Name: use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

이 프로토콜은 동물 연구를위한 루벤 윤리 심사위원회의 대학에 의해 승인되었다. 정맥 라인 1. 준비 <ol><li> 빠르게 고온 (&gt; 220 ℃) ​​참기름 60cm의 microrenathane (MRE) 관의 중간 부분을 침지시켜 정맥 카테터의 팁을 준비한다. 이어서 부드럽게 서로 떨어져 튜브의 단부를 이동시켜 좁은 직경 (외경 (OD) &lt;0.5 mm)을 생성하기 위해 상기 튜브의 중간 부분을 스트레칭. </li><li> 30cm 각 (도 1, 표 1)의 두 부분으로 튜브를 절단 날 메스를 사용한다. </li><li> 폴리에틸렌 PE50 커넥터를 사용하는 폴리에틸렌 튜브로 MRE PE10 튜브를 연결하고, 상기 스위블의 하단 부분이 PE10 튜브를 연결한다. PE10 튜브 스위블의 상부를 연결하고,도 1에 따라 PE50 커넥터 튜브와 스터브 루어 바늘이 연결한다. </li><li> 적용 강력한 빠른 ACTI모든 연결에 아교 접착 겨 공기로 세척하여 누설 테스트 카테터. 가스는 사용하기 전에 카테터를 소독. </li></ol><img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> 그림 1 : 정맥 라인의 건설. 정맥 라인이 작은 직경으로 MRE 튜브 연신 및 설치류 스위블 장치에 폴리에틸렌 튜브를 통해 접속함으로써 제조된다. 다른 부분의 길이에 대한 지침은 표 1을 참조하십시오. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 전설 </td><td> 길이 </td><td> 음량 </td></tr><tr><td> 1) 스터브 루어 바늘 (22)지 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - 폴리에틸렌 0.023 &quot;X 0.038&quot; </td><td> 5cm </td><td> 13 μL </td></tr><tr><td> 3) PE10 - 폴리에틸렌 0.011 &quot;X 0.024&quot; </td><td> 50cm </td><td> 30 μL </td></tr><tr><td> 4) 설치류 스위블 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15cm </td><td> 9 μL </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (커넥터) </td><td> 5cm </td><td> 13 μL </td></tr><tr><td> 7) MRE025 팁 뻗어 microrenathane .025 &quot;X 0.012&quot; </td><td> 30cm </td><td> 27 μL </td></tr><tr><td> 총 합계 </td><td> 105cm </td><td> 92 μL </td></tr></tbody></table> 표 1 : 정맥 라인의 건설. 이 테이블은 그림 1의 전설을 제공합니다. 2. 마취 전 수술 처리 <ol><li> (- 32g 27) 24 주 오래 된 남성 C57BL / 6J 마우스를 사용합니다. 참고 :이 시대는 집중 치료 환자의 평균 연령은 더 나은 대응으로 우리는 24 주 된 쥐 (성숙한 성인)를 사용합니다. 우리는 에스트로겐의 순환 영향을 피하기 만 수컷 마우스를 사용합니다. 선호하는 경우 기술은, 젊은 (16 주 된 쥐에서 테스트) 동물과 여성 사용할 수 있습니다. </li><li> 사용하기 전에 모든 수술기구를 소독. 공기 방울을 제거하고, 명백하고 잠재적 누출 테스트 멸균 식염수 수제 정맥 카테터를 세척. </li><li> 80 센티미터 길이의 금속 선재 (0.8 mm 직경)을 잘라 폴딩하여 두배 루프를 만든다. 루프에 두 배로 와이어를 통해 3 진주를 리드. 3 진주 통해 카테터의 팁을 유도하여, 금속 와이어에 카테터를 연결. 주 : 금속 와이어 부착 카테터가 연결되어있는 회전의 회전이 필요하다. 따라서, 마우스는 정맥 라인을 차단하지 않고, 자유롭게 이동할 수 있습니다. </li><li> M 개의 마취0.03 mL의 케타민 (100 ㎎ / ㎏)의 0.02 mL의 자일 라진 (/ kg 13 mg)의 혼합물을 복강 내 (IP) 주입에 의해 여러개. 그 마취가 반사의 부재를 확인하여 적절한 있는지 확인하십시오. 부드럽게 혀 삼켜 질식을 방지하기 위해 집게와 외부 마우스 혀를 빼냅니다. 