Name: experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres
Uploaded: 2015-02-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 35 s
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We wish to thank Peter Munro PhD for his assistance with optic nerve sectioning. This study was supported by the Medical Research Council (G0901303), and in part by the Dorothy Hodgkin Postgraduate Award/Medical Research Council, the Helen Hamlyn Trust, Fight for Sight, and Moorfields special trustess,.

Declaração de Ética: Todos os experimentos com animais foram realizados de acordo com cuidado e uso Comitê de animal Institucional (IACUC), e foram aprovados de acordo com as diretrizes do Reino Unido Home Office ( <a href="http://goo.gl/FLkirW" target="_blank">http://goo.gl/FLkirW</a> , acessado pela última vez a 10 de Junho de 2014) e da Declaração de ARVO para o Uso de Animais em Oftalmologia e Vision Research ( <a href="http://goo.gl/4LFOjD" target="_blank">http://goo.gl/4LFOjD</a> , acessado pela última vez dia 10 de junho de 2014). 1. Ocular Hypertension Indução <ol><li> Induzir glaucoma experimental, elevando a pressão intra-ocular (PIO) por meio de injecção unilateral de microesferas paramagnéticas para a câmara anterior de ratos Brown Norway, com base no método de Samsel et al. Outros 3 ratos pigmentados pode ser adequado, embora estes teriam de ser validado em primeiro lugar pelo utilizador. </li><li> Casa 250-300 g femininoratos ex-criador Brown Noruega em um ambiente com pouca luz constante (40-60 lux) para minimizar flutuações diurnas em IOP 7, com acesso a comida e água ad libitum. </li><li> Tome medidas de PIO basal em animais acordados 8 antes da anestesia e injeção talão, usando um tonômetro de rebote calibrado para uso no olho de rato 9. PIO é tomada como a média de cinco leituras. </li><li> Anestesiar ratos com 37,5 mg / kg de cetamina e 0,25 mg / kg de cloridrato de medetomidina entregue intraperitonealmente. Confirme profundidade da anestesia, testando reflexos nos pés traseiros do animal, antes da aplicação de iodo povidona (veja o passo 1.5), e injeção de talão (veja o passo 1.8). Administrar 0,5% de cloridrato de proparacaína para analgesia. Nota: Não dilatar a pupila em qualquer fase. Isso vai ajudar as contas para resolver melhor no ângulo iridocorneal, e impedir a ligação à lente. Aplicar pomada ocular para evitar o ressecamento da córnea on-operado un olho contralateral. </li><li> Wash o olho operativa com 5% de povidona iodo na água 10 5 min antes da injecção. </li><li> Após 5 min, o pavio de iodo povidona fora com gaze estéril, e lavar o olho com solução salina estéril a 0,9%. Mantenha o olho úmido durante a anestesia com a aplicação regular de solução salina estéril. </li><li> Coloque um ímã toroidal em torno do olho. </li><li> Injecte 25 ul de uma solução contendo 30 mg / ml de gama-irradiação esterilizado 8 mm microesferas magnéticas em Solução Salina Equilibrada de Hank (HBSS) para a câmara anterior, usando uma agulha 33 G chanfrada. <ol><li> Para preparar os grânulos, lavagem por re-suspensão, seguida de centrifugação de 3 vezes a 10.000 xg durante 5 minutos com 1 ml de HBSS, antes de fazer a final / solução de 30 mg ml. Manter condições estéreis por toda parte. </li><li> Para injecção, ter o cuidado de evitar a inserção da agulha para a íris, para minimizar o risco de trauma íris. Isto pode ser evitado por orientar a agulha tangente à superfície da córnea, como paralelaa íris possível. Isso também irá ajudar a minimizar a perda de talão do local da injeção. NOTA: Injectar pérolas a um ritmo acelerado para garantir uma distribuição uniforme em todo o ângulo iridocorneal, o que é fundamental para o aumento da pressão intra-ocular. Além disso, armazenar os grânulos, agulhas e anéis magnéticos separadamente, de modo que os grânulos não formarem aglomerados, o que os torna difíceis de carregar para dentro da seringa e injectar, e a agulha não se torna magnetizado. </li></ol></li><li> Deixar a agulha no lugar durante 1 min pós-injecção para assegurar que os grânulos resolver no ângulo iridocorneal para impedir a drenagem aquosa a partir da rede trabecular. Um pouco ângulo a agulha depois de as contas tenham estabelecido inicialmente para permitir algum vazamento do humor aquoso, para minimizar aumentos transitórios da pressão intra-ocular. No final da cirurgia, o expulsar através da agulha com o primeiro tampão de fosfatos salino (PBS), em seguida etanol a 70%, seguido por água destilada, para assegurar o uso continuado da agulha em procedimentos