우리는 비디오에 묘사된 자동, 전동 tetrode 트위스터 장치 자신의 설계 및 시공에 대한 Jun 야마모토을 인정하고 싶습니다. 또한, 마이크로 드라이브와 연구실에 tetrode 기술 개발에 자신의 공헌에 대한 모든 과거와 현재 윌슨 연구소 회원을 인정하고 싶습니다.

1. tetrodes의 제작 <ol><li> NI - 크롬 와이어 12.5 마이크론 직경 코어와 절연 polyimide, 길이 50​​cm를 취득하여 한 tetrode의 건설을 시작합니다. 절반 와이어를 접으십시오. 그들이 뭉쳐 만들 쌍을 함께 손가락을 실행합니다. 와이어의 쌍 그들의 전체 길이에 걸쳐 좋은 연락 방법을 가지고 있는지 확인하십시오. </li><li> 함께 두 끝을 잡고 의해 다시 쌍을 접으십시오. 한쪽에 형성 루프가 kinked 있지 않은지 확인합니다. 4 가지 방법이 정렬되도록 이외의 반복 끝에있는 4 개의 선이 컷. </li><li> 다음 단계에, 당신은 수정된 악어 클립, 전동 회전 장치 ​​및 회전 장치 ​​위에 수평 막대가 필요합니다. 악어 클립 gluing 클립의 기지에 플라스틱 막대에 의해 수정됩니다. 와이어 도움말이 노출되는 곳에, 수정된 악어 클립과 함께 4 개의 선이 클램프. 수평 막대를 통해 와이어 루프를 잡아. 전동 무대로 악어 클립을 배치합니다. </li><li> 약 3 분의 과정을 통해 와이어 번들 40 카운터 시계 왜곡 다음 80 시계 왜곡을 적용합니다. 이러한 매개 변수는 여러분의 필요에 따라 다양한하실 수 있습니다. </li><li> tetrode의 왜곡이 완료되면, 중간 - 낮은 흐름을 사용하여 열 총 (420 ° C 또는 790 ° F)의 세 가지 각도에서 가열하여 함께 전선을 융합. 각 각도 들어, 약 5 초 동안 와이어에서 2cm 거리에서 와이어 번들이 분리 아래 1~2센티미터를 시작 열 총 내려 실행하고 백업하십시오. 고온 완전히 절연 제를 용해하고 단락으로 이어질 수 있으므로주의하시기 바랍니다. </li><li> 와이어가 함께 융합 했으므로, 부드럽게 tetrode에 긴장을 완화하기 위해 악어 클립을 리프팅하여 비틀 장치에서 tetrode를 제거하고, 악어 클립 근처 tetrode를 잘라. 다른 끝에, 동일한 길이의 와이어 네 가지가 아닌 보세 가닥이있다는 것을 같은 루프를 잘라. </li><li> 다음, 부드럽게 부드러운 밀고 트위터와 전선을 절곡하여 상단에있는 각각의 가닥을 분리. </li><li> tetrode 이제 마이크로 드라이브 배열로로드를위한 준비가되었습니다. 21-25 더 tetrodes을하고 tetrode 로딩 프로세스에 시간이 될때까지 먼지 무료로 상자에 그들을 저장할 수 있습니다. </li></ol> 2. 마이크로 드라이브 배열로 tetrodes 및 접지 전선을 로딩 <ol><li> 진행하기 위해서는 완벽한 마이크로 드라이브 배열이 필요합니다. 아직 하나를 구축하지 않은 경우 &#39;에 - 생체내 녹음 만성위한 마이크로 드라이브 배열입니다. : 드라이브 제조&#39;비디오를 참조하십시오 전극 팁의 마이크로 드라이브 배열의 기초 아래에 연장되는에는 마이크로 드라이브 캐리어 튜브를 polyimide 우리 디자인 계획에서 tetrode는 커넥터의 하드웨어 하나의 끝에 첨부되며,을 통해 실행됩니다. </li><li> 시작하기 전에 하나의 끝에있는 커넥터 보드에 장착할 수 있으며, 다른 끝에, panavise에 의해 고정되어 수있는 드라이브 홀더를 빌드합니다. 이 예제에서는 드라이브 홀더는 X - ACTO 나이프 핸들 (그림 1C)의 한쪽 끝을 위해 접착 밀 - 최대 커넥터입니다. </li><li> 소프트 밀고 족집게로 tetrode를 개최하고 입체경을 사용하여에 tetrode의 끝을 밀어하면 마이크로 드라이브 중 하나의 캐리어 튜브를 polyimide. 