참고 : 10 분 후, 마우스가 여전히 철회하려고하면 팔다리가 0.01 ML 볼러스 같은 추가 케타민을 제공합니다. </li><li> 복부, 목의 복부 측면 (턱, 흉골 및 쇄골 사이 삼각형)을 포함하는 외과 영역을 면도하고) 상기 헤드의베이스에 견갑골 사이. </li><li> , 미리 예열 가열 패드에 발생하기 쉬운 위치에 마우스를 놓고 70 % 에탄올로 소독하고 피부를 건조로부터 눈을 보호하기 위해 안과 용 윤활제를 소량 적용. 0.2 ML의 ropivacaine (/ kg 0.67 mg)을 갖는 수술 부위 (다시 복부, 목 앞)에 침투. </li><li> 마우스가 발생하기 쉬운 위치에있는 동안, 등쪽 측의 바닥에 작은 절개를메스 나 가위로 머리. 후방 경부 근육을 노출하고, 근육 하에서 3.0 나일론 실을 선도 3.0 나일론 부착 와이어 루프 근육 넥타이. </li><li> 그 오른쪽에 마우스를 놓습니다. 메스 나 가위로 복부 목의 피부에있는 작은 수직 절개를합니다. 시각적지도하에 터널 바늘을 통해 미리 만들어진 카테터 스레드 후면 절개 방향이 복부 절개를 통해 18- 게이지 바늘 피하는 복부 측면을 외면 화하다있다. </li><li> 그 뒷면에 마우스를 놓습니다. 가열 패드 마우스와 테이프를 아래의 위쪽 앞니 뒤에 3.0 나일론 실을 전달합니다. 산소 (2 리터 / 분)을 전달하는 안면 마스크에 헤드를 고정. 꼬리 두 앞발을 녹화하여 신장 된 위치에 마우스를 수정합니다. 참고 : 혼자 케타민 - 자일 라진 마취가 충분하지 않은 경우, 흡입 이소 플루 란 (0.5-1.5 %)이 수술 중 전달 될 수있다. </li></ol><p클래스 = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. 만성 내주 카테터의 배치 <ol><li> 해부 현미경으로 마우스를 놓습니다. 경정맥이 가시화 될 때까지 복부 목에 이전에 만든 절개에서 부드럽게 떨어져 집게로 지방 조직과 땀샘을 애타게. </li><li> 직설적 혈관 결합 조직 사이 나이프의 선단부를 삽입하고 정맥과 평행 반복 집게를 열어 용기와 상기 주변 결합 및 피하 조직에서 경정맥을 확보 해부. 따라서 정맥의 손상을 피할 수 있습니다. </li><li> 정맥에서 무딘 집게를 배치하여 경정맥을 분리합니다. 정맥 하에서 3.0 견사 세 개의 피드, 경정맥 (뇌 결찰)과 흉쇄 근육 (꼬리 합자) 부근에 일체의 분기점에 위치 일체형 근위. 두개골 합자 및 정맥을 스트레칭하고 카테터를 배치하는 동안 과도한 출혈을 방지하기 위해 꼬리 끈을 조입니다. 티즉, 중간 스레드와 느슨한 합자 나중에 카테터를 쉽게 확보를 보장합니다. </li><li> 마이크로 가위를 사용하여 뇌 및 꼬리 합자 카테터를 통과하는데 충분한 크기의 혈관을 따라 절개. 집게로 카테터를 잡아하고 카테터를 혈관에 11mm를 삽입합니다. 느슨하게 중간 끈을 묶는하여 카테터를 확보하고 부드럽게 멸균 식염수로 세척하여 정확한 위치를 확인합니다. </li><li> 단단히 선박 및 카테터 주위의 중간과 꼬리 끈을 묶는하여 카테터를 고정합니다. 타이 단단히 카테터를 확보하기 위해 함께 꼬리와 중간 합자 끝. 매듭은 모든 매듭을 만든 후 카테터를 세척하여 혈관을 폐색하지 않는 것이 확인하십시오. 마지막으로, 꼬리와 두개골 합자 넥타이. 5.0 실크 봉합과 절개를 닫습니다. </li></ol> 4. 맹장 결찰 및 찔린 <ol><li> 메스 나 가위로 복부 아래쪽의 피부를 통해 1 cm의 중간 선 절개를합니다;복강 내로 침투하지 않도록주의. </li><li> 복부 근육의 원격 교육 알바 식별 및 복강 내로 진입을 취득 할 intermuscular 절개. 맹장을 찾아 맹장을 분리하고 그것을 외면 화하다하는 무딘 해부 집게를 사용합니다. </li><li> 3.0 실크 봉합과의 길이의 50 % 맹장 결찰. 장 연속성이 유지되도록 회맹 판을 결찰하지 않도록합니다. </li><li> 관통와 연결하여 하나의 18 게이지 바늘로 맹장을 결찰 및 천공 맹장의 팁 사이의 천공 도중에. 바늘을 제거한 후에 개방성을 보장하기 위해 구멍 대변 소량 돌출. </li><li> 복강 내의 장 위치를 ​​조정하고, 5.0 실크 봉합사와 복막 피부를 닫는다. 참고 : 평균적으로, 새로운 연수생이 원활 정맥 카테터를 배치하고 45 분 이내에 CLP을 수행 할 수 있도록 10 ~ 15 동물을 필요로한다. 훈련 기간, 마취 / 수술 RELA 후10 %의 테드 사망률 기대할 수있다. </li></ol> 5. 후 수술 치료 및 유체 소생 <ol><li> 앙와위 마우스를 위치시키고 테이프 부착 와이어에 카테터를 고정. 