NIH 미국에서 부여 EB007279 및 HL081273의 지원은 기꺼이 인정받고 있습니다.

1. 산소 측정 프로토콜의 일반적인 설명 (이 섹션은 모든 작업을했지만 논문의 나머지 부분을 이해하는데 매우 중요합니다하지 않습니다. 이것이 음성과 함께, 몇 파워 포인트 슬라이드의 순서로, 예를 들어, 촬영하실 수 있습니다.) 1.1)이 프로브는 관심의 매체로 전달됩니다 예를 들어, 동물의 혈액이나 중간 유체 주입. 1.2) 개체 (조직의 표면은)는 흥분 플렛 상태로 탐사를 추진하기 위해 적절한 파장의 빛을 함께 조명됩니다. 일반적으로 여기는 한 광자 메커니즘을 통해 발생합니다. 그러나, 특별한 두 광자 향상된 프로브의 경우, 여기는 고해상도 현미경 응용 프로그램의 프로브를 사용하여 허용 두 광자 메커니즘을 통해 수행할 수 있습니다. 한 광자의 여진은 일반적으로 더 적은 공간 해상도를 제공하지만 간단한 장비가 필요하며 LED 기반 광섬유 phosphorometers 단일 포인트 측정에 사용할 수 있습니다. 프로브에 의해 방출 1.3) 인광은 긴 플렛 상태에서 유래. 프로브 분자는 특별히 플렛 상태의 높은 양자 수율을 제공하고 대신 형광 인광 방출하도록 설계되어야합니다. 플렛 상태에있는 동안 탐사선은 플렛 상태를 드 활성화할 수의 산소 분자와 collisional 조우를 경험할 수 있습니다 - &quot;. 담금질 &#39;이라는 과정 인광 부패 따라서 산소, 플렛 상태의 수명, 그리고이없는 경우, τ 0입니다. 산소의 존재에 인광 수명은 (τ) 담금질의 결과로 단축됩니다. 플렛 상태의 수명과 환경에서 산소의 양 사이 직접적인 관계가있다. 이것은 산소 농도 [O 2] (또는 산소 분압 PO 2) 인광의 수명을 (τ) 연결하는 잘 알려진 스턴 볼머 관계이다 : <img src="/files/ftp_upload/1731/1731equation.jpg" alt="방정식" /> 생물 학적 시스템에서 산소가 지금까지 산소로 인광 담금질 방법은 매우 선택적하게 인광의 가장 효과적인 끄는 것입니다. 1.4) 수명 t를 측정하기 위해서는 배출 인광을 발하는 광자는 시간에 binned 있습니다. 어떤 광자가 수집되지 때까지 예를 들어, 여기 펄스 후에 200 광자는 등등, 처음 15 마이크로초에서 다음 15 마이크로초에서 수집한 150 광자를 수집하고 수 있습니다. 방식의 숫자는 수명 τ를 반환하기 위해 분석되는 인광 부패를주는 시간이 역모를 꾸몄다. 영상에서는,이 절차는 인광 평생지도에서 결과 이​​미지의 모든 픽셀에 적용됩니다. 수명의 측정은 생물 학적 샘플에 대한 일반되는 개체에 걸쳐 프로브 배포판의 heterogeneities로 구분하지 않습니다. 따라서, 인생은 산소에 대한 리포트입니다. 수명 τ는 스턴 볼머 관계를 사용하여 산소 농도로 변환됩니다. 2. 인광을 발하는 프로브 구축 생물 학적 시스템의 산소 측정 프로브는 인광을 발하는 dendrimers의 구축 새장에 캡슐 인광을 발하는 chromophores (코어)로 구성 - 매우 일반 hyperbranched 폴리머 [3]. Dendrimers은 환경과 상호 작용에서 코어를 보호하고 가능한 프로브의 감도 및 동적 범위 (스턴 볼머 관계 상수 K Q)를 최적화하고, 코어 산소 확산의 속도를 제어합니다. dendrimers의 테르 미니 (Termini)는 프로브가 높은 수용성 및 생물 학적 macromolecules와의 상호 작용을 방지하고, 화학적으로 불활성 친수성 ​​폴리에틸렌 글리콜 (PEG) 그룹으로 변경됩니다. 프로브의 인광을 발하는 코어 porphyrins과 π - 확장 porphyrins의 PT이나 경찰들이 단지입니다. π - 확장 porphyrins은 피롤 고리가 외부 아로마 조각과 융합하는 porphyrins 있습니다. π - 연장 프로브 spectroscopic 속성의 튜닝은 특정 이미징 응용 프로그램 (예 : 현미경 대 tomography)의 요건을 충족하실 수 있습니다. 예를 들어, 우리는 경찰들이의 tetaaryltetrabenzoporphyrins의 합성 (PdAr 4 TBP) [4]. 대해 설명합니다 PdAr 4 TBP가 스펙트럼과 강한 인광의 멀리 붉은 부분에 강력한 흡수 밴드를 잘 생물 학적 산소 측정에 적합합니다. PdAr 4 TBP의 합성은 다음과 같이 구성되어 있습니다 : 린지 결로에 의해 tetraaryltetracyclohexenoporphyrins 2.1) 준비 (Ar4TCHP) [5] 대체 benzaldehydes과 tetrahydroisoindole니다. CH에서 tetrahydroisoindole (1 EQ)의 0.01 M 솔루션 &lt;서브&gt; 2 CL 2 아로마의 알데히드 (1 EQ)는 아르곤 아래에 추가되었습니다. 반응 혼합물은 RT BF 3 xEt 2 O (0.2 EQ)의 어둠 10 분 흔들되었고 추가되었고, 반응 혼합물은 추가 2 H. 위해 알티에 흔들되었습니다 DDQ (1 EQ) 추가되었고, 혼합물은 지속적인 교반에 따라 하루 남았는데. 솔루션 10% AQ 나 2 SO 졌죠 세 10 % AQ 나 2 CO 3, 5% AQ HCL 그리고 마지막으로 소금물로. 유기 단계는 다음 진공 상태에서 농축, 나 2 SO 4 이상의 건조되었다. tert - 부틸 에테르 혼합물 아르에게 녹색 분말로 4 TCHP를 제공 - 잔류물은 CH 2 Club 호텔 2 recrystallized되었습니다. 수확량은 약 50 %입니다. 경찰들이 2.2) 삽입 PdAr 4 TCHPs를 얻을 수 있습니다. 자유 기지 porphyrins (1 EQ) 잇 3 N (20 EQ)의 초과의 존재에 CH 3 CN을 refluxing에 PdCl 2 경찰들이 (OAc) 2 (1.2 EQ)와 치료를했다. 변환은 UV - 마주 분광에 의해 감시 (용매 CH 2 Club 호텔 2 AcOH) 및 468-472 nm의에서 받아쓰기의 Soret 밴드 완료 후 사라진 것으로 간주되었다. 혼합물은 CH 2 Club 호텔 2 희석과 경찰들이 (0) 제거 Celite의 얇은 레이어를 통해 필터링, 진정 허락되었습니다. 솔벤트가 증발했다, 그리고 잔류물은 용제로 Club 호텔 2 채널 2를 사용하여 실리카 겔 컬럼 크로마 토그래피에 의해 정화되었다. 다크 레드 분수가 수집되었다, 용매는 대상에게 거의 양적 수율에 PdAr 4 TCHPs를 제공 증발했다. 2.3) PdAr 4 TBP의는 refluxed THF에 DDQ의 2 배 초과 (16 EQ)와 PdAr 4 TCHPs의 산화에 의해 준비되었다. refluxing 동안 색깔은 짙은 붉은 색의 깊은 녹색으로 변경. 솔벤트가 증발했다, 찌꺼기는 10% AQ 나 2 SO 3, 물, 소금물로 씻어, CH 2 Club 호텔 2 희석되었다. 유기 단계가 나 2 SO 4 이상의 건조와 진공에 집중되었다. 잔류물은 실리카 겔에서 크로마 토그래피 (eluent CH 2 Club 호텔 2)에 의해 정화되었다. 첫 번째 어두운 녹색 분수는 PdAr4TBP의 등 푸른 녹색 분말 85-90%를 제공하기 위해 진공 상태에서 농축, 수집했습니다. 경찰들이 중 2.4) 주변 에스테르 그룹 tetrakis - (3,5 - dibutoxycarbonylphenyl) tetrabenzoporphyrin은 (PdAr4TBP) 1 % (V / V) 물 / 알티에서 THF에 코의 10 배 초과를 사용하여 분해되었다. 용매는 PdAr4TBP의 카르복실산 유도체의 형성 칼륨 염의 침전물에서 decanted했다. 고체는 물속에 녹아 있었다 CONC와 산성 추가 2 H에 대한 냈다. 산도 ~ 4-5로 HCL. 얻은 침전물을 물로 씻어하고 진공 건조, 원심 분리에 의해 고립되었다. dendrons를 보호하는 것은. dendrimer의 각 개별 분기 덴드론라고합니다. 보호 dendrons는 아릴 - 글리신 (AG) 빌딩 블록으로부터 구성되어 있습니다. AG의 dendrons 쉽게 저렴하게 시작 소재의 합성 및 크로마 토그래피없는 방법으로 고순도 및 수율에 격리 수 있습니다. 세대 2 (G2) AG - 덴드론의 합성은 다음과 같이 구성되어 있습니다 : 피셔 haloacyl 할로겐 방법을 사용하여 빌딩 블록 2.4) 합성, BOC 보호 3,5 - dicarboxyphenyl glycineamide와 3,5 - dibutoxycarbonylphenyl glycineamide. 2.5) CDMT / NMM 펩타이드 결합 화학을 사용하는 빌딩 블록의 커플링. 2.6) RT 2 H에 대한 TFA에 G2 덴드론의 솔루션을 교반하여 초점 아미노 그룹을 Deprotecting 높은 세대 dendrons의 조립 2.7)는 커플링 / deprotection 단계를 반복합니다. Dendrimer 조립은 HBTU / DIPEA 커플링 화학을 사용하여 PdAr4TBP (또는 다른 포르피린)에 deprotected dendrons의 결합에 의해 이루어진다. 