각 전극 와이어는 드라이브 배열의 상단에있는 커넥터 보드에 가까운 때까지 튜브에 tetrode 밀어. 꼬임이나 구부 와이어,이게 오히려 수직보다 각도에서 두뇌를 입력 tetrode의 원인이되므로, 그리고 tetrode의 무결성을 약하게됩니다 않도록주의하십시오. </li><li> 부드럽게 부드럽게 밀고 족집게를 사용하여 전극 인터페이스 보드의 해당 구멍에 4 개의 선이의 다른 쪽 끝을 피드. 다시, 와이어 꼬임이나 굽힘하지 마십시오. 대신에 4 개의 선이으로 단축 아래턱을 펜치로 자신의 구멍에 금색 핀을 밀어. 핀이 구멍에 적용됩니다 때, 그들은 와이어 절연 제를 스트립 및 전기 연결을 생성합니다. </li><li> 나중에 참고로, 마이크로 드라이브와 전극 인터페이스 보드의 핀 위치 사이의 매핑을 추적할. </li><li> 18 tetrodes 총 로딩 계속합니다. 배열에 세 남아있는 마이크로 드라이브는 참조 전극을 수용하는 데 사용됩니다. 각 기준 전극은 네 개의 unbonded 와이어 종료 중 하나만 사용 tetrode으로 만들어진 것입니다. , 참조 전극을 부착로드 절차를 수행하지만 커넥터 보드에서 해당 참조 전극 핀 네 개의 전극 중 하나를 첨부합니다. </li><li> 당신은 다중 사이트 녹음을 계획하고있다면, 그것은 tetrodes에서 미리 커넥터 보드에 연결을 계획하는 가치가있을 수 있습니다. 이것은 실험을하는 동안 잘못된 tetrode 조정의 가능성을 최소화해야합니다. </li><li> tetrode 로딩이 완료되면, 두 건의 지상 와이어, 동물 용과 보호 원추형 한합니다. 에서 6 &#39;긴 절연 강철 와이어를 (텍스트 : 0.005&#39;직경) 잘라 철사의 각 끝에서, 금속 핀셋을 사용하여 단열의 3mm를 제거합니다. 그렇다면 4 컷&#39;긴 절연 강철 와이어 (텍스트 : 0.005&#39;직경). 한 쪽 끝에 그리고 다른 끝에 1cm에서 단열재의 3mm를 제거합니다. </li><li> 마이크로 드라이브 배열의 측면에있는 구멍을 통해 최대의 인터페이스 보드쪽으로 국도 6 &#39;접지 와이어를. 지정된 접지 구멍에 금색 핀으로 전극 인터페이스 보드에 노출된 전선을 연결합니다. 이 와이어는 동물의 두개골에 연결됩니다. </li><li> 이전에 설치한 접지 와이어에 국도 4 &#39;접지 와이어 병렬. 다른 지정된 접지 구멍에 골드 핀을 사용하여 전극 인터페이스 보드에 3mm 벗겨지고 끝을 연결합니다. 이 와이어는 나중에 노이즈 픽업을 줄이기 위해 작은 패러데이 케이지 역할을하는 보호 원뿔에 연결됩니다. 우리는 지금 연결 전선을 완료하고 우리 tetrodes를 수정과 함께 진행할 수 있습니다. </li></ol> 3. tetrodes의 길이를 설정 <ol><li> 이 과정에서 우리의 목표는 그들이 약간 이상 대상 뇌 구조의 깊이보다 있도록 모든 tetrodes를 잘라하는 것입니다. 우리의 예제에서, 마이크로 드라이브는 많은 neocortical 영역과 성인 쥐 등의 해마에 도달하는 충분한 5-6mm, 최대 여행을 위해 설계되었습니다. 첫째, tetrodes가 maximally 노출되도록 모든 마이크로 드라이브를 낮추십시오. 동시에 날카로운 좋은 가위를 사용하여 원하는 최종 길이보다 약 5mm 더 이상 길이의 모든 tetrodes를 잘라. </li><li> 마지막 컷 들어, panavise에 톱니 가위를 준비합니다. 매달려있는 다른 핸들을 떠나면서, 약간의 각도 아래쪽과 위쪽을 향하고 잘린 한 손잡이를 고정. </li><li> 지금은 완전히 마이크로 드라이브를 회전하여 안내 정맥에 모든 tetrodes을 철회. </li><li> 입체경를 사용하면 완벽하게 그 정맥에서 하나 tetrode를 확장합니다. 