Name: isolation of human myoblasts, assessment of myogenic differentiation, and store-operated calcium entry measurement
Uploaded: 2017-07-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement at JoVE.com

이 작품은 스위스 국립 과학 재단 (부여 번호 310030-166313), &quot;Fondation Suisse la recherche sur les les maladies musculaires&quot;, &quot;Foundation Marcel Levaillant&quot;및 &quot;Fondation pour la recherche ostéo articulaire&quot;에 의해 지원되었습니다.

건강한 환자의 정형 외과 수술 중에 수술 용 폐기물로 인간 근육 샘플 (반결질 근육에서 얻은 조직)을 채취했습니다. 인체 연구와 관련된 모든 방법은 스위스 규정 보건 당국의 지침 및 규정에 따라 수행되었으며 스위스 제네바 당국 (Commission Cantonale d&#39; Ethique de la Recherche)의 승인을 받았다 (프로토콜 CER 번호 12-259) . 이 연구에 참여한 모든 성인 피험자로부터 정보 및 서면 동의를 얻었습니다. 1. 인간 골격근으로부터 근섬유의 분리 <ol><li> 모든 절차 동안, 수준 II 조직 배양 후드에서 작업하고 멸균 배지 및 멸균 완충액을 사용하여 멸균 상태를 유지하십시오. 참고 :이 절차는 많은 인간 골격 근육에 적용 할 수 있습니다. </li></ol> 2. 해리 프로토콜 <ol><li> 근육 샘플 (2 - 3g)을 무균 6cm플레이트. </li><li> 인산 완충 식염수 (PBS) 5 - 10 ML로 근육 샘플을 씻으십시오. 세척을 반복하십시오. </li><li> 굽은 가위와 클램프를 사용하여 결합 조직과 지방 조직을 제거합니다. </li><li> 근육 샘플을 계량하고 (2.13 단계 참조) 새로운 무균 6cm 플레이트로 옮깁니다. </li><li> 5 mL의 0.05 % Trypsin-EDTA를 첨가한다. </li><li> 가위를 사용하여 근육 조직을 잘라 내고 작은 조각 (2mm 미만)을 만듭니다. </li><li> 10 ML 혈청 피펫을 사용하여 자기 막대를 포함하는 200 ML 해리 병에 다진 근육을 전송하십시오. 0.05 % 트립신 - EDTA 90 ML가 모든 다진 근육과 함께 해리 상자로 전송 될 때까지이 단계를 반복합니다. 해리 병을 닫고 온화한 교반하에 60 분 동안 37 ° C에서 품어 라. </li><li> 가열 욕조에서 해리 병을 제거하고 해리 병에 태아 송아지 혈청 (FCS; 10 % 최종 부피) 10 ML을 추가하여 효소 반응을 중지합니다. 혼합물을 피펫으로 균질화하십시오. </li><li> 예습각각에 70μm 셀 스트레이너가있는 두 개의 50mL 튜브입니다. 현탁액이 통과 할 때까지 필터 위에서 위아래로 pipetting하여 각 튜브에 셀 스트레이너를 통해 세포 현탁액의 절반을 전달하십시오. </li><li> 튜브를 200 xg 및 20 ° C에서 5 분간 원심 분리하십시오. 흡인하고 상등액을 버린다. </li><li> 성장 매체 (GM; 표 1 ) 10 ML로 세포를 Resuspend하고 한 50 ML 튜브에 배치 40 μm의 세포 스트레이너를 통해 세포를 전달하십시오. 튜브를 200 xg 및 20 ° C에서 5 분간 원심 분리하십시오. 흡인하고 상등액을 버린다. </li><li> GM 10 ML와 세포를 Resuspend하고 5 분 200 XG와 20 ° C에서 튜브를 원심 분리기; 흡인하고 상등액을 버린다. </li><li> GM 1 ML와 세포를 Resuspend하고 Neubauer 챔버를 사용하여 셀을 계산합니다. 참고 : 일반적으로 근육의 g 당 3 × 10 5 세포의 수율은 수확해야한다. 수확량은 세포 수를 근육 생체의 무게로 나누어 계산합니다sy (단계 2.4). </li><li> 37 ° C와 7 % CO 2 에서 4 ML의 GM 및 부화가 들어있는 멸균 6cm 플레이트에 2 X 10 5 세포를 넣으십시오. 필요한만큼의 번호판을 준비하십시오. </li><li> 3 일 후에 GM을 변경하십시오. 참고 : 갓 해체 된 세포는 배양 판에 부착 할 시간이 필요합니다. 또한, 첫 번째 근육 세포 배증 시간은 약 50 - 60 시간입니다. 첫 번째 분열 후 두 배의 시간은 약 20 시간입니다. </li><li> 셀 (70)에 도달하면 7일 - - 5 후 (약 1.5 × 10 6 세포 / 6cm 플레이트 당) 80 % 컨 플루 언스, 항체 염색 및 세포 분류 (단계 3)를 시작한다. </li></ol> 3. 항체 얼룩과 세포 분류 <ol><li> PBS로 한번 세척 한 후, 37 ℃에서 0.05 % 트립신 EDTA 1 ㎖와 (6 cm 플레이트)를 접착 세포 배양 7 % 3 분간 CO 2 (또는 5 % CO에서 배양 2). GM 2 mL를 첨가하여 반응을 멈추고 15 mL 튜브에 세포를 수집한다. 원심 분리 후 (200 xg, 5 분), resGM 1 mL에 세포를 첨가한다. </li><li> Neubauer 챔버를 사용하여 세포를 세십시오. </li><li> 얼음 위에서 다음 절차를 수행하십시오. 참고 : cytometer에 올바른 형광 보상을 설정하는 절차는 필수적이며 모든 cytometer에서 유사해야합니다. 튜브 1과 2는 음성 대조군으로 사용됩니다. 튜브 3 - 7은 첫 번째 실험에서 cytometer의 보정량을 설정하는 데 사용됩니다 ( 표 2 ). 각 항체 및 해당 이소 형에 사용 된 최종 농도는 동일해야합니다 (약 1 μg / 10 6 세포). </li><li> 1 - 7 튜브 (5 ML 튜브) 당 1 X 10 5 세포를 파견 ( 표 2 ). 세포 정렬을 위해 튜브 8에 남아있는 세포 현탁액을 놓습니다. </li><li> 차가운 FACS 버퍼 (PBS - 5 % FCS) 1 ML로 세포를 씻으십시오. 5 분 동안 200 xg 및 4 ° C에서 튜브를 닫고 원심 분리하십시오. 흡인하고 상등액을 버린다. </li><li> 튜브 당 FACS 버퍼의 200 μL를 추가합니다. th에 항체를 추가하십시오표 2 에 따른 e 튜브. 얼음 위에서 30 분 동안 품어 낸다. </li><li> 세포를 씻으십시오 : 각 튜브에 FACS 버퍼 1 ML을 추가합니다. 5 분 동안 200 xg 및 4 ° C에서 튜브를 닫고 원심 분리하십시오. 흡인하고 상등액을 버립니다. 이 단계를 한 번 더 반복하십시오. </li><li> FACS 버퍼 500 μL에 세포를 Resuspend. 