The authors thank Mr. Masaaki Kaneta, Ms. Hiromi Suzuki, and Ms. Mitsue Kawashima (Department of Regenerative and Infectious Pathology, Hamamatsu University School of Medicine) for their excellent technical assistance. This work was supported by the Japan Society for the Promotion of Science, KAKENHI Grant Number 23590445.

모든 실험 프로토콜은 의과 대학의 하마 마츠 대학의 동물 관리위원회에 의해 승인되었다. MCMV (스미스 주) 및 재조합 1. 준비 M32이 강화 된 녹색 형광 단백질 (EGFP) -MCMV <ol><li> 등 이전에 8 설명 - (1.9 1.2) 다음과 같은 방법에 따라 재조합 M32-EGFP-MCMV 생성합니다. </li><li> 야생형 MCMV (: U68299 가입 번호)의 스미스 균주에서 유래 재조합 바이러스를 사용합니다. 삽입 EGFP (4361 염기쌍; BP) 37,089과 41,450 BP 사이 - 상동 재조합에 의해 MCMV의 게놈 (M32 M31의 궤적). </li><li> M32, 5&#39;- CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(정방향 프라이머), 5 : 중합 효소 연쇄 반응에 의해 MCMV M32 증폭 (41,450 - 오른쪽 아래의 프라이머를 사용하여 서열 유전자 좌위의 측면에, 39246 BP - 39286 BP 시퀀스 및 M31 (37,089의 측면에 남아 &#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(역방향 프라이머); M31, 5&#39;- CTAAATTAACTTAAGTCGTCCTCTTCGTCTCACAA-3&#39;(정방향 프라이머), 5&#39;-AACTAGTCTAGATCGCTCCTGGTTGGTTTTTA-3 &#39;(역방향 프라이머). </li><li> 된 NheI과의 BamHI 제한 부위를 사용하여 EGFP 발현 벡터로 M32의 궤적을 삽입합니다. 를 AflII과를 XbaI 사이트를 사용하여 플라스미드 -recombinant M32-EGFP에 M31의 궤적을 삽입합니다. EGFP - - M32에서 된 NheI과를 AflII와 M31 시퀀스 - EGFP - M32 절단 M31 재조합 플라스미드와 H 2 O에 용해 </li><li> MCMV (스미스 균주)의 핵으로 절단 한 구조를 형질 감염은 상동 재조합을 유도하는 전기 시스템을 사용하는 NIH3T3 세포를 24 시간 후 감염 (HPI)를 -infected. </li><li> 삼일 후 감염, 감염된 세포의 EGFP 발현 초점을위한 여섯 웰 플레이트에 1 / 1,000의 비율과 화면에 감염되지 않은 마우스 배아 섬유 아 세포 (MEFs)와 공동 배양 세포에서. </li><li> Harve녹색 형광 초점을 포함하는 우물에서 성 바이러스 함유 상층 액과는 배로 희석. 정제를 들어, 하나의 녹색 형광 초점을 표시 우물을 선택합니다. </li><li> 모든 초점이 제한 희석 감염 디스플레이 EGFP 발현에 기인하는 경우, 바이러스 제제에는 야생형 바이러스가 남아 있는지 나타내는 순이다. 이전 17 바와 같이 플라크 분석 방법에 의해 바이러스를 정량화. </li><li> 장갑과 마스크를 착용 바이오 안전성 레벨 2에서 인증 바이오 안전성 캐비닛에 MCMV을 취급합니다. </li><li> 12 일 된 ICR 마우스 배아에서 준비 MEFs에의 통로 MCMV (스미스 주) 및 재조합 MCMV는 이전 17 설명했다. </li><li> 16 ° C에서 20 분 동안 3,000 × g에서 원심 분리하여 감염 MEF 문화의 상층 액에서 세포를 제거합니다. </li><li> 초 원심 분리기 70,000 × g에서 40 분 동안 상층 액. TBS 버퍼 1 ml의 비리 온을 함유하는 펠렛을 재현 탁하고, 미리 형성된 선형들에 전송할orbitol 구배 (25 % - 70 %). 