우리는 그들의 기술 지원에 대 한 제이 밴 드 Gaar M. Vroomen (마스트리히트 대학, 네덜란드)를 감사 하 고 싶습니다. 또한, 우리는 K. Verboven, D. 한 센, J. Jocken, 감사 하 고 싶습니다 그리고 E. Blaak 제공 하는 혈액과 조직 생 검이이 프로토콜 및 후속 실험 설정에 대 한 사용.

내장 및 샘플에서 피하는 의료 윤리 위원회 제사 병원, Hasselt, Hasselt 대학, 벨기에, 헬싱키 선언에 따라 승인을 공부에 등록 하는 과목에서 촬영 됐다.
1입니다. 시 약의 준비
<ol><li>콜라 솔루션<ol>
<li>디졸브 1g 콜라의 인산 염의 10 ml에서 나 버퍼링 식 염 수 (PBS, 칼슘 및 마그네슘) 100 mg/mL 재고 솔루션. 200 µ L aliquots를 준비 하 고-20 ° c.에 저장</li>
		<li>100 mg/mL 재고 솔루션을 만들기 위해 PBS의 10 mL에 콜라 XI의 1 g을 분해. 200 µ L aliquots를 준비 하 고-20 ° c.에 저장</li>
		<li>10 mg DNase의 분해 10 mg/mL 재고 솔루션을 만들기 위해 PBS의 10 mL에 나. 180 µ L aliquots를 준비 하 고-20 ° c.에 저장</li>
		<li>추가 100 µ L 콜라 나 (100mg/mL), 100 µ L 콜라 사이 (100mg/mL), 및 90 µ L DNase I (10 mg/mL) 10ml DMEM 햄의 F12. 각 격리에 대 한 신선한 콜라 솔루션을 확인 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>적혈구 세포의 용 해 버퍼<ol>
<li>0.84 g NH4Cl 초순 물 100 mL에 용 해.</li>
		<li>사용 하기 전에 7.4에서 pH를 설정 합니다. 4 ° c.에 유리 플라스 크에 저장</li>
		<li>적혈구 세포의 용 해 버퍼를 사용 하기 전에 얼음에 놓습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>FACS 버퍼<ol>
<li>0.5% BSA PBS를 PBS의 100 mL에 0.5 g 소 혈 청 알 부 민 (BSA)를 용 해.</li>
		<li>10mm 할머니3 0.5% BSA PBS를 100 mL 0.5% BSA PBS에 할머니3 의 65 밀리 그램을 디졸브. 4 ° c.에 유리 플라스 크에 저장소 솔루션</li>
		<li>사용 하기 전에 얼음에 장소 FACS 버퍼입니다. 주의: NaN3 은 매우 독성이 있습니다. 증기 두건 및 안전 안경과 NaN3을 처리 하는 동안 보호 장갑을 착용 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>인간 IgG 블록<ol>
<li>10 ml PBS 1 mg/mL를 인간 IgG의 10 mg을 디졸브. 100 µ L aliquots를 준비 하 고-20 ° c.에 저장</li>
		<li>사용 하기 전에 얼음에 인간 IgG 블록을 배치 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2입니다. AT에서 SVF의 격리
<ol><li>잘라 1 g의 생 검에서 작은 조각 (± 2 m m2) 메스와 전송으로 50 mL 원심 분리기 튜브 (예, 팔 콘 튜브). 각 샘플에서 콜라 솔루션의 10 mL를 추가 합니다. 참고: 튜브의 뚜껑 완전히 닫고 다시 뚜껑 ¼ 회전을 설정 합니다.</li>
	<li>부드러운 진동 (60 사이클/min)에서 물을 욕조에 37 ° C에서 60 분 동안 품 어.</li>
	<li>200 µ M 필터 결과 정지를 필터링 하 고 새로운 50 mL 원심 분리기 튜브에서 샘플을 수집 합니다. 7 mL PBS 위에 필터를 헹 구 고 모든 셀에 필터를 추가 합니다.</li>
	<li>4 ° c.에서 5 분 동안 280 x g에서 샘플을 원심</li>
	<li>Pipetting으로 부동 체형 분수를 제거 합니다. 셀 펠 릿은 SVF입니다. 참고: SVF를 체형 분수를 제거 합니다. 이 PBS와 하지 부동 adipocytes 제거할 것입니다 때문에 예제에서 전체 팁 잠수를 하지 마십시오.</li>
	<li>콜라를 제거, 정지 70 µ M 필터와 필터와 5 mL PBS, 필터 린스와 4 ° c.에서 5 분 동안 280 x g에서 샘플 원심 PBS의 5 ml에서는 SVF를 resuspend</li>
	<li>상쾌한을 제거 하 고 적혈구 세포의 용 해 버퍼의 3 mL에 펠 릿을 resuspend.</li>
	<li>얼음에 5 분 동안 품 어. 부 화 후 PBS의 7 mL를 추가 합니다.</li>
	<li>4 ° c.에서 5 분 동안 280 x g에서 샘플을 원심</li>
</ol>3. 교류 Cytometry 분석을 위한 SVF의 얼룩
<ol><li>90 µ L 4 ° C FACS 버퍼에 셀 펠 릿을 녹이 고 1 mg/mL 인간 IgG 블록의 10 µ L을 추가. V 자형 96 잘 접시의 2 우물에 세포 현 탁 액을 나눕니다. 얼음에 접시를 놓고 15 분 동안 품 어 인간 IgG 차단 하 게 합니다.</li>
	<li>원심 4 ° c.에 280 x g로 5 분 동안 접시를 씻어 각 샘플 100 µ L FACS 버퍼를 추가 접시를 활용 하지 않고 한 부드러운 움직임에 거꾸로 접시를 팁으로 상쾌한을 제거 합니다. 참고: 거꾸로 접시를 유지 하는 동안 티슈로 접시 위에서 어떤 남아 있는 액체를 제거 해야 합니다.</li>
	<li>표 1 과 표 2에 설명 된 대로 대 식 세포 및 DC 하위 집합 (FACS 패널 1) 및 하위 집합 T와 B 세포 (FACS 패널 2)에 대 한 항 체 칵테일 준비. 표 1 및 표 2 에 설명 된 볼륨 항 체 농도 최적화 한 후 선택 하 고 충분 한 부가 가치세 또는 토 샘플. 참고: FACS 패널 1를 사용 하 여 CD303 및 CD141 마커 확인 그 CD11C+ CD11B낮은 세포는 Dc. 그러나, 이러한 마커 얼룩 라이브/죽은 포함 하는 패널에서 제외 하는 것이 좋습니다. 라이브/죽은 고칠 수 레드 죽은 세포 얼룩 키트 생존 얼룩 패널 PE 채널 1에서에서 CD303를 제외 되지 것입니다 사용 하는 경우와 두 FACS 패널 1과 2를 결합할 수 있습니다. 제조업체의 지침에 따라 얼룩 생존 능력을 수행 합니다.</li>
	<li>29.5 µ L 항 체 FACS 패널 1, 칵테일에 펠 릿과 칵테일 FACS 패널 2 23 µ L 항 체를 resuspend. 얼음에 어둠 속에서 30 분 동안 품 어.</li>
	<li>각 우물을 150 µ L FACS 버퍼를 추가 하 고 두 번째 세척 단계를 수행 하려면 셀 펠 릿 resuspend. 280 x g와 4 ° C에서 5 분 동안 접시를 원심 거꾸로 접시를 팁으로 상쾌한을 제거 합니다.</li>
	<li>세포를 해결 하기 위해 각 잘에 150 µ L 1% 포름알데히드 솔루션을 추가 합니다. P200 피 펫과 pipetting으로 각 우물에서 해당 FACS 관 세포 현 탁 액을 전송. 어두운 최대 7 일에에서 4 ° C에서 FACS 튜브를 저장 합니다. 참고: 직접 측정도 가능 하다입니다. 각 잘 1% 포름알데히드 대신에 150 µ L FACS 버퍼를 추가 하 고 해당 FACS 관에 P200 피 펫과 pipetting 셀 전송 셀 분석. 주의: 포름알데히드는 매우 독성이 있다. 흡입을 방지 하 고 장갑과 보호를 위한 안전 유리를 착용 하는 증기 두건에서 작업 하는 동안 포름알데히드 솔루션을 준비 합니다.</li>
</ol>4. 교류 Cytometry 분석
<ol><li>첫 번째 측정 하기 전에 앞으로 산포 (FSC) 및 측면 살포 (SSC)를 설정 하는 흠 없는 부정적인 컨트롤을 사용 합니다. 관심의 모든 인구는 FSC 그리고 SSC 그래프에 표시 되 고 파편과 라이브 셀을 구별 할 수 있다 그래야 제조업체의 지침에 따라 교류 cytometer의 전압을 조정 합니다.</li>
	<li>항 체 캡처 구슬 제조 업체의 프로토콜을 따르고 다 색 보상 분석을 수행 합니다.</li>
	<li>1 (FMO) 컨트롤 마이너스 형광 항 체 혼합 하 여 준비 하지만 혼합에서 한 항 체를 제외. 이렇게 모든 항 체, FACS 패널 1, 8 항 체 믹스 및 FACS 패널 2 6 항 체 믹스 만들기. 이러한 FMO 항 체 믹스 얼룩 SVF 이전이 프로토콜에서 설명 된 대로 사용 됩니다.</li>
	<li>FMO의 모든 컨트롤을 측정 하 고 FMO 컨트롤 기반 제어 전략을 설정 합니다. FMO 컨트롤을 사용 하 여 셀의 가능한 자동 형광을 검출 하기 위하여. 참고: 혼합에서 한 항 체를 제거 하 여이 채널에서 검색 된 모든 형광 수준 배경/autofluorescent 신호입니다. 따라서, 다른 FMO를 비교 하 여 제어 FACS 결과, 게이츠는 gatings는 긍정적인 세포에 기반 하 고 자동 형광에 기반 하지 않은 특정 인구에 그릴 수 있습니다.</li>
	<li>소용돌이 FACS 교류 cytometer에서 그들을 배치 하 고 측정을 시작 하기 전에 800 rpm에 튜브. 참고: 50000 이벤트 라이브 게이트에서의 최소는 충분 한 세포 각 부분 모집단에서 측정 되도록 것이 좋습니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McNelis, J. C., Olefsky, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages,+immunity,+and+metabolic+disease.">Macrophages, immunity, and metabolic disease.</a> Immunity. 41 (1), 36-48 (2014).</li><li>Makki, K., Froguel, P., Wolowczuk, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue+in+obesity-related+inflammation+and+insulin+resistance:+cells,+cytokines,+and+chemokines.">Adipose tissue in obesity-related inflammation and insulin resistance: cells, cytokines, and chemokines.</a> ISRN Inflamm. 2013, 139239 (2013).</li><li>DeFuria, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B+cells+promote+inflammation+in+obesity+and+type+2+diabetes+through+regulation+of+T-cell+function+and+an+inflammatory+cytokine+profile.">B cells promote inflammation in obesity and type 2 diabetes through regulation of T-cell function and an inflammatory cytokine profile.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (13), 5133-5138 (2013).</li><li>Elgazar-Carmon, V., Rudich, A., Hadad, N., Levy, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophils+transiently+infiltrate+intra-abdominal+fat+early+in+the+course+of+high-fat+feeding.">Neutrophils transiently infiltrate intra-abdominal fat early in the course of high-fat feeding.</a> J Lipid Res. 49 (9), 1894-1903 (2008).</li><li>Han, J. 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저자는 관심 없음 충돌 선언합니다.