개인 케이지에 마우스를 이동합니다. 스위블 장치를 마우스 위 25cm를 개최 조절 클램프와 스탠드를 사용하여 단단히 회전의 회전 지점에 금속 부착 와이어의 자유 부분을 테이프. </li><li> 정맥 라인에 유체 소생 시작 : 균형 콜로이드 정출 (4 1)의 혼합물을 함유하는 주사기를 첨부. </li><li> 12 시간의 명암 사이클을 갖는 조절 된 온도 (27 ° C) 동물 캐비닛의 케이지를 놓고 정확한 주사기 구동 주입 펌프를 통해 정맥 소생 유체 (10 ㎖ / kg / H)를 시작한다. 이러한 중첩 재료와 나무 블록으로 케이지 농축을 제공합니다. </li></ol> 6. 집중 치료 <ol><li> 6 시간 후 동작에서 통증 피하 주사 medication 및 항생제 (0.3 mL로의 부 프레 노르 핀 (0.15 ㎎ / ㎏) 및 0.2 ㎖의의 이미페넴 (16.67mg / kg)). 참고 : 기관의 동물 정책의 지시에 따라 표준 실험 동물 의학 연습 다음은 통증 약을 처음 투여 후 초기 수술 절개하기 전에 주어진된다. 피하 주사는 신중 피하 공간에 주입한다. </li><li> 20 후 - 소생 유체에 24 시간, 총 정맥 영양 (6.67 ㎖ / kg / h)에 의해 정출 / 콜로이드 대체. 참고 : 관리 총 정맥 영양 (5.8 킬로 칼로리 / 24 시간)은 중환자 실에서 환자의 초기 칼로리 섭취량과 유사한 쥐의 일일 칼로리 요구의 40 %를 커버한다. </li><li> 피하 진통제 항생제 (0.6 mL로의 부 프레 노르 핀 (0.3 ㎎ / ㎏) 및 0.2 ㎖의의 이미페넴 (16.67 ㎎ / ㎏) 중요 질병의 전체 기간 동안 매 12 시간 관리. </li><li> 낮에는 동물 적어도 매 3 시간을 확인합니다. 고통을 주어 고통을 평가검증 된 마우스 얼굴을 찡 그리기 스케일 (11)을 기준으로 점수. 높은 통증 점수 동물에 대한 모니터링을 강화합니다. </li></ol> 실험 7. 끝 참고 : 승인 및 모델과 인간의 엔드 포인트에 대한 지침과 정책의 정도의 수준에 대한 권장 사항은 동물 연구를위한 지역 기관 윤리 심사위원회에서 모색되어야한다. 주 : 차단 카테터는 카테터의 비편 재화 등의 비 기능 정맥 라인의 경우, 주사기 펌프에 문제가 동물이 연구에서 제외하고 안락사된다. <ol><li> 실험 기간의 끝에서, 깊이 0.03 mL의 케타민 (100 ㎎ / ㎏) 및 0.02 ㎖ (13 ㎎ / ㎏) 자일 라진의 혼합물을 사용하여 마우스를 마취. 심장 천자로 혈액을 철회하여 마우스를 안락사. 스토어는 -80 ° C에서 관심의 냉동 조직 샘플 웁니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis:+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture.">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li><li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li><li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture.">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li><li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis:+cause+for+concern.">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).</li><li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+is+not+a+rat+is+not+a+man:+species-specific+metabolic+responses+to+sepsis+-+a+nail+in+the+coffin+of+murine+models+for+critical+care+research.">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).</li><li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+sepsis:+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting.">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li><li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