60 분 18 초 원심 분리기 다시에서 70,000 × g으로. </li><li> 주사기와 비리 함유 밴드를 수확. 40 분 동안 70,000 × g에서 추가 초 원심 분리 단계에서 수확 비리 펠렛. </li><li> 감염 실험 전까지 -80 ° C에 인산 완충 용액 (PBS) 및 저장 1 ㎖에 펠렛을 재현 탁. </li><li> 이전 19 바와 같이 플라크 분석 방법에 의해 바이러스 역가를 정량화. </li><li> 형광 현미경 (도 1a) 및 투과 전자 현미경 (TEM) (8) (도 1B)에 의해, 입자 구조에 의해 (489 내지 508 nm에서의 방출에 여진) 재조합 MCMV 입자의 EGFP 발현 시각화. </li></ol> 나일 레드 형광 마이크로 비즈 2. 준비 <ol><li> 구매 카르 복실 형광 나일 레드 마이크로 비드 및 직경에 따라 튜브에 마이크로 비즈 500 μl를 배치 (0.04- 약 0.06 μm의, 3.63 × 10 (12) 입자; 0.1 - 약 5.75 × 10 (10) 입자 0.3 μm의; 및 1.7-2.2 μm의 약 6.85 × 10 7 입자). </li><li> 모든 독소를 제거하고 실온에서 멸균 물에 비드를 재현 탁 약 1 일 동안 0.1 M NaOH를 500 μl의 구슬을 취급합니다. </li><li> 사용하기 전에 실온에서 C57BL / 6 마​​우스에서 얻은 10 % 마우스 혈청 비드 O / N을 흡착. </li><li> 집계, 소용돌이 구슬을 분리하고 사용하기 전에 철저하게 초음파 처리합니다. </li></ol> 신생아 마우스로 MCMV 및 형광 마이크로 비즈의 3 ICV 주입 <ol><li> 12 시간 조명 / 어두운주기에 따라 온도 제어 설비의 정상적인 임신 한 ICR 마우스를 유지한다. 신생아는 출생의 날에 P 0.5로 지정되어 있습니다. </li><li> 10 μL 주사기와 70 % 알코올로 27 G 바늘을 소독. </li><li> MCMV 형광 마이크로 함유하는 주사액 (5 μL)을로드조심스럽게 주사기의 플런저를 당겨 바늘에 구슬. </li><li> 4 분 - 3 얼음에 마우스를 넣어 신생아 마우스 (P 0.5)을 억제. 동물이 마취되면 마취 깊이를 결정하기 위해 TOE 핀치 응답 방법을 사용한다. </li><li> 표 0.7 위치에서 비 독성 실험 펜 주사 부위 - 1.0 mm의 시상 봉합 0.7 측 방향 - 신생아 브레 그마 (도 2a)에서 1.0 mm의 꼬리. </li><li> 바늘에게 표시된 주사 부위의 두개골 표면에 수직 깊이 2mm를 삽입합니다. 참고로, 무독성 메이커 바늘의 선단으로부터 2mm를 표시한다. </li><li> 천천히 두피 (그림 2B)를 열지 않고 측면 뇌실에 MCMV (약 5 × 10 5 PFU)의 5 μl를 주입. </li><li> (- 약 5.75이 0.3㎛, 입자 × 108 0.1)에 의한 마우스의 다른 군에서는 형광 마이크로 비드를 함유하는 5 μL 용액을 주입동일한 방법. </li><li> 역류를 방지하기 위해 플런저 운동을 중단 한 후 20 초 - 천천히 바늘 (10)를 제거합니다. </li><li> 복구 5 쥐를 유지하기 위해 - 이동 및 일반 응답이 복원 될 때까지 따뜻한 용기에 10 분. </li><li> 시점 (3, 12, 24, 48, 72 시간) 후 분사의 범위에서 (5)에 기재된 바와 같이 뇌 수확. </li></ol> 신생아 마우스로 MCMV 또는 형광 마이크로 비즈 4. IV 주입 <ol><li> 4 분 - 3 얼음에 마우스를 넣어 신생아 마우스 (P 0.5)을 억제. </li><li> P에서 0.5 신생아를 MCMV의 정맥 주사를 수행하기 위해 35 G 바늘 1 ml의 주사기를 사용합니다. </li><li> 피상적 시간 (얼굴) 정맥을 시각화하기 위해 transilluminator가 (맥 파인더)를 사용합니다. 