Name: induction of hypoxia in living frog and zebrafish embryos
Uploaded: 2017-06-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos at JoVE.com

이 작업은 웰컴 트러스트 SIA 100329 / Z / 12 / Z에서 WAH 로의 지원과 HK에 수여 된 DFG Fellowship KH 376 / 1-1에서 지원되었습니다.

이 프로토콜은 캠브리지 대학의 동물 관리 지침을 따릅니다. 1. 동물 관리 <ol><li> 개구리 태아 참고 : 배아는 동물 및 실험실 시설에 따라 키우고 유지할 수 있습니다. 여기에서 동물 유지 관리의 예가 설명됩니다. <ol><li> 0.88mM NaCl, 10μM KCl, 24μM NaHCO 3 , 100μM HEPES, 8.2μM MgSO 4 , 3.3μM Ca (NO 3 ) 2 및 4.1μM CaCl 2 , pH 7.6을 0.1x 수정 된 바스 용액 (MBS) . </li><li> 체외 수정에 의해 Xenopus laevis 배아를 얻습니다. <ol><li> 알을 낳기 전에 임신 한 마리의 혈청 생식선 자극 호르몬을 1 주일 (60 IU) 및 12 시간 (500 IU) 주입하여 성인 여성 아프리카 발톱 개구리 ( Xenopus laevis) 에서 배란을 유도하십시오. </li><li> oocytes를 수집하고 homogenized 남성 고환과 체외에서 그들을 비옥하게. </li><li> 라이16 배에서 18 배까지 0.1 배 MBS 배아에서 배양 하였다. Xenopus laevis 14 의 정상 표에 따라 배아를 준비하십시오. 실험을 위해 전체 및 살아있는 배아를 선택하는데주의하십시오. </li></ol></li></ol></li><li> 제브라 피쉬 배아 참고 : 배아는 동물 및 실험실 시설에 따라 키우고 유지할 수 있습니다. 여기에서 동물 유지 관리의 예가 설명됩니다. <ol><li> 배아 매체 : 5 MM NaCl, 0.17 MM KCl, 0.33 MM CaCl 2 , 0.33 MM MgSO 4 , 0.00001 % 메틸렌 블루를 준비합니다. </li><li> 26.5 ° C에서 WT AB strain Danio rerio 를 유지하고 번식하십시오. </li><li> 수정의 아침에 배아를 수집, 위에서 설명한대로 준비 배아 매체 28 ° C에서 4 d 수정 (dpf) 때까지 인상, 이전에 설명한대로 선택하고 무대. </li></ol></li></ol> 2. 생체 내 저산소증 유도 </p&gt; <ol><li> 가스 배양 챔버의 건설 <ol><li> 저산소 챔버 건설을 위해 어류 시설에서 일반적으로 사용되는 번식 수생 조 ( 그림 1A )를 사용하십시오. 이 탱크는 24-well plate에 적합해야합니다. </li><li> 그림 1 과 같이 mesh-bottom 24-well plate를 준비한다. 이 목적으로 밀링 머신을 사용하여 24 웰 플레이트 ( 그림 1B )의 플라스틱 바닥을 제거하십시오 ( 예 : .). </li><li> 우물의 플라스틱과 판의 벽 사이의 공간을 에폭시 수지로 채 웁니다. 수지로 코팅 된 플라스틱에 메쉬 직경이 0.1-0.2 mm 인 모든 나일론 필터 ( 그림 1C )를 부착하고 판이 완전히 건조되도록하십시오. </li><li> 일단 건조되면, 길이 10mm, 지름 5mm의 터널 ( 그림 1D )을 수지 및 메쉬 코팅 플레이트 벽에 3 ~ 4 개의 터널을 뚫습니다 ( 그림 1D ). 플라스틱 또는 테프론로드 부착( 그림 1E ) 적절한 터널의 길이와 30mm 길이를 선택하고 원하는 탱크에 판을 놓으십시오. </li><li> 메쉬 - 하단 24 - 웰 플레이트를 선택의 수생 탱크에 놓습니다. 실리콘 튜브 ( 그림 1F )를 사용하여 적절한 가스 조절기 (I) (BOC 200)를 사용하여 분배기 밸브 ( 그림 1H )에 원하는 O 2 / N 2 혼합물 또는 다른 가스 혼합물을 혼합 한 가스 탱크 ( 그림 1G ) 바). 여기, 여기에 제시 hypoxia 실험에서 5 % 산소와 95 % N 2 의 혼합물을 포함 가스 탱크를 사용합니다. </li><li> 챔버 매체의 산소 유속을 0.0017-0.0019 m3 / s로 조정하십시오. 이 기체 유속 하에서, 매질의 우물에서 매질의 방해가 보이지 않아야한다. <ol><li> 이러한 목적으로 고순도 2 단 가스 조절기를 사용하십시오. th의 내부 압력을 줄이기 위해 레귤레이터를 설정하십시오.e 가스 탱크 (1000 - 2500 PSI)를 실험 전반에 걸쳐 10 PSI의 배출 압력으로 설정합니다. 따라서이 가스 조절기의 사양에 따라 실험을 통해 초당 0.00189 입방 미터의 유량이 달성되었습니다. </li></ol></li><li> 실리콘 튜빙과 분배 밸브를 수조 내부의 세라믹 디스크 디퓨저 ( 그림 1J )에 연결하십시오. 수조를 닫고 뚜껑을 조심스럽게 밀봉하고 실리콘 그리스 ( 그림 1K )로 코팅하십시오 ( 그림 1 참조 ). 특정 비 실내 온도가 필요한 경우 저온 챔버를 필요한 온도의 실험실 배양기에 놓으십시오. </li><li> 실험에 사용 된 배아의 유형에 따라 저온 챔버 탱크에 적절한 배아 배지를 채우고 세라믹 디스크 디퓨저를 통해 가스 혼합물을 확산시키기 시작하십시오. 10-15 분 동안 평형을 유지하십시오. </li><li> th와 평형 후원하는 산소 혼합물을 측정하기 위해 옥시 미터 또는 산소 프로브를 사용하여 물의 산소 농도를 측정하십시오. 