우리는 유체, 마약과 영양 관리를위한 중심 정맥 라인의 사용과 패혈증을 유발하는 맹장 결찰 및 천공 방법을 결합하여, 중요한 질병의보다 임상 적 마우스 모델을 개발했다. 이 실험 장치는 재현, 이에 인간의 임상 상황 (1)을 흉내 낸, 안정적인 사망률에 중요한 질병 및 결과의 연장 상을 연구 할 수 있습니다. 맹장 결찰 및 천공 광범위 패혈증 <sup class="xref"...

중요한 질병은 하나 이상의 기관 시스템의 기능을 집중적으로 의료 지원을 투여하지 않는 환자가 죽을 정도에 방해되는 질병 상태이다. 중환자 실 (ICU) 외상, 복잡한 수술, 화상, 패혈증 질병 악화에 이르기까지 다양 할 수 입학 초기 원인 반면, 모든 중증 환자는 다른 사람의 사이에서 혈류, 저산소증과 과도한 염증에 의한 세포 손상, 고통 어느 장기 장애로 이끈다. 대부분의 환자들은 급성 모욕 생존하지만, 환자의 중요한 부분은 즉시 복구하고 장기 집중 치료가 필요하지 않습니다. 그들은 인해 여러 장기 부전 비 해결에 죽음의 높은 위험이 있습니다. 또한, 중요한 질환의 연장 상 기전은 현재 불완전하게 이해되어있는 심각한 근육 약화 및 내분비 및 대사 변화에 의해 hallmarked된다. 여러 연구odent 모델은 중요한 치료 연구 환경에서 사용되고있다. 두 주로 사용 모델은 지질 다당류 (LPS) 및 맹장 결찰과 천자 (CLP)의 외생 관리입니다. 두 모델은 감염에 대한 조절 이상 호스트 응답에 의한 생명을 위협하는 장기 부전으로 정의 패혈증의 급성기를 모방하기 위해 개발, 전 세계적으로 ICU 1, 2, 입학의 주요 원인 중 하나입니다. 그것은 단지 일시적으로 사이토 카인의 방출과 동물 3의 혈역학 적 상태에 영향을 미치는 것처럼 LPS 모델은 몇 가지 단점이있다. 인간과 달리, 설치류은 독소 특히 저항성 및 내 독소 &quot;고용량&quot;의 사용은 본 명세서에있어서,이 방법 (4, 5)의 유효성에 대한 우려를 제기, 저혈압 및 사망률을 생성 할 필요가있다. 다른 모델, 맹장 결찰과 천자 모델 (CLP)바늘 구멍 및 관통 연결 하였다 맹장의 일부분의 결찰을 특징으로한다. 이 절차는 혈액 구획 내로 박테리아의 전위이어서 조직 손상과 함께 polymicrobial 복부 감염을 야기한다. 이것은 전신 염증 반응 및 패혈증의 개발을 트리거합니다. hyperinflammation, 혈관 확장, 저혈압 및 증가 된 심 박출량 6, 7 : CLP 모델은 광범위 패혈증의 주요 특징을 재현 중요한 급성 질환의 동물 모델로서 인식되어왔다. 그러나이 모델은 해결되지 않은 여러 장기 부전, 근육 쇠약, 내분비 및 주요 질병의 연장 단계의 전형적인 대사 변화의 연구를 허용하지 않습니다. 마우스 모델에서 연구 결과는 항상 인간의 8 설정으로 변환 할 수 없기 때문에 또한, 최근 주요 질병에 대한 마우스 모델의 타당성은 의문을 제기 한9, 10. 가능한 설명은 아픈 사람의 환자를 결정적 제공되는지지 요법이 중증 마우스에 제공되는 관리에서 실질적으로 차이가 있음을 수 있습니다. 따라서, 더 밀접하게 인간의 설정을 닮은 중요한 질병의 연장 단계의 조사를 할 수 있도록, 우리는 광범위한 정맥 유체 관리 및 항생제 치료로 인간에게 주어진 급성 집중 치료를 모방 한 마우스 모델을 개발하고, 허용하는 같은 영양 지원과 같은 중요한 질병의 연장 상을 살아 남기 위해지지 요법을 관리합니다. 이를 위해, 우리는 패혈증을위한 황금 표준되고, CLP-에 의한 패혈증의 마우스 모델을 채택하고, 유체, 영양과 약물의 관리를 가능하게하는 중심 정맥 라인을 배치했다.