이러한 방법을 부가 가치세에서 SVF를 분리 하는 방법을 설명 하 고 앉아서이 조직 내의 면역 세포의 상대적인 양을 계량. 또한, 메서드 상태 마커 특정 세포 유형에의 식을 결정 하는 방법.
Cytometry 조직 면역 세포의 표현 형의 조직 면역 상태에 강력한 기술입니다. 조직 면역 세포의 정량화는 많은 응용 프로그램을 가질 수 있습니다. 결과에 설명 된 대로 (예를 들어, 상체 비만 대) 환자의 그룹 사이 특정 면역 세포의 존재를 비교 가능 하다. 더하여, 또한 동일한 환자의 혈액에서 cytometry 수행, 순환 세포 및 조직 세포 사이 협회를 조사 수 있습니다. 이 응용과 더불어 우리 monocytes 순환의 특정 하위 집합은 연관-프로-염증 성 CD11C 확인할 수 있었다+ 지방 조직 세포16.
설명된 프로토콜을 조정 cytometry 수많은 사용 가능한 형광 항 체에 게 매우 다양 한 응용 프로그램을 확장 됩니다. 다른 항 체와 함께 거의 모든 셀 유형을 구분할 수 있습니다 그리고 많은 마커의 식 검출 될 수 있다. 또한, 형광 항 체의 세포내 바인딩 수 있도록 세포 막 permeabilizing 여 침 마커 얼룩을 가능 하다. 이러한 특성 지나치게 단순화 된 M1 및 M2 macrophage 하위 넘어 매우 다양 한 대 식 세포 인구의 구별 하실 수 있습니다. 표면 마커 식의 측정, 외 단백질 (즉, cytokines) 침 대 식 세포 기능에 정보를 제공 하는 얼룩이 수 있다. 또한, Ki67 같은 확산 마커는 확산 속도 계량 하는 데 사용 됩니다. 설명, 대 식 세포와 Dc 사이 구별 DC 마커의 MFI 수준에 근거 했다. 일반적인 대 식 세포 마커, CD68 등 macrophage 패널 (FACS 패널 1)에 통합할 수 있습니다. 그러나, CD68이 바람직합니다 하 고 프로토콜을 확장할 것 이다 세포 막의 침 필요한 permeabilization 스테인드 될 필요가 있다. 다른 대 식 세포 마커는 CD163 및 CD206 등 CD11c, 여기에 제시 된 macrophage 패널에 후자 되 고 통합 하위 집합 마커.
우리의 FACS 패널에서 라이브 하 고 죽은 세포를 구별 하는 마커는 포함, FSC 그리고 SSC의 사용 보다는 죽은 세포의 더 정확한 배제를 허용 하기 때문에 더 좋을 것 이다. 자주 사용 되는 DNA 얼룩 생존 염료 propidium 요오드 화물 (PI) 또는 4' 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) 뿐 아니라, 자유로운 아민 반응 라이브/죽은 고칠 수 죽은 세포 얼룩 키트, 같은 염료는 다른 염료 색상에서 사용할 수 있습니다. 그러나, PI와 DAPI 사용할 수 없습니다 셀을 수정 하는 경우. 프로토콜에 설명 된 대로 라이브/죽은 고칠 수 레드 죽은 세포 생존 얼룩 수 있습니다 통합할 수 두 패널 전략 게이팅 전반적인 FACS를 영향을 주지 않고.
또한, 데이터는 라이브 셀 모든 데이터는 상대적 의미의 백분율로 표현 됩니다. 만 입력 하 여 일치, 교류 cytometer로 셀의 수를 알려진 그것 것입니다 각 세포 종류의 정확한 숫자를 확인할 수 있습니다. 셀의 대략적인 수 세 챔버를 사용 하 여 SVF 분수에 셀 계산 후 계산 수 있습니다. 그러나,이 숫자는 SVF를 격리 하는 데 사용 하는 생 검 조직 양을 조정 해야 했 상체에 비만을 비교할 때이 제한이 있다. 유사한 질량의 비만 덜 adipocytes 지질으로 채워진다 고 크게 확대 구성 되어 있습니다. 이 면역 세포에의 그램 당 또는 당 체형의 수로 제시 하는 경우 면역 세포 수의 과소 발생할 수 있습니다.
인간 연구에서 환자의 포함 매우 중요 실험 절차의 표준화를 만드는 시간의 긴 기간 동안 일반적으로 수행 됩니다. 환자 간에 교류 cytometry 데이터의 비교에 대 한 몇 가지 옵션이 있습니다. 이 프로토콜에서 설명 된 대로 셀 같은 날에 여러 샘플의 분석을 허용 하는 측정 하기 전에 해결할 수 있습니다. 이 전에 모든 샘플 사이 얼룩 프로시저 수 있습니다 그들을 얼룩, 세포의 생존 능력에 영향을 받을 수는 SVF를 동결 하 여 얻을 수 있습니다. 마지막으로, 또한이 연구에서 채택, 형광 구슬 보상 수준, 설치 그리고 cytometer 추적 비즈는 cytometer의 매일 측정 표준화 격주 사용 했다. 이 마지막 옵션은 가장 효율적인 때 오랜 기간에 걸친 연구에서 샘플을 측정.
Cytometry에 대 한 제한 요소는 일반적으로 형광의 사용 이다. 동시에 검출 될 수 있는 형광 레이블 수 방출 스펙트럼에 중복으로 인해 제한 됩니다. 그러나, 스마트 FACS 패널 개발 및 부가 가치세 또는 토 샘플 당 여러 항 체 칵테일의 사용이이 문제 극복할 수 있습니다이 프로토콜에서 설명 된 대로. FACS 패널 개발의 중요 한 측면은 FMO 컨트롤. 하나를 제외 하 고 패널의 모든 항 체를 사용 하 여 전체 패널 FMO 비교할 때 잠재적인 autofluorescence 레벨을 감상할 수 있습니다. 이 인구의 정확한 게이팅 있으며 새로운 FACS 패널을 설정할 때이 절차를 수행 해야 합니다. 또한, FACS 장치의 새로운 세대 셀 마다 많은 특성의 동시 탐지를 허용 하는 최대 50 매개 변수를 검색할 수 있습니다. 형광 측면에 관련 된 또 다른 문제는 세포, 특히 세포의 autofluorescence. (488 nm 파장 여기)와 주로 FACS 레이저 셀의 여기, 후이 세포 형광 신호를 방출 (주로 < 640 nm) 그 수는 항 체의 방출 스펙트럼과 중복 레이블17,18. 이 계정, 흠 없는 세포 각 채널에 autofluorescence를 결정 하기 위해 측정 되어야 한다. 이 지식으로 형광 선정 되어야 한다 autofluorescent 신호를 초과 하는 신호 강도 표시 하는. 이 autofluorescent 배경 신호는 인구 제어 전략을 결정할 때 계정에 취해야 한다. 따라서이 프로토콜 및 지능형 FACS 패널 디자인의 응용 프로그램에 의해 그것은 깊이 형 macrophage 하위에 수 있습니다. 새로운 고유에 대 식 세포 및 그들의 기능을 나타낼 수 있다.