여기에 광섬유 용해 산소 및 온도 센서가있는 옥시 미터를 사용하십시오. </li></ol></li><li> 배아에서 저산소증 유도 <ol><li> 조심스럽게 실험을위한 배아를 선택, hypoxia 부화에 대한 전체 및 살아있는 배아를 사용합니다. 여기에 제시된 실험에서 무대 38의 배아 또는 제브라 피쉬 배아 4 dpf를 개구리로 만듭니다. </li><li> 가스 배양 챔버가 포함 된 인큐베이터 ( 그림 1K )에 배아 접시를 놓고 인큐베이터 온도로 평형을 이루도록하십시오. </li><li> 조심스럽게 플라스틱 피펫을 사용하여 가스 부화 챔버의 메쉬 24 잘 접시 ( 그림 1B )의 우물로 배아를 전송합니다. 항상 프로토콜을 통해 배아 전송을 위해 플라스틱 피펫을 사용하십시오. 참고 :이 판의 각 구멍은 위쪽을 포함 할 수 있습니다무대 38의 5 마리의 개구리 배아 또는 4dpf의 7 마리의 zebrafish 배아까지. 다른 genotypes를 사용하는 경우 신중하게 우물을 라벨. </li><li> 가스 혼합 챔버를 5 시간 동안 또는 실험에 적합한 더 긴 시간 동안 일정한 주입하에 유지한다. 여기에 5 % O 2 와 95 % N 2 의 혼합물을 사용하십시오. </li><li> 조심스럽게 가스 배양 챔버에서 배아 유형에 해당 normoxic 매체로 배아를 전송하고 즉시 3 또는 4 단계로 진행합니다. </li><li> 추가 정상 산소 처리가 필요한 경우 배아를 조심스럽게 배아 유형에 해당하는 정상 산소 배지로 옮깁니다. </li></ol></li></ol> 3. HIF-1α 수준을 모니터링하여 성공적인 저산소증 유도 제어 <ol><li> 준비 <ol><li> 0.1x MBS에서 0.4mg / mL MS222 용액을 준비합니다. </li><li> 균질화 버퍼 준비 : 방사 면역 침전 분석 완충액 (RIPA buffer)를 사용하여 Protease Inhibitor로 실험에 필요한 완충액을 최종 농도 1 : 100 v / v로 보충하십시오. </li><li> Western blot을위한 솔루션을 준비하십시오. <ol><li> 425 mM Tris pH 8.0, 40 % v / v 글리세롤, 8 % v / v SDS, 4 % v / v 베타 - 메르 캅토 에탄올, 0.5 % w / v 브로 모 페놀 블루, 10 mL 총 부피 ddH 2 영형. </li><li> 5x 달리기 완충액을 준비하십시오 : Trizma 염기 15g, 글리신 72g, SDS 5g, 총 부피 1 ddH 2 O. </li><li> 전달 버퍼 준비 : 2.66 g Trizma 염기, 14.4 g 글리신, 200 mL 100 % 메탄올, 1 L 총 부피 ddH 2 O. </li><li> 10x TBST : 5 ML 1 M 트리스 pH 8.0, 30 ML 5M NaCl, 2.5 ML 트윈 20, 1 L 총 볼륨 H 2 O를 준비합니다. </li><li> 블로킹 솔루션을 준비하십시오 : 1 % TBST에서 4 % w / v 탈지 분유. </li></ol></li></ol></li><li> 조직 수거 <ol><li> 0.4 MG / ML MS222 솔루션에 입욕하여 태아 마취16 , 17 로 옮겨 플라스틱 피펫을 사용하여 균질화 완충액으로 채워진 플라스틱 반응 튜브에 옮긴다. 배아 당 20 μL 버퍼를 사용하십시오. HIF1α 단백질 수준의 중요한 변화를 결정하기 위해서는 4 단계 dpf의 38 또는 7 개의 제브라 피쉬 배아가 적어도 5 마리의 개구리 배아가 필요하다는 점에 유의하십시오. </li><li> 적절한 조직 균질 기 또는 초음파 분쇄기를 사용하여 조직을 균질화하십시오. 원심 분리 (15 분, 13,000 XG, 4 ° C)로 파편을 제거합니다. <ol><li> 또는, anaesthetized 개구리 배아에서 망막을 해부 17 위의 균질. 10 개의 망막 당 균질화 완충액 20 μL를 사용하십시오. </li></ol></li><li> 피펫을 사용하여 85 ° C에서 변성시킨 후 상층 액을 취하여 Laemmli gel loading buffer로 1x v / v의 최종 농도를 보충하십시오 ( 예 : 15 μL homogenate에 4 x Laemmli buffer 5 μL 첨가). 웨스를 위해이 상등액을 사용하십시오.-20 ℃에서 샘플을 얼리거나 동결시킨다. </li></ol></li><li> 서양 얼룩 <ol><li> 1x v / v Running buffer를 사용하여 전기 영동 시스템에서 프리 캐스트 12 % 젤에 3.2 단계에서 설명한대로 준비한 샘플을로드하십시오. 단백질 크기 결정을 위해 단백질 사다리를 사용하십시오. 4 ° C에서 얼음에 포장 한 1 시간 동안 전달 버퍼에서 니트로 셀룰로오스 멤브레인 (0.45 μm 막)으로 단백질을 옮기고, 제조사의 프로토콜대로. </li><li> 60 분 동안 차단 완충액에서 멤브레인을 배양하는 비특이적 결합 사이트 차단. 1x TBST에서 3 x 10 분 세척을 계속하십시오. </li><li> RT에서 2.5 시간 동안 Blocking solution에서 각각 1 : 100 v / v와 1 : 5000 v / v로 희석 한 토끼 항 HIF-1α 항체와 마우스 anti-α-tubulin 용액으로 막을 배양한다. 1x TBST에서 3 x 10 분 세척을 계속하십시오. </li><li> 검출을 위해, 염소 항 토끼 및 염소 항 마우스 HRP - 결합 항체를 1 시간 동안 블로킹 용액으로 1 : 1000 v / v로 희석하여 배양한다.1x TBST에서 3 x 10 분 세척 한 후 시판용 키트와 선택 가능한 현상기를 사용하여 HRP 염색을 시각화합니다. </li><li> 디지털 부량을 사용하여 HIF1α 단백질의 양을 정량하십시오. </li></ol></li></ol> 4. 