumo, desenvolvemos um modelo baseado em deslocamento de SCI contusiva em camundongos adultos. O modelo usa um estabilizador em forma de U para estabilizar as facetas da coluna vertebral bilateral, evitando o cordãoArtefatos de movimento associados à medição guiada por laser da superfície do cabo. Este modelo pode produzir lesões de corda de alta velocidade de 0,5-2 m / s. O sensor laser é mais preciso do que o método convencional para determinar a velocidade e a distância da superfície de impacto. O modelo pode produzir lesões na medula espinhal em todos os níveis, de leve a grave. Quando modificado, este dispositivo também pode produzir lesões em ratos e animais grandes, como primatas não humanos.

A lesão da medula espinhal (SCI) mais comum ocorrendo em humanos é uma SCI 1 contundente. Para investigar os mecanismos de lesão e as várias estratégias terapêuticas que seguem a SCI, é necessário um modelo SCI contusivo preciso, consistente e reprodutível em roedores. Muitos modelos de lesões contusivas da medula espinhal com vários mecanismos de produção de lesões foram utilizados na pesquisa experimental SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Três modelos SCI contusivos - especificamente, o pêndulo 3 , 6 , o pórtico / dispositivo eletromagnético SCI (ESCID) da Universidade de Estado de Ohio (OSU), o economista de Nova Iorque (NYU) / Multicenter Animal Spyder Medical Injury Studies (MASCIS) 7 , umD o Impacto Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - são amplamente aceitos no campo de pesquisa SCI. O pêndulo NYU / MASCIS ou um equivalente produz ferimento deixando um peso fixo de diferentes alturas para a medula espinhal alvo para criar múltiplas severidades de lesões 3 , 6 . O OSU / ESCID causa lesão ao induzir o deslocamento do tecido 5 , 7 . O pêndulo IH produz lesões aplicando diferentes forças na medula espinhal 4 , 8 . Cada impactor usa uma velocidade diferente, que é um parâmetro importante que influencia os resultados de lesões. O aparelho NYU / MASCIS gera velocidades variando de 0,33-0,9 m / s. O dispositivo IH possui uma velocidade máxima de 0,13 m / s 4 . O pêndulo OSU / ESCID tem uma velocidade fixa de 0,148 m / s 5 . Notavelmente, as velocidades doSe modelos são inferiores aos observados em velocidades clínicas, que normalmente excedem 1,0 m / s 9 . Aqui, apresentamos um novo dispositivo SCI contundente baseado em deslocamento, denominado Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA), para produzir SCI em camundongos com alta velocidade de impacto 10 . Este sistema inclui um estabilizador vertebral, que estabiliza firmemente a vértebra no local da lesão, permitindo a produção de uma SCI constante e reprodutível. O sensor laser do dispositivo garante a determinação precisa do deslocamento do tecido e a gravidade resultante do SCI. A velocidade do êmbolo no ponto de contato com a medula espinhal pode ser ajustada de 0,5 a 2 m / s. Estes parâmetros de lesão replica de perto a SCI traumática vista clinicamente.

<table><tbody><tr><td>Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td><td>Anesthetic agent</td></tr><tr><td>Buprenorphine(0.03 mg/mL)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Pain relief agent</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>antibiotic agent</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Dukal Gauze Sponges</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>for sterilizing skin</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td></tr><tr><td>10 mL Syringe</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>for saline injection</td></tr><tr><td>Artificial Tears Eye Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>provent eyes from dry</td></tr><tr><td>Antiobiotic Ointment</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>provent surgery cut from infection</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Instrument Sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>for sterilizing surgery tool</td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>grasp tissue</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Scalpel Blade #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>skin cut</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>stop bleeding</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminectomy</td></tr><tr><td>Agricola Retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>keep the surgery view open</td></tr><tr><td>Fine scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>for muscle seperated from spine</td></tr><tr><td>Sterile sutures</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>skin closure</td></tr><tr><td>Mouse Vertebral stabilizer</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Stabilize and expose the vertebra</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td></tr></tbody></table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