<table><tbody><tr><td>Buprenorphine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0.3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&amp;nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloids</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>crystalloids</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&amp;nbsp;mg powder for injection fluid</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Super glue3 all plastics&amp;nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025&quot; O.D. x .012&quot; I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethylene .011&quot; x .024&quot;&amp;nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing .023&quot; x.038&quot;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Swivel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&amp;iuml;ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&amp;nbsp;mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazine hydrochloride 2%</td></tr></tbody></table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

이 프로토콜은 장기간 중요한 질병의 중앙 카테터 마우스 모델에 대해 설명합니다. 우리는 인간의 임상 설정을 모방하는 유체, 마약과 영양 관리를위한 중심 정맥 라인의 사용과 패혈증을 유발하는 맹장 결찰 및 천공 방식을 결합한다. 비판적으로 아픈 환자는 살아 남기 위해 집중적 인 의료 지원을 필요로한다. 환자의 대부분은 몇 일 내에 회복되지만, 환자의 4 분의 1 정도는 장기간 집중적 인 치료가 필요하고 여러 장기 부전 비 해결 사망의 위험이 높은. 또한, 중요한 질환의 연장 상 기전은 현재 불완전하게 이해되어있는 심각한 근육 약화 및 내분비 및 대사 변화에 의해 hallmarked된다. 중요한 치료 연구에서 가장 널리 사용되는 동물 모델은 패혈증을 유발하는 맹장 결찰 및 천공 모델입니다. 이것은 인간의 9월과 유사한 급성 염증 및 혈역학 적 변화에 매우 재현성 모델입니다중요한 질병의 급성기을 연구하기 위해 설계 동생. 그러나,이 모델은 임상 인간의 상황과 다른, 중요한 질병의 연장 상을 연구하기 위해 개발되지 않은 높은 치사율에 의해 hallmarked됩니다. 따라서, 우리는 더 중요한 질병의 인간 임상 상황을 모방하기 위해, 우리가 임상 적으로지지 요법을 관리 할 수 ​​있도록 경정맥에 중심 정맥 카테터를 배치하여 기술을 적용. 이 마우스 모델은 동물의 광범위한 수술 및 일상 집중 치료를 필요로하지만, 중요한 질병의 급성 및 장기간 단계의 관련 모델을 초래한다.