저산소증에서의 세포 증식 모니터링 <ol><li> 준비 <ol><li> 선택의 배아 매체 5 MM EDU 솔루션을 준비합니다. 이 용액은 즉시 사용하거나 분주하고 -20 ° C에서 6 개월 동안 보관할 수 있습니다. </li><li> Phosphate-Buffered Saline (PBS)을 준비하거나 PBS에서 상업 자원을 구입하십시오. 115 ° C에서 10 분간 오토 클레이브. </li><li> EdU 통합 검색 솔루션을 준비하십시오. <ol><li> 고정 솔루션을 준비하십시오 : PBS에 16 % 포름 알데히드 재고 솔루션 4 % v / v. </li><li> 자당 용액을 준비하십시오 : PBS에 30 % w / v 자당. </li><li> PBST : PBS 중 0.1 % v / v Triton X-100 준비. </li><li> 블로킹 용액 준비 : 10 % v / v 열 활성 염소 혈청 (HIGS). </li><li> DAPI 솔루션 : PBST에 1 : 1000 v / v 4 &#39;, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)을 준비하십시오. </li></ol></li></ol></li><li> EdU 도입을위한 저산소 배아의 배양 <ol><li> 1 % v / v DMSO로 보충 된 5 mM EdU 용액 400-500 mL로 가스 배양 챔버를 채 웁니다. 실험 15 분 전에 실험에 사용 된 동일한 가스 혼합물로 용액을 미리 평형시킨다. 배양 용액의 부피는 짧은 막대 ( 그림 1E )를 메쉬 바닥 판에 붙임으로써 최소화 할 수 있습니다. </li><li> 가스 튜브를 5 % O 2 와 95 % N 2 의 가스 혼합물이 들어있는 가스 실린더에 연결하십시오. 15 분 동안 용액을 부화시킨다. </li><li> 배아를 저산소 챔버로 옮기고 배양액을 균등하게 배양하여 2 시간 동안 배양한다. 각 우물은 무대 38의 개구리 배아 5 개 또는 제브라 피쉬 배아 4 개 dpf까지 7 개까지 넣을 수 있습니다. </li><li> 배아 분석EdU 통합을 위해 </li></ol></li><li> 저산소증 및 EdU 도입시 배아 배양의 시간 경과 <ol><li> 가스 배양 챔버를 배아 배지 500 mL로 채 웁니다. 가스 튜브를 5 % O 2 와 95 % N 2 의 가스 혼합물이 들어있는 가스 실린더에 연결하고 15 분 동안 가스 혼합물로 매질을 평형시킨다. </li><li> 배아를 저산소 챔버로 옮기고 배양액을 균등하게 배양하여 48 시간 동안 원하는 시간 동안 배양하십시오. 마지막 1 H 들어, 1 %의 V / V DMSO로 보충 5 MM EDU 솔루션으로 배아 매체를 대체하십시오. </li><li> 배아를 정상 산소가있는 접시로 옮기고 EdU 도입을 위해 분석하십시오. </li></ol></li><li> EdU 통합 탐지 및 분석 <ol><li> 0.4 MG / ML MS222 솔루션에 입욕하여 태아를 마취. </li><li> 배아를 적절한 유리 병에 옮기고 고정 솔루션에서 2 시간 동안 배양하여 고칠 수 있습니다4 ℃에서 RT 또는 O / N. PBS로 3 x 10 분 씻으십시오. 조심스럽게 조직 cryoprotection에 대한 자당 솔루션에 배아를 전송합니다. 배아가 유리 병의 바닥에 싱크 때까지 또는 4 시간 동안 품어. </li><li> embedding medium (최적의 절삭 온도 화합물)에 배아를 삽입합니다. Cryosection은 즉시 배아를 차단하거나 -80 ° C에서 최대 14 일 동안 저장할 수 있습니다. </li><li> Cryosection은 저온 유지 장치를 사용하여 배아가 들어있는 블록입니다. 현미경 슬라이드에 12 μm (zebrafish 배아) 또는 16 μm (개구리 배아) 두께의 섹션을 수집하고 말리십시오. 즉시 cryosection을 처리하거나 최대 3 개월 동안 -20 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 상업용 화학 키트를 사용하여 면역 형광 염색법으로 EdU 도입을 검출합니다. 제조사의 설명에 따라 실험에서 cryosection의 수에 필요한 EdU 반응 믹스의 양을 준비하십시오. <ol><li> EdU 반응 믹스 500 μL의 경우, 1X EdU 반응 완충액 430 μL, 2CuSO 4 0 μL, Alexa Fluor azide 1.2 μL, 1X EdU 완충 첨가제 50 μL. </li></ol></li><li> 조직을 permeabilize PBST와 embedding 매체와 3 X 5 분 제거하기 위해 PBS로 한 번 cryosections을 씻으십시오. cryosection을 Blocking solution으로 30 분 동안 부화시킵니다. </li><li> 1 시간 동안 EdU 반응 믹스와 cryosections를 품어과 PBST에서 3 X 10 분 씻어서 따라 갔다. 15 분 동안 DAPI 용액으로 저온 절편을 유지하고 PBST에서 3 x 10 분 세척합니다. 마운트 매체에 스테인드 cryosections와 함께 마운트, coverslips로 커버하고 형광 현미경으로 분석하기 전에 건조 또는 최대 1 년 동안 4 ° C에서 저장하기 전에 둡니다. </li><li> 거꾸로 공 촛점 스캐닝 현미경하에 안티 EdU 얼룩이있는 cryosections를 분석하고 디지털 부량을 사용하여 EdU 양성 세포의 수를 결정합니다. </li></ol></li></ol>