튜브를 닫고 셀 정렬까지 얼음에 보관하십시오. 세포 분별하는 동안 세포를 수집하는 데 필요한 GM의 500 μL를 각각 포함 1.5 ML의 4 튜브를 준비합니다. 얼음 위에 보관하십시오. </li><li> 유동 세포 계측법 ( 그림 1 )에 의해 인간 myoblasts를 정렬합니다. CD45 양성 조혈 세포를 배제 한 후 CD56 발현을 기준으로 CD45 음성 세포를 분리합니다. 그런 다음 CD34, CD144 및 CD146 (인간 근섬유는 CD56 + / CD146 + / CD45- / CD34- / CD144- 세포로 정의 됨)에 대한 CD56 양성 집단을 게이트하십시오. 순도를 확인하기 위해 정렬 된 세포 집단의 작은 부분을 재분석합니다. </li><li> 인간 myobla가 들어있는 튜브를 풀다.1 개의 15 mL 튜브에 넣고 한 번 씻으십시오. 5 mL의 GM을 넣으십시오. 튜브를 200 xg 및 20 ° C에서 5 분간 원심 분리하십시오. 흡인하고 상등액을 버린다. </li><li> GM 1 mL에 세포를 Resuspend하고 GM (접시 당 2 X 10 5 셀) 4 ML을 포함 uncoated 6cm 플레이트에 세포를 접시. 37 ° C 및 7 % CO 2 에서 배양하십시오. </li></ol> 4. 셀 유지 관리 <ol><li> 2 일마다 배양액의 절반을 교체하십시오. 배양 접시에서 2 mL의 GM을 제거하고 2 mL의 GM을 첨가한다. 참고 : Myoblast는 배양 조건에 도움이되는 성장 인자를 생성합니다. </li><li> 그들은 pre - differentiation을 피하기 위해 70 - 80 % 합류에 도달하면 세포를 trypsinize. PBS로 한 번 헹구어 준 후 3 분 동안 37 ℃에서 7 % CO 2 에서 0.05 % Trypsin-EDTA 1 mL로 부착 세포 (6-cm 플레이트에서)를 배양합니다. GM 2 mL를 첨가하여 반응을 멈추고 15 mL 튜브에 세포를 수집한다. 원심 분리 후 (200 xg, 5 분), resusGM 1 mL에 세포를 고정 시키십시오. </li><li> 세포 수를 세고 GM 4 mL에 2 x 10 5 세포 / 6 cm 플레이트를 준비하십시오. </li><li> 6 개 통로 인간 근육 아세포를 유지하거나 GM은 10 % DMSO, 용액 당 1 × 106 세포를 함유하는 그들 동결. 점진적 동결 상자 (1 ° C / 분)에서 세포를 고정 시키십시오; 장기간 보관하려면 액체 질소를 넣으십시오. </li></ol> 5. siRNA와 인간 Myoblasts의 Transfection 참고 : Myoblast는 차별화 유도 2 일전에 상업용 형질 전환 시약을 사용하여 형질 감염됩니다. 특정 siRNA가 유전자에 미치는 영향은 항상 대조 siRNA의 효과와 비교됩니다. siRNA는 얼음 위에 보관하고 장갑으로 조작해야하는 이중 가닥 RNA입니다. <ol><li> 6 cm 플레이트 (약 1.5 × 106 세포) 인간 근육 아세포의 80 % 컨 플루 언트 단일 층 - 70를 구합니다. 참고 : 형질 당 5 × 10 개 5 세포는 죄수를 얻기 위해 필요하다GM에서 2 일 후에 transfected myoblasts의 유창한 monolayer. </li><li> 유리 coverslips을 준비 (7 단계에서 칼슘 이미징에 대해 설명). </li><li> 웜 GM, 0.05 % 트립신 -EDTA 및 PBS 37 ° C. </li><li> 불임을 유지하기 위해 레벨 II 조직 배양 후드에서 다음 단계를 모두 수행하십시오. </li><li> 1.5 mL 튜브에서 500 μL의 환원 된 혈청 배지, 3 μL의 형질 전환 시약 및 1 μL의 siRNA를 20 μM로 보내십시오. 부드럽게 혼합하고 실온 (RT)에서 15 ~ 20 분간 유지합니다. </li><li> 이 부화 시간 동안, transfection에 대한 myoblasts를 준비합니다. PBS로 한 번 헹구어 준 후 3 분 동안 37 ℃에서 7 % CO 2 에서 0.05 % Trypsin-EDTA 1 mL로 부착 세포 (6-cm 플레이트에서)를 배양합니다. GM 2 mL를 첨가하여 반응을 멈추고 15 mL 튜브에 세포를 수집한다. 원심 분리 후 (200 xg, 5 분), GM 1 mL에 세포를 재현 탁한다. </li><li> Neubauer 챔버를 사용하여 세포를 세십시오. </li><li> 5 x 10 5 세포 재현각 transfection ( 즉, 2 transfections, 400 μL에 resuspend)에 대한 GM의 200 μL에서. </li><li> siRNA - transfectant 혼합물의 각 500 μL에 세포 현탁액 200 μL를 추가합니다. 위아래로 두 번 피펫과 RT에서 5 분 품어. </li><li> 유리 coverslip을 포함 3.5cm 문화 요리에 700 μL (세포 + siRNA - transfectant)를 추가합니다. 2 mL의 최종 부피를 얻기 위해 GM을 첨가하십시오. </li><li> 37 ° C 및 7 % CO 2 에서 24 시간이 지난 후 배지를 완전히 신선한 GM 2 mL로 교체하십시오. 또 다른 24 시간 후, 형질 전환 된 세포의 합류 단층이 일반적으로 존재한다; 그렇다면 GM을 2 mL의 분화 배지 (DM; 표 1 )로 대체하여 myoblast 분화를 유도하십시오. </li><li> 분화 유도 후 또는 근섬유를 증식시킨 후 24 - 48 시간 후에 칼슘 이미징 실험을 수행하십시오. 참고 : Immunofluorescence는 일반적으로 분화 유도 후 48 시간에 수행됩니다. </li></ol> 6. Imm분화 마커의 무 형광 형광 염색 참고 : Immunofluorescence 얼룩은 DM에서 48 시간 후에 수행되지만 다른 분화 시간에 수행 할 수도 있습니다. Myogenin과 MEF2는 분화 된 세포에서만 발현되는 핵 단백질로 (myotubes에 융합되기 전), 이들의 염색은 분화 과정을 평가할 수있게합니다. Myosin 중쇄 (MyHC)는 myotubes에서만 발현되며 myotube 크기와 융합 지수 (myotubes에서 핵의 수 / 총 핵의 수)를 추정하는 데 사용됩니다. <ol><li> 48 시간 후, RT에서 PBS 1 mL로 분화 된 세포의 합류 단층을 두 번 씻는다. myotubes를 분리하지 않도록주의 깊게하십시오. </li><li> RT에서 15 분 동안 4 % paraformaldehyde (PFA) 1 ML로 세포를 고정. 5 분 각각 두 번 PBS로 세포를 씻으십시오. </li><li> 45 분 동안 0.25 % 트리톤 X-100을 함유하는 PBS 1 mL로 세포를 투과시키고 PBS 1 mL로 3 회 세척한다. </li><li> uns 블록RT에서 30 분 동안 0.2 % Tween-10 및 2 % 염소 혈청 (블록 용액)으로 보충 된 PBS에서 세포를 인큐베이션시킴으로써 비특이적 결합 부위를 제거 하였다. </li><li> 블록 솔루션 (3.5cm 플레이트 당 600μL)으로 희석 한 기본 항체를 준비합니다. 