상술 한 바와 같이 C57BL / 6 마우스는 중환자 하였다. 우리는 두 시점까지 후 CLP 생존율을 평가하기 위해 두 가지 실험을 수행 하였다 : 생존 7 일 (N = 22)까지 5 일 (N = 15)를 생존 후 CLP까지. 두 실험의 생존 곡선은 실험 장치의 재현성을 나타내는 (제 5 일까지 비교) 차이가 없었다. 비 생존 동물로 인해 인명 엔드 포인트에 죽음을 발견하거나 안락사되었다. 3 일 후, 항생제의 ?...

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

위독한 병의 마우스 모델에서 유체, 약물 및 영양 관리를위한 중심 정맥 라인의 사용

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K 조회수.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

비디오: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

의식 억제 마우스에 인슈린 과다 - euglycemic 클램프

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

연구

의학

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

마우스 모델에서 정맥 주사 자기 관리를위한 방법

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

신경과학

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

경동맥과 경정맥의 도관은 의식 쥐 모델에서, 혼합 및 혈액 샘플링을 혈역학 적 조치를 수행하는

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

마우스의 전신과 간장 혈 역동 학적 파라미터의 모니터링

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

열 등 한 베 나 정 맥의 협 착 증: 깊은 정 맥 혈전 증의 Murine 모델

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

면역학 및 감염병학

Continuous IV Infusion is the Choice Treatment Route for Arginine-vasopressin Receptor Blocker Conivaptan in Mice to Study Stroke-evoked Brain Edema

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among the most important players in the development and evolution of stroke-evoked brain edema is the hormone arginine-vasopressin and its receptors, V1a and V2. Recently, the V1a and V2 receptor blocker conivaptan has been attracting attention as a potential drug to reduce brain edema after stroke. However, animal models which involve conivaptan applications in stroke research need to be modified based on feasible routes of administration. Here the outcomes of 48 hr continuous intravenous (IV) are compared with intraperitoneal (IP) conivaptan treatments after experimental stroke in mice. We developed a protocol in which middle cerebral artery occlusion was combined with catheter installation into the jugular vein for IV treatment of conivaptan (0.2 mg) or vehicle. Different cohorts of animals were treated with 0.2 mg bolus of conivaptan or vehicle IP daily. Experimental stroke-evoked brain edema was evaluated in mice after continuous IV and IP treatments. Comparison of the results revealed that the continuous IV administration of conivaptan alleviates post-ischemic brain edema in mice, unlike the IP administration of conivaptan. We conclude that our model can be used for future studies of conivaptan applications in the context of stroke and brain edema.

Our studies have revealed that the beneficial effects of conivaptan are dependent on the method of delivery after experimental stroke in mice. We have developed a research protocol for delivery of the receptor blocker via IV catheter on stroke-evoked brain edema formation in mice.

연속 IV 주입은 뇌졸중 유발 뇌 부종을 연구하는 마우스에 아르기닌 - 바소프레신​​ 수용체 차단 코니 밥탄의 선택 처리 경로입니다

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

마우스에 Veno 정 맥 체 외 막 산소

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

유출 협착증을 가진 Aortocaval 누공을 사용하여 중앙 정맥 협착증의 뮤린 모형

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse models, are applied to advance the understanding of the disease pathogenesis and to identify potential therapeutic targets. Testing novel drug candidates to block AAA growth in these models generally requires repeated drug administration during the time course of the experiment. Here, we describe a compiled protocol for AAA induction, insertion of an intravenous catheter to facilitate prolonged therapy, and serial AAA monitoring by 3D ultrasound. Aneurysms are induced in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice by angiotensin II release over 28 days from osmotic mini-pumps implanted subcutaneously into the mouse back. Subsequently, the surgical procedure for external jugular vein catheterization is conducted to allow for daily intravenous drug treatment or repeated blood sampling via a subcutaneous vascular access button. Despite the two dorsal implants, the monitoring of AAA development is readily facilitated by sequential semi-automated 3D ultrasound analysis, which yields comprehensive information on the expansion of aortic diameter and volume and on aneurysm morphology, as illustrated by experimental examples.