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저자는 경쟁적인 금전적 이해 관계가 없다고 선언합니다.

여기에서는 개구리 및 제브라 피쉬 배아와 함께 사용하도록 조정 된 저산소증을 유도하는 쉽고도 강력한 새 방법을 제시했지만 다른 수생 생물에도 적합 할 수 있습니다. 이 방법의 가장 큰 장점은 단순성과 비용 효율성입니다. 그럼에도 불구하고이 방법으로 얻은 결과는 매우 강력합니다. 우리는 hypoxia가 전체 조직뿐만 아니라 특정 조직 (여기서는 망막)에서 챔버 내에서 효과적으로 유도 될 수 ...

저산소증 연구는 수많은 응용 분야를 가지고 있습니다. 여기에는 저산소증 1 과 급성 고산병 2에 의해 특징 지어지는 병적 상태에 대한 조사와 병적 치료법 개발이 포함됩니다. 저산소증 스트레스는 산소를 필요로하는 모든 유기체에서 중요한 대사 변화를 일으 킵니다. 저산소증 스트레스는 자궁 내 성장 제한을 포함한 여러 가지 인간 질병의 태아 성장 및 발달 및 병인에 영향을 미친다. 저산소증은 출생 체중 감소, 태아 및 신생아 사망률을 감소시킬뿐만 아니라 심혈관 질환, 2 형 당뇨병, 비만 및 고혈압과 같은 성인 생활에서 많은 합병증을 유발할 수 있습니다. 저산소증 스트레스는 또한 종양 조직이 혈액 공급을 초과하여 성장하는 고형 종양 발생시 종종 관찰됩니다. 따라서 생체 내에서 저산소증의 효과를 직접적으로 연구 할 수 있어야합니다.<html> yonic 개발. 발달 중 저산소증의 영향을 연구하기 위해 사용 된 가장 잘 알려진 방법 중 하나는 저칼륨 챔버에서 생균 배양 또는 배양에서 염화 코발트를 사용하는 것입니다. 염화 코발트는 저산소증 유도 성 인자 -1 알파 (HIF-1α)의 proteosomal degradation을 방지하여 안정화시키는 역할을하기 때문에 인위적으로 정상 산소 농도에서 저산소 반응을 유도합니다 5 , 6 , 7 . 그러나, 편리한 방법 8 일 때, 코발트 염화물뿐만 아니라 다른 유사한 화학 저산소증 모방 체의 사용은 세포 및 조직, 예를 들면 , 아폽토시스 9 에 대해 비특이적 인 해로운 효과를 가질 수있다. 따라서 저산소 챔버는 정상적인 발달 과정을 통해 살아있는 생물체에서 &quot;자연 hypoxia&quot;를 유도하는 더 좋은 방법입니다. ntent &quot;&gt; 우리는 수생 동물 배아에서 저산소증 유도 시스템 개발에 중점을 두었습니다. 개구리와 제브라 피시 모두 다양한 생물학적 과정의 연구를위한 유익한 척추 모델 생물뿐만 아니라 다양한 인간 질병의 모델이되었습니다. 개구리와 제브라 피쉬 태아 모체 보상의 합병증을 제거하고 외부 적으로 발달하며 신속한 개발 과정을 통해 환경 요인을 조작하고 장기 형성의 표현형 변화를 실시간으로 관찰 할 수 있습니다. 또한 주요 신호 전달 경로의 많은 구성 요소는 이 모델 생물체는 많은 문헌에 의해 상세하게 특성화되어 있습니다. 개구리와 제브라 피쉬 배아를 사용하여 척추 동물의 발달에 저산소증의 영향을 연구 할 때의 주요 이점은 산소가 배아에 빠르게 침투하기 때문에 모든 과정을 직접 모니터링 할 수 있다는 것입니다. 따라서 개구리와 제브라 피쉬에서는 다른 모델 생물과 달리마우스 배아에서 특정 산소 농도의 영향은 기능 조직계의 존재 또는 부재를 고려하지 않고 관심있는 조직에서 연구 될 수있다. 저산소 배양을위한 상업적으로 이용 가능한 대부분의 설치는 비교적 크고 상응하는 높은 운전 비용을 갖는 단점이있다. 초기 저비용 및 가스 소비가 높다는 점을 제외하고 일반적인 저산소 챔버의 평형 유지 및 유지는보다 큰 크기 및 / 또는 생물학적 호흡으로 인해 자연적으로 이러한 챔버에서 발생하는 가스 구배에 대해 일정한 저산소 대기를 유지해야합니다. 이것은 가스 팬과 냉각 장치의 사용을 필요로하며, 이는 필요한 추가 장치의 양을 증가시키고 연구자의 손재주를 방해하며 실험 절차의 단순성을 감소시킨다. 대조적으로, 우리가 여기에 제시 한 설정은 비교적 견고하지만 매우 비용 효율적이고 작고 설치하기 쉽고 f천 가스 평형, 안정적인 저산소 대기 및 챔버 내의 재료 및 용액의 간단한 교환. 우리 시스템은 관심있는 수생 모델 유기체와 함께 사용할 수 있습니다. 우리는 편리하게 작은 저산소 챔버를 만들었고, 따라서 특정 온도에서 실험 절차를 쉽게 허용하는 일반적인 실험실 배양기 안에 배치 할 수 있습니다. 상업적으로 이용 가능한 저산소 배양기에 대한 우리 시스템의 장점은 배지의 산소 농도뿐만 아니라 온도의 편리한 조절을 제공하여 크기가 작고 비용 효율성이 우수하다는 것입니다. 따라서 대부분의 연구실에서 사용할 수있는 일반 실험실 소모품을 사용하여 설정을 구성 할 수 있으며 값 비싼 재료가 필요하지 않습니다. 또한 시판되는 저산소 배양기와는 달리 열을 발생시키지 않으며 인큐베이터에 넣은 실내 온도보다 낮은 온도에서 사용할 수 있습니다. 라발달 및 신진 대사 속도가 강하게 온도 의존적 ​​인 개구리와 물고기와 같은 냉혈 생물과의 작업에 특히 중요합니다. 매우 비용 효율적이고 쉽게 구축 할 수 있기 때문에 GE의 가스 보온 챔버는 다양한 저산소 또는 고 산소 상태를 구축하는 데 매우 유용 할뿐만 아니라 방대한 수의 실험 조건에 대해 다양한 매체 및 솔루션을 빠르고 쉽게 관리 할 수 ​​있습니다. 또한 일반적으로 사용되는 접시 또는 실험실 탱크 10 , 11 , 12 대신 24-well plate를 사용하여 여러 가지 돌연변이 조건을 한 번에 관찰하고 실험적으로 처리 할 수 ​​있습니다. 저산소증의 정확한 유도를 조절하기 위해 우리는 Western blot detection에 의해 HIF-1α 단백질의 수준을 모니터링했습니다. 또한, 배양 전후의 증식하는 세포의 수저산소실의 n은 저산소증이 조직에 유도되었는지를 결정하는데 사용될 수있다. 이 방법은 저산소증의 유도시 배아 망막 줄기 세포 틈새의 증식이 감소 함을 보여주는 이전에 발표 된 결과 13을 기반으로합니다. 따라서 우리는 배아 배지에 5- ethynyl-2&#39;-deoxyuridine (EdU)을 첨가하고 새로 증식하는 세포의 DNA 로의 결합을 측정함으로써 망막 줄기 세포 증식의 수준을 모니터링했다.