가이드 정맥에서 원하는 거리에서 통치자, 위치 톱니 모양의 가위를 사용합니다. 천천히 그리고 부드럽게 한 부드러운 움직임과 함께 tetrode를 잘라. 이 tetrode가 절단되고 나면, 3-4밀리미터에 의해 마이크로 드라이브를 철회. 모두 잘라 때까지 각 tetrode에 대해이 과정을 반복합니다. 이 시점에서 당신은 금 도금을위한 준비가되어 있습니다. </li></ol> 4. tetrodes 및 품질 검사의 골드 도금 nichrome tetrode 와이어 도금 골드 장기 안정적인 레코딩을 위해 중요합니다. 그것은 부식 및 개선 biocompatibility을 방지합니다. <ol><li> 외부 모드 임피던스 미터 및 오디오 출력 (그림 1D)와 DC 검사 모드에서 현재의 발전기를 설치합니다. 각 tetrode 내에서 채널의 여섯 가능한 쌍에 현재 발전기의 두 리드를 터치하고, 반바지는 쌍 사이에 존재하는지 확인하기 위해 오디오 피드백을 사용합니다. 짧은 있으면 다시 톱니 모양의 가위와 테스트와 tetrode을 다시 절단. 문제가 지속되면, tetrode를 버리고 그것을 대체합니다. </li><li> 아무 반바지 모든 tetrodes 내에 존재하지 때 멀리 밖으로 가능한 모든 tetrodes을 확장, 모든 마이크로 드라이브를 아래로 이동합니다. </li><li> 전극 임피던스 (그림 1E)을 확인을위한 장비 구성을 수정합니다. 이제 모든 tetrodes의 도움말 표준 금광 도금 솔루션의 욕조에 수영. 골드 목욕은 전기 임피던스 미터의 긍정적인 리드에 연결되어 있습니다. 커넥터 보드에 해당 핀에 임피던스 측정기의 부정적인 리드를 만져 전극의 임피던스를 확인합니다. </li><li> 측정 및 마이크로 드라이브 어레이에있는 모든 전선의 임피던스를 기록합니다. 일반 값은 1-3 MOhm의 범위. </li><li> 현재 발전기에, 1-3 μA의 전류를 설정합니다. 다음 안전하게 커넥터 보드에 핀에 임피던스 측정기의 부정적인 리드를 연결합니다. 전기 도금 구성 (그림 1 층)에 장비를 놓습니다. 임피던스 미터에 신속하게 모드를 우회하기 위해, 정상 모드에서 전환, 그리고 다시. 바이패스 모드에있는 동안, 현재는 tetrode과 골드 솔루션을 통과하며, 금은 전극 팁에 도금 것입니다. 도금 각 라운드 후에 임피던스 전에 미만이어야한다. 임피던스 1 MOhm 아래에 드롭하지 않은 경우 전류 펄스를 반복합니다. 허용 임피던스의 보수 범위는 350 kOhm에 250kOhm 있습니다. 임피던스 200 kOhm 아래로 떨어지면,이 짧은 회로를 나타낼 수 있습니다. </li><li> 반복 펄스 후 임피던스가 충분히 드롭하지 않는 경우, 전극 팁을 방해 수 있습니다. tetrode을 다시 절단, 반바지를 확인하고, 금 - 도금 과정을 반복합니다. 다시 절단 도움이되지 않으면 tetrode를 교체하고 다시 시작합니다. </li><li> 모든 tetrodes을 도금 후, 에탄올에서 짧게 tetrode 도움말을 찍어, 그리고 그들이 3-5분 위해 건조하게. </li><li> 공기에 노출 tetrode 도움말과 현재의 발전기를 사용하여 tetrodes 이내 단기 회로에 대한 테스트합니다. DC 연결 tetrode 중 두 개 이상의 전극 사이에 존재하면, 다시 황금으로 tetrode하고, 번호판을 다시는 잘라 버릴거야. </li><li> 모든 tetrodes의 골드 도금이 완료되면 각 tetrod 사이의 인터페이스에 중간 두께 cyano - 아크릴 레이트 접착제 한 방울을 추가전자과가 튜빙 polyimide. 이것은 마이크로 드라이브에 tetrode를 확보하고 tetrode의 길이를 유지합니다. </li><li> 마지막 단계로, 모든 나사를 회전하여 드라이브에있는 모든 tetrodes 이동합니다. </li></ol> 5. 