참고 : 다음과 같은 기본 항체가 사용됩니다 : 마우스 anti-myogenin (1 : 600), 토끼 anti-MEF2 (1 : 300) 및 마우스 anti-MyHC 항체 (MF20, 1 : 1,000). 마우스 anti-myosin 중쇄 또는 마우스 anti-myogenin과 같은 차단 용액을 토끼 항 -MEF2와 혼합하는 것이 가능합니다. </li><li> 블록 솔루션을 제거하고 3.5cm 판 당 1 차 항체 용액 600 μL를 첨가하고 밤새도록 4 ℃에서 가온 처리하십시오. </li><li> PBS 1 ML와 세포를 세 번 씻으십시오. 염소 안티 - 마우스 알렉사 488 (1 : 1,000), 염소 안티 - 토끼 알렉사 546 (1 : 1,000), 다음과 같이 블록 솔루션에서 준비 보조 항체 600 μL와 어두운 챔버에서 실온에서 1 시간 품어. 및 DAPI (1:50, 15 μM에서 스톡 용액). CAUTION : DAPI는 장갑으로 처리해야하는 독성 화합물입니다. </li><li> 흡인하고 PBS 1 ML와 세포를 세 번 씻으십시오. </li><li> 안티 유리 솔루션과 폴리 비닐 알코올 마운트 매체를 사용하여 유리 coverslips를 탑재. 4 ° C에 보관하고 세포를 영상화 할 때까지 빛으로부터 보호하십시오. </li></ol> 7. 칼슘 이미징 <ol><li> 이전 문화, 직경 25mm 유리 coverslips를 준비합니다. 48 시간 동안 70 % 에탄올에 coverslips을 넣어 커버 슬립에 세포 준수를 줄이는 표면에서 기름과 먼지를 제거합니다. </li><li> 물로 coverslips 여러 번 rinsing 후, 물에 다시 넣고 (autoclaved) 그들을 소독. </li><li> 3.5cm 배양 플레이트 당 하나의 coverslip을 넣고 말리십시오. 더 많은 실험을 위해 페트리 접시를 보관하거나 즉시 사용하십시오. </li><li> 유리 coverslip에 transfected myoblasts (5 - 6 X 10 5 세포)를 추가합니다. 참고 : 실험은 24 시간 - 48 시간 후에 수행됩니다.에, 또는 증식하는 myoblast에. </li><li> 칼슘 2 + 이미징을 수행하려면 실험에 사용되는 매체 (칼슘 함유 매체, 표 3 )와 PBS 또는 직접 매체로 세포를 두 번 씻으십시오. RT에서 어둠 속에서 약 30 분 동안 2 μM Fura-2 / AM plus 1 μM pluronic acid로 세포를 적재하십시오. 참고 : Pluronic acid는 Fura-2를 용해하는 데 도움이됩니다. Fura-2 / AM과 pluronic acid는 calcium-containing medium에 용해되어있다. </li><li> Fura-2 / AM 및 pluronic acid가없는 동일한 배지에서 두 번 세포를 씻고 Fura-2 / AM의 탈 에스테르 화를 고려하여 추가로 10 - 15 분간 어두운 곳에 두십시오. </li><li> Fura-2의 적재 효율이 너무 낮 으면 Fura-2 ( 예 : 4 μM)를 추가하거나 세포를 더 오랫동안 ( 예 : 40 분) 배양하십시오. </li><li> 배양 플레이트에서 coverslip을 제거하고 실험 챔버에 설치합니다. 칼슘 함유 배지 1 mL를 추가하십시오 (실험 물의 부피에 따라 다름)정신 챔버). 현미경 스테이지에 설치하고 녹음을 시작하십시오. 참고 : 형광 칼슘 2 + 감수성 프로브 Fura - 2는 340 nm와 380 nm에서 교대로 여기되며 방출 빛은 510 nm에서 수집됩니다. Ca 2+ 농도의 변동이 비교적 느리기 때문에 2 초마다 1 비율을 획득하십시오. </li><li> SOCE를 활성화하기 위해 다음과 같은 고전적인 thapsigargin / Ca 2+ 재 첨가 프로토콜을 사용합니다. 칼슘이 함유 된 배지에 2-3 분 동안 세포를 남겨 둡니다. 1-2 분 동안 칼슘이없는 배지로 배지를 교체하십시오. <ol><li> 1 μM thapsigargin을 첨가하여 내부 칼슘 저장고를 고갈시킵니다. 참고 : Thapsigargin은 세포질 소포체 Ca 2+ ATPase (SERCA) 펌프 활성의 돌이킬 수없는 차단제입니다 .8 - 10 분 후에는 신속하게 배지를 칼슘 함유 배지로 교체하십시오. Ca 2+ 는 SOCE 채널을 통해 세포에 들어갑니다. 실험을 종료하기 전에 약 5 분간 기다리십시오. 주의 : Thapsigargin은 장갑으로 처리해야하는 독성 화합물입니다. </li></ol></li></ol> 8. 칼슘 2+ 측정 분석 참고 : 수집 소프트웨어를 사용하여 분석을 수행하십시오. <ol><li> 실험을 엽니 다. 세포 (배경 영역)가없는 영역에 영역 1을 그리고 분석 할 세포의 세포질에 다른 영역을 그립니다 (영역은 모든 이미지에서 그릴 수 있습니다 : 340 nm, 380 nm, 또는 비율 이미지). &#39;실험 실행&#39;&gt; &#39;참조 이미지&#39;로 이동하십시오. 340 및 380 채널에서 &quot;지역 1&quot;을 선택한 다음 &quot;배경 빼기&quot;를 클릭하십시오. </li><li> 백그라운드 영역을 통과하는 형광 분진과 같이 백그라운드 영역을 방해하지 않도록 실험 전체를 실행 (F4 : 앞으로)하고 실험 중에는 세포가 움직이지 않도록하십시오. 참고 : 선택한 관심 영역어두운 영역을 포함해서는 안됩니다. 그렇지 않으면 배경의 일부가 측정에 포함되므로 비율 값이 시끄 럽습니다. </li><li> &#39;로그 데이터&#39;를 클릭하고 전체 실험을 다시 재생하십시오. 참고 : 그러면 시간과 비율이 기록되는 스프레드 시트가 열립니다. 340nm 및 380nm 파장을 개별적으로 저장할 수도 있습니다. </li><li> SOCE에 관한 정보를 얻으려면 실험에서 두 가지 중요한 매개 변수 인 Ca 2+ 재 첨가의 진폭과 Ca 2+ 진입 단계의 기울기 ( 그림 3 )를 추출하십시오. </li><li> 칼슘 2 + 상승의 최대 진폭에서 칼슘 2 + 다시 추가 직전의 비율 값을 빼서 진폭을 구하십시오. Ca 2+ 재 첨가 후 첫 번째 초의 선형 회귀 분석을 적용하여 최대 기울기를 얻습니다. 참고 : thapsigargin 반응의 곡선 아래 영역은 또한 extrac에 대한 유익한 매개 변수입니다그것은 SR에 저장된 자유 칼슘의 양을 반영하기 때문이다. </li></ol>