separados. Alternativamente, pode-se utilizaragulhas descartáveis, se a combinação correta de calibre e seringa está disponível. Opcionais: agulhas podem ser afiada usando um beveller para prolongar o seu uso. </li><li> Nesta fase, se necessário, retire o ímã, e usá-lo para desenhar grânulos em áreas de cobertura incompleta. </li><li> Deixe o ímã no lugar em torno do olho por mais 10 minutos após a injecção de assegurar contas de resolver bem no ângulo iridocorneal. </li><li> Anestesia reversa usando 0,25 mg / kg de cloridrato de atipemezole. </li><li> Administrar o cloranfenicol, ou outra pomada de antibiótico, por exemplo, gentamicina ou terramicina topicamente para evitar a infecção, e 0,5% de cloridrato de proparacaína para analgesia. Deixe os animais para se recuperar em uma esteira de calor até que recuperar o movimento, então a transferência para uma caixa quente e abastecimento com a nutrição adicional, como um suplemento alimentar ou dieta regular umedecido até a recuperação é completa. Analgesia sistêmica ou local deve ser dada aos animais que apresentam sinais de dor 24 horas após a cirurgia. Se these os sintomas persistirem apesar do tratamento, os animais devem ser humanamente abatidos. </li><li> Use o olho contralateral como controle não operado. </li><li> Efectuar as medições de IOP cada 2-3 dias após a administração do grânulo, e em seguida cada 2-3 dias utilizando um tonómetro rebote calibrado para utilização no olho de rato 9. </li><li> Os critérios para a inclusão de olhos em estudos pode ser: se: 1) o IOP é elevada acima da pressão de controlo contralateral por 5 mmHg, e 2) não excede 60 mmHg. </li><li> Olhos, onde a pressão de retorno à linha de base (normalmente de 1 semana de pós-injecção) não devem ser incluídos nos estudos, no entanto, é possível re-injectar grânulos em olhos que não conseguem desenvolver PIO elevada se desejado. </li><li> Eutanásia animais por asfixia com CO 2 no final da experiência. </li><li> Dissecar olhos e nervos ópticos, e fixar em 4% de paraformaldeído (PFA) durante a noite, para posterior análise histológica. </li></ol> 2. Avaliar Retinal Neuron Danos Utilizando TUNEL Staining <ol><li> Para quantificar células em apoptose em todo mount retinasuse o ensaio deoxynucleotidyl terminais mediada-transferase dUTP nick-rotulagem (TUNEL), de acordo com as instruções do fabricante. </li><li> Dissecar a retina a partir da taça para os olhos, para lavagem de 3 x 5 min em 0,3% de Triton X-100 em solução salina de fosfato tamponada (PBS-T). </li><li> Permeabilizar o tecido em 3% de T-PBS durante 2 h. </li><li> Pré-equilibrar retinas em Tampão de Equilíbrio de 10 min, antes da incubação em solução de reacção TUNEL durante 1 hora a 37 ° C. </li><li> Lave o tecido para 3 x 5 min em 0,3% T-PBS, lavar em 0,3% T-PBS contendo 5 mM DAPI, e flat-montagem em meios de montagem. </li><li> Para quantificar TUNEL núcleos positivos usar um microscópio confocal para ter 10 mm z pilhas através da camada de células ganglionares com ampliação de 20x. Tome 3 imagens em cada uma das quatro pétalas, em locais próximos do nervo óptico, em meados da década de periferia, e na periferia longe da retina, dando um total de 12 imagens por toda Mount, a amostragem cerca de 7.000 células. Critérios morfológicos discriminados não neuronal (endotelial e da glia) células a partir de células neuronais. </li><li> Selecionar áreas para imagens usando apenas o canal DAPI, e os investigadores de máscara para os grupos de tratamento. </li></ol> 3. Avaliação Optic Nerve Damage Usando Toluidine azul Coloração <ol><li> Fix nervos ópticos durante a noite em solução de Karnovsky a 4 ° C. </li><li> Tratar as amostras durante 2 horas em 1% (w / v) de tetróxido de ósmio e, em seguida desidratar em etanol a 100%. </li><li> Incubar nervos ópticos em óxido de propileno durante 30 min, e em colocar uma mistura de óxido de propileno de 50:50: durante a noite araldite. </li><li> Alterar esta solução a 100% de araldite, seguido por incubação durante a noite a 60 ° C. </li><li> Corte cortes semifinos seções (0,75 mm de espessura) e mancha com 1% de azul de toluidina / bórax (TB) em etanol a 50% antes do exame por microscopia de luz. </li></ol> 4. Análise estatística <ol><li> Realizar ana estatísticalisa usando um pacote de software estatístico adequado. A two-way ANOVA com teste post-hoc de Newman-Keul pode ser usado para calcular a significância estatística para IOP muda ao longo do tempo. </li><li> Um valor de p inferior a 0,05 pode ser considerado significativo. </li></ol>