비만 저급에 특징은 염증1 과 (부가 가치세, 토)에 내장 및 피하 프로-염증 성 면역 세포의 침투. 부가 가치세에 프로-염증 성 면역 세포의 축적은 유형 2 당뇨병2개발을 위한 기본 위험 요소는 인슐린 저항 이끌어 낸다. 모두 타고 난 및 적응형 면역 시스템의 면역 세포 CD4 세포, 돛대 세포, 호 중구, 비만 발견 된다+ 와 CD8+ T-세포와 B 세포3,,45,6 ,7. 이러한 면역 세포, 내 피 세포, stromal 세포, 체형 창시자, 섬유 아 세포, 및 pericytes, SVF8 구성 되며 AT9프로-염증 성 물질의 주요 소스.
염증 상태는 일반적으로 서쪽 오 점10, immunohistochemistry11, 정량11, 등 기법에 의해 조사 하 고 있다. 그러나, 이러한 기술을, 전체에, adipocytes, 및 SVF를 사용할 때 사용 됩니다. 이 어렵게 금액 및 면역 세포에는 AT의 하위 집합을 결정 합니다. 면역 세포는 다양 한 세포 마커를 정의 하 고 대 식 세포와 같은 그들을 분류. 대 식 세포 기능 및 세포 표면 마커 식12에 중요 한이 표시합니다. 따라서, 그들은 종종 두 대 식 세포 인구로 분류 됩니다: M1 및 m 2. M2 세포는 일반적으로 또는 활성화 된 대 식 세포12,13 불리고, metabolically 정상적인 인간14AT에. 그러나, 비만, 동안 phenotypic 스위치에 발생 합니다 M2 세포에서 m 1 대 식 세포. 이러한 고전적인 M1 세포 CD11C12 를 표현 하 고 왕관 모양의 구조13를 죽은 adipocytes 주위 축적을 활성화. 그것은 그 CD11C+ AT에서 대 식 세포 인슐린 활동을 손상 하 고 뚱뚱한 인간15에 인슐린 저항와 관련. M1 및 m 2는 AT에서 대 식 세포를 식별 하려면 immunohistochemistry 옵션입니다. 이 기술은 조직의 대 식 세포의 위치에 대 한 정보를 제공합니다. 그러나, 그것은 하나의 얼룩에 사용할 수 있는 표시의 수를 제한 합니다. 또한, 그것은 또한 계량 어렵다입니다. 따라서, 부가 가치세 및 토 예금 다른 면역 세포 하위 집합을 조사 하는 교류 cytometry 방법을 개발 했습니다. 이 이렇게 우리가 하나의 흐름 cytometry 분석 셀 당 여러 개의 마커를 사용 하 여 셀의 하위 집합을 정의 하 고 각 하위 집합에 예금에의 숫자를 계산 하는 기회를 제공 합니다.