<table><tbody><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma</td><td>S7653</td><td>NaCl/0.1x MBS, Embryo medium, 10x TBST</td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma</td><td>P9333</td><td>KCl/0.1x MBS, Embryo mediu,</td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;/0.1x MBS</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td>0.1x MBS</td></tr><tr><td>Magnesium sulfate</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;/0.1x MBS, Embryo medium</td></tr><tr><td>Calcium nitrate</td><td>Sigma</td><td>202967</td><td>Ca(NO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/0.1x MBS</td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Sigma</td><td>C1016</td><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/0.1x MBS, Embryo medium</td></tr><tr><td>Methylene blue</td><td>Sigma</td><td>M9140</td><td>Embryo medium</td></tr><tr><td>Pregnant mare serum gonadotropin (PMSG)</td><td>Sigma</td><td>CG10</td><td>Frog fertilization</td></tr><tr><td>Zebrafish breeding tank</td><td>Carolina</td><td>161937</td><td>Gas chamber construction</td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Thermo Scientific</td><td>142475</td><td>Nunclon Delta Surface, for gas chamber construction</td></tr><tr><td>Epoxy resin</td><td>RS Components UK</td><td>Kit 199-1468</td><td></td></tr><tr><td>Gas distributor valve</td><td>WPI Luer Valves</td><td>Kit 14011</td><td>Aquatic tank attachment (Schema 1, &lt;strong&gt;H&lt;/strong&gt;)</td></tr><tr><td>High precision gas valve</td><td>BOC&amp;nbsp;</td><td>200 bar HiQ C106X/2B</td><td>Gas tank attachment (Schema 1, &lt;strong&gt;I&lt;/strong&gt;)</td></tr><tr><td>5% oxygen and 95% N&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; gas tank</td><td>BOC</td><td>226686-L</td><td>Hypoxic gas mixture</td></tr><tr><td>ceramic disc diffuser</td><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Art&amp;nbsp;</td><td>Glass CO2 Nano Aquarium Diffuser, DG005DG005</td><td>Schema 1, &lt;strong&gt;J&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>silicone grease</td><td>Scientific Laboratory Supplies</td><td>VAC1100</td><td>Schema 1, &lt;strong&gt;K&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>oxymeter</td><td>Oxford Optronix&amp;nbsp;</td><td>Oxylite, CP/022/001</td><td>Hypoxic chamber setup</td></tr><tr><td>fibre-optic dissolved oxygen sensor</td><td>Oxford Optronix</td><td>HL_BF/OT/E</td><td>Hypoxic chamber setup</td></tr><tr><td>plastic pasteur pipette</td><td>Sterilin</td><td>STS3855604D</td><td>For embryo transfer</td></tr><tr><td>MS222&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E10521-50G</td><td>Embryo anesthetic</td></tr><tr><td>RIPA buffer&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>R0278-50ML</td><td>Tissue homogenization</td></tr><tr><td>Protease inhibitor</td><td>Sigma</td><td>P8340</td><td>Tissue homogenization</td></tr><tr><td>Tris</td><td>Sigma</td><td>77-86-1</td><td>4x Laemmli loading buffer, 10x TBST</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G5516</td><td>4x Laemmli loading buffer</td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td><td>Sigma</td><td>L3771</td><td>4x Laemmli loading buffer, 5x Running buffer</td></tr><tr><td>beta-Mercaptoethanol&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>M6250</td><td>4x Laemmli loading buffer</td></tr><tr><td>Bromophenol Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0126</td><td>4x Laemmli loading buffer</td></tr><tr><td>Trizma base&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>77-86-1</td><td>5x Running buffer, Transfer buffer</td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma</td><td>G8898</td><td>5x Running buffer, Transfer buffer</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma</td><td>34860</td><td>Transfer buffer</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma</td><td>P2287-500ML</td><td>10x TBST</td></tr><tr><td>skim milk powder</td><td>Sigma</td><td>70166</td><td>Blocking Solution</td></tr><tr><td>Eppendorf microcentrifuge tube</td><td>Sigma</td><td>T9661</td><td></td></tr><tr><td>tissue homogenizer</td><td>Pellet Pestle Motor Kontes</td><td>Z359971</td><td>Tissue homogenization</td></tr><tr><td>pellet pestles</td><td>Sigma</td><td>Z359947-100EA</td><td>Tissue homogenization</td></tr><tr><td>precast 12% gel</td><td>Biorad</td><td>Mini-ProteinTGX, 456-1043</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>protein ladder</td><td>Amersham</td><td>Full-Range Rainbow ladder, RPN800E</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>nitrocellulose membrane (0.45 &amp;micro;m)</td><td>Biorad</td><td>162-0115</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>anti-HIF-1&amp;alpha; antibody</td><td>Abcam</td><td>ab2185</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>anti-&amp;alpha;-tubulin antibody</td><td>Sigma</td><td>T6074</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>goat anti-rabbit antibody</td><td>Abcam</td><td>ab6789</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>goat anti-mouse antibody</td><td>Abcam</td><td>ab97080</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>Pierce ECL 2 reagent&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>80196</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>ECL films Hyperfilm</td><td>GE Healthcare Amersham</td><td>28906837</td><td>Western Blot</td></tr><tr><td>5-Ethynyl-2&amp;prime;-deoxyuridine &amp;nbsp;</td><td>santa cruz</td><td>CAS&amp;nbsp;61135-33-9</td><td>EdU, EdU incorporation</td></tr><tr><td>Phosphate-buffered Saline (PBS)</td><td>Oxoid</td><td>BR0014G</td><td>1x</td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>Thermo Scientific</td><td>28908</td><td>Fixation solution</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Fluka</td><td>S/8600/60</td><td>Solution solution</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T9284-500ML</td><td>PBST</td></tr><tr><td>Heat-inactivated Goat Serum (HiGS)</td><td>Sigma</td><td>G6767-100ml</td><td>Blocking solution (EdU incorporation)</td></tr><tr><td>4&#039;,6-diamidino-2-phenylindole&amp;nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>D1306</td><td>DAPI, EdU incorporation</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>Molecular Probes</td><td>C10338</td><td>EdU incorporation</td></tr><tr><td>glass vial</td><td>VWR</td><td>98178853</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>Tissue-Plus optimal cutting temperature compound&amp;nbsp;</td><td>Scigen</td><td>4563</td><td>Embedding medium, EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>cryostat Jung Fridgocut 2800E</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td>CM3035S</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>microscope slides Super-Frost plus Menzel glass</td><td>Thermo Scientific</td><td>J1800AMNZ</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>EdU Click-iT chemistry kit</td><td>Molecular Probes</td><td>C10338</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>FluorSave</td><td>Calbiochem</td><td>D00170200</td><td>Mounting medium, EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>coverslips</td><td>VWR</td><td>ECN631-1575</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>fluorescent microscope</td><td>Nikon</td><td>Eclipse 80i</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>confocal scanning microscope</td><td>Olympus</td><td>Fluoview FV1000</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr><tr><td>Volocity software</td><td>PerkinElmer</td><td>Volocity 6.3</td><td>EdU incorporation analysis</td></tr></tbody></table>

