Questo lavoro è stato sostenuto in parte da NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Premio Merit Review I01 BX002356 del Dipartimento degli Affari Esteri degli Stati Uniti; Fondazione Craig H Neilsen 296749; Indiana Spinal Cord e Brain Injury Research Foundation e Mari Hulman George Funds Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Lo stato dell&#39;Indiana ISDH 13679 (XW); E la NeuroCures Foundation.

Tutte le procedure chirurgiche e di manipolazione degli animali sono state eseguite come approvato nell&#39;ambito della Guida per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio (National Research Council) e le linee guida della commissione istituzionale per la cura e l&#39;uso degli animali della Scuola di medicina dell&#39;Indiana. 1. Preparazione dell&#39;animale e esecuzione della laminactomia spinale T10 <ol><li> Sterilizzare gli strumenti chirurgici e lo stabilizzatore della spina metallica in un autoclave. Pulire la tabella operativa chirurgica. Scaldare un tappetino di riscaldamento a 37 ° C. Posizionare il riscaldatore sul tavolo operatorio e coprirlo con drappi chirurgici sterili. Utilizzare la tecnica sterile durante l&#39;operazione. </li><li> Usa i topi giovani C57 / 6J adulti di sesso femminile a 10 settimane per questo studio. Anestetizzare ogni animale con un&#39;iniezione intraperitoneale (ip) di una miscela di ketamina (87,7 mg / kg) e xilazina (12,3 mg / kg). Confermare l&#39;anestesia completa non generando alcuna risposta a una stimolazione di nociception indotta da pizzicotto. </stro<html> ng&gt; <ol><li> Somministrare somministrato buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), un agente analgesico e carprofene (5 mg / kg), un farmaco antinfiammatorio non steroideo. </li></ol></li><li> Rasare i capelli sopra la colonna vertebrale toracolombare usando un tagliatore elettrico. Scrub la pelle con soluzione betadina e 70% di alcool. </li><li> Applicare unguento oftalmico alle cornee per proteggere gli occhi dall&#39;asciugare durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Con un bisturi, fai un&#39;incisione della pelle mediana di 1,5 cm sulla parte posteriore dell&#39;animale per esporre le lamelle vertebrali toraciche da 9 a 11 ° . Spingere il tessuto adiposo sottocutaneo rostrally. Disseccare i muscoli paraspinali lontano da processi spinosi e lamelle, verso le facce laterali da ogni lato. </li><li> Posizionare il mouse sul fondello a forma di U dello stabilizzatore ( Figura 2A E 2B ). Bloccare bilateralmente le braccia dell&#39;acciaio inossidabile sotto le facce esposte della vertebra T10 (G &quot;&gt; Figura 4A) e serrare con le viti del pollice fissate ai bracci ( Figura 2A ). </li><li> Rimuovere il processo spinoso T10 e la lamina (laminectomia) usando un micro-rongeur che espone il dura mater sul sovrastante il midollo spinale ( Figura 4B ). </li></ol> 2. Eseguire la ferita di contusione T10 utilizzando l&#39;Impactor LISA <ol><li> Ruotare la manopola del regolatore di pressione sul serbatoio di azoto per impostare l&#39;azoto compresso a 20 PSI o 138 kPa ( Figura 1A ) per questo studio. NOTA: La pressione è regolabile da 10 a 120 PSI. Una maggiore pressione comporterà un impatto maggiore. La punta del dispositivo SCI con un diametro di 1,2 mm è progettata per i topi e la punta con un diametro di 2,2 mm è progettata per i ratti. Quando si cambia da topi ai ratti, la punta di diametro maggiore può essere formata aggiungendo un anello alla punta metallica (id 1.2 mm / da 2.2 mm). Abbiamo usato la punta da 1,2 mm in questi topi SCI study. Sterilizzare la punta SCI prima dell&#39;uso. </li><li> Accendere il computer per avviare il software. Pulsante 1 ( Figura 1B ) per attivare la punta dell&#39;impulso in una posizione completamente estesa ( Figura 3A -1 ). NOTA: la funzione del pulsante 1 è quella di attivare o disattivare manualmente il cilindro pneumatico. </li><li> Posizionare il contenitore a forma di U con il mouse sul palco ( figura 2B ). Fissare lo stadio in posizione stringendo le viti del montante ( figura 2B ). </li><li> Sotto la zona &quot;SET ZERO LEVEL&quot; (verde), impostare