<table><tbody><tr><td>Centrifuge</td><td>Hettich Rotanta 460R</td><td>5660</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Modified Eagle&amp;rsquo;s Medium (DMEM)-Ham&amp;rsquo;s F12</td><td>Gibco ThermoFisher</td><td>31330-095</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase XI from Clostridium histolyticum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C7657-1g</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase I from Clostridium histolyticum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C0130-1g</td><td></td></tr><tr><td>DNAse I from bovine pancreas</td><td>Sigma Aldrich</td><td>DN25</td><td></td></tr><tr><td>NH&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;Cl</td><td>Merck</td><td>1.01145.0500</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A4503-100</td><td></td></tr><tr><td>NaN&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Merck</td><td>1.06688.0100</td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;micro;M syringe Filcons</td><td>BD Biosciences</td><td>340613</td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;micro;M filter</td><td>Greiner Bio-one</td><td>542070</td><td></td></tr><tr><td>Fc block / human IgG</td><td>Sigma Aldrich</td><td>14506</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>Merck</td><td>1.04003.2500</td><td></td></tr><tr><td>CD11b-BV421</td><td>Biolegend</td><td>301324</td><td></td></tr><tr><td>CD19-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>555412</td><td></td></tr><tr><td>CD3-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>561807</td><td></td></tr><tr><td>CD66b-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>555724</td><td></td></tr><tr><td>CD56-Fitc</td><td>BD Biosciences</td><td>562794</td><td></td></tr><tr><td>CD11c-APC-Cy7</td><td>Biolegend</td><td>337218</td><td></td></tr><tr><td>CD45-PE-Cy7</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>CD19-BV421</td><td>Biolegend</td><td>302234</td><td></td></tr><tr><td>CD3-V500</td><td>BD Biosciences</td><td>561416</td><td></td></tr><tr><td>CD56-APC</td><td>Biolegend</td><td>318310</td><td></td></tr><tr><td>CD4-PerCP-Cy5.5</td><td>Biolegend</td><td>300528</td><td></td></tr><tr><td>CD8-APC-H7</td><td>BD Biosciences</td><td>641400</td><td></td></tr><tr><td>CD303-PE</td><td>Biolegend</td><td>354204</td><td></td></tr><tr><td>CD141-APC</td><td>Biolegend</td><td>344106</td><td></td></tr><tr><td>FACS-Canto II</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>96 v-shape well plate</td><td>Greiner Bio-one</td><td>651101</td><td></td></tr><tr><td>PBS PH 7.4</td><td>Gibco ThermoFisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>FACS tube 5 mL polystyrene round-bottom tube</td><td>Corning</td><td>352052</td><td></td></tr><tr><td>IgG from human serum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I4506</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Rat Ig, &amp;kappa;/Negative Control Compensation Particles Set</td><td>BD Biosciences</td><td>552844</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse Ig, &amp;kappa;/Negative Control Compensation Particles Set</td><td>BD Biosciences</td><td>552843</td><td></td></tr><tr><td>LIVE/DEAD Fixable Red Dead Cell Stain Kit</td><td>ThermoFisher</td><td>L23102</td><td></td></tr><tr><td>IKA&amp;nbsp;MS 3 basic shaker</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z645028-1EA</td><td></td></tr></tbody></table>

characterization of immune cells in human adipose tissue by using flow cytometry

(에) 예금 피하와 내장 지방 조직에서 면역 세포의 침투 타입 2 당뇨병과 같은 비만 관련 합병증의 발전에 기여 낮은 학년 염증 이끌어 낸다. 양적 및 질적 조사 예금에서 인간의 면역 세포 부분 집합, 교류 cytometry 방법을 개발 했습니다. Stromal 혈관 분수 (SVF), 면역 세포를 포함 하는 피하와 내장 biopsies에 콜라 소화에 의해 격리 됩니다. Adipocytes 원심 분리 후 제거 됩니다. SVF 세포는 여러 막 바운드 마커 면역 세포 하위 구분을 선택 하 고 cytometry 사용 하 여 분석에 대 한 스테인드. 이 방법은, 프로 및 안티 inflammatory macrophage 하위 결과로 수지상 세포 (DCs), B-세포, CD4+ 와 CD8+ T-세포, NK 세포 수 있습니다 감지 하 고 계량. 이 메서드는 AT에 면역 세포 및 각 특정 하위 집합에 대 한 자세한 정보를 제공합니다. 이후에 사용할 수 있는 수많은 형광 항 체는, 우리의 교류 cytometry 방법은 측정 하는 다양 한 다른 세포와 세포내 표식 관심을 조정할 수 있습니다.