주입하기 전에 수술 테이프 (그림 2C)를 사용하여 transilluminator가에 신생아를 고정합니다. </li><li> (1.5 배)를 돋보기 안경을 착용하는 동안, 천천히 MCMV (약 5.45 × 50 μl를 주입; 10 9 입자) 또는 형광 마이크로 비드 (0.04 - 약 0.06 μm의, 3.63 × 10 (11) 입자 0.1 - 약 0.3 μm의, 5.75 × 10 9 입자 및 1.7-2.2 μm의 약 6.85 × 10 6 입자)가 표면 ​​시간적 정맥에 (그림 2D). </li><li> 바늘을 제거한 후 출혈이 중단 될 때까지 주입 부위에 압력을 70 % 에탄올을 함유하는 거즈를 사용한다. </li><li> 신생아에게 따뜻한 용기를 케이지에 반환하기 전에 복구하는 약 5 분을 제공합니다. </li><li> 시점 (3, 12, 24, 72 시간) 후 분사의 범위에서 (5)에 기재된 바와 같이 뇌 수확. </li></ol> 파라핀 섹션 5. 뇌 조직 샘플 준비 <ol><li> 짓 눌린 된 얼음에 작은 플라스틱 접시에 주입 된 신생아를 놓습니다. </li><li> 동물이 마취되면 anesthes의 깊이를 결정하기 위해 TOE 핀치 응답 방법을 사용아이오와. </li><li> 흉강을 열어 흉곽을 통해 하나의 중앙 또는 두 개의 끝 수평 최종 컷을 확인합니다. </li><li> 날카로운 가위로 중앙 홀에 상처를 확인합니다. 아트리움에 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA) 솔루션을 달이다. 간 자발적인 움직임 (PFA 춤)과 경량화 색이 관찰 될 때 관류를 중지합니다. 에게서 피를 뽑다하지 마십시오. </li><li> 제 가위를 이용하여 헤드를 제거하여 (20 같이 이전에 설명) 신생아 해부. </li><li> 두개골을 노출하는 코, 목의 외피를 따라 중간 선 절개를합니다. </li><li> 신중 두개골의 내면을 따라 슬라이딩 한쪽 난원 매그넘로 홍채 가위의 날카로운 단부를 배치했다. </li><li> 후방 두개골 표면의 선단까지 연장 상처를 확인하고 반대쪽 측면에 동일한 상처를합니다. 소뇌 주위의 두개골을 멀리 취소합니다. </li><li> 조심 뇌 손상을 방지하기 위해 한쪽 두개골을 벗겨. 이 과정을 반복뇌의 반대편에 절차. </li><li> 주걱을 사용하여, 뇌의 복부 표면을 따라 후각 신경 전구 연결을 단절. </li><li> 부드럽게 아직 가위를 사용하여 두개골에 뇌를 연결하고 뇌를 제거하는 경질 트리밍, 머리에서 뇌를 분리합니다. </li><li> 4 % PFA 4 ° C에서 24 시간 동안 뇌의 10 배 이상 볼륨을 포함 정착의 유리 병에서 뇌를 놓습니다. </li><li> 물 변위 등급 에탄올 욕의 일련의 조직을 탈수하고 블록을 형성하는 파라핀 왁스 침투. 21 4 μm의 두께 조각으로 마이크로톰으로 파라핀 블록을 잘라. </li><li> Deparaffinize는 감염된 뇌 (22)의 슬라이드를 재수합니다. 파라핀 포함 된 섹션에 대한 현장 하이브리드에서 진행합니다. </li></ol> 냉동 섹션 6. 뇌 조직 샘플 준비 <ol><li> 5.1에 설명 된 단계에 따라 뇌를 제거 - 5.11. </li><li> 형광 마이크로 비드 및 M32-EGFP-MCMV을 관찰하기 위해 평평한 바닥 cryomolds에 절제 뇌를 놓습니다. 완전히 뇌 샘플을 커버하는 매체를 포함 추가합니다. 스냅 척에 부착하기 전에 cryomolds의 가장자리를 유지하는 집게를 사용하여, 예냉 N 헥산 (-80 ° C)에서 cryomolds 동결. </li><li> 절편의 경우, 미리 냉각 된 저온 유지 척에 고정 된 조직 블록을 연결합니다. 그라 이오 스탯 챔버로 척에 고정 된 조직을 전송하고 -10 내지 -20 ° C까지 온도를 낮추고, 약 8 조각 컷 - 23 10 μm의 두께를. </li><li> 분무 cytofixative (이소 프로필 알코올, 폴리에틸렌 글리콜의 혼합물)와 섹션을 수정합니다. 