il livello di zero, con un sensore laser che misura la distanza dalla punta dello stantuffo completamente esteso, facendo clic sul pulsante &quot;START READING&quot; ( Figura 3A ). La distanza verrà visualizzata nel parametro &quot;Campo&quot; in questa zona ( Figura 3A ). Fai clic sul pulsante &quot;SET ZERO&quot; ( ad esempio, 8.951 mm, mostrato in Figura 3A ). </li><li> Premere il pulsante 1 ( Figura 1B ) per ritirare la punta dell&#39;impulso ( Figura 3B -1 , indicata da una freccia superiore) e sbloccare la vite di fissaggio ( figura 2B ). Tirare la vite nella posizione giusta ( Figura 3B -1 , indicata da una freccia laterale) per spostare la punta dal percorso del fascio laser e ruotare la vite 90 ° in senso orario per bloccare la vite. </li><li> Spostare il palco regolando i micro-driver frontali e laterali ( Figura 1C ) per orientare il raggio laser sul centro del dorsale spinale esposto. Dopo aver individuato la posizione del pregiudizio, misurare la distanza del tessuto facendo clic sul pulsante &quot;INIZIO LETTURA&quot; sotto &quot;SET INJURY LEVEL &quot;(blu) ( Figura 3B e 3B-1 ). </li><li> Regolare lentamente la distanza tra il sensore e la spina dorsale tramite il microcircuito verticale ( Figura 1C ) per raggiungere il parametro di spostamento desiderato ( ad es. 0,500 mm, indicato nella casella dei parametri &quot;Injury&quot;) nella zona &quot;SET INJURY LEVEL&quot; (Azzurro) ( figura 3B ). <ol><li> Quando si raggiunge lo spostamento desiderato, registrare la distanza del tessuto ( es. 8.451 mm, indicata nella casella dei parametri &quot;Range&quot;) ( figura 3B ). Definire lo spostamento desiderato (lesione) = distanza della punta (Zero) - distanza del tessuto (intervallo) ( Figura 3B ). Quando si raggiunge il pregiudizio desiderato ( ad esempio, lo spostamento dei tessuti di 0,500 mm) ( Figura 3B ), fare clic sul pulsante &quot;SET JURISTY&quot; sotto la &quot;SET INJURY LEVEL&quot;Impostare il pregiudizio. </li></ol></li><li> Ruotare la vite 1 90 ° in senso antiorario per sbloccare la vite, spingere la punta di impatto nella traiettoria del fascio laser ( figura 3C -1 , direzione indicata da una freccia) e bloccare la vite 1 ruotandola 90 ° in senso orario. </li><li> Fare clic sul pulsante Esegui sotto la zona rossa &quot;RUN EXPERIMENT&quot; ( Figura 3C ) per eseguire l&#39;impatto. Le caselle dei parametri in questa zona mostreranno i tempi di lesione, la forza (mV), la velocità (m / s) e lo spostamento delle lesioni (mm) ( figura 3C ). </li><li> Dopo che tutti i dati di lesione sono registrati e salvati, togliere il tappo a forma di U con il mouse dalla scena. Confermare visivamente la lesione del midollo spinale sotto un microscopio chirurgico ( Figura 4C ). </li><li> Sutura i muscoli paravertebrali, fascia superficiale e la pelle utilizzando sutura continua con seta 3-0 (Henry Schein, 776-SK). </li><li> Iniettare il thE animale con 1 ml di 0,9% salina subcutanea per l&#39;idratazione e collocarlo su un tampone controllato a temperatura fino a quando non è stata ripresa la piena coscienza. Posizionare il mouse in una gabbia con cibo e acqua accessibili. </li><li> Per la cura post-operatoria, esprimere manualmente la vescica fino a quando il ritorno vomito spontaneo della vescica. Per analgesia, iniettare Buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 ore / giorno per 2 giorni. Se si verifica un&#39;infezione della vescica urinaria, iniettare Baytril (SQ, 5-10 mg / kg in 0,1 mL, 1 dose al giorno) per 7-10 giorni. Se si verifica un&#39;infezione regionale / sistemica, iniettare Gentamycin (SQ, 5-8 mg / kg, diluito in 1 ml di soluzione salina sterile ogni 8-12 h) per 4 giorni. </li><li> Rimuovere i fili di sutura a 14 giorni dopo SCI. </li><li> Nel 42 ° giorno dopo l&#39;infortunio, i topi saranno sacrificati per perfusione. Dopo un&#39;adeguata anestesia come 1,2, essi saranno perfusi con 30 ml di soluzione salina fosforata (PBS) e 30 ml di 4% di paraformaldeide in 0.01 M PBS. Un centimetro del midollo spinale incluso l&#39;epico lesioneEntrare verrà raccolto e elaborato per la sezione e l&#39;analisi istologica. </li></ol>