부가 가치세에서 고립 되 고 토 SVF cytometry 사용 하 여 측정 했다. 교류 cytometry 측정 다른 세포 인구 세포 마커 (그림 1A 및 1B)에 따라 보여주는 플롯을 생성 합니다. 첫째, 그려서 전달 폭 (FSC-W)를 피해 및 피해 지역 (FSC-A), 셀 집계 추가 분석에서 낮은 FSC-W.로 단일 셀 게이팅에 의해 삭제 될 수 있다 앞으로 다음, 라이브 셀이 선택 된, 그리고 정확한 크기와 복잡 한 FSC를 사용 하 여 셀을 게이팅 하 여 세포질 파편은 제외-고 측면 피해 지역 (SSC-A), 각각. 죽은 세포는 작은 명료한 인구로 따라서 볼 수 작은 FSC-. 다음, 면역 세포 (패널 1과 2, 그림 1A) CD45 팬 백혈구 마커의 사용에 의해 선정 되었다. 대 식 세포를 분석, T-세포 (CD3), B-세포 (CD19), 호 중구 등 다른 면역 세포 (CD66b+ CD11b+), NK 세포 (CD56)이이 세포를 대상으로 독특한 항 체를 사용 하 여 있지만 같은 추가 분석에서 제외 했다 형광 색소입니다. 나머지 셀의 추가 하위 CD11b 및 CD11c 식에 근거 했다. 이 결과 다음 인구: CD11b+ CD11c+ 세포, CD11b+ CD11c- 대 식 세포, 및 CD11b낮은 /- CD11c+ Dc (FACS 패널 1, 그림 1B). 평균 형광 강도 (MFI)의 측정 허용 CD303 식의 정량화 (plasmacytoid DC 마커) 및 CD141 (DC 표식), CD11b에+ CD11c+ 세포와 CD11b낮은 /- CD11c+ Dc. 표현의 두 이들이 마커 했다 CD11b에서 높은낮은 /- CD11c+ 확인 세포는 CD11b낮은 /- CD11c+ 세포 했다 Dc (그림 1C).
CD45+ 세포 (그림 1A)는 T-세포와 B 세포로 분할 되었다 CD3와 CD19, 각각 사용 하 여. T-세포 T 보조 세포 세분화 했다 (CD4+)와 세포 독성 T-세포 (CD8+). 마지막으로, CD3-CD19-셀 CD56 마커를 사용 하 여 NK 세포를 척도를 표시 했다 (FACS 패널 2, 그림 1D). 각 게이트 셀 수 정량은 고이 세포 유형의 모든 살아있는 세포 (표 3)의 비율을 계산 하는 데 사용 될 수 있습니다.
모두의 평균의 계산을 허용 하는 각 과목의 그룹 예 상체 또는 뚱뚱한 남자는 특정 면역 세포, 즉, 프로-염증 성 CD11b의 풍부를 표시 과목에 대 한 살아있는 세포의 백분율을 계산할 수 있습니다+ CD11c+ 내장 AT에서 대 식 세포 (그림 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57319/57319fig1.jpg"> 그림 1입니다. 내장 지방이 많은 직물의 전략 게이팅 FACS. 앞으로 분산형 폭 강도 (FSC-W)와 앞으로 피해 지역 강도 (FSC-A)만 단일 셀 선택 (레드) FACS 음모 뒤 게이트 포함 된 모든 이벤트 (블랙)의 (A) FACS 줄거리 FSC-A와 측면 분산형 영역 강도에 따라 (SSC-A) 라이브 셀 (옅은 녹색) 선택 게이트 포함 하. SSC-A와 다음 플롯 CD45 형광 강도 포함 모든 CD45 선택 게이트+ (면역) 세포 (파란색). (B) FACS CD11b 형광 강도, 그리고 게이트 CD19, CD3, CD66b, 및 CD56 부정적인 모든 셀 선택 (브라운) 인구에 더 부 대 CD19, CD3, CD66b, 및 CD56 형광 강도 플롯. CD11b 및 CD11c 형광 강도에 따라 다음 작에서 더 하위 단위. 게이츠는 사용자에 게 표시 됩니다 CD11b를 포함 하는+ CD11c+ 대 식 세포 (짙은 녹색), CD11b+ CD11c (보라색),- 대 식 세포 그리고 CD11b낮은 /- CD11c+ 수지상 세포 (파란색). (C) 금액의 CD11b+, CD11c+, 또는 CD11b낮은 /- CD11c+ 셀 (y 축) CD303와 CD141, 그리고 의미의 해당 정량화에 대 한 형광 강도 (x 축)의 그들의 정도 표시 형광 강도 (MFI)입니다. (D) FACS 플롯 이전 CD45 표시+ 게이츠 두 CD3 T-세포 (마젠타), B-세포 (짙은 녹색), 및 비 autofluorescent 셀 (녹색) 부정적인 선택 포함 된 CD3와 CD19 형광 강도 기반으로 하는 인구 (블루) 그리고 CD19입니다. 다음 플롯 기반 c d 4와 CD8 형광 CD4 선택 문을 가진+ (밝은 녹색)과 CD8+ (마젠타) T 세포. 동일한 제어 전략은 피하 지방 조직에 사용 됩니다. 동일한 제어 전략은 피하 지방 조직에 사용 됩니다. 이 그림 Wouters 그 외 여러분 에서 수정 되었습니다. 16 <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57319/57319fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57319/57319fig2.jpg"> 그림 2입니다. 비만 vAT 포함 더 많은 프로-염증 성 세포. CD11b 양의+ CD11c+ 세포 야 위 고 뚱뚱한 남자의 통에 모든 살아있는 세포의 비율으로. 모든 데이터는 의미 ± SEM; n = 20 및 n에 대 한 31 = 비만. 엎드려 서 대p ≤ 0.01 <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57319/57319fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>대상</td>
			<td>정의 대상</td>
			<td>에 제시</td>
			<td>형광 색소</td>
			<td>수량</td>
			<td>클론</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11B</td>
			<td>골수성 integrin 마커</td>
			<td>granulocytes, monocytes/대 식 세포, 수지상 세포낮은 및 자연 킬러 세포</td>
			<td>BV421</td>
			<td>2.5 Μ L</td>
			<td>ICRF44</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19</td>
			<td>일반적인 B 세포 항 원</td>
			<td>Blastoid B 세포 및 플라스마 B 세포에서 프로-B 세포 b 세포 개발</td>
			<td>Fitc</td>
			<td>3 Μ L</td>
			<td>HIB19</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3</td>
			<td>일반적인 T 세포 항 원</td>
			<td>자연적인 살인자 T 세포, T 세포, thymocytes</td>
			<td>Fitc</td>
			<td>3 Μ L</td>
			<td>UCHT1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD66B</td>
			<td>carcinoembryonic 항 원 (CEA)의 회원-당단백질 가족 처럼</td>
			<td>granulocytes</td>
			<td>Fitc</td>
			<td>5 Μ L</td>
			<td>G10F5</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD56</td>
			<td>무 겁 게 당화 접착 단백질</td>
			<td>자연 킬러 세포 그리고 자연적인 살인자 T 세포</td>
			<td>Fitc</td>
			<td>5 Μ L</td>
			<td>B159</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD303</td>
			<td>유형 II 막 횡단 당단백질</td>
			<td>plasmacytoid 수지상 세포</td>
			<td>PE</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>201A</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD141</td>
			<td>thrombomodulin</td>
			<td>monocytes/세포낮은, 수지상 세포의 부분 모집단</td>
			<td>APC</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>M80</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11C</td>
			<td>유형 I 막 횡단 당단백질; integrin αx</td>
			<td>monocytes/대 식 세포, 수지상 세포, granulocytes, 자연 킬러 세포, B와 T 세포의 부분 집합</td>
			<td>APC-Cy7</td>
			<td>0.5 Μ L</td>
			<td>Bu15</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>일반적인 백혈구 항 원</td>
			<td>모든 인간의 백혈구 림프 톨, monocytes, granulocytes, 호 산 구는, thymocytes 등</td>
			<td>PE-Cy7</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>HI30</td>
		</tr>
<tr>
<td>FACS 버퍼</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>7.5 µ l</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1입니다. 항 체에 대 한 칵테일 FACS panel 하위 집합 대 식 세포와 수지상 세포 인구를 식별 하는 1. 설명 하는 항 체의 한 샘플의 분석입니다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>대상</td>
			<td>정의 대상</td>
			<td>에 제시</td>
			<td>형광 색소</td>
			<td>수량</td>
			<td>클론</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19</td>
			<td>일반적인 B 세포 항 원</td>
			<td>Blastoid B 세포 및 플라스마 B 세포에서 프로-B 세포 b 세포 개발</td>
			<td>BV421</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>HIB19</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3</td>
			<td>일반적인 T 세포 항 원</td>
			<td>자연적인 살인자 T 세포, T 세포, thymocytes</td>
			<td>V500</td>
			<td>3 Μ L</td>
			<td>UCHT1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD56</td>
			<td>무 겁 게 당화 접착 단백질</td>
			<td>자연 킬러 세포 그리고 자연적인 살인자 T 세포</td>
			<td>APC</td>
			<td>5 Μ L</td>
			<td>HCD56</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD4</td>
			<td>Superfamily Ig, 유형 I 막 횡단 당단백질</td>
			<td>Monocytes/대 식 세포, thymocytes, T 도우미 셀 입력 II 자연적인 살인자 T 세포</td>
			<td>PerCP-Cy5.5</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>RPA T4</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD8</td>
			<td>아 황산 연결 된 분자 복합물의 α 소 단위</td>
			<td>세포 독성 T 세포, thymocytes, 자연 킬러 세포의 부분 집합</td>
			<td>APC H7</td>
			<td>2 Μ L</td>
			<td>SK1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>일반적인 백혈구 항 원</td>
			<td>모든 인간의 백혈구 림프 톨, monocytes, granulocytes, 호 산 구는, thymocytes 등</td>
			<td>PE-Cy7</td>
			<td>1 Μ L</td>
			<td>HI30</td>
		</tr>
<tr>
<td>FACS 버퍼</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>10 µ l</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>표 2입니다. 항 체에 대 한 칵테일 FACS 패널 2T 및 B 세포 인구를 식별 하. 설명 하는 항 체의 한 샘플의 분석입니다.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>대 식 세포 패널</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>게이트 이름</td>
			<td># 셀</td>
			<td>라이브의 %</td>
		</tr>
<tr>
<td>단일 셀</td>
			<td>183054</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>라이브</td>
			<td>10477</td>
			<td>100</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45</td>
			<td>4100</td>
			<td>39.13</td>
		</tr>
<tr>
<td>덤프-
</td>
			<td>771</td>
			<td>7.36</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11C- CD11B+
</td>
			<td>430</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11C+ CD11B+
</td>
			<td>104</td>
			<td>0.99</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD11C+ CD11B낮은 /-
</td>
			<td>15</td>
			<td>0.14</td>
		</tr>
<tr>
<td>T-세포, B 세포, NK 셀 패널</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>게이트 이름</td>
			<td>#Cells</td>
			<td>라이브의 %</td>
		</tr>
<tr>
<td>단일 셀</td>
			<td>34616</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>라이브</td>
			<td>3728</td>
			<td>100</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD45+
</td>
			<td>1589</td>
			<td>42.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>NK 세포</td>
			<td>29</td>
			<td>0.78</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD3+
</td>
			<td>953</td>
			<td>25.56</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD4+
</td>
			<td>601</td>
			<td>16.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD8+
</td>
			<td>328</td>
			<td>8.8</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19+
</td>
			<td>20</td>
			<td>0.54</td>
		</tr>
</tbody></table>테이블 3입니다. 부가 가치세에 다른 종류의 면역 세포 풍부. 셀 각 게이트에서의 수와는 다른 종류의 세포 백분율 살아있는 세포의 총 금액에 따라.