2.8)는 첫째, BOC - 보호 그룹이 덴드론에서 제거됩니다. 예를 들어, BOC 보호 G3의 덴드론 (0.58 g)을 TFA (15 ML)에 해산되었고, 혼합물은 2 시간에 대한 RT 반응에서 왼쪽으로했다. 산성은 TFA - 소금으로 덴드론을 항복, 로타리 증발에 의해 제거되었습니다. 잔류물은 건조 NMP (10 ML)에 해산되었으며 DIPEA 몇 방울 TFA의 흔적을 담금질하기 위해 추가되었습니다. 2.9)은 커플링 반응을 시작하기 전에, 그것은 완전히 포르피린를 해산하는 것이 중요합니다. 예를 들어, PT tetracarboxyphenylporphyrin (0.061 g)가 140 이하 가열 건조 NMP (65 ML)에서 해산되었다 ° 질소의 흐름에 따라 10 분에 대한 C. 2.10)이 솔루션은 실내 온도로 냉각되었다, HBTU는 (0.211 g) 추가되었고, 혼합물은 5 분 흔들했다. 2.11) DIPEA (0.35 ML)은 즉시 soluti의 또한 다음, 한 부분의 혼합물에 추가되었습니다NMP에 덴드론 (2.8 참조)의 TFA - 소금과 혼합물에 대한 감동에 따라 하루 남았는데. 2.12)이 혼합물은 3% AQ에 부어되었습니다. NaCl (350 ML) 및 결과 침전물은 원심 분리 수집하여 반복 정지 / 대상 포르피린 - dendrimer를 얻을 수하기 위해 원심 분리에 의해 물, MeOH, 및 ET 2 O로 세탁했다. 주변 에스테르 그룹을 hydrolyze하기 위해 2.13) dendrimer 먼저 전체 용매 제거하여 다음 20-60 분 동안 DMSO / MeOH에 NMe 4 OH (~ 5 ㎜)와 치료를했다. 이 절차는 우리가 수성 용해도를 제공 카르복 그룹의 충분한 번호 dendrimers를 생성할 수있었습니다. 가수 분해를 완료하려면, dendrimer는 0.1N NaOH 수용액 (야간)로 취급합니다. 그 결과, 순수 포르피린 - dendrimer carboxylic 지방산은 80-95%의 수율에 격리 수 있습니다. dendrimer의 주변의 수정.이 시점에서이 같은 포르피린 - dendrimer부터, 중 하나 또는 두 개의 광자 프로브는 합성 수 있습니다. 첫 번째 경우에는, 모든 주변 카르 복실 그룹 PEG 단위 수정 - PEGylation으로 알려진 방법을. 후자의 경우에는 몇 가지 카르 복실 그룹은 처음 두 - 광자 안테나 chromophores (Coumarin - 343) 나머지 carboxyls의 PEGylation 다음, 에틸렌 (EDA) linkers와 수정 [6].과 함께 아르 Dendrimers는 HBTU / DIPEA 커플링 화학을 사용하여 monomethoxyoligoethyleneglycolamine을 (M - PEG - NH 2, AV. MW 1000)를 사용 PEGylated되었습니다. NMP에 덴드론 (또는 DMF) (10-10 ㎜) HBTU의 1.25 배 초과의 솔루션 2.14)가 추가되었고, 반응 혼합물은 10 분 RT에서 흔들했다. DIPEA의 6.25 배 초과는 M - PEG - NH2의 1.25 배 초과의 즉각 또한 다음, 추가되었습니다. 반응 혼합물은 알티 2 일 흔들했다. 디에틸 에테르이 반응 혼합물에 추가 되었음 형성된 침전물은 디에틸 에테르 이외의 THF에서 원심 분리하고 다시 시켰던으로 구분되었다. 2.15) 최종 정화는 최초의 앞 단계의 수집에 의해 크기 배제 크로마 토그래피와 함께 달성했습니다. PEGylated 포르피린 - dendrimer은 THF (~ 15 ML)의 소량의 용해와 폴리스티렌 SEC 단계 (Biorad, Biobeads S - X1)로 가득 색층 칼럼의 위에 적재되었다. 열은 순수한 THF와 eluted되었고, 전면과 함께 이동 어두운 컬러 밴드가 수집되었다. 2.16) THF는 로터리 증발기에서 제거되었고, 나머지 재료는 진공 상태에서 건조되었다. 3. 프로브 특성화 Photophysical 특성은 프로브의 흡수 및 방출 스펙트럼, 인광 수명 τ 0 스턴 볼머 산소 칭 상수 K Q 이하 생리적 조건의 측정을 포함하고 있습니다. 3.1) 흡수 및 방출 스펙트럼은 표준 장비를 (분광 광도계 및 꾸준한 fluorometer)을 사용하여 주위 조건 하에서 얻을 수 있습니다. 프로브의 ~ 1 μm의 솔루션이 사용됩니다. 3.2) 다음, 스턴 볼머 보정 음모가 얻어진다. 그것이 우리가 산소 농도에 대한 프로브의 수명을 연관 수 있기 때문에 이것은 가장 중요한 측정이다. 3.3)는 PBS 버퍼 (산도 7.2)에 탐침의 솔루션은 여기와 발광 광섬유에 대한 포트 라이트 스며들지 케이지 내부에있는 온도 제어 챔버 내부에 위치하는 특수 원통형 쿠베트,에 배치됩니다. 섬유는 오른쪽 각도 기하학의 챔버 내부의 쿠베트 들과의 긴밀한 접촉으로 이동됩니다. 3.4) 쿠베트가있는에 매우 민감한 클라크 형 산소 전극 (CK - 산소 전극)가 삽입, 스토퍼로 닫힙니다. 스토퍼는 또한 입구와 아르곤의 콘센트에 두 바늘 포트가 포함되어 있습니다. 바늘은 단순히 솔루션 표면 위에 가스 유동의 흐름을 제공 반면​​ 전극은 용액에 포장되어 있습니다. 처음에는 아르곤은 입구에 연결되지 않습니다. 3.5)은 온도가 원하는 값 (일반적으로 36-37 ° C)로 설정하고 솔루션은 평균에 대한 교반하에 남아 있습니다. 3.6) 여기 섬유는 PC에서 운영하는 디지털 phosphorometer의 여기 포트에 연결되어 있습니다. phosphorometer의 광원은 누구 출력 333 kHz에서 D / A 보드에 의해 제어되는 고출력 LED입니다. 방출 섬유는 높은 적외선에 민감한 APD (애벌 photodiode)에 결합되는 phosphorometer, 다른 광학 포트에 연결되어 있습니다. 다이오드의 출력은 증폭되고 여기 및 방출 채널 사이의 동기화를 허용하는 동일한 제어 보드의 A / D 채널로 공급됩니다. 3.7) 제어 소프트웨어를 알어떤 임의의 선택 기간 (일반적으로 2-3 MS) 동안 인광 부패를 수집하여 다음에 원하는 길이 (예 : 5 또는 10 MS)의 여기 펄스의 로우스 생성. 한 평생 측정에 필요한 시간은 일반적으로 0.5-1 S는하지만, 성능은 10-20로 초당으로 신속하게 얻을 수 있습니다. 3.8) 산소 전극의 출력은 동일한 PC에있는 다른 A / D 보드로 증폭하고 감독합니다. 이것은 선택 기간에 전류 전극을 기록하는 데 사용되는 저주파 보드 (1 kHz에서 최대)입니다. 전극 데이터를 녹음 프로그램은 phosphorometer 소프트웨어와 동시에 실행됩니다. 솔루션 온도가 equilibrated되면 3.9)는 phosphorometer 및 전극 프로그램을 모두 측정에게 매 10 S.를 수행하는 동시에 초기 그들의 출력은 두 개의 별도 파일에 동기 기록됩니다. 그 후, 아르곤은 쿠베트 스토퍼의 입구 포트에 연결되어 있습니다. 아르곤으로 3.10)가 흔들 솔루션의 표면 위로 흐르는, 그것은 점차적으로 산소를 대체합니다. 전극 전류의 감소와 phosphorometer에 의해 측정되는 인광 수명에 증가이 결과를. 보통 산소는 데이터가 완전히 자동으로 파일에 기록되는 시간 동안, 전적으로 약 2 H 후 양식에게 솔루션을 뺀 것입니다. 3.11) 적정 실행의 종료 후, 전극 데이터와 인광 수명은 표준 분석 프로그램 (예 : Miocrocal 유래)로 가져올 수 있습니다. 전극 전류는 산소 농도에 선형적으로 의존하고, 전극에 사용은 제로 산소에 거의 제로입니다. 대기압에서 PO 2 (150mm HG에 대해) 잘 알려져 있습니다. 따라서 전극 데이터는 직접 산소 규모로 변환될 수 있으며, PO 2 대 역 인광 일생 일대의 줄거리는 건설 수 있습니다. 이 음모는 그 기울기로 산소 칭 상수 kq를 제공하기 위해 최소 제곱 방법을 사용하여 직선과 함께 장착되어있다. 인광 수명 t0는 중 동일한 맞게 (도청의 반전 등) 또는 직접 제로 산소의 측정에서 얻은 것입니다. 높은 농도의 혈장에 존재 단백질 -을 - 필요한 경우, 적정이 알부민의 존재에있는 프로브의 솔루션을 사용하여 반복 3.12) 조건을 에뮬레이션하기 위해서는 (동물의 피를 실제 실험 시스템에 만난 생체내에서). dendrimer 잘 프로브를 보호하고 PEG 그룹은 알부민과 연락처에서 프로브를 분리하면 얻을 스턴 볼머 플롯은 모두 동일해야합니다. 그렇지 않으면, 프로브 및 혈액에있는 단백질이 상호 작용하는 것이며, 그것은 산소 측정의 모호성을 초래 변경 스턴 볼머 계획으로 이어질 것입니다. 따라서 얻은 보정 상수는 산소 농도가 사전 알 수없는 경우 이미징 실험에 사용됩니다.