<ol>
	<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+models.">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li><li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+in+the+rat:+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment.">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li><li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat.">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li><li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury:+Characterization+of+a+force-defined+injury+device.">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li><li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury:+a+dynamic+and+verifiable+injury+device.">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li><li>Young, W., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MASCIS+spinal+cord+contusion+model.">MASCIS spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 411-422 (2009).</li><li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ohio+State+University+ESCID+spinal+cord+contusion+model.">The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 433-448 (2009).</li><li>Scheff, S., Roberts, K. N., Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infinite+Horizon+spinal+cord+contusion+model.">Infinite Horizon spinal cord contusion model.</a> Animal Models of Acute Neurological Injuries. , 423-433 (2009).</li><li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biomechanics+of+spinal+injuries.">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences.">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li><li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury.">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li><li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery+of+experimental+lesion+of+spinal+cord+equivalent+to+crush+injury+of+fracture+dislocation+of+spinal+column.+A+preliminary+report.">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li><li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse.">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li><li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat.">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li><li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice.">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li><li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey.">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li></ol>

Christopher B. Shields, MD ha la proprietà del Louisville Injury System Apparatus (LISA) prodotto da Louisville Impactor System, LLC.

Nel 1911, Allen descrisse il primo modello di caduta di peso usando un peso fisso per indurre lesioni sui cavi spinali esposti dei cani 12 . Modelli di goccia di peso simili sono stati sviluppati in base al modello Allen, incluso l&#39;impatto dell&#39;impulso NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . Oltre al modello di drop weight, sono stati creati altri dispositivi SCI. Il modello OSU / ESCID 5 , 7 utilizza un meccanismo di spostamento dei tessuti per controllare la gravità del pregiudizio e il modello IH 4 , 8 utilizza la forza per creare un SCI graduabile. In questi sistemi, la stabilizzazione vertebrale è ottenuta bloccando i processi spinosi rostral e caudali al sito di lesioni. Questi dispositivi utilizzano basse velocità di lesioni, in particolare 0,33-0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),E 0,13 m / s (IH). Stabilizzare i processi spinosi rostrali e caudali possono causare flessibilità della colonna vertebrale e spine