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Characterization of Immune Cells in Human Adipose Tissue by Using Flow Cytometry

이 문서에서는 지방 조직 및 cytometry 사용 하 여 이후 분석에서 면역 세포의 고립에 의해 지방 조직의 면역 세포 콘텐츠를 분석 하는 방법을 설명 합니다.

Cytometry 사용 하 여 인간 지방 조직에서 면역 세포의 특성

Infiltration of immune cells in the subcutaneous and visceral adipose tissue (AT) deposits leads to a low-grade inflammation contributing to the ...

characterization-immune-cells-human-adipose-tissue-using-flow

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

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비디오: Characterization of Immune Cells in Human Adipose Tissue by Using Flow Cytometry

Isolation of Adipose Tissue Immune Cells

The discovery of increased macrophage infiltration in the adipose tissue (AT) of obese rodents and humans has led to an intensification of interest in immune cell contribution to local and systemic insulin resistance. Isolation and quantification of different immune cell populations in lean and obese AT is now a commonly utilized technique in immunometabolism laboratories; yet extreme care must be taken both in stromal vascular cell isolation and in the flow cytometry analysis so that the data obtained is reliable and interpretable. In this video we demonstrate how to mince, digest, and isolate the immune cell-enriched stromal vascular fraction. Subsequently, we show how to antibody label macrophages and T lymphocytes and how to properly gate on them in flow cytometry experiments. Representative flow cytometry plots from low fat-fed lean and high fat-fed obese mice are provided. A critical element of this analysis is the use of antibodies that do not fluoresce in channels where AT macrophages are naturally autofluorescent, as well as the use of proper compensation controls.

Adipose tissue (AT) is a site of intense immune cell activation and interaction. Almost all cells of the immune system are present in AT and their ratios are altered by obesity. Proper isolation, quantification, and characterization of AT immune cell populations are critical for understanding their role in immunometabolic disease.

지방 조직 면역 세포의 분리

The discovery of increased macrophage infiltration in  the adipose tissue (AT) of obese rodents and humans has led to an  intensification of interest in ...

연구

면역학 및 감염병학

Image-based Flow Cytometry Technique to Evaluate Changes in Granulocyte Function In Vitro

Granulocytes play a key role in the body&#8217;s innate immune response to bacterial and viral infections. While methods exist to measure granulocyte function, in general these are limited in terms of the information they can provide. For example, most existing assays merely provide a percentage of how many granulocytes are activated following a single, fixed length incubation. Complicating matters, most assays focus on only one aspect of function due to limitations in detection technology. This report demonstrates a technique for simultaneous measurement of granulocyte phagocytosis of bacteria and oxidative burst. By measuring both of these functions at the same time, three unique phenotypes of activated granulocytes were identified: 1) Low Activation (minimal phagocytosis, no oxidative burst), 2) Moderate Activation (moderate phagocytosis, some oxidative burst, but no co-localization of the two functional events), and 3) High Activation (high phagocytosis, high oxidative burst, co-localization of phagocytosis and oxidative burst). A fourth population that consisted of inactivated granulocytes was also identified. Using assay incubations of 10, 20, and 40-min the effect of assay incubation duration on the redistribution of activated granulocyte phenotypes was assessed. A fourth incubation was completed on ice as a control. By using serial time incubations, the assay may be able to able to detect how a treatment spatially affects granulocyte function. All samples were measured using an image-based flow cytometer equipped with a quantitative imaging (QI) option, autosampler, and multiple lasers (488, 642, and 785 nm).

Image-based Flow Cytometry Technique to Evaluate Changes in Granulocyte Function In Vitro

This method demonstrates a technique for assessing granulocyte function by simultaneously measuring phagocytosis of bacteria and oxidative burst. Image-based flow cytometry allowed for the identification of three distinct subsets of activated granulocytes that all differed in their relative functional capacity.

이미지 기반 유동 세포 계측법 기술은 과립구 기능의 변화를 평가하기<em&gt; 체외</em

Granulocytes play a key role in the body&#8217;s innate immune response to bacterial and viral infections. While methods exist to measure granulocyte ...