<ol>
	<li>Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. C., Rudnicki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Satellite+Cells+and+Skeletal+Muscle+Regeneration.">Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration.</a> Compr Physiol. 5 (3), 1027-1059 (2015).</li><li>Sambasivan, R., Tajbakhsh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+skeletal+muscle+stem+cells.">Adult skeletal muscle stem cells.</a> Results Probl Cell Differ. 56, 191-213 (2015).</li><li>Chen, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+blood-vessel-derived+multipotent+precursors+from+human+skeletal+muscle.">Isolation of blood-vessel-derived multipotent precursors from human skeletal muscle.</a> J Vis Exp. (90), e51195 (2014).</li><li>Zheng, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+myogenic+stem+cells+from+cultures+of+cryopreserved+human+skeletal+muscle.">Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle.</a> Cell Transplant. 21 (6), 1087-1093 (2012).</li><li>Charville, G. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+Vivo+Expansion+and+In+Vivo+Self-Renewal+of+Human+Muscle+Stem+Cells.">Ex Vivo Expansion and In Vivo Self-Renewal of Human Muscle Stem Cells.</a> Stem Cell Reports. 5 (4), 621-632 (2015).</li><li>Stiber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1+signalling+controls+store-operated+calcium+entry+required+for+development+and+contractile+function+in+skeletal+muscle.">STIM1 signalling controls store-operated calcium entry required for development and contractile function in skeletal muscle.</a> Nat Cell Biol. 10 (6), 688-697 (2008).</li><li>Prakriya, M., Lewis, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Store-Operated+Calcium+Channels.">Store-Operated Calcium Channels.</a> Physiol Rev. 95 (4), 1383-1436 (2015).</li><li>Darbellay, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1-+and+Orai1-dependent+store-operated+calcium+entry+regulates+human+myoblast+differentiation.">STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium entry regulates human myoblast differentiation.</a> J Biol Chem. 284 (8), 5370-5380 (2009).</li><li>Darbellay, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+muscle+economy+myoblast+differentiation+and+excitation-contraction+coupling+use+the+same+molecular+partners,+STIM1+and+STIM2.">Human muscle economy myoblast differentiation and excitation-contraction coupling use the same molecular partners, STIM1 and STIM2.</a> J Biol Chem. 285 (29), 22437-22447 (2010).</li><li>Nilius, B., Owsianik, G., Voets, T., Peters, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+receptor+potential+cation+channels+in+disease.">Transient receptor potential cation channels in disease.</a> Physiol Rev. 87 (1), 165-217 (2007).</li><li>Vandebrouck, C., Martin, D., Colson-Van Schoor, M., Debaix, H., Gailly, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+TRPC+in+the+abnormal+calcium+influx+observed+in+dystrophic+(mdx)+mouse+skeletal+muscle+fibers.">Involvement of TRPC in the abnormal calcium influx observed in dystrophic (mdx) mouse skeletal muscle fibers.</a> J Cell Bio. 158 (6), 1089-1096 (2002).</li><li>Antigny, F., Koenig, S., Bernheim, L., Frieden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=During+post-natal+human+myogenesis,+normal+myotube+size+requires+TRPC1-+and+TRPC4-mediated+Ca(2)(+)+entry.">During post-natal human myogenesis, normal myotube size requires TRPC1- and TRPC4-mediated Ca(2)(+) entry.</a> J Cell Sci. 126 (11), 2525-2533 (2013).</li><li>Brinkmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRP+channels+in+skeletal+muscle:+gene+expression,+function+and+implications+for+disease.">TRP channels in skeletal muscle: gene expression, function and implications for disease.</a> Adv Exp Med Biol. 704, 749-758 (2011).</li><li>Pan, Z., Brotto, M., Ma, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Store-operated+Ca2++entry+in+muscle+physiology+and+diseases.">Store-operated Ca2+ entry in muscle physiology and diseases.</a> BMB Rep. 47 (2), 69-79 (2014).</li><li>Lacruz, R. S., Feske, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diseases+caused+by+mutations+in+ORAI1+and+STIM1.">Diseases caused by mutations in ORAI1 and STIM1.</a> Ann N Y Acad Sci. 1356, 45-79 (2015).</li><li>Li, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1-Ca(2+)+signaling+is+required+for+the+hypertrophic+growth+of+skeletal+muscle+in+mice.">STIM1-Ca(2+) signaling is required for the hypertrophic growth of skeletal muscle in mice.</a> Mol Cell Biol. 32 (15), 3009-3017 (2012).</li><li>Wei-Lapierre, L., Carrell, E. M., Boncompagni, S., Protasi, F., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orai1-dependent+calcium+entry+promotes+skeletal+muscle+growth+and+limits+fatigue.">Orai1-dependent calcium entry promotes skeletal muscle growth and limits fatigue.</a> Nat Commun. 4, 2805 (2013).</li><li>Konig, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+hyperpolarization+triggers+myogenin+and+myocyte+enhancer+factor-2+expression+during+human+myoblast+differentiation.">Membrane hyperpolarization triggers myogenin and myocyte enhancer factor-2 expression during human myoblast differentiation.</a> J Biol Chem. 279 (27), 28187-28196 (2004).</li><li>Crisan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+perivascular+origin+for+mesenchymal+stem+cells+in+multiple+human+organs.">A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs.</a> Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).</li><li>Bigot, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-Associated+Methylation+Suppresses+SPRY1,+Leading+to+a+Failure+of+Re-quiescence+and+Loss+of+the+Reserve+Stem+Cell+Pool+in+Elderly+Muscle.">Age-Associated Methylation Suppresses SPRY1, Leading to a Failure of Re-quiescence and Loss of the Reserve Stem Cell Pool in Elderly Muscle.</a> Cell Rep. 13 (6), 1172-1182 (2015).</li><li>Bettadapur, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+Culture+of+Aligned+Skeletal+Myotubes+on+Micromolded+Gelatin+Hydrogels.">Prolonged Culture of Aligned Skeletal Myotubes on Micromolded Gelatin Hydrogels.</a> Sci Rep. 6, 28855 (2016).</li><li>Darbellay, B., Arnaudeau, S., Bader, C. R., Konig, S., Bernheim, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1L+is+a+new+actin-binding+splice+variant+involved+in+fast+repetitive+Ca2++release.">STIM1L is a new actin-binding splice variant involved in fast repetitive Ca2+ release.</a> J Cell Biol. 194 (2), 335-346 (2011).</li><li>Sauc, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1L+traps+and+gates+Orai1+channels+without+remodeling+the+cortical+ER.">STIM1L traps and gates Orai1 channels without remodeling the cortical ER.</a> J Cell Sci. 128 (8), 1568-1579 (2015).</li><li>Demaurex, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+measurements+in+organelles+with+Ca2+-sensitive+fluorescent+proteins.">Calcium measurements in organelles with Ca2+-sensitive fluorescent proteins.</a> Cell Calcium. 38 (3-4), 213-222 (2005).</li></ol>