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	<li>Vanderkooi, J. M., Maniara, G., Green, T. J., Wilson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optical+method+for+measurement+of+dioxygen+concentration+based+on+quenching+of+phosphorescence.">An optical method for measurement of dioxygen concentration based on quenching of phosphorescence.</a> J. Biol. Chem. 262, 5476-5482 (1987).</li><li>Rumsey, W. L., Vanderkooi, J. M., Wilson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+of+phosphorescence:+A+novel+method+for+measuring+the+distribution+of+oxygen+in+perfused+tissue.">Imaging of phosphorescence: A novel method for measuring the distribution of oxygen in perfused tissue.</a> Science. 241, 1649-1651 (1988).</li><li>Lebedev, A. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+phosphorescent+probes+for+oxygen+Imaging+in+biological+systems.">Dendritic phosphorescent probes for oxygen Imaging in biological systems.</a> Acs Applied Materials and Interfaces. 1, 1292-1304 (2009).</li><li>Finikova, O. S., Cheprakov, A. V., Beletskaya, I. P., Carroll, P. J., Vinogradov, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+versatile+synthesis+of+substituted+tetrabenzoporphyrins.">Novel versatile synthesis of substituted tetrabenzoporphyrins.</a> Journal of Organic Chemistry. 69, 522-535 (2004).</li><li>Lindsey, J. S., Schreiman, I. C., Hsu, H. C., Kearney, P. C., Marguerettaz, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rothemund+and+Adler-Longo+Reactions+revisited:+Synthesis+of+tetraphenylporphyrins+under+equilibrium+conditions.">Rothemund and Adler-Longo Reactions revisited: Synthesis of tetraphenylporphyrins under equilibrium conditions.</a> Journal of Organic Chemistry. 52, 827-836 (1987).</li><li>Lebedev, A. Y., Troxler, T., Vinogradov, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+of+metalloporphyrin-based+dendritic+nanoprobes+for+two-photon+microscopy+of+oxygen.">Design of metalloporphyrin-based dendritic nanoprobes for two-photon microscopy of oxygen.</a> J. Porphyrins and Phthalocyanines. 12, 1261-1269 (2008).</li></ol>