Characterization of Human Monocyte-derived Dendritic Cells by Imaging Flow Cytometry: A Comparison between Two Monocyte Isolation Protocols

Dendritic cells (DCs) are antigen presenting cells of the immune system that play a crucial role in lymphocyte responses, host defense mechanisms, and pathogenesis of inflammation. Isolation and study of DCs have been important in biological research because of their distinctive features. Although they are essential key mediators of the immune system, DCs are very rare in blood, accounting for approximately 0.1 - 1% of total blood mononuclear cells. Therefore, alternatives for isolation methods rely on the differentiation of DCs from monocytes isolated from peripheral blood mononuclear cells (PBMCs). The utilization of proper isolation techniques that combine simplicity, affordability, high purity, and high yield of cells is imperative to consider. In the current study, two distinct methods for the generation of DCs will be compared. Monocytes were selected by adherence or negatively enriched using magnetic separation procedure followed by differentiation into DCs with IL-4 and GM-CSF. Monocyte and MDDC viability, proliferation, and phenotype were assessed using viability dyes, MTT assay, and CD11c/ CD14 surface marker analysis by imaging flow cytometry. Although the magnetic separation method yielded a significant higher percentage of monocytes with higher proliferative capacity when compared to the adhesion method, the findings have demonstrated the ability of both techniques to simultaneously generate monocytes that are capable of proliferating and differentiating into viable CD11c+ MDDCs after seven days in culture. Both methods yielded &gt; 70% CD11c+ MDDCs. Therefore, our results provide insights that contribute to the development of reliable methods for isolation and characterization of human DCs.

This study compares two different methods of human monocyte isolation for obtaining in vitro dendritic cells (DCs). Monocytes are selected by adherence or negatively enriched by magnetic separation. Monocyte yield and viability along with MDDC viability, proliferation and CD11c/CD14 surface marker expression will be compared between both methods.

이미징 유동 세포 계측법에 의해 인간 단핵구 유래 수지상 세포의 특성 : 두 단핵구 격리 프로토콜 사이의 비교

Dendritic cells (DCs) are antigen presenting cells of the immune system that play a crucial role in lymphocyte responses, host defense mechanisms, and ...

Characterization of Human Monocyte Subsets by Whole Blood Flow Cytometry Analysis

Monocytes are key contributors in various inflammatory disorders and alterations to these cells, including their subset proportions and functions, can have pathological significance. An ideal method for examining alterations to monocytes is whole blood flow cytometry as the minimal handling of samples by this method limits artifactual cell activation. However, many different approaches are taken to gate the monocyte subsets leading to inconsistent identification of the subsets between studies. Here we demonstrate a method using whole blood flow cytometry to identify and characterize human monocyte subsets (classical, intermediate, and non-classical). We outline how to prepare the blood samples for flow cytometry, gate the subsets (ensure contaminating cells have been removed), and determine monocyte subset expression of surface markers &#8212; in this example M1 and M2 markers. This protocol can be extended to other studies that require a standard gating method for assessing monocyte subset proportions and monocyte subset expression of other functional markers.

Here we present a protocol for characterizing monocyte subsets by whole blood flow cytometry. This includes outlining how to gate the subsets and assess their expression of surface markers and giving an example of the assessment of the expression of M1 (inflammatory) and M2 markers (anti-inflammatory).

전체 혈액에 의해 인간 Monocyte 하위 집합의 Flow Cytometry 분석

Monocytes are key contributors in various inflammatory disorders and alterations to these cells, including their subset proportions and functions, can ...

High-Dimensionality Flow Cytometry for Immune Function Analysis of Dissected Implant Tissues

The success of implanting laboratory-grown tissue or a medical device in an individual is subject to the immune response of the recipient host. Considering an implant as a foreign body, a hostile and dysregulated immune response may result in the rejection of the implant, while a regulated response and regaining of homeostasis can lead to its acceptance. Analyzing the microenvironments of implants dissected out under in vivo or ex vivo&#160;settings can help in understanding the pattern of immune response, which can ultimately help in developing new generations of biomaterials. Flow cytometry is a well-known technique for characterizing immune cells and their subsets based on their cell surface markers. This review describes a protocol based on manual dicing, enzymatic digestion, and filtration through a cell strainer for the isolation of uniform cell suspensions from dissected implant tissue. Further, a multicolor flow cytometry staining protocol has been explained, along with steps for initial cytometer settings to characterize and quantify these isolated cells by flow cytometry.

Isolation of cells from dissected implants and their characterization by flow cytometry can significantly contribute to understanding the pattern of immune response against implants. This paper describes a precise method for the isolation of cells from dissected implants and their staining for flow cytometric analysis.

절개된 임플란트 조직의 면역 기능 분석을 위한 고차원 유세포 분석

The success of implanting laboratory-grown tissue or a medical device in an individual is subject to the immune response of the recipient host. ...

생체공학

An Advanced Murine Model for Nonalcoholic Steatohepatitis in Association with Type 2 Diabetes

Obesity is associated with chronic low-grade inflammation and insulin resistance, contributing to an increasing prevalence of chronic metabolic diseases, such as type 2 diabetes and nonalcoholic steatohepatitis (NASH). Recent research has established that pro-inflammatory immune cells infiltrate obese hypertrophic adipose tissue and liver. Given the emerging importance of immune cells in the context of metabolic homeostasis, there is a critical need to quantify and characterize their modification during the development of type 2 diabetes and NASH. However, animal models that induce pathophysiological features typical of human NASH are sparse.
In this article, we provide a detailed protocol to identify immune cell subsets isolated from liver and adipose tissue in a reliable mouse model of NASH, established by housing high-fat diet (HFD) mice under non-specific pathogen-free (SPF) conditions without a barrier for at least seven weeks. We demonstrate the handling of mice in non-SPF conditions, digestion of the tissues and identification of macrophages, natural killer (NK) cells, dendritic cells, B and T cell subsets by flow cytometry. Representative flow cytometry plots from SPF HFD mice and non-SPF mice are provided. To obtain reliable and interpretable data, the use of antibodies, accurate and precise methods for tissue digestion and proper gating in flow cytometry experiments are critical elements.
The intervention to restore physiological antigen exposure in mice by housing them in non-SPF conditions and unspecific exposure to microbial antigens could provide a relevant tool for investigating the link between immunological alterations, diet-induced obesity and related long term complications.

A simple and reliable diet-induced rodent animal model for nonalcoholic steatohepatitis (NASH) is described, achieved through non-SPF housing of the animals and administration of a specific high-fat diet. We describe identification of hepatic and adipose immune cell subsets to recapitulate human immunological conditions by exposing mice to environmental germs.

타입-2 당뇨병과 관련 하 여 무 알콜 수 막 염을 위한 진보 된 뮤 린 모형

Obesity is associated with chronic low-grade inflammation and insulin resistance, contributing to an increasing prevalence of chronic metabolic diseases, ...