induction of hypoxia in living frog and zebrafish embryos

여기에서는 개구리 및 제브라 피쉬 배아와 같은 수생 생물에서 저산소증의 영향을 연구하기 위해 개발 한 저산소증 유도를위한 새로운 시스템을 소개합니다. 우리의 시스템은 챔버의 구성이 간단하지만 어떤 실험 솔루션에서도 특정 산소 농도와 온도를 유도하고 유지할 수 있습니다. 제시된 시스템은 매우 비용 효율적이지만 기능이 뛰어나 생체 내 및 48 시간 이하의 다양한 기간 동안 직접 실험 을 위한 저산소증의 유도 및 지속을 허용합니다. 저산소증의 영향을 모니터하고 연구하기 위해 우리는 전체 배아 또는 특정 조직에서 저산소 - 유도 성 인자 1 알파 (HIF-1α)의 수준 측정과 5-에 티닐 -2 &#39;에 의한 망막 줄기 세포 증식의 측정, 데 옥시 우리 딘 (EdU)이 DNA에 통합되었다. HIF-1α 수준은 전체 배아 또는 조직에서 일반적인 저산소증 마커로 작용할 수있다선택의 여지가, 여기 배아 망막. 배아 망막의 증식하는 세포 내로의 EdU 결합은 저산소증 유도의 특정 산출물이다. 따라서 우리는 저산소 배아 망막 전구 세포가 개구리와 제브라 피쉬 배아의 5 % 산소 하에서 배양 1 시간 이내에 증식을 감소 시킨다는 것을 보여 주었다. 마스터 한 후에는 작은 수생 모델 생물체, 직접 생체 내 실험, 임의의 주어진 시간 및 정상, 저산소 또는 고 산소 산소 농도 또는 임의의 다른 주어진 가스 혼합물 하에서 사용하기 위해 본 장치를 사용할 수있다.

여기에 제시된 저산소 챔버 시스템을 사용하면 전체 생체 내 에서 저산소증의 효과를 개별적으로 또는 생체 내 에서 연구 할 수 있습니다. 저산소증 (hypoxic) 챔버 ( 그림 1 )에 전체 개구리 또는 제브라 피쉬 배아를 놓아서 저산소증을 유발할 수 있으며, 다양한 조건의 조합에 착수 할 수 있습니다. 완성 된 가스 챔버 설정 이미지가 <strong ...