공기는 즉시 살포 후 실온에서 30 분 동안 섹션을 건조하고, 그들을 저장 - 더 사용할 때까지 80 ºC. </li><li> 다시 RT에 대한 섹션을 평형과 PBS로 3 회 세척한다. </li><li> G를 π 공역 계 형광 이소 티오 시아 네이트 (FITC)와 섹션을 얼룩1의 농도로 100 RT에서 PBS에 10 분 동안 (도 5) 또는 PE 공역 CD31 항체 : riffonia의 1의 농도로 B4 동종 렉틴 Simplicifolia의 100 RT에서 PBS에 30 분 동안 (도 6). </li><li> PBS로 3 회 섹션을 씻으십시오. </li><li> 세척 후, 세포 핵을 시각화 4 &#39;, 6-diamidino -2- 페닐 인돌 (DAPI)로 부분을 염색. , EGFP (489 nm에서 여기, 508 nm에서 방출) (345 nm의, 455 nm에서 방출에 여기) 안티 - 페이드 시약 및 이미지 DAPI의 섹션을 탑재하고, 나일 레드 (553 nm에서 여기, 637 nm에서 방출) 형광 현미경 (도 3, 5, 6). </li></ol> 파라핀 임베디드 섹션에 대한 현장 하이브리드 (FISH) 7. 형광 <ol><li> 전체 MCMV DNA 세대를 포함하는 박테리아 인공 염색체를 사용하여 닉 번역에 의해 현장 하이브리드의 DNA에 대한 형광 직접 표시된 FISH 프로브를 준비오메 (pSM3fr) 19. 물고기 프로브의 농도는 0.1 μg의 / μL이다. </li><li> Deparaffinize는 감염된 뇌 (22)의 슬라이드를 재수합니다. </li><li> 바이러스의 DNA를 검출 된 RNase (100 μg의 PBS / ㎖)로 조직 절편을 치료. </li><li> 20 분 동안 98 ° C - 0.05 %의 NP40, 95에서 0.01 M 구연산 완충액 (pH 6.0)으로 항원 검색을 수행합니다. 20 분 동안 RT까지 슬라이드 쿨. </li><li> 유리 코 플린 염색 항아리에서 2 분마다 순수한 물에 세 번 슬라이드를 씻는다. 0.06 %의 펩신, 37 ° C에서 5 분 동안 0.01 N HCl 용액과 추가 항원 검색 단계를 수행합니다. </li><li> 린스는 2 분 동안 유리 코 플린 염색 항아리마다 순수한 물에 세 번 슬라이드. </li><li> 85 % 에탄올로 한 후 100 % 에탄올, 70 % 에탄올로부터 슬라이드를 전송하여 다시 조직 절편을 탈수. </li><li> 혼성화 완충액 10 ㎖를 제조 원위치 혼성화 염 (3 M의 NaCl, 100 mM 트리스 1.25 ml에 섞어-HCl pH가 8.0, 5 ㎖ 탈 포름 아미드 100 mM의 인산 나트륨 pH가 6.8, 50 mM의 EDTA), 2.5 ml의 50 % 덱스 트란 설페이트, 250 ㎕의 50X 덴 하르트 용액, 125 μL의 100 ㎎ / ㎖의 tRNA 및 875 μL의 H 2 O. </li><li> 직접 혼성화 버퍼에 임의로 전체 MCMV 게놈 인식 형광 표지 한 DNA 프로브를 희석. 최종 부피는 10 μL (7 ㎕의 하이브리드 버퍼, 1 μL 프로브 (0.1 μg의 / μL), 2 ㎕의 증류수)해야한다. </li><li> 각 슬라이드에 프로브 믹스 (10 μl를) 추가 및 커버 슬립 (15 × 15mm)을 다룹니다. 고무 시멘트와 커버 슬립을 밀봉합니다. 85 ° C에서 5 분 동안 프로브 믹스 변성, 42 ℃에서 하이브리드 화 단계 O / N을 완료. </li><li> 2 분 동안 73 ° C에서 0.3 % NP40, 0.4 배의 SSC와 슬라이드를 씻으; 0.1 % NP40, 1 분 동안 73 ° C에서 0.4 배의 SSC와; 및 2 배 SSC와 두 번. </li><li> DAPI (10 NG / ㎖)로 커버 슬립을 슬라이드 커버 핵 Counterstain과. </li><li> 산형광 현미경 (그림 4) 안티 - 페이드 시약 및 이미지 DAPI (345 nm에서 여기, 455 nm에서 방출) 및 EGFP (489 nm에서 여기, 508 nm에서 방출)의 섹션. </li></ol>