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	<li>Quigley, H. A., Broman, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+number+of+people+with+glaucoma+worldwide+in+2010+and+2020.">The number of people with glaucoma worldwide in 2010 and 2020.</a> Br J Ophthalmol. 90 (3), 262-267 (2006).</li><li>Weinreb, R. N., Aung, T., Medeiros, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pathophysiology+and+treatment+of+glaucoma:+a+review.">The pathophysiology and treatment of glaucoma: a review.</a> JAMA. 311 (18), 1901-1911 (2014).</li><li>Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+the+induction+of+experimental+glaucoma+using+magnetic+microspheres.">A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (3), 1671-1675 (2011).</li><li>Libby, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inherited+glaucoma+in+DBA/2J+mice:+pertinent+disease+features+for+studying+the+neurodegeneration.">Inherited glaucoma in DBA/2J mice: pertinent disease features for studying the neurodegeneration.</a> Vis Neurosci. 22 (5), 637-648 (1017).</li><li>Morrison, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevated+intraocular+pressure+and+optic+nerve+injury+models+in+the+rat.">Elevated intraocular pressure and optic nerve injury models in the rat.</a> J Glaucoma. 14 (4), 315-317 (2005).</li><li>Levkovitch-Verbin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translimbal+laser+photocoagulation+to+the+trabecular+meshwork+as+a+model+of+glaucoma+in+rats.">Translimbal laser photocoagulation to the trabecular meshwork as a model of glaucoma in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 43 (2), 402-410 (2002).</li><li>Moore, C. G., Johnson, E. C., Morrison, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythm+of+intraocular+pressure+in+the+rat.">Circadian rhythm of intraocular pressure in the rat.</a> Curr Eye Res. 15 (2), 185-191 (1996).</li><li>Morrison, J. C., Jia, L., Cepurna, W., Guo, Y., Johnson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+and+sensitivity+of+the+TonoLab+rebound+tonometer+in+awake+Brown+Norway+rats.">Reliability and sensitivity of the TonoLab rebound tonometer in awake Brown Norway rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 50 (6), 2802-2808 (2009).</li><li>Wang, W. H., Millar, J. C., Pang, I. H., Wax, M. B., Clark, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+measurement+of+rodent+intraocular+pressure+with+a+rebound+tonometer.">Noninvasive measurement of rodent intraocular pressure with a rebound tonometer.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (12), 4617-4621 (2005).</li><li>Isenberg, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ocular+application+of+povidone-iodine.">The ocular application of povidone-iodine.</a> Community Eye Health. 16 (46), 30-31 (2003).</li><li>Morrison, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+of+chronic+pressure-induced+optic+nerve+damage.">A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage.</a> Exp Eye Res. 64 (1), 85-96 (1997).</li><li>Foxton, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VEGF-A+is+necessary+and+sufficient+for+retinal+neuroprotection+in+models+of+experimental+glaucoma.">VEGF-A is necessary and sufficient for retinal neuroprotection in models of experimental glaucoma.</a> Am J Pathol. 182 (4), 1379-1390 (2013).</li></ol>