A produção de uma lesão contusiva consistente e reprodutível da medula espinhal (SCI) é fundamental para minimizar as variações comportamentais e histológicas entre animais experimentais. Vários modelos SCI contusivos foram desenvolvidos para produzir lesões usando diferentes mecanismos. A gravidade do SCI é baseada na altura que um determinado peso cai, a força de lesão ou o deslocamento da medula espinhal. No presente estudo, apresentamos um novo dispositivo SCI contundente para o mouse, o pêndulo do Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA), que pode criar uma SCI com base em deslocamento com alta velocidade de lesão e precisão. Este sistema utiliza sensores de distância laser combinados com software avançado para produzir lesões graduadas e altamente reprodutíveis. Realizamos um SCI contusivo no 10º nível vertebral torácico (T10) em camundongos para demonstrar o procedimento passo a passo. O modelo também pode ser aplicado nos níveis cervical e lombar da coluna vertebral.

Este dispositivo consiste em cinco componentes principais: (1) um corpo com uma ponta do impactor ( Figura 1C ), (2) um computador com software ( Figura 1B ), (3) uma caixa de controle elétrico ( Figura 1B ), (4) a Estabilizador vertebral ( Figura 2A ) e (5) ar comprimido para o sistema de controle pneumático ( Figura 1A ). Para induzir o deslocamento preciso do tecido, o sistema depende de um sensor laser para medir a distância entre a ponta do êmbolo totalmente estendida e a superfície dorsal da medula espinhal direcionada. O software leva em conta a espessura de 4 mm da ponta devido ao fato de o raio laser atingir a superfície refletiva do pêndulo ( Figura 2B e Figura 3A -1 ). Existem duas posições nas quais a ponta do êmbolo pode ser colocada: (1) iN o caminho do raio laser ( Figura 3A -1 ) ou (2) em uma posição lateral longe do raio laser ( Figura 3B -1 ). Quando o êmbolo está no caminho do raio laser ( Figura 3A -1 ), mede a distância da ponta do impactor e monitora a velocidade da ponta do impactador durante o movimento entre a extensão e a retração. Quando o êmbolo está na posição lateral longe do caminho do raio laser ( Figura 3B -1 ), a distância entre o laser e a medula espinal é medida. A estabilização da vértebra T10 usando nosso estabilizador vertebral é um componente integral do procedimento ( Figura 2A ) 10 , 11 . Medições de distância confiáveis ​​usando o sensor laser dependem da sCapacidade do alvo, que pode ser distorcida se o movimento estiver presente. Para determinar a precisão e consistência deste sistema, 8 camundongos foram submetidos a lesões de deslocamento de 0,5 mm. Estes animais mostraram uma variabilidade de deslocamento de ± 0,001 mm (± DP), indicando que o sistema é altamente preciso e reprodutível. A Figura 4 demonstra a vértebra alvo imobilizada no estabilizador ( Figura 4A ) e a medula espinal T10 exposta antes ( Figura 4B ) e após a contusão ( Figura 4C ) sob um microscópio cirúrgico. A pressão do ar comprimido controla a velocidade do pêndulo no momento da lesão. Nossos dados demonstram que a velocidade do impacto é de 0,81 ± 0,0345 m / s (média ± DP) a uma pressão de 138 kPa. O botão ( Figura 1B ) nos controles da caixa elétricaA duração do contato da ponta-cabo (tempo de permanência) após a lesão e pode ser ajustada entre 0 e 5,000 ms. O tempo de permanência do cabo da ponta na maioria dos experimentos é ajustado em 0,32 ± 0,0147 s (média ± DP) ( Figura 5 ). Utilizando este dispositivo, podem ser produzidas lesões contusivas dependentes da gravidade com deslocamentos de tecido de 0 mm (controle simulado), 0,2 mm (lesão leve), 0,5 mm (lesão moderada) e 0,8 mm (lesão grave) em camundongos adultos ( Figura 6 ). <img alt="figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Figura 1: O Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA). ( A ) O sistema consiste em um pêndel, um sistema de controle e uma fonte de ar comprimido. ( B ) O sistema de controle inclui uma caixa de controle e um computador laptop. O software e os botões de controle da caixa de controle permitem que o usuário estabeleçaParâmetros de lesões. ( C ) O sensor laser é o componente-chave do dispositivo e mede a posição do alvo de lesão, a distância da medula espinhal ao sensor e a velocidade de lesão. O rápido movimento para baixo e para cima da ponta de impacto é alimentado por ar comprimido. A localização da lesão e a gravidade do deslocamento do tecido são ajustadas por microdrivers, que controlam o movimento em três dimensões. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Figura 2: O estabilizador e o suporte do mouse. ( A ) O estabilizador da coluna consiste em uma calha em forma de U e dois braços metálicos para manter a vértebra do mouse. ( B ) O estabilizador é montado no dispositivo do impactor. TA linha vermelha indica o caminho do raio laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Figura 3: Método para produzir uma SCI contundente. ( A - C ) O software da Interface Gráfica do Usuário (GUI) com três parâmetros / zonas de lesão são mostrados. ( A , A-1 ) A zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra a distância da ponta do êmbolo. A linha vermelha indica o caminho do feixe de laser. ( B , B-1 ) A zona azul é usada para ajustar o nível de lesão (SET NJ. LEÃO). O pêndulo é levantado e movido lateralmente para o lado direito para permitir que o raio laser atinja a superfície dorsal da medula espinhal para ajustar o nível zero. A linha vermelha indica o laser b<html> Eam caminho. ( C , C-1 ) Antes do impacto, a ponta é movida de volta para o caminho do raio laser para executar a lesão (RUN). Os parâmetros de lesão estão sob a zona vermelha (RUN EXPERIMENT). A linha vermelha indica o caminho do feixe de laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Figura 4: exposição e avaliação de lesões. ( A ) Os braços metálicos do estabilizador da coluna estabilizam a vértebra T10. ( B ) laminectomia T10 para expor a medula espinhal, com os vasos dorsais claramente vistos. ( C ) A contusão induzida pelo impacto (flecha) na superfície dorsal da medula espinal confirma a lesão. Barra de escala = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Figura 5: Parâmetros de lesão. Os parâmetros consistentes de lesão incluem deslocamento de tecido (mm), velocidade de lesão (m / s) e tempo (s) de espera da ponta. N = 8, média ± DP. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Figura 6: Avaliação histológica. As secções transversais representativas das cordas espinhais, coradas com Cresyl Violet e Eosin, mostram lesões dependentes da gravidade e deslocamento após ( A ) farsa (0 mm), ( B ) leve (0,2 mm), ( C </stronG&gt;) moderadas (0,5 mm) e ( D ) graves (0,8 mm) contusivos SCIs em T10 usando o dispositivo LISA. As imagens foram tiradas no epicentro das lesões. Barra de escala = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Apresentamos um modelo de lesão medular contundente baseado em deslocamento de tecido que pode produzir uma lesão contundente consistente da medula espinhal em camundongos adultos.