보호 콘 부착 보호 콘의 목적은 환경에서 마이크로 드라이브와 노출된 tetrode 와이어를 보호하는 것입니다. 그것은 또한 실험 도중 처리에 대한 지원을 제공하고 전기 노이즈를 줄여줍니다. 우리는 3 차원 인쇄 플라스틱 콘을 (드라이브 제조 참조 부)을 사용합니다. 그러나, 그것은 할 수 소다의 구부러진 조각 같은 다른 재료의 원추형을 만들 수 있습니다. <ol><li> 플라스틱 원추형를 타고 안쪽 또는 바깥쪽 표면에 일부 알루미늄 호일 테이프를 수정. </li><li> 다음, 원추 통해 작은 구멍 (직경 1.5 mm)을 훈련하고 느슨하게 원추 안에 세탁기와 너트와 나사를 첨부합니다. 이것은 접지 와이어에 대한 전기적 통로 역할을합니다. 우리는 00-80 사이즈 나사 및 와셔의 조합을 사용하는 것이 좋습니다. </li><li> 첫째, 삽입 및 부분적으로 원추의 측면로 3 1-72 크기 나사 (길이 16분의 3 인치) 설정합니다. 드라이브 배열 중지로 드라이브 위에 원추형를 삽입합니다. 두 접지 와이어 드라이브 배열의 바닥에서 연장 있는지 확인하십시오. 여러 번 1-72 나사 중 하나가 주변 4 &#39;접지 와이어의 노출된 부분을 싸서 단단히 나사를 고정. 나머지 두 원추형 나사를 강화하여 드라이브베이스에 원추형을 고정합니다. </li><li> 마지막으로, 1cm 짧은 접지 와이어를 취소 끝을 가지고 호일 테이프와 와셔 사이에, 나사 주위를 바람. 나사를 강화하여지면을 고정합니다. 이제 우리는 마침내 외과 이식을위한 준비가 마이크로 드라이브 배열되어 있습니다. </li></ol> 6. 대표 결과 <ol><li> 마이크로 드라이브 배열 생산이 완료되었습니다. 귀하의 마이크로 드라이브 어레이는 18 tetrodes 3 참조 채널로로드됩니다. 그것은 내구성 보호과 원추형 모자으로 쌌다입니다. 보호 콘로 끝난 마이크로 드라이브 배열은 평균 25g에 20g의 무게. </li><li> 완료 드라이브 배열은 표준 수술을 사용하여 이식합니다. 당신이 볼 수 있듯이, 드라이브는 preamplifier 칩 및 데이터 수집 하드웨어 및 소프트웨어에 신호를 운반 전선의 묶음에 첨부되어 있습니다. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1098/CompositeFigure1_highqualityn.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1 : tetrode의 왜곡 구성의 A) 도식. 수평 막대가 자동 tetrode의 비틀림 장치 위에 tetrode의 unbonded 전극 전선을 정직 시키실. B는 tetrode 임피던스 측정 및 전극 도금)을 설치합니다. 단락을 확인할 때, 회로가 다릅니다. 검은색 와이어가 커넥터 보드에서 다른 전극 ​​채널에 연결된 C) 클로즈업 사용자 정의의 A 마이크로 드라이브 어레이 홀더 도구했다. 원통형 막대 X - Acto 나이프 핸들입니다. 커넥터는 26 핀, 두 행, 밀 - 최대 커넥터입니다. 짧은 확인에 대한 두 가지는 치과 아크릴을 사용하여 함께 결합하고 있습니다. D) 구성. 채널 X와 Y는 채널 네 개의 tetrode 채널의 두 가지 채널이 있습니다. E)은 구성 전극 임피던스를 측정하십시오. 현재 소스는 &#39;해제&#39;입니다. 임피던스 측정기가 &#39;에&#39;와 &#39;테스트&#39;로 설정됩니다. F)는 전극 팁 황금 도금에 대한 구성은. 전류 소스가 &#39;에서&#39;오디오 &#39;에서&#39;입니다 설정 모드는 &#39;unipolar&#39;입니다, DC 테스트가 &#39;에서&#39;이며, 현재 2 microamps로 설정됩니다.