David T. Shima is an employee of Hofmann-La Roche, Switzerland. The remaining authors declare they have no competing financial interests.

Aqui demonstramos um método para a indução de PIO elevada em ratos, por injecção de microesferas magnéticas para dentro da câmara anterior do olho. Este método é simples de realizar, e requer pouca experiência cirúrgica, ou horas de prática e requinte. Além disso, o procedimento é eficaz; raramente exigindo mais do que uma única injecção de grânulos para induzir um aumento forte e robusta em pressão (cerca de 10% a taxa de re-injecção). Isto pode fornecer uma vantagem sobre os métodos induzï¿½eis existentes, como a veia episceral tecnicamente desafiador esclerose 11 modelo, ou protocolo de fotocoagulação a laser 6, o que pode exigir vários procedimentos para manter levantadas IOP. Para que o método seja bem sucedido no entanto, existem alguns pequenos passos críticos que precisam de ser tomadas. Em primeiro lugar, é útil utilizar um íman em forma de toroidal para desenhar grânulos no ângulo iridocorneal. Este passo é uma modificação do protocolo original, where os grânulos foram injectados na câmara anterior, e, em seguida, movidos à mão livre em torno do olho 3. Usando um ímã toroidal significa que microesferas deve resolver uniformemente ao redor do ângulo, exigindo redistribuição manual do mínimo. Em segundo lugar, a taxa de injecção deve ser rápido - muito lento e os grânulos irão acumular-se predominantemente de um dos lados do ângulo, que conduz a uma cobertura incompleta, e, potencialmente, qualquer subida da pressão. De um modo geral, porém, o método é suficientemente simples para que o utilizador pode facilmente efectuar modificações ao protocolo, tais como a variação do tamanho ou do volume das partículas de microsferas, talvez para tentar alterar o grau de elevação da PIO. No entanto, uma desvantagem potencial do método é que se tem pouco controlo sobre a extensão da hipertensão, em que cerca de 5-10% dos casos observamos subiu acima de 60 mmHg. Aumentos excessivos na IOP pode ser muito destrutivo para os tecidos da retina, e pode fazer a estudar os mecanismos e biologia da morte celular desafiando. No entanto, o método produz uma patologia neuronal coerente, tanto na retina e nervo óptico, que pode ser manipulado farmacologicamente 12. Isto pode tornar o modelo atractivo para o desenvolvimento de novas terapias para o tratamento de glaucoma. Além disso, porque as esferas são direccionadas para o ângulo iridocorneal, esta deixa livre o eixo visual de imagens em tempo real do disco óptico ou da retina. Prevemos que este modelo será adaptado e utilizado para futuras aplicações em outras espécies, incluindo mouse.