durante l&#39;impatto, che possono influenzare l&#39;accuratezza dei lesioni. Il metodo LISA tenta di superare le carenze dei modelli esistenti, in particolare per quanto riguarda l&#39;instabilità della colonna vertebrale e la bassa velocità di lesione. Questo metodo utilizza la stabilizzazione bilaterale delle facce e evita gli artefatti di movimento associati al pregiudizio. Questo dispositivo utilizza una velocità ad alta impatto che può essere impostata tra 0,5-2 m / s 11 , 15 . Il sensore laser è più avanzato del Vibrator Ling utilizzato nel modello ESCID e misura esattamente la distanza dalla superficie del midollo spinale senza richiedere alcun contatto tissutale. Il modello è stato originariamente sviluppato per produrre un ratto SCI ed è stato adattato per produrre SCI sui topi e sui primati non umani 16 con modifiche. Colonna vertebraleL&#39;abilizzazione riduce la variabilità in tutti i metodi sperimentali SCI, in particolare nei modelli di spostamento dei tessuti. Il sensore di distanza laser determina la grandezza dello spostamento del midollo spinale durante i movimenti respiratori. È importante che il punto del midollo spinale in cui il laser sia concentrato dovrebbe essere il punto identico colpito dall&#39;impulso. Questo passaggio viene eseguito durante la fase di calibrazione ( Figura 3 ), quando la punta dell&#39;impulso e il raggio laser sono allineati. Una potenziale debolezza di questo modello è che la grandezza dello spostamento dei tessuti è misurata dalla superficie dura. Sebbene lo spessore della dura costituisca una differenza trascurabile tra gli animali, può esistere una variabilità significativa nello spazio subaracnoideo pieno di fluido cerebrospinale (CSF). La variabilità nei risultati di lesioni può verificarsi quando si produce una ferita di contusione molto lieve usando un piccolo spostamento dei tessuti. Nel complesso, la coerenza del pregiudizio dipende prevalentemente dall&#39;altoSulla precisione dello spostamento dei tessuti e anche sulla velocità e sul tempo di contatto del tessuto dello stantuffo. La portata dello spostamento dei tessuti è ampia (precisione: 0-10 ± 0.005 mm). Sulla base dei dati pilota precedenti e delle informazioni pubblicate su roditori e primati non umani, uno spostamento del 20% del diametro anteroposteriore della SC produce un leggero SCI, uno spostamento del 30-40% produce un SCI moderato e uno spostamento&gt; 50% Produce gravi SCI ad una velocità di 1 m / s. Ci saranno delle lievi differenze a seconda delle specie animali. Il tempo di sosta è regolabile da 0 a 5 s utilizzando un relè tempo. Nel nostro studio, il tempo di dimora è stato impostato a 300 ms. Questo può essere facilmente regolato per replicare i tempi di attesa di altri dispositivi SCI, inclusi i modelli NYU e IH. In sintesi, abbiamo sviluppato un modello basato sullo spostamento di SCUS contusivo nei topi adulti. Il modello utilizza uno stabilizzatore a forma di U per stabilizzare le sfaccettature laterali bilaterali evitando il cavoManufatti di movimento associati alla misura guidata dal laser della superficie del cavo. Questo modello può produrre lesioni a corda ad alta velocità da 0,5-2 m / s. Il sensore laser è più preciso del metodo convenzionale per determinare la velocità e la distanza dalla superficie di impatto. Il modello può produrre lesioni del midollo spinale a tutti i livelli, da lievi a gravi. Quando modificato, questo dispositivo può anche causare lesioni nei ratti e negli animali di grandi dimensioni come i primati non umani.