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A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutting+sections+of+paraffin-embedded+tissues.">Cutting sections of paraffin-embedded tissues.</a> CSH Protoc. , (2008).</li><li>Chi, V., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistochemistry:+paraffin+sections+using+the+Vectastain+ABC+kit+from+vector+labs.">Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs.</a> J Vis Exp. (8), e308 (2007).</li><li>Wilsbacher, L. D., Coughlin, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+cardiomyocyte+development+using+immunofluorescence+in+embryonic+mouse+heart.">Analysis of cardiomyocyte development using immunofluorescence in embryonic mouse heart.</a> J Vis Exp. (97), (2015).</li><li>Ohshima, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraperitoneal+and+intravenous+deliveries+are+not+comparable+in+terms+of+drug+efficacy+and+cell+distribution+in+neonatal+mice+with+hypoxia-ischemia.">Intraperitoneal and intravenous deliveries are not comparable in terms of drug efficacy and cell distribution in neonatal mice with hypoxia-ischemia.</a> Brain Dev. 37 (4), 376-386 (2015).</li><li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. (91), e51863 (2014).</li><li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+(ICV)+and+intravenous+(IV)+injection+in+mice.">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

동물 모델, ICV, 복강 내, 직접 태반 및 IV 감염에 바이러스 성 뇌염의 발병 기전을 연구하는 데 사용되었다. 우리는 절차의 간략화와 목표 영역에 입자를 직접 주입의 이익을 위해 신생 마우스의 ICV 및 IV 주입 모델에 초점을 맞추었다. 복강 내 감염 쉬운 방법이지만, 바이러스 입자는 간접 공정 5, 24을 통해 체계적으로 확산. 직접 태반 감염은 배아 전신 감염을 연구 할 수있는 좋은 방법입니...