Glaucoma primário é uma doença ocular devastador que afeta um número estimado de 60,5 milhões de pessoas em todo o mundo 1, o que pode levar à perda da visão que altera a vida e cegueira 2. A investigação sobre os mecanismos da doença e desenvolvimento de novas terapias para o glaucoma, são dependentes de bons modelos da doença que recapitulam algumas das características da patologia. Apresentamos aqui um modelo de glaucoma rato com base no método de Samsel et al., 3 O objectivo geral desta técnica é a de aumentar a pressão intra-ocular (PIO) do olho através da injecção de microesferas magnéticas para a câmara anterior, e utilizando um anel magnético, directa -los para o ângulo iridocorneal. Isto impede escoamento do humor aquoso, o que aumenta a pressão intra-ocular, levando a lesão neuronal e perda de células. O protocolo foi desenvolvido para tentar fornecer um modelo mais simples, induzível do glaucoma. Este protocolo pode ter algumas vantagenssobre as técnicas existentes. Modelos genéticos de ratinho, tais como o DBA / 2J estão disponíveis, que não requerem procedimentos para iniciar; no entanto, estes podem ter um início imprevisível da progressão da doença 4. Em contraste, os modelos indutíveis, a maioria dos quais se baseiam em elevar a PIO cirurgicamente em roedores, tem a vantagem de que a iniciação pode ser controlado pelo utilizador. Alguns destes métodos podem ter inconvenientes da sua própria no entanto, incluindo a ser tecnicamente desafiante 5, e pode requerer múltiplos procedimentos para manter 6 a PIO elevada. Em contraste, o método inducible detalhado neste manuscrito é uma técnica simples, eficaz e reprodutível, que produz estáveis, aumentos robustos na pressão, com necessidade mínima de reinjeção. Além disso, ele não envolve equipamento caro, e requer apenas habilidade cirúrgica básicos para realizar. Este protocolo pode ser apropriado para os leitores que estão à procura de criar um inducible tecnicamente menos exigentesmodelo de glaucoma em seu laboratório.

<table><tbody><tr><td>250 - 300g female Brown Norway ex-breeder rats</td><td>Harlan UK</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Tonolab Rebound Tonometer</td><td>Tiolat</td><td>TV02</td><td></td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Fort Dodge Animal health</td><td>BN1000118</td><td>37.5 mg/kg</td></tr><tr><td>Domitor (medetomidine hydrochloride)</td><td>Orion Pharma</td><td>140-999</td><td>0.25 mg/kg</td></tr><tr><td>Povidone iodine</td><td>Ecolab</td><td>BN4369LE10</td><td>5% in H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td></tr><tr><td>Minim&#039;s Saline Solution</td><td>Bausch and Lomb</td><td>PL00033/5017</td><td></td></tr><tr><td>Toroidal magnet</td><td>Supermagnete</td><td>R-10-07-03-N</td><td></td></tr><tr><td>Magnetic Microspheres</td><td>Bangs Laboratories</td><td>UMC4N/9692</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Invitrogen</td><td>14025</td><td></td></tr><tr><td>33 G beveled needle</td><td>Hamilton</td><td>7747-01</td><td>Custom needle</td></tr><tr><td>Luer tip syringe</td><td>Hamilton</td><td>80601</td><td></td></tr><tr><td>Antisedan (atipemezole hydrochloride )</td><td>Orion Pharma</td><td>141-003</td><td>0.25 mg/kg</td></tr><tr><td>Chloramphenicol ointment</td><td>Medicom</td><td>18956-0005</td><td></td></tr><tr><td>TUNEL staining kit</td><td>Promega</td><td>G3250</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield mounting media</td><td>Vector Labs</td><td>H-1000</td><td></td></tr></tbody></table>

experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

A injecção de contas magnéticas para o ângulo iridocorneal induziu consistentemente um aumento prolongado e robusto em pressão (Figura 1), que foi prontamente observável no primeiro ponto temporal, 3 dias após a injecção. Além disso, o aumento da pressão foi mantida durante toda a duração da experiência, e, embora o tempo de curso terminado aos 18 dias pós-injecção, outros relataram que a pressão persistir a longo prazo 3. A média da PIO média em toda a extensão da experiência para o controle, os olhos não talão injectados foi de 19,7 ± 0,3 mmHg, em comparação com 40,5 ± 2,8 mmHg para os olhos injetados com pérolas (P &lt;0,001). Além disso, o pico de pressão intra-ocular aumentada de 22,8 ± 0,3 mmHg, para 49,9 ± 2,3 mmHg. Para determinar se a elevação da pressão intra-ocular conduz à morte das células ganglionares da retina, foi realizada a coloração TUNEL em retinas, e histologia em secções transversais do nervo óptico (Figura 2). Na retina<html> observou-se um aumento no TUNEL coloração (Figura 2A) nos olhos com injeção de talão com PIO elevada. O número de células apoptóticas aumentou cerca de 15 vezes, de 1,6 ± 0,5 células em controlos contralaterais, para 24,5 ± 0,5 células em retinas hipertensos (Figura 2B; P &lt;0,05). Além disso, nos olhos em que as esferas magnéticas foram injectados mas não aumentou a pressão (provavelmente devido ao bloqueio incompleto do ângulo iridocorneal), os números de células positivas TUNEL não foram significativamente diferentes das dos controlos não injectados (P&gt; 0,05). Isto sugere que a morte celular foi relacionado com o aumento de pressão, não devido à toxicidade directa das microesferas magnéticas. Finalmente, foram investigadas patologia do nervo óptico no modelo de glaucoma, e vi acumulação de azul de toluidina em muitos dos axónios, indicando degeneração destes processos celulares (Figura 2C). ure 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 52400 / 52400fig1highres.jpg &quot;/&gt; Figura 1. A elevação da pressão intra-ocular usando microesferas magnéticas. A injecção de microesferas magnéticas para a câmara anterior induzida, um robusto aumento significativo na pressão intraocular (PIO) em comparação com o controlo contralateral, olhos não injectados. Unidades do eixo Y = milímetros de mercúrio (mmHg). Dados = média ± SEM. * = P &lt;0,001; N = 12. Este valor foi modificado a partir Foxton et al, Am.. J. Pathol 182 (4):. 1379-1390. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52400/52400fig2highres.jpg" /> Figura 2. Elevação da pressão intra-ocular, por injecção de microesferas magnéticas para o ângulo iridocorneal, morte neuronal induzida na camada de células ganglionares (GCL). (A) Imagens representativas de retinas de controle (à esquerda) e glaucoma (à direita) olhos manchados de núcleos apoptóticos por TUNEL (verde;setas brancas) e DAPI (azul), com indicação do número de núcleos apoptóticos aumentada como IOP Rose. (B) Quantificação de células TUNEL positivas no GCL, mostrando que os olhos com PIO elevada (no meio), tinham células significativamente mais apoptóticos em comparação com controle (esquerda). Em contraste, nos olhos com injeção de talão onde a pressão não subir (à direita), não foi observado aumento significativo na coloração TUNEL. Dados = média ± SEM. * = P &lt;0,05; N = 7-8 (C) Imagens representativas de coloração nervo óptico, o que demonstra um aumento na acumulação azul de toluidina (setas pretas) em axônios danificados do glaucoma (à direita), mas não controlam os olhos (esquerda).. Barras de escala = 50 um. Este valor foi modificado a partir Foxton et al., Am. J. Pathol 182 (4):. 1379-1390.