<table border="1" cellspacing="0" cellpadding="0"&gt;<tr<td<strong&gt; 약어</strong<strong</strong</td&gt;<td<strong&gt; 전체 이름</strong<strong</strong</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; NMP</td&gt;<td&gt; N - methylpyrrolidinone</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; TFA</td&gt;<td&gt; trifluoroacetic 산성</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; DIPEA</td&gt;<td&gt; diisopropylethylamine</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; HBTU</td&gt;<td&gt; 2 - (1H - benzotriazol - 1 - yl) -1,1,3,3 - tetramethyluronium의 hexafluorophosphate</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; DMSO</td&gt;<td&gt; dimethylsulfoxide</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; CDMT</td&gt;<td&gt; CDMT = 1 - 클로로 - 3 ,5 - dimethoxytriazine</td&gt;</tr&gt;<tr<td&gt; NMM</td&gt;<td&gt; NMM = N - methylmorfoline</td&gt;</tr&gt;</table

synthesis and calibration of phosphorescent nanoprobes for oxygen imaging in biological systems

인광 담금질 [1, 2]에 의해 산소 측정은 다음과 같이 구성되어 있습니다 : 1) 프로브가 관심의 미디어 (예 : 혈액 또는 침입형 액체)로 전달됩니다 2) 개체는 순서에 해당하는 파장의 빛으로 조명됩니다 자극 의 트리 플렛 상태로 촬영, 3) 배출 인광는 수집하며, 시간 과정은 산소 농도 (또는 부분 압력, PO로 변환되는 인광 수명을 항복으로 분석됩니다<sub&gt; 2</sub&gt;). 탐사선은 생물 학적 환경과 상호 작용해서는 안 경우에 측정이 완료되면 매체에서 배설) 4 수. 다음 단계를 각각 측정 프로토콜의 유일한 침략 구성 요소를 구성 인광을 발하는 프로브의 분자 설계에 대한 요구 사항을 부과. 여기 우리는 생물 학적 시스템에서 산소 측정 돌기 인광을 발하는 nanosensors의 디자인을 검토합니다. 프로브는 PT 또는 폴리에틸렌 글리콜 (PEG의) 잔류와 peripherally 수정 경찰들이 포르피린 기반 polyarylglycine (AG) dendrimers, 구성되어 있습니다. 효과적인 두 광자 여기 들어, dendrimers의 테르는 (포스터 공명 에너지 전송) 걱정 여기 에너지를 캡처 및 분자내 통해 프로브의 트리 플렛 코어에 채널 두 광자 안테나 chromophores와 수정할 수 있습니다. 우리는 프로브와 현재 세부 교정 프로토콜의 핵심 photophysical 속성을 설명합니다.