Il più comune lesione del midollo spinale (SCI) che si verifica negli esseri umani è un SCI 1 contusivo. Per studiare i meccanismi di lesione e le varie strategie terapeutiche a seguito di SCI, è necessario un modello SCI contusivo preciso, coerente e riproducibile nei roditori. Molti modelli di lesioni del contusivo del midollo spinale con vari meccanismi di produzione di lesioni sono stati utilizzati nella ricerca sperimentale SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Tre modelli contusivi SCI - in particolare, l&#39;impatto di misura di 3 ( 6 ) dell&#39;Università di New York (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS), l&#39;impulso di impulso dell&#39;Università di Stato dell&#39;Ohio (OSU) e il dispositivo SCI (ESCID) elettromagnetico 5 , 7 , unD l&#39;impatto di impulso Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - sono ampiamente accettati nel campo della ricerca SCI. Il misuratore NYU / MASCIS o un equivalente produce lesioni, riducendo un peso fisso da diverse altezze sul midollo spinale di destinazione per generare più severità di lesioni 3 , 6 . L&#39;OSU / ESCID provoca lesioni inducendo lo spostamento dei tessuti 5 , 7 . L&#39;impatto a impatto IH produce ferite applicando forze diverse al midollo spinale 4 , 8 . Ogni imputatore utilizza una velocità diversa, che è un parametro importante che influenza i risultati del pregiudizio. L&#39;apparecchio NYU / MASCIS genera velocità che vanno da 0,33-0,9 m / s. Il dispositivo IH ha una velocità massima di 0,13 m / s 4 . Il dispositivo di impatto OSU / ESCID ha una velocità fissa di 0,148 m / s 5 . In particolare, le velocità delSe i modelli sono inferiori a quelli osservati nelle velocità cliniche, che di solito superano 1,0 m / s 9 . Qui introduciamo un dispositivo SCI contusivo basato sullo spostamento, chiamato l&#39;apparato di sistema di lesioni di Louisville (LISA), per produrre SCI nei topi con una velocità di impatto elevata 10 . Questo sistema include uno stabilizzatore vertebrale, che stabilizza saldamente la vertebra nel luogo di lesioni, consentendo la produzione di un SCI costante e riproducibile. Il sensore laser del dispositivo assicura la precisa determinazione dello spostamento dei tessuti e la conseguente gravità dello SCI. La velocità dello stantuffo al punto di contatto con il midollo spinale può essere regolata da 0,5 a 2 m / s. Questi parametri di lesione strettamente replicano SCI traumatico visto clinicamente.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="928">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine (7.2mg/ml)/Xylazine (0.475mg/ml)/Acepromazine</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947</td>
			<td style="width:247px;">Anesthetic agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Buprenorphine(0.03mg/ml)</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-891-9756</td>
			<td>Pain relief agent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofen</td>
			<td style="width:219px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-844-7425</td>
			<td>antibiotic agent</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Purdue Products Betadine Surgerical Scrub</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">19-027132</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dukal Gauze Sponges</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">22-415-490</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Decon Ethanol 200 Proof</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">04-355-450</td>
			<td>for sterilizing skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1ml NORM-JECT</td>
			<td style="width:219px;">HENKE SASS WOLF</td>
			<td style="width:248px;">D-78532</td>
			<td>for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10ml Syringe</td>
			<td style="width:219px;">TERUMO</td>
			<td style="width:248px;">REF SS-10L</td>
			<td>for saline injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Artificial Tears Eye Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-870-5261</td>
			<td>provent eyes from dry</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Antiobiotic Ointment</td>
			<td style="width:219px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:248px;">07-877-0876</td>
			<td>provent surgery cut from infection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton Tipped Applicators</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:248px;">1006015</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Instrument Sterilizer</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">18000-50</td>
			<td>for sterilizing surgery tool</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine Forceps</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">11223-20</td>
			<td>grasp tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">10003-12</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpel Blade #15</td>
			<td style="width:219px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:248px;">10015-00</td>
			<td>skin cut</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Hemostat</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">13004-14</td>
			<td>stop bleeding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rongeur</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">16021-14</td>
			<td>laminectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agricola Retractor</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">17005-04</td>
			<td>keep the surgery view open</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fine scissors</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">14040-10</td>
			<td>for muscle seperated from spine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile sutures</td>
			<td style="width:219px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:248px;">12051-10</td>
			<td>skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Vertebral stabilizer</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Stabilize and expose the vertebra</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">LISA</td>
			<td style="width:219px;">Louisville Impactor System</td>
			<td style="width:248px;">N/A</td>
			<td style="width:247px;">Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model in mice

Produzione di una lesione del midollo spinale contusivo coerente e riproducibile (SCI) è fondamentale per ridurre al minimo le variabilità comportamentali ed istologiche tra animali sperimentali. Sono stati sviluppati diversi modelli di contusive SCI per produrre lesioni con meccanismi diversi. La gravità dello SCI si basa sull&#39;altezza che viene lasciato cadere un dato peso, la forza di lesioni o lo spostamento del midollo spinale. Nello studio in corso, abbiamo introdotto un nuovo dispositivo SCI a contusivo del mouse, l&#39;impatto dell&#39;impatto dell&#39;impianto di lesioni di Louisville (LISA), che può creare un SCI a base di spostamento con elevata velocità e precisione di lesioni. Questo sistema utilizza sensori di distanza laser combinati con software avanzato per produrre lesioni classificate e altamente riproducibili. Abbiamo eseguito un SCI contusivo al 10 ° livello toracico vertebrale (T10) nei topi per dimostrare la procedura passo-passo. Il modello può essere applicato anche ai livelli spinali cervicali e lombari.