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Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

Experimental Glaucoma induzida pela injeção de microesferas magnéticas Ocular

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

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17.0K visualizações.  University College London Institute of Ophthalmology. We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

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A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

Um modelo de rato induzida por laser de crônica Ocular Hypertension para Caracterizar defeitos visuais

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Medicina

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

Imagem in vivo da fibra óptica Nerve Integrity por ressonância magnética com contraste em Ratos

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

Neurociência

A Magnetic Microbead Occlusion Model to Induce Ocular Hypertension-Dependent Glaucoma in Mice

The use of rodent models of glaucoma has been essential to understand the molecular mechanisms that underlie the pathophysiology of this multifactorial neurodegenerative disease. With the advent of numerous transgenic mouse lines, there is increasing interest in inducible murine models of ocular hypertension. Here, we present an occlusion model of glaucoma based on the injection of magnetic microbeads into the anterior chamber of the eye using a modified microneedle with a facetted bevel. The magnetic microbeads are attracted to the iridocorneal angle using a handheld magnet to block the drainage of aqueous humour from the anterior chamber. This disruption in aqueous dynamics results in a steady elevation of intraocular pressure, which subsequently leads to the loss of retinal ganglion cells, as observed in human glaucoma patients. The microbead occlusion model presented in this manuscript is simple compared to other inducible models of glaucoma and also highly effective and reproducible. Importantly, the modifications presented here minimize common issues that often arise in occlusion models. First, the use of a bevelled glass microneedle prevents backflow of microbeads and ensures that minimal damage occurs to the cornea during the injection, thus reducing injury-related effects. Second, the use of magnetic microbeads ensures the ability to attract most beads to the iridocorneal angle, effectively reducing the number of beads floating in the anterior chamber avoiding contact with other structures (e.g., iris, lens). Lastly, the use of a handheld magnet allows flexibility when handling the small mouse eye to efficiently direct the magnetic microbeads and ensure that there is little reflux of the microbeads from the eye when the microneedle is withdrawn. In summary, the microbead occlusion mouse model presented here is a powerful investigative tool to study neurodegenerative changes that occur during the onset and progression of glaucoma.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension in the murine eye that results in the loss of retinal ganglion cells as observed in glaucoma. Magnetic microbeads are injected into the anterior chamber and attracted to the iridocorneal angle using a magnet to block the outflow of aqueous humour.

A Magnetic Microbead Oclusão Modelo para induzir Ocular Hypertension-Dependent Glaucoma em Ratos

The use of rodent models of glaucoma has been essential to understand the molecular mechanisms that underlie the pathophysiology of this multifactorial ...

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

Glaucoma de indução de Procedimento em um<em&gt; In Vivo</em&gt; Modelo de Rato e Whole mount-Retina Preparação

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Um modelo de Glaucoma induzido por sutura Circumlimbal em ratos e camundongos

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Reversible Silicon Oil-Induced Ocular Hypertension Model in Mice

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing stable IOP elevation in mice that mimics the post-operative complication of using silicone oil (SO) as a tamponade agent in human vitreoretinal surgery. In this protocol, SO is injected into the anterior chamber of the mouse eye to block the pupil and prevent inflow of aqueous humor. The posterior chamber accumulates aqueous humor and this in turn increases the IOP of the posterior segment. A single SO injection produces reliable, sufficient, and stable IOP elevation, which induces significant glaucomatous neurodegeneration. This model is a true replicate of secondary glaucoma in the eye clinic. To further mimic the clinical setting, SO can be removed from the anterior chamber to reopen the drainage pathway and allow inflow of aqueous humor, which is drained through the trabecular meshwork (TM) at the angle of the anterior chamber. Because IOP quickly returns to normal, the model can be used to test the effect of lowering IOP on glaucomatous retinal ganglion cells. This method is straightforward, does not require special equipment or repeat procedures, closely simulates clinical situations, and may be applicable to diverse animal species. However, minor modifications may be required.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse eyes by intracameral injection of silicone oil and the procedure for silicone oil removal from the anterior chamber to return elevated intraocular pressure to normal.

Um modelo reversível da hipertensão ocular óleo-induzida do silicone nos ratos

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing ...