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Synthesis and Calibration of Phosphorescent Nanoprobes for Oxygen Imaging in Biological Systems

우리는 인광 담금질 및 생물 학적 시스템에서 산소 이미징을위한 포르피린 기반 돌기 nanosensors의 검토 설계에 의해 산소 측정의 원칙을 제시.

생물 학적 시스템에서 산소 이미징에 대한 인광을 발하는 나노 프로브의 합성 및 교정

Oxygen measurement by phosphorescence quenching [1, 2] consists of the following steps: 1) the probe is delivered into the medium of interest (e.g. blood ...

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13.8K 조회수.  University of Pennsylvania. 우리는 인광 담금질 및 생물 학적 시스템에서 산소 이미징을위한 포르피린 기반 돌기 nanosensors의 검토 설계에 의해 산소 측정의 원칙을 제시.

비디오: Synthesis and Calibration of Phosphorescent Nanoprobes for Oxygen Imaging in Biological Systems

Cerebral Blood Oxygenation Measurement Based on Oxygen-dependent Quenching of Phosphorescence

Monitoring of the spatiotemporal characteristics of cerebral blood and tissue oxygenation is crucial for better understanding of the 
neuro-metabolic-vascular relationship. Development of new pO2 measurement modalities with simultaneous monitoring of pO2 in larger fields of view with higher 
spatial and/or temporal resolution will enable greater insight into the functioning of the normal brain and will also have significant impact on diagnosis 
and treatment of neurovascular diseases such as stroke, Alzheimer's disease, and head injury.
Optical imaging modalities have shown a great potential to provide high spatiotemporal resolution and quantitative imaging of pO2 based on hemoglobin absorption in visible and near infrared range of optical spectrum. However, multispectral measurement of cerebral blood oxygenation relies on photon migration through the highly scattering brain tissue. Estimation and modeling of tissue optical parameters, which may undergo dynamic changes during the experiment, is typically required for accurate estimation of blood oxygenation. On the other hand, estimation of the partial pressure of oxygen (pO2) based on oxygen-dependent quenching of phosphorescence should not be significantly affected by the changes in the optical parameters of the tissue and provides an absolute measure of pO2. Experimental systems that utilize oxygen-sensitive dyes have been demonstrated in in vivo studies of the perfused tissue as well as for monitoring the oxygen content in tissue cultures, showing that phosphorescence quenching is a potent technology capable of accurate oxygen imaging in the physiological pO2 range. 
Here we demonstrate with two different imaging modalities how to perform measurement of pO2 in cortical vasculature based on phosphorescence lifetime imaging. In first demonstration we present wide field of view imaging of pO2 at the cortical surface of a rat. This imaging modality has relatively simple experimental setup based on a CCD camera and a pulsed green laser. An example of monitoring the cortical spreading depression based on phosphorescence lifetime of Oxyphor R3 dye was presented. In second demonstration we present a high resolution two-photon pO2 imaging in cortical micro vasculature of a mouse. The experimental setup includes a custom built 2-photon microscope with femtosecond laser, electro-optic modulator, and photon-counting photo multiplier tube. We present an example of imaging the pO2 heterogeneity in the cortical microvasculature including capillaries, using a novel PtP-C343 dye with enhanced 2-photon excitation cross section.
Click here to view the related article <a href="http://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/Details.php?ID=1731">Synthesis and Calibration of Phosphorescent Nanoprobes for Oxygen Imaging in Biological Systems.</a>

We present an experimental procedure for measuring the partial pressure of oxygen (pO2) in cerebral vasculature based on oxygen-dependent quenching of phosphorescence. Animal preparation and imaging procedures were outlined for both large field of view CCD-based imaging of pO2 in rats and 2-photon excitation based imaging of pO2 in mice.

인광의 산소에 의존 담금질을 바탕으로 대뇌 혈액 산소 측정

Monitoring of the spatiotemporal characteristics of cerebral blood and tissue oxygenation is crucial for better understanding of the 
...

연구

신경과학

Fluorescent Nanoparticles for the Measurement of Ion Concentration in Biological Systems

Tightly regulated ion homeostasis throughout the body is necessary for the prevention of such debilitating states as dehydration.1 In contrast, rapid ion fluxes at the cellular level are required for initiating action potentials in excitable cells.2 Sodium regulation plays an important role in both of these cases; however, no method currently exists for continuously monitoring sodium levels in vivo 3 and intracellular sodium probes 4 do not provide similar detailed results as calcium probes. In an effort to fill both of these voids, fluorescent nanosensors have been developed that can monitor sodium concentrations in vitro and in vivo.5,6 These sensors are based on ion-selective optode technology and consist of plasticized polymeric particles in which sodium specific recognition elements, pH-sensitive fluorophores, and additives are embedded.7-9 Mechanistically, the sodium recognition element extracts sodium into the sensor. 10 This extraction causes the pH-sensitive fluorophore to release a hydrogen ion to maintain charge neutrality within the sensor which causes a change in fluorescence. The sodium sensors are reversible and selective for sodium over potassium even at high intracellular concentrations.6 They are approximately 120 nm in diameter and are coated with polyethylene glycol to impart biocompatibility. Using microinjection techniques, the sensors can be delivered into the cytoplasm of cells where they have been shown to monitor the temporal and spatial sodium dynamics of beating cardiac myocytes.11 Additionally, they have also tracked real-time changes in sodium concentrations in vivo when injected subcutaneously into mice.3 Herein, we explain in detail and demonstrate the methodology for fabricating fluorescent sodium nanosensors and briefly demonstrate the biological applications our lab uses the nanosensors for: the microinjection of the sensors into cells; and the subcutaneous injection of the sensors into mice.