Questo dispositivo è costituito da cinque componenti principali: (1) un corpo con una punta di impatto ( figura 1C ), (2) un computer con software ( figura 1B ), (3) una scatola di controllo elettrica ( figura 1B ), (4) Stabilizzatore vertebrale ( figura 2A ), e (5) aria compressa per il sistema di controllo pneumatico ( figura 1A ). Per indurre un preciso spostamento dei tessuti, il sistema si basa su un sensore laser per misurare la distanza tra la punta del pistoncino completamente estesa e la superficie dorsale del midollo spinale. Il software tiene conto dello spessore di 4 mm della punta per il fatto che il raggio laser raggiunge solo la superficie riflettente dell&#39;impulso ( figura 2B e figura 3A -1 ). Ci sono due posizioni in cui può essere posizionata la punta dello stantuffo: (1) iN il percorso del fascio laser ( figura 3A -1 ) o (2) in posizione laterale lontano dal fascio laser ( figura 3B -1 ). Quando lo stantuffo è nel percorso del fascio laser ( Figura 3A -1 ), misura la distanza dalla punta dell&#39;impulso e controlla la velocità della punta dell&#39;impulso durante il movimento tra estensione e retrazione. Quando lo stantuffo è in posizione laterale lontano dal percorso del fascio laser ( figura 3B -1 ), viene misurata la distanza tra il laser e il midollo spinale. La stabilizzazione della vertebra T10 usando il nostro stabilizzatore vertebrale è una componente integrale della procedura ( Figura 2A ) 10 , 11 . Le misurazioni affidabili di distanza usando il sensore laser dipendono dalle sLa tattività dell&#39;obiettivo, che può essere distorta se il movimento è presente. Per determinare l&#39;accuratezza e la coerenza di questo sistema, 8 topi sono stati sottoposti a lesioni di spostamento da 0,5 mm. Questi animali hanno mostrato una variabilità di spostamento di ± 0,001 mm (± SD), indicando che il sistema è altamente preciso e riproducibile. La Figura 4 mostra la vertebra bersaglio immobilizzata nello stabilizzatore ( Figura 4A ) e il midollo spinale T10 esposto prima ( Figura 4B ) e dopo ( Figura 4C ) contusione sotto un microscopio chirurgico. La pressione dell&#39;aria compressa controlla la velocità dell&#39;impatto sul momento dell&#39;infortunio. I nostri dati dimostrano che la velocità di impatto è di 0,81 ± 0,0345 m / s (media ± SD) ad una pressione di 138 kPa. La manopola ( figura 1B ) sui comandi della scatola elettricaLa durata del contatto del cavo di punta (tempo di permanenza) a seguito della lesione e può essere regolata tra 0 e 5.000 ms. Il tempo di spostamento del cavo di punta nella maggior parte degli esperimenti è impostato a 0,32 ± 0,0147 s (media ± SD) ( Figura 5 ). Utilizzando questo dispositivo, lesioni contusive dipendenti da gravità possono essere prodotte con movimenti di tessuto di 0 mm (controllo sham), 0,2 mm (lesioni lievi), 0,5 mm (lesioni moderate) e 0,8 mm (lesioni gravi) nei topi adulti ( Figura 6 ). <img alt="Figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" /> Figura 1: Apparecchio di sistema di lesioni di Louisville (LISA). ( A ) Il sistema è costituito da un impatto, un sistema di controllo e una sorgente di aria compressa. ( B ) Il sistema di controllo comprende una scatola di controllo e un computer portatile. I pulsanti software e di controllo della casella di controllo consentono all&#39;utente di stabilireParametri di lesione. ( C ) Il sensore laser è il componente chiave del dispositivo e misura la posizione del bersaglio di lesioni, la distanza dal midollo spinale al sensore e la velocità di infortunio. Il movimento veloce e rapido della punta di impatto è alimentato da aria compressa. La posizione del danno e la gravità dello spostamento del tessuto sono regolati da microdrivers, che controllano il movimento in tre dimensioni. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" /> Figura 2: Lo stabilizzatore e il supporto del mouse. ( A ) Lo stabilizzatore della colonna è costituito da un vano a forma di U e due bracci metallici per contenere la vertebra del mouse. ( B ) Lo stabilizzatore è quindi montato sul dispositivo di impatto. TLa linea rossa indica il percorso del fascio laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" /> Figura 3: Metodo per la produzione di un SCI contusivo. ( A - C ) Viene visualizzato il software GUI (Graphical User Interface) con tre parametri / zone di lesioni. ( A , A-1 ) La zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra la distanza della punta dello stantuffo. La linea rossa indica il percorso del fascio laser. ( B , B-1 ) La zona blu viene utilizzata per impostare il livello di lesioni (SET LIVELLO DI LAVORO). L&#39;impatto viene sollevato e spostato lateralmente al lato destro per consentire al raggio laser di raggiungere la superficie dorsale del midollo spinale per impostare il livello di zero. La linea rossa indica il laser b<html> Percorso EAM. ( C , C-1 ) Prima dell&#39;impatto, la punta viene spostata indietro sul percorso del raggio laser per eseguire la lesione (RUN). I parametri di lesione sono sotto la zona rossa (RUN EXPERIMENT). La linea rossa indica il percorso del fascio laser. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" /> Figura 4: Esposizione e valutazione delle lesioni. ( A ) Le braccia metalliche dello stabilizzatore della colonna stabilizzano la vertebra T10. ( B ) T10 laminectomia per esporre il midollo spinale, con le vasi dorsali chiaramente visibili. ( C ) La contusione indotta dall&#39;impatto (freccia) sulla superficie dorsale del midollo spinale conferma la lesione. Barra di scala = 2 mm.G4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" /> Figura 5: Parametri di infortunio. I parametri di lesione coerenti includono lo spostamento del tessuto (mm), la velocità di lesione (m / s) e il tempo di spostamento delle punte. N = 8, media ± SD. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" /> Figura 6: valutazione istologica. Le sezioni trasversali rappresentative delle cordicelle spinali, colorate con Cresyl Violet e Eosin, mostrano lesioni dipendenti dalla gravità dello spostamento dopo ( A ) sham (0 mm), ( B ) lieve (0,2 mm), ( C </stronG&gt;) moderati (0,5 mm) e ( D ) SCI gravosi (0,8 mm) contusivi a T10 utilizzando il dispositivo LISA. Le immagini sono state scattate all&#39;epicentro della lesione. Barra di scala = 500 μm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Introduciamo un modello di lesioni del midollo spinale basato sullo spostamento tissutale che può produrre una lesione contusiva del midollo spinale in topi adulti.

Un modello di lesioni del midollo spinale contusivo basato sullo spostamento tissutale nei topi

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Indiana University School of Medicine.  Introduciamo un modello di lesioni del midollo spinale basato sullo spostamento tissutale che può produrre una lesione contusiva del midollo spinale in topi adulti. 

Video: A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Acuta e Cronica test sensoriale tattile dopo lesione del midollo spinale in ratti

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

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Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modello contusivo unilaterale di lesioni del midollo spinale cervicale Uso della Impactor Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controllata cervicale lesioni lacerazione nei topi

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modello Contusione di gravi lesioni del midollo spinale nei ratti

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

A Novel vertebrale metodo di stabilizzazione per la produzione di Contusivi Cord Injury spinale

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Valutazione delle vie respiratorie di attivazione muscolare Utilizzando respiratoria Motor Control Assessment (RMCA) in soggetti con lesioni spinali croniche

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema radio-telemetria per monitorare la funzionalità cardiovascolare in ratti con midollo spinale e Transection embrionali staminali neurali Innesti cellulari

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...