바이러스 성 뇌염을 연구 할 때, 바이러스 입자의 초기 분포 질환 발병 기전을 이해하고 뇌에서 바이러스 타겟을 식별하는 것이 매우 중요하다. Pandoravirus 크기가 1에서 700 개 이상의 나노가 있지만 대부분의 바이러스는 20 ~ 300 nm의에서 크기가 다양합니다. 감염의 급성 단계에서 바이러스 입자의 분포는 입자의 크기, 세포 수용체의 분포, 또는 바이러스에 대한 세포 수용체의 친화력에 의존 할 수있다. 동물 모델, 뇌실 (ICV), 복강 내, 직접 태반, 정맥은 (IV) 감염은 바이러스 성 뇌염의 발병 기전을 연구하는 데 사용되었다합니다. ICV 바이러스 접종은 종종 마우스에서 중추 신경계 (CNS) 감염을 확립하기 위해 사용된다. 이 기술을 사용하여 연구는 특히 뇌실 주위 영역의 셀 및 뇌척수액 (CSF), simila 직접 접촉 뇌의 영역에서 광범위하게 감염 신고바이러스 ventriculoencephalitis의 효과에 대한 연구. 아데노 - 관련 바이러스 (AAV) 입자의 작은 크기 (20 - 25 nm의 직경)을 ICV 감염 2-4 뇌 전반에 걸쳐 그 보급을 용이하게한다. 복강 5, 직접 태반 6, IV 주사 7 hematogenic 전신 투여를 나타냅니다. 혈액 - 뇌 장벽 (BBB)을 통해 바이러스 입자의 침투들이 확산 소교 노쥴 8,9 나타내는 신생아의 뇌 실질에 도달 할 수있다. 거대 세포 바이러스 (CMV)는 헤르페스 바이러스 제품군에 속하는 흔한 바이러스입니다. 미국에서는 50 % - 국민의 80 %가 40 CMV 감염이 거의 유해하지만 면역 환자와 태아의 질병을 일으킬 수 있습니다 나이 CMV 감염이 있었다. 모든 배달 중 0.2 % - 2 %는 같은 소두증, 뇌실 주위 석회화, 소뇌 형성 부전, MICR 등의 심각한 증상을 초래, CMV (10)에 태어난안염, 및 시신경 위축 (11, 12). 또한, 정신 지체, 감각 신경성 난청, 시각 결함, 발작, 간질 비 치명적 CMV에 감염된 유아 13, 14의 약 10 %에서 발생한다. CNS 장애는 CMV 선천성 기형의 가장 흔한 특징적인 증상입니다. 더 많은 아이들이 영구적으로 다운 증후군, 태아 알코올 증후군, 또는 척추 피열 (15)보다는 선천성 CMV 매년 비활성화됩니다. 안전하고 효과적인 백신의 필요성을 요구, 본에서 CMV에 대한 어떤 예방 접종을 사용할 수 있습니다. 감염의 초기 단계에서 그 수용체와 CMV 입자의 상호 작용을 공부 백신의 효과를 이해하는 것이 중요하다. Ventriculoencephalitis 및 확산 소교 결절은 CMV의 두 가지 주요 병리학 적 특성이 16 뇌염 있습니다. (- 300 내지 150 nm) 감염 (a)의 급성기에 뇌를 통해 확산 CMV 입자가 어떻게 불확실하고있다차 방법 세포 수용체의 분포 및 바이러스에 대한 자신의 친 화성이 바이러스 확산에 기여한다. 가와사키 외. ICV는 입자 및 감염의 초기 단계에서의 수용체 (β1 인테그린)의 분포의 관점에서 IV 감염을 평가했다. 우리는 CMV 입자와 β1의 인테그린의 발현의 보급이 잘 ICV 및 IV 감염 (8) 모두에서 감염의 초기 단계에 상관 관계가 있음을 발견했다. ICV 감염 ventriculoencephalitis의 모델 및 IV 감염 확산 소교 노쥴의 모델이다. 바이러스 또는 형광 입자의 역학을 공부하는 것은 입자 크기, 세포 수용체와 바이러스의 상호 작용, 뇌에 BBB 침투의 메커니즘의 효과에 대한 유용한 정보를 제공 할 것입니다. 다음 프로토콜은 CNS 어떤 바이러스 감염 및 바이러스 벡터를 조사하는데 사용될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Tris; tris(hydroxymethyl)- aminomethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-6791</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H-1758</td><td></td></tr><tr><td>pEGFP-N1 vector&amp;nbsp;</td><td>Clontech</td><td>#6085-1</td><td></td></tr><tr><td>D-sorbitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-1876</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.04 - 0.06</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-00556-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.1 - 0.3</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-0256-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 1.7 - 2.2</td><td>Spherotech, inc.&amp;nbsp;</td><td>FP-2056-2</td><td></td></tr><tr><td>10% mouse serum</td><td>DAKO&amp;nbsp;</td><td>X0910</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 mouse</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ICR mouse</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modified Microliter Syringes (7000 Series)</td><td>Hamilton company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>35-gauge needle</td><td>Saito Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>A Wee Sight Transilluminator</td><td>Phillips Healthcare</td><td>1017920</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T.Compound</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>RNase A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R4642</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet(R) P-40</td><td>Nacalai</td><td>25223-04</td><td></td></tr><tr><td>citrate buffer (pH 6) x 10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9999-100ml</td><td></td></tr><tr><td>pepsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6887</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>dojindo</td><td>N001</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>TCI</td><td>F0045</td><td></td></tr><tr><td>Dextran sulfate sodium salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>42867-5G</td><td></td></tr><tr><td>Denhardt&#039;s Solution (50x)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>750018</td><td></td></tr><tr><td>Yeast tRNA (10 mg/ml)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>AM7119</td><td></td></tr><tr><td>SSC 20x</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6639</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>n-Hexane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>296090</td><td></td></tr><tr><td>superfrost plus glass</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>12-55-18</td><td></td></tr><tr><td>Cytokeep II</td><td>Nippon Shoji Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FITC-conjugated Griffonia simplicifolia isolectin B4</td><td>Vector laboratories, Inc.</td><td>L1104</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse CD31 (PECAM-1) PE</td><td>ebioscience</td><td>12-0311</td><td></td></tr><tr><td>ProLong&amp;nbsp; Gold</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>P36934</td><td></td></tr><tr><td>BIOREVO</td><td>KEYENCE</td><td>BZ-9000E</td><td></td></tr></tbody></table>

intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles and fluorescent microbeads into the neonatal brain

바이러스 성 뇌염의 발병 기전에 대한 연구에서, 감염 방법이 중요하다. 뇌의 두 가지 경로 감염성의 첫 번째는 내피 세포 및 뇌 혈관 주위 세포의 감염을 포함 혈행 경로이다. 두 번째는 뇌 실내 (ICV) 경로이다. 일단 중추 신경계 (CNS) 내의 바이러스는 뇌척수액을 통해 거미 막밑 공간 수막 및 맥락총에 퍼져있다. 실험 모델에서, CNS 바이러스 분포의 초기 단계에있어서 잘되지 않으며, 이는 특정 셀은 초기 감염 불분명하다. 여기서, 우리는 감염의 급성 단계에서 사이토 메갈로 바이러스 (CMV) 입자의 분포를 분석 한 신생아 마우스의 뇌에 ICV 또는 혈관 내 (IV) 주입에 이어 바이러스 혈증 차 불린다. ICV 주사 모델에서, 쥐 CMV (MCMV) 또는 형광 마이크로 비드 5 μL은 midpoi의 뇌실 주입했다NT를 27 G 바늘 10 μL 주사기를 사용하여 귀와 눈 사이. IV를 주입 모델에서 35 G 바늘을 1 mL를 주사기를 사용 하였다. transilluminator가이 신생 마우스의 표면 시간적 (얼굴) 혈관을 시각화 하였다. 우리는 표면 시간적 정맥에 MCMV 또는 형광 마이크로 비즈의 50 μl를 주입. 뇌는 서로 다른 시간 지점 포스트 분사에 수확 하였다. MCMV 게놈은 현장 하이브리드 방식의를 사용하여 검출되었다. 재조합 MCMV 입자를 발현하는 형광 마이크로 비드 또는 녹색 형광 단백질의 형광 현미경으로 관찰 하였다. 이러한 기술 뇌염의 발병 기전을 조사하기 위해 많은 다른 병원균에 적용될 수있다.

바이러스 성 뇌염의 발병 기전에 대한 연구에서, 감염 방법이 중요하다. ICV 경로는 급성 감염, 지주막 하 공간을 통해 CSF를 통해 확산 수막 및 맥락막 얼기에 도달 나타내는 반면, 혈행 경로, 내피 세포와 뇌의 혈관 주위 세포의 급성 감염을 나타냅니다. MCMV 게놈 및 M32-EGFP-MCMV 입자 또는 형광 마이크로 비드의 직접 관찰을 검출 계내 혼성화 급성 뇌염 입자의 1 ...

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Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

신생아 뇌에 바이러스 성 입자와 형광 마이크로 비즈의 뇌실과 혈관 내 주입

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

intracerebroventricular-intravascular-injection-viral-particles

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.3K 조회수.  Hamamatsu University School of Medicine. Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization. 

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Intracranial Injection of Adeno-associated Viral Vectors

Intracranial injection of viral vectors engineered to express a fluorescent protein is a versatile labeling technique for visualization of specific subsets of cells in different brain regions both in vivo and in brain sections. Unlike the injection of fluorescent dyes, viral labeling offers targeting of individual cell types and is less expensive and time consuming than establishing transgenic mouse lines. In this technique, an adeno-associated viral (AAV) vector is injected intracranially using stereotaxic coordinates, a micropipette and an automated pump for precise delivery of AAV to the desired area with minimal damage to the surrounding tissue. Injection parameters can be tailored to individual experiments by adjusting the animal age at injection, injection location, volume of injection, rate of injection, AAV serotype and the promoter driving gene expression. Depending on the conditions chosen, virally-induced transgene expression can allow visualization of groups of cells, individual cells or fine cellular processes, down to the level of dendritic spines. The experiment shown here depicts an injection of double-stranded AAV expressing green fluorescent protein for the labeling of neurons and glia in the mouse primary visual cortex.

Here we present the intracranial injection of AAV vectors for fluorescent labeling of neurons and glia in the visual cortex.

Adeno - 관련 바이러스성 벡터의 Intracranial 분사

Intracranial injection of viral vectors engineered to express a fluorescent protein is a versatile labeling technique for visualization of specific ...