Fluorescent nanoparticles produced in our lab are used for imaging ion concentrations and ion fluxes in biological systems such as cells during signaling and interstitial fluid during physiological homeostasis.

생물 학적 시스템에서 이온 농도의 측정을위한 형광 Nanoparticles

Tightly regulated ion homeostasis throughout the body is necessary for the prevention of such debilitating states as dehydration.1 In contrast, rapid ion ...

생체공학

Bioluminescence Imaging of NADPH Oxidase Activity in Different Animal Models

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH oxidase has critical signaling functions that modulate the inflammatory response 1. Thus, the development of a method to measure in "real-time" the kinetics of NADPH oxidase-derived ROS generation is expected to be a valuable research tool to understand mechanisms relevant to host defense, inflammation, and injury.
Chronic granulomatous disease (CGD) is an inherited disorder of the NADPH oxidase characterized by severe infections and excessive inflammation. Activation of the phagocyte NADPH oxidase requires translocation of its cytosolic subunits (p47phox, p67phox, and p40phox) and Rac to a membrane-bound flavocytochrome (composed of a gp91phox and p22phox heterodimer). Loss of function mutations in any of these NADPH oxidase components result in CGD. Similar to patients with CGD, gp91phox -deficient mice and p47phox-deficient mice have defective phagocyte NADPH oxidase activity and impaired host defense 2, 13. In addition to phagocytes, which contain the NADPH oxidase components described above, a variety of other cell types express different isoforms of NADPH oxidase.
Here, we describe a method to quantify ROS production in living mice and to delineate the contribution of NADPH oxidase to ROS generation in models of inflammation and injury. This method is based on ROS reacting with L-012 (an analogue of luminol) to emit luminescence that is recorded by a charge-coupled device (CCD). In the original description of the L-012 probe, L-012-dependent chemiluminescence was completely abolished by superoxide dismutase, indicating that the main ROS detected in this reaction was superoxide anion 14. Subsequent studies have shown that L-012 can detect other free radicals, including reactive nitrogen species 15, 16. Kielland et al. 16 showed that topical application of phorbol myristate acetate, a potent activator of NADPH oxidase, led to NADPH oxidase-dependent ROS generation that could be detected in mice using the luminescent probe L-012. In this model, they showed that L-012-dependent luminescence was abolished in p47phox-deficient mice.
We compared ROS generation in wildtype mice and NADPH oxidase-deficient p47phox-/- mice 2 in the following three models: 1) intratracheal administration of zymosan, a pro-inflammatory fungal cell wall-derived product that can activate NADPH oxidase; 2) cecal ligation and puncture (CLP), a model of intra-abdominal sepsis with secondary acute lung inflammation and injury; and 3) oral carbon tetrachloride (CCl4), a model of ROS-dependent hepatic injury. These models were specifically selected to evaluate NADPH oxidase-dependent ROS generation in the context of non-infectious inflammation, polymicrobial sepsis, and toxin-induced organ injury, respectively. Comparing bioluminescence in wildtype mice to p47phox-/- mice enables us to delineate the specific contribution of ROS generated by p47phox-containing NADPH oxidase to the bioluminescent signal in these models.
Bioluminescence imaging results that demonstrated increased ROS levels in wildtype mice compared to p47phox-/- mice indicated that NADPH oxidase is the major source of ROS generation in response to inflammatory stimuli. This method provides a minimally invasive approach for "real-time" monitoring of ROS generation during inflammation in vivo.

NADPH oxidase is the major source of reactive oxygen species (ROS) in phagocytes. Because of the ephemeral nature of ROS, it is difficult to measure and monitor ROS levels in living animals. A minimally invasive method for serial quantification of ROS in living mice is described.

다른 동물 모델에서 NADPH 산화 효소 활동의 Bioluminescence 영상

NADPH oxidase is a critical enzyme that mediates antibacterial and antifungal host defense. In addition to its role in antimicrobial host defense, NADPH ...

면역학 및 감염병학

Time-resolved Photophysical Characterization of Triplet-harvesting Organic Compounds at an Oxygen-free Environment Using an iCCD Camera

Here, we present a sensible method of the acquisition and analysis of time-resolved photoluminescence using an ultrafast iCCD camera. This system enables the acquisition of photoluminescence spectra covering the time regime from nanoseconds up to 0.1 s. This enables us to follow the changes in the intensity (decay) and emission of the spectra over time. Using this method, it is possible to study diverse photophysical phenomena, such as the emission of phosphorescence, and the contributions of prompt and delayed fluorescence in molecules showing thermally activated delayed fluorescence (TADF). Remarkably, all spectra and decays are obtained in a single experiment. This can be done for solids (thin film, powder, crystal) and liquid samples, where the only limitations are the spectral sensitivity of the camera and the excitation wavelength (532 nm, 355 nm, 337 nm, and 266 nm). This technique is, thus, very important when investigating the excited state dynamics in organic emitters for their application in organic light-emitting diodes and other areas where triplet harvesting is of paramount importance. Since triplet states are strongly quenched by oxygen, emitters with efficient TADF luminescence, or those showing room temperature phosphorescence (RTP), must be correctly prepared in order to remove any dissolved oxygen from solutions and films. Otherwise, no long-lived emission will be observed. The method of degassing solid samples as presented in this work is basic and simple, but the degassing of liquid samples creates additional difficulties and is particularly interesting. A method of minimizing solvent loss and changing the sample concentration, while still enabling to remove oxygen in a very efficient and a repeatable manner, is presented in this work.

Here, we present a method of the spectroscopic characterization of organic molecules by means of time-resolved photoluminescence spectroscopy on the nanosecond-to-millisecond timescale in oxygen-free conditions. Methods to efficiently remove oxygen from the samples and, thus, limit luminescence quenching are also described.

Here, we present a sensible method of the acquisition and analysis of time-resolved photoluminescence using an ultrafast iCCD camera. This system enables ...