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic nerve and retinal ganglion cell (RGC) degeneration, resulting in visual dysfunction by interrupting the transmission of visual information from the eye to the brain. Elevated intraocular pressure is the most important risk factor; thus, several models of ocular hypertension have been developed in rodents by either genetic or experimental approaches to investigate the causes and effects of the disease. Among those, some limitations have been reported such as surgical invasiveness, inadequate functional assessment, requirement of extensive training, and highly variable extension of retinal damage. The present work characterizes a simple, low-cost, and efficient method to induce ocular hypertension in rodents, based on low-temperature, full-circle cauterization of the limbal vascular plexus, a major component of aqueous humor drainage. The new model provides a technically easy, noninvasive, and reproducible subacute ocular hypertension, associated with progressive RGC and optic nerve degeneration, and a unique post-operative clinical recovery rate that allows in vivo functional studies by both electrophysiological and behavioral methods.

The goal of this protocol is to characterize a novel model of glaucomatous neurodegeneration based on 360&#176; thermic cauterization of limbal vascular plexus, inducing subacute ocular hypertension.

Cauterização em círculo completo do plexo vascular limbal no glaucoma induzido cirurgicamente em roedores

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

A Hypertonic Saline Injection Technique for Inducing Glaucoma in Rats

Source: Gossman, C. A. et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/53831">Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation.</a> J. Vis. Exp. (2016)
This video demonstrates glaucoma induction in an anesthetized rat by injecting hypertonic saline into the episcleral vein. The saline enters the trabecular meshwork via Schlemm&#39;s canal, causing tissue scarring, which blocks aqueous humor outflow and raises intraocular pressure. The elevated pressure damages retinal ganglion cells, leading to glaucoma.

Uma técnica de injeção de solução salina hipertônica para induzir glaucoma em ratos

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuroscience

Neuropathology

Epilepsy and Seizure Disorders

Experimental Glaucoma Induction via Iridocorneal Angle Obstruction In a Mouse Model

Source: Bunker, S., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52400">Experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres.</a> J. Vis. Exp. (2015)
In this video, an anesthetized rat undergoes an ocular procedure where magnetic beads are injected into the anterior chamber under a magnetic field to block the iridocorneal angle. This blockage obstructs the trabecular meshwork, preventing aqueous humor drainage and leading to increased intraocular pressure, damaging the retinal ganglion cells and optic nerve. This develops a glaucoma-like condition.

Source: Bunker, S., et al. Experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres. J. Vis. Exp. (2015)
In this video, an anesthetized ...

Neurodegenerative Diseases

Inducing Experimental Glaucoma Induction via Iridocorneal Angle Obstruction with Magnetic Beads

After anesthetizing the rats, apply ocular ointment to the unoperated contralateral eye to keep it moist during anesthesia. Apply 0.5% pro procaine hydrochloride local anesthetic to the operative eye. Next, wash this eye with 5% povidone iodine in water. After 5 minutes, wick off the povidone iodine and wash the eye with 0.9% sterile saline solution.
Keep the eye moist during anesthesia with regular application of sterile saline. Now, place a toroidal magnet around the eye. To minimize the risk of iris trauma and minimize bead loss, orient the needle tangential to the corneal surface as parallel to the iris as possible. Proceed to inject 25 microliters of 30 milligrams per millimeter gamma irradiated magnetic microspheres into the anterior chamber.
Leave the needle in place for one minute post-injection, to ensure that beads settle into the iridocorneal angle to impede aqueous drainage from the trabecular meshwork. Slightly angle the needle a few seconds after the beads have initially settled to allow some leakage of aqueous, and to minimize transient increases in intraocular pressure.
To ensure continued use of the needle in separate procedures, flush the needle with PBS, then 70% ethanol, followed by distilled water. At this stage, if necessary, remove the magnet and use it to draw beads into areas of incomplete coverage. Leave the magnet in place around the eye for a further 10 minutes post-injection, to ensure beads settle well into the iridocorneal angle.