저자는 경쟁적인 금전적 이해 관계가 없습니다.

성체 골격근으로부터의 인간 myoblasts의 분리 및 배양은 근육 분화 및 근육 재생을 연구하는 in vitro 모델을 제공합니다. 이 논문에서, 우리는 간단하고 비용 - 제한된 방식으로 인간 myoblasts의 높은 수율의 정화를 허용 프로토콜을 제공합니다. 또한,이 기술은 고립 된 myoblasts의 비율과 myogenic 차별화의 효율성 측면에서 신뢰성과 재현성 결과를 제공합니다. 사실, 우리?...

인간 골격근은 근원 전구 세포의 융합으로 인한 수축성 다핵 근육 섬유 군으로 구성됩니다. 골격 근육은 근섬유 (원형질막)의 원형질 막과 기저 층 (basal lamina) 사이에 위치한 골격근 줄기 세포 인 SC의 존재로 인해 손상 후 재생성 할 수 있습니다. 손상되지 않은 근육에서 SC는 주로 정지 상태에 있습니다. 기계적 스트레스 나 부상에 반응하여 SC는 활성화되고 (myoblast), 증식하고, SC pool 1 , 2 를 보충하기 위해 새로운 myofibers를 형성하기 위해 분화되거나 자체 갱신됩니다. 수년에 걸쳐 골격근 생검에서 SC 및 그 자손 인 myoblast를 분리하기위한 몇 가지 기술이 개발되었습니다. 이 세포들에 표현 된 세포 표면 마커들과 형광 - 활성화 세포 분류 (FACS) 3 의 방법론에 대한 더 깊은 이해로, 4 , 5 , 이제 근육 샘플로부터 인간 근섬유의 순수 집단을 분리하는 것이 가능합니다. 칼슘 시그널링은 골격근 발달, 항상성 및 재생을 조절합니다. 특히, SOCE라는 세포 내 저장 고갈 다음 활성화되는 칼슘 2 + 항목은 이러한 프로세스에 대한 중요성 6이다. 세포 자극시 endo / sarcoplasmic reticulum (ER / SR)의 Ca 2+ 수준이 감소하고 세포막 칼슘 이온 채널을 활성화시켜 Ca 2+ 유입을 허용하여 ER / SR 7 을 충전합니다. SOCE에 관여하는 두 가지 주요 단백질은 ER / SR Ca 2+ - 감지 간질 상호 작용 분자 1 (STIM1) 단백질과 원형질막 Ca 2+ 채널 Orai1입니다. 골격 근육은이 두 단백질과 같은 가족의 다른 단백질을 풍부하게 표현합니다 (STIM2 and Orai2-Orai3) 8 , 9 및 transient receptor potential canonical (TRPC) 계열 10 , 11 , 12 , 13의 Ca 2+ 투과성 채널. SOCE 경로를 통한 Ca 2+ 유입은 근육 형성 / 재생에 매우 중요합니다 14 . STIM1 Orai1 또는 단백질 돌연변이 근육 긴장 저하 (15)을 중심으로 이어지는 근육 기능에 해로운 영향을 미친다. SOCE 손상이있는 동물 모델은 또한 근육 질량과 힘을 감소시키고, 피로도를 6 , 16 , 17 로 향상시킵니다. 언급 한 바와 같이, 다른 TRP 채널뿐만 아니라 다른 STIM 및 Orai 단백질은 골격근에서 발현되며, 각각의 역할은 지금까지 결정되지 않았다. 노크 d함으로써그들의 발현 수준을 소유하고 있기 때문에 SOCE에서의 함의와 인간 골격근에서의 역할을 조사 할 수 있습니다. SOCE 측정은 전기 생리 학적 전류 기록과 Ca 2+ 측정의 두 가지 접근법을 사용하여 수행 할 수 있습니다. 전기 생리학은 확실히 현재의 관심과 그에 관련된 전기 생리 학적 신호를 측정하기 때문에보다 직접적인 방법입니다. 그러나,이 기술은 근육 세포에 적용하기가 매우 어렵습니다. 주로 근육 세포의 크기가 크고 내인성 SOCE 전류가 작기 때문입니다. 세포질 칼슘 촬상 기술적으로 매우 접근이지만, 세포질에서 측정 된 Ca2 + 수준의 칼슘의 유입 2+ 및 재 펌핑 셀로부터 또는 내부 저장에 모두 반영 같이 측정은 간접적이다. 인간의 뼈의 작은 조각으로부터 myoblasts를 분리하는 것을 포함하는 방법론효소 소화, 증폭 및 FACS 후 etal 근육이이 종이에 설명되어 있습니다. 시간이 지남에 따라 차별화 마커의 표현을 따르는 근육 차별화 및 면역 형광 프로토콜의 과정은 18 에 설명되어 있습니다. 마지막으로, SOCE의 측정과 칼슘 2 + 신호 및 골격근 분화에 다른 이온 채널의 역할이 설명되어 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Ham&amp;rsquo;s F10</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>31550-023</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10270-106</td><td>Lot 41G5532K</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>O5482</td><td></td></tr><tr><td>fetuin</td><td>Sigma</td><td>F3385</td><td></td></tr><tr><td>EGF</td><td>Corning</td><td>354001</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethansone</td><td>Sigma</td><td>D1756</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma</td><td>I9278</td><td></td></tr><tr><td>Creatine</td><td>Sigma</td><td>27900</td><td></td></tr><tr><td>Pyruvate</td><td>Sigma</td><td>P4562</td><td></td></tr><tr><td>Uridine</td><td>Sigma</td><td>U3003</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15710-049</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA 0.05%</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25300-062</td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;mu;m cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>40 &amp;mu;m cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 50&amp;nbsp;mL tube</td><td>Falcon</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 15&amp;nbsp;mL tube</td><td>Falcon</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 5&amp;nbsp;mL tube (FACS)</td><td>Falcon</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>Culture medium: OPTI-MEM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>31985-047</td><td></td></tr><tr><td>Transfectant reagnt: RNAiMax</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>1756064</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14190-094</td><td></td></tr><tr><td>Mounting medium</td><td>Fluka</td><td>10981</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti-MyHC *</td><td>DSHB</td><td>MF20&amp;nbsp;</td><td>concentrate</td></tr><tr><td>Mouse anti-myogenin</td><td>BD Pharmigen</td><td>556358</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit anti-MEF2</td><td>Santa Cruz Biotech</td><td>C-21</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-mouse Alexa488</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A11029</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-rabbit Alexa 546</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A11035</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti human CD56-Alexa488</td><td>BD Pharmingen</td><td>557699</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti human CD146-PECy7</td><td>BD Pharmingen</td><td>562135</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti human CD45-PE-CF594</td><td>BD Pharmingen</td><td>562279</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti human CD34-APC</td><td>BD Pharmingen</td><td>345804</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti human CD144-PE</td><td>BD Pharmingen</td><td>560410</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 mouse IgG1k</td><td>BD Pharmingen</td><td>557702</td><td></td></tr><tr><td>PECy7 mouse IgG1k</td><td>BD Pharmingen</td><td>557872</td><td></td></tr><tr><td>PE-CF594 mouse IgG1k</td><td>BD Pharmingen</td><td>562292</td><td></td></tr><tr><td>APC mouse IgG1k</td><td>BD Pharmingen</td><td>550854</td><td></td></tr><tr><td>PE mouse IgG1k</td><td>BD Pharmingen</td><td>556650</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td>CAUTION:&amp;nbsp; toxic compound</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Fluka</td><td>762400</td><td></td></tr><tr><td>Fura-2 AM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>F1201</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>P3000MP</td><td></td></tr><tr><td>Thapsigargin</td><td>Sigma</td><td>T9033</td><td>CAUTION&amp;nbsp;: toxic compound&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Ratio imaging acquisition software: Metafluor 6.3</td><td>Molecular Device</td><td></td><td></td></tr><tr><td>*&amp;nbsp;: MF 20 was deposited to the DSHB by Fischman, D.A.&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