화학

Luminescence Lifetime Imaging of O2 with a Frequency-Domain-Based Camera System

We describe a method to image dissolved oxygen (O2), in 2D at high spatial (&#60; 50-100 &#181;m) and temporal (&#60; 10 s) resolution. The method employs O2 sensitive luminescent sensor foils (planar optodes) in combination with a specialized camera system for imaging luminescence lifetime in the frequency-domain. Planar optodes are prepared by dissolving the O2-sensitive indicator dye in a polymer and spreading the mixture on a solid support in a defined thickness via knife coating. After evaporation of the solvent, the planar optode is placed in close contact with the sample of interest - here demonstrated with the roots of the aquatic plant Littorella uniflora. The O2 concentration-dependent change in the luminescence lifetime of the indicator dye within the planar optode is imaged via the backside of the transparent carrier foil and aquarium wall using a special camera. This camera measures the luminescence lifetime (&#181;s) via a shift in phase angle between a modulated excitation signal and emission signal. This method is superior to luminescence intensity imaging methods, as the signal is independent of the dye concentration or intensity of the excitation source, and solely relies on the luminescence decay time, which is an intrinsically referenced parameter. Consequently, an additional reference dye or other means of referencing are not needed. We demonstrate the use of the system for macroscopic O2 imaging of plant rhizospheres, but the camera system can also easily be coupled to a microscope.

Luminescence Lifetime Imaging of O2 with a Frequency-Domain-Based Camera System

We describe the use of a novel, frequency-domain luminescence lifetime camera for mapping 2D O2 distributions with optical sensor foils. The camera system and image analysis procedures are described along with the preparation, calibration and application of sensor foils for visualizing the O2 microenvironment in the rhizosphere of aquatic plants.

주파수 도메인 기반 카메라 시스템을 갖춘 O2의 발광 평생 이미징

We describe a method to image dissolved oxygen (O2), in 2D at high spatial (&#60; 50-100 &#181;m) and temporal (&#60; 10 s) resolution. The method employs ...

Electron Spin Resonance Micro-imaging of Live Species for Oxygen Mapping

This protocol describes an electron spin resonance (ESR) micro-imaging method for three-dimensional mapping of oxygen levels in the immediate environment of live cells with micron-scale resolution1. Oxygen is one of the most important molecules in the cycle of life. It serves as the terminal electron acceptor of oxidative phosphorylation in the mitochondria and is used in the production of reactive oxygen species. Measurements of oxygen are important for the study of mitochondrial and metabolic functions, signaling pathways, effects of various stimuli, membrane permeability, and disease differentiation. Oxygen consumption is therefore an informative marker of cellular metabolism, which is broadly applicable to various biological systems from mitochondria to cells to whole organisms. Due to its importance, many methods have been developed for the measurements of oxygen in live systems. Current attempts to provide high-resolution oxygen imaging are based mainly on optical fluorescence and phosphorescence methods that fail to provide satisfactory results as they employ probes with high photo-toxicity and low oxygen sensitivity. ESR, which measures the signal from exogenous paramagnetic probes in the sample, is known to provide very accurate measurements of oxygen concentration. In a typical case, ESR measurements map the probe's lineshape broadening and/or relaxation-time shortening that are linked directly to the local oxygen concentration. (Oxygen is paramagnetic; therefore, when colliding with the exogenous paramagnetic probe, it shortness its relaxation times.) Traditionally, these types of experiments are carried out with low resolution, millimeter-scale ESR for small animals imaging. Here we show how ESR imaging can also be carried out in the micron-scale for the examination of small live samples. ESR micro-imaging is a relatively new methodology that enables the acquisition of spatially-resolved ESR signals with a resolution approaching 1 micron at room temperature2. The main aim of this protocol-paper is to show how this new method, along with newly developed oxygen-sensitive probes, can be applied to the mapping of oxygen levels in small live samples. A spatial resolution of ~30 x 30 x 100 &mu;m is demonstrated, with near-micromolar oxygen concentration sensitivity and sub-femtomole absolute oxygen sensitivity per voxel. The use of ESR micro-imaging for oxygen mapping near cells complements the currently available techniques based on micro-electrodes or fluorescence/phosphorescence. Furthermore, with the proper paramagnetic probe, it will also be readily applicable for intracellular oxygen micro-imaging, a capability which other methods find very difficult to achieve.

This protocol describes a method for micron-scale three-dimensional imaging of oxygen concentration in the immediate environment of live cells by electron spin resonance microscopy.

전자 스핀 공명 산소 매핑에 대한 라이브 종의 마이크로 이미징

This protocol describes an electron spin resonance (ESR) micro-imaging method for three-dimensional mapping of oxygen levels in the immediate environment ...

생물학

Affordable Oxygen Microscopy-Assisted Biofabrication of Multicellular Spheroids

Multicellular spheroids are important tools for studying tissue and cancer physiology in 3D and are frequently used in tissue engineering as tissue assembling units for biofabrication. While the main power of the spheroid model is in mimicking physical-chemical gradients at the tissue microscale, the real physiological environment (including dynamics of metabolic activity, oxygenation, cell death, and proliferation) inside the spheroids is generally ignored. At the same time, the effects of the growth medium composition and the formation method on the resulting spheroid phenotype are well documented. Thus, characterization and standardization of spheroid phenotype are required to ensure the reproducibility and transparency of the research results. The analysis of average spheroid oxygenation and the value of O2 gradients in three dimensions (3D) can be a simple and universal way for spheroid phenotype characterization, pointing at their metabolic activity, overall viability, and potential to recapitulate in vivo tissue microenvironment. The visualization of 3D oxygenation can be easily combined with multiparametric analysis of additional physiological parameters (such as cell death, proliferation, and cell composition) and applied for continuous oxygenation monitoring and/or end-point measurements. The loading of the O2 probe is performed during the stage of spheroid formation and is compatible with various protocols of spheroid generation. The protocol includes a high-throughput method of spheroid generation with introduced red and near-infrared emitting ratiometric fluorescent O2 nanosensors and the description of multi-parameter assessment of spheroid oxygenation and cell death before and after bioprinting. The experimental examples show comparative O2 gradients analysis in homo- and hetero-cellular spheroids as well as spheroid-based bioprinted constructs. The protocol is compatible with a conventional fluorescence microscope having multiple fluorescence filters and a light-emitting diode as a light source.