연구

신경과학

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

마우스에 Intracerebroventricular을 통해 치료 대리점 납품 (ICV)과 정맥 (IV) 사출

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

의학

Intraventricular Transplantation of Engineered Neuronal Precursors for In Vivo Neuroarchitecture Studies

Gene control of neuronal cytoarchitecture is currently the subject of intensive investigation. Described here is a simple method developed to study in vivo gene control of neocortical projection neuron morphology. This method is based on (1) in vitro lentiviral engineering of neuronal precursors as "test" and "control" cells, (2) their co-transplantation into wild-type brains, and (3) paired morphometric evaluation of their neuronal derivatives. Specifically, E12.5 pallial precursors from panneuronal, genetically labeled donors, are employed for this purpose. They are engineered to take advantage of selected promoters and tetON/OFF technology, and they are free-hand transplanted into neonatal lateral ventricles. Later, upon immunofluorescence profiling of recipient brains, silhouettes of transplanted neurons are fed into NeurphologyJ open source software, their morphometric parameters are extracted, and average length and branching index are calculated. Compared to other methods, this one offers three main advantages: it permits achieving of fine control of transgene expression at affordable costs, it only requires basic surgical skills, and it provides statistically reliable results upon analysis of a limited number of animals. Because of its design, however, it is not adequate to address non cell-autonomous control of neuroarchitecture. Moreover, it should be preferably used to investigate neurite morphology control after completion of neuronal migration. In its present formulation, this method is exquisitely tuned to investigate gene control of glutamatergic neocortical neuron architecture. Taking advantage of transgenic lines expressing EGFP in other specific neural cell types, it can be re-purposed to address gene control of their architecture.

Based on in vitro lentiviral engineering of neuronal precursors, their co-transplantation into wild-type brains and paired morphometric evaluation of "test" and "control" derivatives, this method allows accurate modeling of in vivo gene control of neocortical neuron morphology in a simple and affordable way.

생체 내 신경 아키텍처 연구를 위한 엔지니어링된 신경 전구체의 내 측 통 이식

Gene control of neuronal cytoarchitecture is currently the subject of intensive investigation. Described here is a simple method developed to study in ...

유전학

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

사용<em&gt; 생체 내</em&gt; 이미징 신생아의 실험 쥐 거대 세포 바이러스 감염의 진행 상황을 모니터링 할 수

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

면역학 및 감염병학

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

의 배아와 성인 신경 줄기 세포의 확장<em&gt; 자궁에</em&gt; Electroporation 또는 바이러스 성 Stereotaxic 주입

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

영구와 광범위한 신경 세포의 형질 도입에 대한 신생아 마우스 뇌의 뇌실 바이러스 감염

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Establishing Mouse Models for Zika Virus-induced Neurological Disorders Using Intracerebral Injection Strategies: Embryonic, Neonatal, and Adult

The Zika virus (ZIKV) is a flavivirus currently endemic in North, Central, and South America. It is now established that the ZIKV can cause microcephaly and additional brain abnormalities. However, the mechanism underlying the pathogenesis of ZIKV in the developing brain remains unclear. Intracerebral surgical methods are frequently used in neuroscience research to address questions about both normal and abnormal brain development and brain function. This protocol utilizes classical surgical techniques and describes methods that allow one to model ZIKV-associated human neurological disease in the mouse nervous system. While direct brain inoculation does not model the normal mode of virus transmission, the method allows investigators to ask targeted questions concerning the consequence after ZIKV infection of the developing brain. This protocol describes embryonic, neonatal, and adult stages of intraventricular inoculation of ZIKV. Once mastered, this method can become a straightforward and reproducible technique that only takes a few hours to perform.

Here we describe a method for establishing a model of Zika virus-induced microcephaly in mouse. This protocol includes methods for embryonic, neonatal, and adult-stage intracerebral inoculation of the Zika virus.

Zika 바이러스 유도 신경 장애 Intracerebral 주입 전략을 사용 하 여 마우스 모델을 수립: 배아, 신생아, 및 성인

The Zika virus (ZIKV) is a flavivirus currently endemic in North, Central, and South America. It is now established that the ZIKV can cause microcephaly ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

신생아 마우스의 정맥 주사

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

생물학

신생아 마우스에서 척수강내 주사를 전달하기 위한 포괄적인 프로토콜

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

저자 스포트라이트: 척수강내 주사 – 신생아 마우스 뇌에서 유전자 편집의 효능을 테스트하기 위한 효율적이고 신뢰할 수 있는 전달 방법

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

게놈 편집 및 약물 전달을 위한 신생아 마우스의 척수강내 주사

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

신생아 뇌에 바이러스 성 입자와 형광 마이크로 비즈의 뇌실과 혈관 내 주입

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신생아 마우스의 정맥 주사

게놈 편집 및 약물 전달을 위한 신생아 마우스의 척수강내 주사

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