isolation of human myoblasts, assessment of myogenic differentiation, and store-operated calcium entry measurement

위성 세포 (SC)는 근섬유의 원형질 막과 주변 기저 층 사이에 위치한 근육 줄기 세포입니다. 그들은 근육 재생에 필수적입니다. 골격근에서 자주 발생하는 부상시 SC가 활성화됩니다. 그들은 근육 아세포로 증식하고 근육 병변을 치료하기 위해 분화합니다. 근육 분화 동안 일어나는 많은 사건 중에서, 세포질 Ca 2+ 신호는 매우 중요합니다. Ca 2+ 신호는 Ca 2+ 가 내부 Ca 2+ 저장소에서 방출 될뿐만 아니라 세포 외부 공간에서 칼슘 2+ 가 들어간 것, 특히 상점 운영 Ca 2+ 입구 (SOCE)에서 발생합니다. 이 논문은 정형 외과 수술 후 수집 된 근육 샘플로부터 인간 근섬유의 순수한 집단을 얻기 위해 사용 된 방법을 설명합니다. 조직은 기계적 및 효소 적으로 소화되며, 세포는 증폭되어 speci의 존재에 따라 유동 세포 계측법에 의해 분류된다fic 막 마커. 일단 얻은 인간의 myoblasts 확장 및 배양 매체에서 성장 인자를 제거하여 차별화에 전념. 특정 전사 인자 및 시험 관내 면역 형광의 발현 수준은 대조 조건 및 Ca 2+ 신호 전달에 관여하는 단백질을 정지시킨 후에 근원적 인 분화 과정을 평가하는데 사용된다. 마지막으로, Fura-2의 비율을 SOC의 신뢰성 있고 재현성있는 측정을 제공하는 비율 계 Ca 2+ 프로브로 사용합니다.

인간 근육 샘플의 효소 해리 후, 세포는 GM에서 증폭되었다. CD56 + / CD146 + / CD45- / CD34- / CD144- 세포로 정의 된 사람의 myoblasts는 FACS 후에 얻어졌다. Myoblast는 분석 된 인구의 60 % 이상을 차지했습니다 ( 그림 1 ). 일차 인간의 myoblasts는 재결합, 합류로 성장하고, DM에서 48 시간 동안 배양했다. 전사 인자 MEF2와 근육 특이 적 단백질 myosin heavy chain (MyHC)의 발현에 대한 면역 염색 후 융?...

Watch this Scientific Journal Video about Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement at JoVE.com

Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement

여기, 우리는 성인 근육 조직에서 인간 myoblasts의 순수 인구를 얻기위한 방법을 설명합니다. 이 세포들은 생체 외 골격근 분화를 연구하고, 특히 Ca 2+ 신호 전달에 관여하는 단백질을 연구하는데 사용됩니다.

인간의 Myoblast의 분리, Myogenic 분화의 평가 및 저장 운영 칼슘 항목 측정

Satellite cells (SC) are muscle stem cells located between the plasma membrane of muscle fibers and the surrounding basal lamina. They are essential for ...

isolation-human-myoblasts-assessment-myogenic-differentiation-store

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

10.0K 조회수.  Geneva University Hospitals & Faculty of Medicine.  여기, 우리는 성인 근육 조직에서 인간 myoblasts의 순수 인구를 얻기위한 방법을 설명합니다. 이 세포들은 생체 외 골격근 분화를 연구하고, 특히 Ca 2+ 신호 전달에 관여하는 단백질을 연구하는데 사용됩니다. 

비디오: Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement

Isolation and Quantitative Immunocytochemical Characterization of Primary Myogenic Cells and Fibroblasts from Human Skeletal Muscle

The repair and regeneration of skeletal muscle requires the action of satellite cells, which are the resident muscle stem cells. These can be isolated from human muscle biopsy samples using enzymatic digestion and their myogenic properties studied in culture. Quantitatively, the two main adherent cell types obtained from enzymatic digestion are: (i) the satellite cells (termed myogenic cells or muscle precursor cells), identified initially as CD56+ and later as CD56+/desmin+ cells and (ii) muscle-derived fibroblasts, identified as CD56&#8211; and TE-7+. Fibroblasts proliferate very efficiently in culture and in mixed cell populations these cells may overrun myogenic cells to dominate the culture. The isolation and purification of different cell types from human muscle is thus an important methodological consideration when trying to investigate the innate behavior of either cell type in culture. Here we describe a system of sorting based on the gentle enzymatic digestion of cells using collagenase and dispase followed by magnetic activated cell sorting (MACS) which gives both a high purity (&#62;95% myogenic cells) and good yield (~2.8 x 106 &#177; 8.87 x 105 cells/g tissue after 7 days in vitro) for experiments in culture. This approach is based on incubating the mixed muscle-derived cell population with magnetic microbeads beads conjugated to an antibody against CD56 and then passing cells though a magnetic field. CD56+ cells bound to microbeads are retained by the field whereas CD56&#8211; cells pass unimpeded through the column. Cell suspensions from any stage of the sorting process can be plated and cultured. Following a given intervention, cell morphology, and the expression and localization of proteins including nuclear transcription factors can be quantified using immunofluorescent labeling with specific antibodies and an image processing and analysis package.