Um Modelo de Lesão Medular Contusiva Baseado em Cilindrada de Tecidos em Ratos

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K visualizações.  Indiana University School of Medicine.  Apresentamos um modelo de lesão medular contundente baseado em deslocamento de tecido que pode produzir uma lesão contundente consistente da medula espinhal em camundongos adultos. 

Vídeo: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Um Modelo contundente de lesão da medula espinhal cervical unilateral Usando o Impactor horizonte infinito

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Medicina

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlada por laceração do colo do útero em camundongos

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Fórceps Modelo de Lesão Medular Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

A Neonatal do rato Spinal Cord Injury Compression Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Indução da lesão da medula espinhal tipo transssecção completa em camundongos

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neurociência

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Estabelecendo um Modelo de Lesão da Medula Espinhal por Contusão de Camundongo Baseado em uma Técnica Minimamente Invasiva

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Estabelecimento do Modelo de Síndrome do Cordão Central em Camundongos C57BL/6J

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

Um dispositivo de contusão de lesão medular para modelos precisos de mouse

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Autor em destaque: Insight sobre inovações na pesquisa de lesões na medula espinhal

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Impactor Automatizado para Modelo de Lesão Medular Contusão em Camundongos

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

Um Modelo de Lesão Medular Contusiva Baseado em Cilindrada de Tecidos em Ratos

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