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Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

우리는 개구리 및 제브라 피쉬 배아와 같은 수생 생물에 사용하기위한 새로운 저산소 챔버 시스템을 소개합니다. 우리의 시스템은 간단하고 견고하며 비용 효과적이며 생체 내 및 최대 48 시간 동안 저산소증의 유도 및 지속을 허용합니다. 우리는 저산소증의 효과를 모니터하기 위해 2 가지 재현 가능한 방법을 제시한다.

살아있는 개구리와 Zebrafish 태아의 저산소증 유도

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

induction-of-hypoxia-in-living-frog-and-zebrafish-embryos

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.7K 조회수.  University of Cambridge.  우리는 개구리 및 제브라 피쉬 배아와 같은 수생 생물에 사용하기위한 새로운 저산소 챔버 시스템을 소개합니다. 우리의 시스템은 간단하고 견고하며 비용 효과적이며 생체 내 및 최대 48 시간 동안 저산소증의 유도 및 지속을 허용합니다. 우리는 저산소증의 효과를 모니터하기 위해 2 가지 재현 가능한 방법을 제시한다. 

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Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Zebrafish의 배아에 주입 마이크로 비드

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

연구

발생학

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in vivo imaging techniques can provide a clear window into these processes in the living organism. For example, dividing cells and their progeny can be followed in real time as the nervous system forms. In recent years, technical advances in multicolor techniques have expanded the types of questions that can be investigated. The multicolor Brainbow approach can be used to not only distinguish among like cells, but also to color-code multiple different clones of related cells that each derive from one progenitor cell. This allows for a multiplex lineage analysis of many different clones and their behaviors simultaneously during development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells over real time within the developing zebrafish nervous system. This is particularly useful for following cellular interactions among like cells, which are difficult to label differentially using traditional promoter-driven colors. Our approach can be used for tracking lineage relationships among multiple different clones simultaneously. The large datasets generated using this technique provide rich information that can be compared quantitatively across genetic or pharmacological manipulations. Ultimately the results generated can help to answer systematic questions about how the nervous system develops.

In vivo imaging is a powerful tool that can be used to investigate the cellular mechanisms underlying nervous system development. Here we describe a technique for using time-lapse confocal microscopy to visualize large numbers of multicolor Brainbow-labeled cells in real time within the developing zebrafish nervous system.

무지개와 타임랩스 공초점 이미징을 사용하여 살아있는 제브라피시의 뇌 발달 시각화

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...

Two-Photon-Based Photoactivation in Live Zebrafish Embryos

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic development, cellular signaling and adult physiology. In this respect, the use of multi-photon microscopy enables quantitative photoactivation of a given light responsive agent in deep tissues at a single cell resolution. As zebrafish embryos are optically transparent, their development can be monitored in vivo. These traits make the zebrafish a perfect model organism for controlling the activity of a variety of chemical agents and proteins by focused light. Here we describe the use of two-photon microscopy to induce the activation of chemically caged fluorescein, which in turn allows us to follow cell's destiny in live zebrafish embryos. We use embryos expressing a live genetic landmark (GFP) to locate and precisely target any cells of interest. This procedure can be similarly used for precise light induced activation of proteins, hormones, small molecules and other caged compounds.

Multiphoton microscopy allows control of low energy photons with deep optical penetration and reduced phototoxicity. We describe the use of this technology for live cell labeling in zebrafish embryos. This protocol can be readily adapted for photo-induction of various light-responsive molecules.

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivati​​on

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic ...

생물학

제브라피시에서 광유전학적 신호전달 조작을 이용한 개발 조사

Optogenetic Signaling Activation in Zebrafish Embryos

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally manipulate signaling are required to understand how signaling is interpreted in these wide-ranging contexts. Molecular optogenetic&#160;tools can provide reversible, tunable manipulations of signaling pathway activity with a high degree of spatiotemporal control and have been applied in vitro, ex vivo, and in vivo. These tools couple light-responsive protein domains, such as the blue light homodimerizing light-oxygen-voltage sensing (LOV) domain, with signaling effectors to confer light-dependent experimental control over signaling. This protocol provides practical guidelines for using the LOV-based bone morphogenetic protein (BMP) and Nodal signaling activators bOpto-BMP and bOpto-Nodal in the optically accessible early zebrafish embryo. It describes two control experiments: A quick phenotype assay to determine appropriate experimental conditions, and an immunofluorescence assay to directly assess signaling. Together, these control experiments can help establish a pipeline for using optogenetic tools in early zebrafish embryos. These strategies provide a powerful platform to investigate the roles of signaling in development, health, and physiology.

저자 스포트라이트: 세포 운명 결정을 해독하기 위해 제브라피시 배아의 신호 전달 조작 

Optogenetic manipulation of signaling pathways can be a powerful strategy to investigate how signaling is decoded in development, regeneration, homeostasis, and disease. This protocol provides practical guidelines for using light-oxygen-voltage sensing domain-based Nodal and bone morphogenic protein (BMP) signaling activators in the early zebrafish embryo.

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally ...

Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function. Our studies have found that dying cells send signals to their live neighbors to form and contract a ring of actin and myosin that ejects it out from the epithelial sheet while closing any gaps that might have resulted from its exit, a process termed cell extrusion1. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe a method to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis. To visualize extrusion, we inject a red fluorescent protein labeled probe for F-actin into one-cell stage transgenic zebrafish embryos expressing green fluorescent protein in the epidermis and induce apoptosis by addition of G418 to larvae. We then use time-lapse imaging on a spinning disc confocal microscope to observe actin dynamics and epithelial cell behaviors during the process of apoptotic cell extrusion. This approach allows us to investigate the extrusion process in live epithelia and will provide an avenue to study disease states caused by the failure to eliminate apoptotic cells.