This protocol describes the consecutive implantation of an osmotic pump to induce abdominal aortic aneurysm by angiotensin II release in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice and of a vascular access port with a jugular vein catheter for repeated drug treatment. Monitoring of aneurysm development by 3D ultrasound is effectively conducted despite dorsal implants.

안지오텐신 II의 마우스 모델에서 중앙 정맥 카테터에 의한 약물 치료 유도 복부 대동맥류 및 3D 초음파에 의한 모니터링

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, there is no cure for PAH. It is important to discover new compounds that can be used to treat PAH. The mouse hypoxia-induced PAH model is a widely used model for PAH research. This model recapitulates human clinical manifestations of PAH Group 3 disease and is an important research tool to evaluate the effectiveness of new experimental therapies for PAH. Research using this model often requires the administration of compounds in mice. For a compound that needs to be given directly into the bloodstream, optimizing intravenous (IV) administration is a key part of the experimental procedures. Ideally, the IV injection system should permit multiple injections over a set time course. Although the mouse hypoxia-induced PAH model is very popular in many laboratories, it is technically challenging to perform multiple IV bolus dosing and invasive hemodynamic assessment in this model. In this protocol, we present step-by-step instructions on how to carry out multiple IV bolus dosing via mouse jugular vein and perform arterial and right ventricle catheterization for hemodynamic assessment in mouse hypoxia-induced PAH model.

This protocol provides a step-by-step procedure for executing multiple intravenous bolus dose administration and invasive hemodynamic monitoring in mice. Investigators can use this protocol for future therapeutic compound screening for pulmonary artery hypertension.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...

위독한 병의 마우스 모델에서 유체, 약물 및 영양 관리를위한 중심 정맥 라인의 사용

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

의식 억제 마우스에 인슈린 과다 - euglycemic 클램프

마우스 모델에서 정맥 주사 자기 관리를위한 방법

경동맥과 경정맥의 도관은 의식 쥐 모델에서, 혼합 및 혈액 샘플링을 혈역학 적 조치를 수행하는

마우스의 전신과 간장 혈 역동 학적 파라미터의 모니터링

열 등 한 베 나 정 맥의 협 착 증: 깊은 정 맥 혈전 증의 Murine 모델

연속 IV 주입은 뇌졸중 유발 뇌 부종을 연구하는 마우스에 아르기닌 - 바소프레신 수용체 차단 코니 밥탄의 선택 처리 경로입니다

마우스에 Veno 정 맥 체 외 막 산소

유출 협착증을 가진 Aortocaval 누공을 사용하여 중앙 정맥 협착증의 뮤린 모형

안지오텐신 II의 마우스 모델에서 중앙 정맥 카테터에 의한 약물 치료 유도 복부 대동맥류 및 3D 초음파에 의한 모니터링

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

위독한 병의 마우스 모델에서 유체, 약물 및 영양 관리를위한 중심 정맥 라인의 사용

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

의식 억제 마우스에 인슈린 과다 - euglycemic 클램프

마우스 모델에서 정맥 주사 자기 관리를위한 방법

경동맥과 경정맥의 도관은 의식 쥐 모델에서, 혼합 및 혈액 샘플링을 혈역학 적 조치를 수행하는

마우스의 전신과 간장 혈 역동 학적 파라미터의 모니터링

열 등 한 베 나 정 맥의 협 착 증: 깊은 정 맥 혈전 증의 Murine 모델

연속 IV 주입은 뇌졸중 유발 뇌 부종을 연구하는 마우스에 아르기닌 - 바소프레신​​ 수용체 차단 코니 밥탄의 선택 처리 경로입니다

마우스에 Veno 정 맥 체 외 막 산소

유출 협착증을 가진 Aortocaval 누공을 사용하여 중앙 정맥 협착증의 뮤린 모형

안지오텐신 II의 마우스 모델에서 중앙 정맥 카테터에 의한 약물 치료 유도 복부 대동맥류 및 3D 초음파에 의한 모니터링

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

연속 IV 주입은 뇌졸중 유발 뇌 부종을 연구하는 마우스에 아르기닌 - 바소프레신 수용체 차단 코니 밥탄의 선택 처리 경로입니다