The main adherent cell types derived from human muscle are myogenic cells and fibroblasts. Here, cell populations are enriched using magnetic-activated cell sorting based on the CD56 antigen. Subsequent immunolabelling with specific antibodies and use of image analysis techniques allows quantification of cytoplasmic and nuclear characteristics in individual cells.

인간의 골격근에서 기본 근육 조직 세포와 섬유 아 세포의 분리 및 정량 면역 세포 화학 특성

The repair and regeneration of skeletal muscle requires the action of satellite cells, which are the resident muscle stem cells. These can be isolated ...

연구

발생학

In Vitro Differentiation of Mature Myofibers for Live Imaging

Skeletal muscles are composed of myofibers, the biggest cells in the mammalian body and one of the few syncytia. How the complex and evolutionarily conserved structures that compose it are assembled remains under investigation. Their size and physiological features often constrain manipulation and imaging applications. The culture of immortalized cell lines is widely used, but it can only replicate the early steps of differentiation.
Here, we describe a protocol that enables easy genetic manipulation of myofibers originating from primary mouse myoblasts. After one week of differentiation, the myofibers display contractility, aligned sarcomeres and triads, as well as peripheral nuclei. The entire differentiation process can be followed by live imaging or immunofluorescence. This system combines the advantages of the existing ex vivo and in vitro protocols. The possibility of easy and efficient transfection as well as the ease of access to all differentiation stages broadens the potential applications. Myofibers can subsequently be used not only to address relevant developmental and cell biology questions, but also to reproduce muscle disease phenotypes for clinical applications.

In Vitro Differentiation of Mature Myofibers for Live Imaging

Muscle cells are among the most complex eukaryotic cells. We present a protocol for the in vitro differentiation of highly mature myofibers that allows for genetic manipulation and clear imaging during all developmental stages.

라이브 영상에 대한 성숙한 근섬유의 체외 분화

Skeletal muscles are composed of myofibers, the biggest cells in the mammalian body and one of the few syncytia. How the complex and evolutionarily ...

Isolation and Differentiation of Primary Myoblasts from Mouse Skeletal Muscle Explants

Primary myoblasts are undifferentiated proliferating precursors of skeletal muscle. They can be cultured and studied as muscle precursors or induced to differentiate into later stages of muscle development. The protocol provided here describes a robust method for the isolation and culture of a highly proliferative population of myoblast cells from young adult mouse skeletal muscle explants. These cells are useful for the study of the metabolic properties of skeletal muscle of different mouse models, as well as in other downstream applications such as transfection with exogenous DNA or transduction with viral expression vectors. The level of differentiation and metabolic profile of these cells depends on the length of exposure, and composition of the media used to induce myoblast differentiation. These methods provide a robust system for the study of mouse muscle cell metabolism ex vivo. Importantly, unlike in vivo models, the methods described here provide a cell population that can be expanded and studied with high levels of reproducibility.

Myoblasts are proliferating precursor cells that differentiate to form polynucleated myotubes and eventually skeletal muscle myofibers. Here, we present a protocol for efficient isolation and culture of primary myoblasts from young adult mouse skeletal muscles. The method enables molecular, genetic, and metabolic studies of muscle cells in culture.

마우스 골격 근 이식에서 기본 근구의 격리 및 분화

Primary myoblasts are undifferentiated proliferating precursors of skeletal muscle. They can be cultured and studied as muscle precursors or induced to ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

라이브 세포의 저장소로 작동하는 칼슘 항목의 형광 기반의 측정 : 교양 암 세포에서 골격근 섬유에

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

생물학

Isolation and Culture of Individual Myofibers and their Satellite Cells from Adult Skeletal Muscle

Muscle regeneration in the adult is performed by resident stem cells called satellite cells. Satellite cells are defined by their position between the basal lamina and the sarcolemma of each myofiber. Current knowledge of their behavior heavily relies on the use of the single myofiber isolation protocol. In 1985, Bischoff described a protocol to isolate single live fibers from the Flexor Digitorum Brevis (FDB) of adult rats with the goal to create an in vitro system in which the physical association between the myofiber and its stem cells is preserved 1. In 1995, Rosenblattmodified the Bischoff protocol such that myofibers are singly picked and handled separately after collagenase digestion instead of being isolated by gravity sedimentation 2, 3. The Rosenblatt or Bischoff protocol has since been adapted to different muscles, age or conditions 3-6. The single myofiber isolation technique is an indispensable tool due its unique advantages. First, in the single myofiber protocol, satellite cells are maintained beneath the basal lamina. This is a unique feature of the protocol as other techniques such as Fluorescence Activated Cell Sorting require chemical and mechanical tissue dissociation 7. Although the myofiber culture system cannot substitute for in vivo studies, it does offer an excellent platform to address relevant biological properties of muscle stem cells. Single myofibers can be cultured in standard plating conditions or in floating conditions. Satellite cells on floating myofibers are subjected to virtually no other influence than the myofiber environment. Substrate stiffness and coating have been shown to influence satellite cells' ability to regenerate muscles 8, 9 so being able to control each of these factors independently allows discrimination between niche-dependent and -independent responses. Different concentrations of serum have also been shown to have an effect on the transition from quiescence to activation. To preserve the quiescence state of its associated satellite cells, fibers should be kept in low serum medium 1-3. This is particularly useful when studying genes involved in the quiescence state. In serum rich medium, satellite cells quickly activate, proliferate, migrate and differentiate, thus mimicking the in vivo regenerative process 1-3. The system can be used to perform a variety of assays such as the testing of chemical inhibitors; ectopic expression of genes by virus delivery; oligonucleotide based gene knock-down or live imaging. This video article describes the protocol currently used in our laboratory to isolate single myofibers from the Extensor Digitorum Longus (EDL) muscle of adult mice (6-8 weeks old).

Isolation and culture of myofibers is the gold standard in vitro system to study the transition of satellite cells through quiescence, activation and differentiation. Importantly, the single myofiber culture system preserves the myofiber/stem cell association, which is an essential component of the muscle stem cell niche.

성인 골격근의 개인 Myofibers 및 위성 세포의 분리와 문화

Muscle  regeneration in the adult is performed by resident stem cells called satellite  cells. Satellite cells are defined by  their position between the ...

Functional Characterization of Endogenously Expressed Human RYR1 Variants

More than 700 variants in the RYR1 gene have been identified in patients with different neuromuscular disorders including malignant hyperthermia susceptibility, core myopathies and centronuclear myopathy. Because of the diverse phenotypes linked to RYR1 mutations it is fundamental to characterize their functional effects to classify variants carried by patients for future therapeutic interventions and identify non-pathogenic variants. Many laboratories have been interested in developing methods to functionally characterize RYR1 mutations expressed in patients&#39; cells. This approach has numerous advantages, including: mutations are endogenously expressed, RyR1 is not over-expressed, use of heterologous RyR1 expressing cells is avoided. However, since patients may present mutations in different genes aside RYR1, it is important to compare results from biological material from individuals harboring the same mutation, with different genetic backgrounds. The present manuscript describes methods developed to study the functional effects of endogenously expressed RYR1 variants in: (a) Epstein Barr virus immortalized human B-lymphocytes and (b) satellite cells derived from muscle biopsies and differentiated into myotubes. Changes in the intracellular calcium concentration triggered by the addition of a pharmacological RyR1 activators are then monitored. The selected cell type is loaded with a ratiometric fluorescent calcium indicator and intracellular [Ca2+] changes are monitored either at the single cell level by fluorescence microscopy or in cell populations using a spectrofluorometer. The resting [Ca2+], agonist dose response curves are then compared between cells from healthy controls and patients harboring RYR1 variants leading to insight into the functional effect of a given variant.