Isolation of Adipogenic and Fibro-Inflammatory Stromal Cell Subpopulations from Murine Intra-Abdominal Adipose Depots

The stromal-vascular fraction (SVF) of white adipose tissue (WAT) is remarkably heterogeneous and consists of numerous cell types that contribute functionally to the expansion and remodeling of WAT in adulthood. A tremendous barrier to studying the implications of this cellular heterogeneity is the inability to readily isolate functionally distinct cell subpopulations from WAT SVF for in vitro and in vivo analyses. Single-cell sequencing technology has recently identified functionally distinct fibro-inflammatory and adipogenic PDGFR&#946;+ perivascular cell subpopulations in intra-abdominal WAT depots of adult mice. Fibro-inflammatory progenitors (termed, &#8220;FIPs&#8221;) are non-adipogenic collagen producing cells that can exert a pro-inflammatory phenotype. PDGFR&#946;+ adipocyte precursor cells (APCs) are highly adipogenic both in vitro and in vivo upon cell transplantation. Here, we describe multiple methods for the isolation of these stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal WAT depots. FIPs and APCs can be isolated by fluorescence-activated cell sorting (FACS) or by taking advantage of biotinylated antibody-based immunomagnetic bead technology. Isolated cells can be used for molecular and functional analysis. Studying the functional properties of stromal cell subpopulation in isolation will expand our current knowledge of adipose tissue remodeling under physiological or pathological conditions on the cellular level.

This protocol describes the technical approach to isolate adipogenic and fibro-inflammatory stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal white adipose tissue (WAT) depots by fluorescence-activated cell sorting or immunomagnetic bead separation.

The stromal-vascular fraction (SVF) of white adipose tissue (WAT) is remarkably heterogeneous and consists of numerous cell types that contribute ...

Flow Cytometric Analysis for Identification of the Innate and Adaptive Immune Cells of Murine Lung

The respiratory tract is in direct contact with the outside environment and requires a precisely regulated immune system to provide protection while suppressing unwanted reactions to environmental antigens. Lungs host several populations of innate and adaptive immune cells that provide immune surveillance but also mediate protective immune responses. These cells, which keep the healthy pulmonary immune system in balance, also participate in several pathological conditions such as asthma, infections, autoimmune diseases, and cancer. Selective expression of surface and intracellular proteins provides unique immunophenotypic properties to the immune cells of the lung. Consequently, flow cytometry has an instrumental role in the identification of such cell populations during steady-state and pathological conditions. This paper presents a protocol that describes a consistent and reproducible method to identify the immune cells that reside in the lungs of healthy mice under steady-state conditions. However, this protocol can also be used to identify changes in these cell populations in various disease models to help identify disease-specific changes in the lung immune landscape.

In this study, we present an effective and reproducible protocol to isolate the immune populations of the murine respiratory system. We also provide a method for the identification of all innate and adaptive immune cells that reside in the lungs of healthy mice, using a 9-color-based flow cytometry panel.

뮤린 폐의 선천적 및 적응성 면역 세포의 확인을 위한 유세포 분석

The respiratory tract is in direct contact with the outside environment and requires a precisely regulated immune system to provide protection while ...

Isolation of Viable Adipocytes and Stromal Vascular Fraction from Human Visceral Adipose Tissue Suitable for RNA Analysis and Macrophage Phenotyping

Visceral adipose tissue (VAT) is an active metabolic organ composed mainly of mature adipocytes and stromal vascular fraction (SVF) cells, which release different bioactive molecules that control metabolic, hormonal, and immune processes; currently, it is unclear how these processes are regulated within the adipose tissue. Therefore, the development of methods evaluating the contribution of each cell population to the pathophysiology of adipose tissue is crucial. This protocol describes the isolation steps and provides the necessary troubleshooting guidelines for efficient isolation of viable mature adipocytes and SVF from human VAT biopsies in a single process, using a collagenase enzymatic digestion technique. Moreover, the protocol is also optimized to identify macrophage subsets and perform mature adipocyte RNA isolation for gene expression studies, which allows performing studies dissecting the interaction between these cell populations. Briefly, VAT biopsies are washed, minced mechanically, and digested to generate a single-cell suspension. After centrifugation, mature adipocytes are isolated by flotation from the SVF pellet. The RNA extraction protocol ensures a high yield of total RNA (including miRNAs) from adipocytes for downstream expression assays. Simultaneously, SVF cells are used to characterize macrophage subsets (pro- and anti-inflammatory phenotype) through flow cytometry analysis.

This protocol provides an efficient collagenase digestion method for isolation of viable adipocytes and stromal vascular fraction-SVF cells from human visceral fat in a single process, including methodology to obtain high-quality RNA from adipocytes and phenotypification of SVF-macrophages through staining of multiple membrane-bound markers for analysis by flow cytometry.

RNA 분석 및 대식세포 표현형에 적합한 인간 내장 지방 조직에서 생존 가능한 지방 세포 및 기질 혈관 분획 분리

Visceral adipose tissue (VAT) is an active metabolic organ composed mainly of mature adipocytes and stromal vascular fraction (SVF) cells, which release ...

의학

Human Adipose Tissue Micro-fragmentation for Cell Phenotyping and Secretome Characterization

In the past decade, adipose tissue transplants have been widely used in plastic surgery and orthopaedics to enhance tissue repletion and/or regeneration. Accordingly, techniques for harvesting and processing human adipose tissue have evolved in order to quickly and efficiently obtain large amounts of tissue. Among these, the closed system technology represents an innovative and easy-to-use system to harvest, process, and re-inject refined fat tissue in a short time and in the same intervention (intra-operatively). Adipose tissue is collected by liposuction, washed, emulsified, rinsed and minced mechanically into cell clusters of 0.3 to 0.8 mm. Autologous transplantation of mechanically fragmented adipose tissue has shown remarkable efficacy in different therapeutic indications such as aesthetic medicine and surgery, orthopedic and general surgery. Characterization of micro-fragmented adipose tissue revealed the presence of intact small vessels within the adipocyte clusters; hence, the perivascular niche is left unperturbed. These clusters are enriched in perivascular cells (i.e., mesenchymal stem cell (MSC) ancestors) and in vitro analysis showed an increased release of growth factors and cytokines involved in tissue repair and regeneration, compared to enzymatically derived MSCs. This suggests that the superior therapeutic potential of microfragmented adipose tissue is explained by a higher frequency of presumptive MSCs and enhanced secretory activity. Whether these added pericytes directly contribute to higher growth factor and cytokine production is not known. This clinically approved procedure allows the transplantation of presumptive MSCs without the need for expansion and/or enzymatic treatment, thus bypassing the requirements of GMP guidelines, and reducing the costs for cell-based therapies.

Here, we present human adipose tissue enzyme-free micro-fragmentation using a closed system device. This new method allows the obtainment of sub-millimeter clusters of adipose tissue suitable for in vivo transplantation, in vitro culture, and further cell isolation and characterization.

세포 표현형 및 분비 특성화를 위한 인간 지방 조직 미세 단편화

In the past decade, adipose tissue transplants have been widely used in plastic surgery and orthopaedics to enhance tissue repletion and/or regeneration. ...