Dying cells are extruded from epithelial tissues by concerted contraction of neighboring cells without disrupting barrier function. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe methods to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis at cellular resolution.

개발 Zebrafish의 표피에서 세포 압출의 라이브 영상

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function.  Our studies have found ...

Triggering Cell Stress and Death Using Conventional UV Laser Confocal Microscopy

Using a standard confocal setup, a UV ablation method can be utilized to selectively induce cellular injury and to visualize single-cell responses and cell-cell interactions in the CNS in real-time. Previously, studying these cell-specific responses after injury often required complicated setups or the transfer of cells or animals into different, non-physiological environments, confounding immediate and short-term analysis. For example, drug-mediated ablation approaches often lack the specificity that is required to study single-cell responses and immediate cell-cell interactions. Similarly, while high-power pulsed laser ablation approaches provide very good control and tissue penetration, they require specialized equipment that can complicate real-time visualization of cellular responses. The refined UV laser ablation approach described here allows researchers to stress or kill an individual cell in a dose- and time-dependent manner using a conventional confocal microscope equipped with a 405-nm laser. The method was applied to selectively ablate a single neuron within a dense network of surrounding cells in the zebrafish spinal cord. This approach revealed a dose-dependent response of the ablated neurons, causing the fragmentation of cellular bodies and anterograde degeneration along the axon within minutes to hours. This method allows researchers to study the fate of an individual dying cell and, importantly, the instant response of cells-such as microglia and astrocytes-surrounding the ablation site.

Targeted manipulations to cause directed stress or death in individual cells have been relatively difficult to accomplish. Here, a single-cell-resolution ablation approach to selectively stress and kill individual cells in cell culture and living animals is described based on a standard confocal UV laser.

기존의 UV 레이저 공 초점 현미경을 사용하여 트리거 세포 스트레스와 죽음

Using a standard confocal setup, a UV ablation method can be utilized to selectively induce cellular injury and to visualize single-cell responses and ...

신경과학

Metabolic Profile Analysis of Zebrafish Embryos

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these relationships will help to understand the underlying etiology for a range of diseases linked with mitochondrial dysfunction, such as diabetes and obesity. Recent advances in instrumentation, has enabled the monitoring of distinct parameters of mitochondrial function in cell lines or tissue explants. Here we present a method for a rapid and sensitive analysis of mitochondrial function parameters in vivo during zebrafish embryonic development using the Seahorse bioscience XF 24 extracellular flux analyser. This protocol utilizes the Islet Capture microplates where a single embryo is placed in each well, allowing measurement of bioenergetics, including: (i) basal respiration; (ii) basal mitochondrial respiration (iii) mitochondrial respiration due to ATP turnover; (iv) mitochondrial uncoupled respiration or proton leak and (iv) maximum respiration. Using this approach embryonic zebrafish respiration parameters can be compared between wild type and genetically altered embryos (mutant, gene over-expression or gene knockdown) or those manipulated pharmacologically. It is anticipated that dissemination of this protocol will provide researchers with new tools to analyse the genetic basis of metabolic disorders in vivo in this relevant vertebrate animal model.

Zebrafish represent a powerful vertebrate model that has been under-utilised for metabolic studies. Here we describe a rapid way to measure the in vivo metabolic profile of developing zebrafish that allows the comparison of different mitochondrial function parameters between genetically or pharmacologically manipulated embryos, thereby increasing the applicability of this organism.

Zebrafish 태아의 대사 프로필 분석

A growing goal in the field of metabolism is to determine the impact of genetics on different aspects of mitochondrial function. Understanding these ...

Imaging and 3D Reconstruction of Cerebrovascular Structures in Embryonic Zebrafish

Zebrafish are a powerful tool to study developmental biology and pathology in vivo. The small size and relative transparency of zebrafish embryos make them particularly useful for the visual examination of processes such as heart and vascular development. In several recent studies transgenic zebrafish that express EGFP in vascular endothelial cells were used to image and analyze complex vascular networks in the brain and retina, using confocal microscopy. Descriptions are provided to prepare, treat and image zebrafish embryos that express enhanced green fluorescent protein (EGFP), and then generate comprehensive 3D renderings of the cerebrovascular system. Protocols include the treatment of embryos, confocal imaging, and fixation protocols that preserve EGFP fluorescence. Further, useful tips on obtaining high-quality images of cerebrovascular structures, such as removal the eye without damaging nearby neural tissue are provided. Potential pitfalls with confocal imaging are discussed, along with the steps necessary to generate 3D reconstructions from confocal image stacks using freely available open source software.

Imaging of cerebrovascular development in larval zebrafish is described. Techniques to facilitate 3D imaging and modify cerebrovascular development using chemical treatments are also provided.

이미징 및 배아 제브라 피쉬의 뇌 혈관 구조의 3 차원 재구성

Zebrafish are a powerful tool to study developmental biology and pathology in vivo.  The small size and relative transparency of zebrafish embryos make ...

살아있는 개구리와 Zebrafish 태아의 저산소증 유도

요약

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이 비디오의 챕터

Zebrafish의 배아에 주입 마이크로 비드

무지개와 타임랩스 공초점 이미징을 사용하여 살아있는 제브라피시의 뇌 발달 시각화

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivation

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

개발 Zebrafish의 표피에서 세포 압출의 라이브 영상

기존의 UV 레이저 공 초점 현미경을 사용하여 트리거 세포 스트레스와 죽음

Zebrafish 태아의 대사 프로필 분석

이미징 및 배아 제브라 피쉬의 뇌 혈관 구조의 3 차원 재구성

살아있는 개구리와 Zebrafish 태아의 저산소증 유도

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무지개와 타임랩스 공초점 이미징을 사용하여 살아있는 제브라피시의 뇌 발달 시각화

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivati​​on

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

제브라피시 배아의 광유전학적 신호전달 활성화

개발 Zebrafish의 표피에서 세포 압출의 라이브 영상

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