Here methods used to study the functional effect of RYR1 mutations endogenously expressed in Epstein Barr Virus immortalized human B-lymphocytes and muscle biopsy derived satellite cells differentiated into myotubes are described.

내인성 표현 인간의 RYR1 변종의 기능적 특성화

More than 700 variants in the RYR1 gene have been identified in patients with different neuromuscular disorders including malignant hyperthermia ...

의학

DNA Electroporation, Isolation and Imaging of Myofibers

Mature muscle has a unique structure that is amenable to live cell imaging. Herein, we describe the experimental protocol for expressing fluorescently labeled proteins in the flexor digitorum brevis (FDB) muscle. Conditions have been optimized to provide a large number of high quality myofibers expressing the electroporated plasmid while minimizing muscle damage. The method employs fluorescent tags on various proteins. Combining this expression method with high resolution confocal microscopy permits live cell imaging, including imaging after laser-induced damage. Fluorescent dyes combined with imaging of fluorescently-tagged proteins provides information regarding the basic structure of muscle and its response to stimuli.

This protocol utilizes electroporation to introduce and express fluorescently labeled proteins in mouse muscle fibers. Following recovery after electroporation, fibers are isolated. Individual fibers are then imaged using high resolution confocal microscopy to visualize muscle structure.

DNA 일렉트로, 근섬유의 분리 및 이미징

Mature muscle has a unique structure that is amenable to live cell imaging. Herein, we describe the experimental protocol for expressing fluorescently ...

Isolating Myofibrils from Skeletal Muscle Biopsies and Determining Contractile Function with a Nano-Newton Resolution Force Transducer

Striated muscle cells are indispensable for the activity of humans and animals. Single muscle fibers are comprised of myofibrils, which consist of serially linked sarcomeres, the smallest contractile units in muscle. Sarcomeric dysfunction contributes to muscle weakness in patients with mutations in genes encoding for sarcomeric proteins. The study of myofibril mechanics allows for the assessment of actin-myosin interactions without potential confounding effects of damaged, adjacent myofibrils when measuring the contractility of single muscle fibers. Ultrastructural damage and misalignment of myofibrils might contribute to impaired contractility. If structural damage is present in the myofibrils, they likely break during the isolation procedure or during the experiment. Furthermore, studies in myofibrils provide the assessment of actin-myosin interactions in the presence of the geometrical constraints of the sarcomeres. For instance, measurements in myofibrils can elucidate whether myofibrillar dysfunction is the primary effect of a mutation in a sarcomeric protein. In addition, perfusion with calcium solutions or compounds is almost instant due to the small diameter of the myofibril. This makes myofibrils eminently suitable to measure the rates of activation and relaxation during force production. The protocol described in this paper employs an optical force probe based on the principle of a Fabry-P&#233;rot interferometer capable of measuring forces in the nano-Newton range, coupled to a piezo length motor and a fast-step perfusion system. This setup enables the study of myofibril mechanics with high resolution force measurements.

Presented here is a protocol to assess the contractile properties of striated muscle myofibrils with nano-Newton resolution. The protocol employs a setup with an interferometry-based, optical force probe. This setup generates data with a high signal-to-noise ratio and enables the assessment of the contractile kinetics of myofibrils.

골격 근육 생검에서 Myofibrils를 분리하고 나노 뉴턴 해상도 포스 트랜스듀서로 수축 기능을 결정합니다.

Striated muscle cells are indispensable for the activity of humans and animals. Single muscle fibers are comprised of myofibrils, which consist of ...

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and calcium handling. For this purpose, atrial or ventricular cardiomyocytes of high quality are necessary to perform patch-clamp measurements or to explore calcium handling abnormalities. However, the limited yield of high-quality cardiomyocytes obtained by current isolation protocols does not allow both measurements in the same mouse. This article describes a method to isolate high-quality murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, for subsequent simultaneous measurements of calcium transients and L-type calcium current from one animal. Mouse hearts are obtained, and the aorta is rapidly cannulated to remove blood. Hearts are then initially perfused with a calcium-free solution (37 &#176;C) to dissociate the tissue at the level of intercalated discs and afterwards with an enzyme solution containing little calcium to disrupt extracellular matrix (37 &#176;C). The digested heart is subsequently dissected into atria and ventricles. Tissue samples are chopped into small pieces and dissolved by carefully pipetting up and down. The enzymatic digestion is stopped, and cells are stepwise reintroduced to physiologic calcium concentrations. After loading with a fluorescent Ca2+-indicator, isolated cardiomyocytes are prepared for simultaneous measurement of calcium currents and transients. Additionally, isolation pitfalls are discussed and patch-clamp protocols and representative traces of L-type calcium currents with simultaneous calcium transient measurements in atrial and ventricular murine myocytes isolated as described above are provided.

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis. For this purpose, high quality cardiomyocytes are necessary to perform patch-clamp measurements. Here, a method to isolate murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, which allows simultaneous measurements of calcium-transients and L-type calcium current, is described.

Ca2+ 과도 현상 및 L형 칼슘 전류의 동시 측정을 위한 고품질 쥐 심방 및 심실 근세포의 분리

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and ...

Single Myofiber Culture Assay for the Assessment of Adult Muscle Stem Cell Functionality Ex Vivo

Adult skeletal muscle tissue harbors a stem cell population that is indispensable for its ability to regenerate. Upon muscle damage, muscle stem cells leave their quiescent state and activate the myogenic program ultimately leading to the repair of damaged tissue concomitant with the replenishment of the muscle stem cell pool. Various factors influence muscle stem cell activity, among them intrinsic stimuli but also signals from the direct muscle stem cell environment, the stem cell niche. The isolation and culture of single myofibers with their associated muscle stem cells preserves most of the interaction of the stem cell with its niche and is, therefore, the closest possibility to study muscle stem cell functionality ex vivo. Here, a protocol for the isolation, culture, siRNA transfection and immunostaining of muscle stem cells on their respective myofibers from mouse EDL (extensor digitorum longus) muscles is provided. The experimental conditions outlined here allow the study and manipulation of muscle stem cells ex vivo including investigation of myogenic activity without the inherent need for in vivo animal experiments.

In this protocol an in vitro culturing and functional analysis method for muscle stem cells is described, which preserves most of their interactions with their endogenous niche.

성인 근육 줄기 세포 기능 전 비보의 평가를위한 단일 근섬유 배양 분석

Adult skeletal muscle tissue harbors a stem cell population that is indispensable for its ability to regenerate. Upon muscle damage, muscle stem cells ...