The protocol describes high-throughput spheroid generation for bioprinting using the multi-parametric analysis of their oxygenation and cell death on a standard fluorescence microscope. This approach can be applied to control the spheroids viability and perform standardization, which is important in modeling 3D tissue, tumor microenvironment, and successful (micro)tissue biofabrication.

다세포 구상체의 저렴한 산소 현미경 보조 생물 제조

Multicellular spheroids are important tools for studying tissue and cancer physiology in 3D and are frequently used in tissue engineering as tissue ...

Bioorthogonal Chemical Imaging of Cell Metabolism Regulated by Aromatic Amino Acids

Essential aromatic amino acids (AAAs) are building blocks for synthesizing new biomasses in cells and sustaining normal biological functions. For example, an abundant supply of AAAs is important for cancer cells to maintain their rapid growth and division. With this, there is a rising demand for a highly specific, noninvasive imaging approach with minimal sample preparation to directly visualize how cells harness AAAs for their metabolism in situ. Here, we develop an optical imaging platform that combines deuterium oxide (D2O) probing with stimulated Raman scattering (DO-SRS) and integrates DO-SRS with two-photon excitation fluorescence (2PEF) into a single microscope to directly visualize the metabolic activities of HeLa cells under AAA regulation. Collectively, the DO-SRS platform provides high spatial resolution and specificity of newly synthesized proteins and lipids in single HeLa cell units. In addition, the 2PEF modality can detect autofluorescence signals of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and Flavin in a label-free manner. The imaging system described here is compatible with both in vitro and in vivo models, which is flexible for various experiments. The general workflow of this protocol includes cell culture, culture media preparation, cell synchronization, cell fixation, and sample imaging with DO-SRS and 2PEF modalities.

We present a protocol to directly visualize metabolic activities in cells regulated by amino acids using deuterium-oxide (heavy water D2O) probed stimulated Raman scattering (DO-SRS) microscopy, which is integrated with two-photon excitation fluorescence microscopy (2PEF).

방향족 아미노산에 의해 조절되는 세포 대사의 생체 직교 화학 이미징

Essential aromatic amino acids (AAAs) are building blocks for synthesizing new biomasses in cells and sustaining normal biological functions. For example, ...

Application of Genetically Encoded Fluorescent Nitric Oxide (NO&#8226;) Probes, the geNOps, for Real-time Imaging of NO&#8226; Signals in Single Cells

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence of a large number of methods for detecting NO&#8226; in vivo and in vitro, the real-time monitoring of NO&#8226; at the single-cell level is very challenging. The physiological or pathological effects of NO&#8226; are determined by the actual concentration and dwell time of this radical. Accordingly, methods that allow the single-cell detection of NO&#8226; are highly desirable. Recently, we expanded the pallet of NO&#8226; indicators by introducing single fluorescent protein-based genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) that directly respond to cellular NO&#8226; fluctuations and, hence, addresses this need. Here we demonstrate the usage of geNOps to assess intracellular NO&#8226; signals in response to two different chemical NO&#8226;-liberating molecules. Our results also confirm that freshly prepared 3-(2-hydroxy-1-methyl-2-nitrosohydrazino)-N-methyl-1-propanamine (NOC-7) has a much higher potential to evoke change in intracellular NO&#8226; levels as compared with the inorganic NO&#8226; donor sodium nitroprusside (SNP). Furthermore, dual-color live-cell imaging using the green geNOps (G-geNOp) and the chemical Ca2+ indicator fura-2 was performed to visualize the tight regulation of Ca2+-dependent NO&#8226; formation in single endothelial cells. These representative experiments demonstrate that geNOps are suitable tools to investigate the real-time generation and degradation of single-cell NO&#8226; signals in diverse experimental setups.

This manuscript presents protocols for the application of novel genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) to monitor single cell NO&#8226; fluctuations in real-time using fluorescence microscopy. The Ca2+-triggered NO&#8226; formation on the level of individual endothelial cells was visualized by combining geNOps with a chemical Ca2+ sensor.

유전자 인코딩 된 형광 산화 질소의 응용 프로그램 (• NO) 단일 세포에서 NO • 신호의 실시간 이미징을위한 프로브의 geNOps,

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence ...

Fluorescence Lifetime Macro Imager for Biomedical Applications

This paper presents a new photoluminescence lifetime imager designed to map the molecular oxygen (O2) concentration in different phosphorescent samples ranging from solid-state, O2-sensitive coatings to live animal tissue samples stained with soluble O2-sensitive probes. In particular, the nanoparticle-based near-infrared probe NanO2-IR, which is excitable with a 625 nm light-emitting diode (LED) and emits at 760 nm, was used. The imaging system is based on the Timepix3 camera (Tpx3Cam) and the opto-mechanical adaptor, which also houses an image intensifier. O2 phosphorescence lifetime imaging microscopy (PLIM) is commonly required for various studies, but current platforms have limitations in their accuracy, general flexibility, and usability.
The system presented here is a fast and highly sensitive imager, which is built on an integrated optical sensor and readout chip module, Tpx3Cam. It is shown to produce high-intensity phosphorescence signals and stable lifetime values from surface-stained intestinal tissue samples or intraluminally stained fragments of the large intestine and allows the detailed mapping of tissue O2 levels in about 20 s or less. Initial experiments on the imaging of hypoxia in grafted tumors in unconscious animals are also presented. We also describe how the imager can be re-configured for use with O2-sensitive materials based on Pt-porphyrin dyes using a 390 nm LED for the excitation and a bandpass 650 nm filter for emission. Overall, the PLIM imager was found to produce accurate quantitative measurements of lifetime values for the probes used and respective two-dimensional maps of the O2 concentration. It is also useful for the metabolic imaging of ex vivo tissue models and live animals.

This paper describes the use of a new, fast optical imager for the macroscopic photoluminescence lifetime imaging of long decay emitting samples. The integration, image acquisition, and analysis procedures are described, along with the preparation and characterization of the sensor materials for the imaging and the application of the imager in studying biological samples.

생물 의학 응용 분야를 위한 Fluorescence Lifetime Macro Imager

This paper presents a new photoluminescence lifetime imager designed to map the molecular oxygen (O2) concentration in different phosphorescent samples ...