<ol>
	<li>Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetrodes+markedly+improve+the+reliability+and+yield+of+multiple+single-unit+isolation+from+multi-unit+recordings+in+cat+striate+cortex.">Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).</li></ol>

이 프로토콜은 두 부분 프로토콜의 두 번째 할부이다 : &quot;에 - 생체내 녹음 만성위한 마이크로 드라이브 배열입니다.&quot;마이크로 드라이브 배열과 tetrode의 조합이 깨어있는 많은 뉴런의 동시 녹음을 얻기위한 강력한 도구입니다, 동물 준비 행동. 자신의 실험실에서 electrophysiological 레코딩을 시작하거나 개선하기 위해 필요한 것이다 바라건대, 우리는 필요한 모든 정보를 제공하고 있습니다. </...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Panavise</td>
<td>Tool</td>
<td>Panavise</td>
<td>Model 301</td>
<td>Holds either micro-drive array or serrated scissors</td>
</tr>
<tr>
<td>Modified Xcelite 378M Pliers</td>
<td>Tool</td>
<td>Newark</td>
<td>96F8903</td>
<td>For inserting connector board pins. To make, remove 2mm from one tip of the pliers.</td>
</tr>
<tr>
<td>Slow Cure Glue</td>
<td>Material</td>
<td>Great Planes (Champaign, IL)</td>
<td>GPMR6015</td>
<td>To glue the tetrode to the micro-drive</td>
</tr>
<tr>
<td>Gold Plating Solution</td>
<td>Material</td>
<td>Neuralynx</td>
<td>Sifco Selectron Gold NC</td>
<td>Contains gold particles for electroplating</td>
</tr>
<tr>
<td>Current Generator</td>
<td>Tool</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>A365D-B</td>
<td>A.K.A. Stimulus Isolator. Used to electroplate gold solution onto electrode tips.</td>
</tr>
<tr>
<td>Impedance Meter</td>
<td>Tool</td>
<td>BAK Electronics</td>
<td>IMP-1 / 6662 / 2788</td>
<td>To check impedance of electrodes</td>
</tr>
<tr>
<td>Hot Air Gun</td>
<td>Tool</td>
<td>Steinel (Germany)</td>
<td>HG 3002 LCD</td>
<td>To fuse electrodes together to make tetrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Accu-Tek Carbofib Tip Tweezers</td>
<td>Tool</td>
<td>Aven (Ann Arbor, MI)</td>
<td>18768 (Pattern 304)</td>
<td>For handling tetrodes</td>
</tr>
<tr>
<td>Alligator Clip</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>18050-35</td>
<td>A.K.A. Bulldog serrefine. To clip the tetrodes together during twisting</td>
</tr>
<tr>
<td>Micro Dissecting Scissors</td>
<td>Tool</td>
<td>Biomedical Research Instruments</td>
<td>25-1000</td>
<td>For general cutting of tetrode/electrode wire</td>
</tr>
<tr>
<td>Iris Toughcut Serrated Scissors</td>
<td>Tool</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14058-09</td>
<td>For final cut of tetrodes</td>
</tr>
<tr>
<td>Teflon Coated Stainless Steel Wire</td>
<td>Material</td>
<td>A-M Systems (Carlsborg, WA)</td>
<td>790500</td>
<td>Ground wire</td>
</tr>
<tr>
<td>12.5 micron nichrome wire</td>
<td>Material</td>
<td>Kanthal Palm Coast</td>
<td>Rediohm-800 1/4 HARD PAC COATING</td>
<td>Polyimide coated micro-wire for making tetrodes.</td>
</tr>
<tr>
<td>Tetrode Twister</td>
<td>Tool</td>
<td>Neuralynx</td>
<td>Tetrode Assembly Station</td>
<td>Increases the speed and consistency of tetrode fabrication.

</td>
</tr>
<tr>
<td>Silver Paint</td>
<td>Material</td>
<td>GC Electronics</td>
<td>22-023</td>
<td>For connecting the micro-electrode wires of the tetrode to the connector pins (see Discussion)</td>
</tr>
<tr>
<td>X-Acto Knife Handle</td>
<td>Material</td>
<td>MSC Direct</td>
<td>X3001</td>
<td>For constructing a micro-drive holding device.</td>
</tr>
<tr>
<td>26 Pin, 2 Row Connector</td>
<td>Material</td>
<td>Mill-max</td>
<td>852-10-026-30-001000</td>
<td>For constructing a micro-drive holding device.</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly

tetrode, 넷 전극의 번들, - 생체내 여러 뉴런의 동시 녹음 가치있는 도구로 입증되었습니다. tetrode의 채널을 통해 행동 가능성이 서명의 차동 진폭 멀티 유닛 신호의 단일 유닛 활동의 절연을 허용합니다. 정확하게 tetrode의 stereotaxic 위치와 깊이를 제어하는​​ 능력은 두뇌의 지역에 걸쳐 조정 신경 활동을 공부에 중요합니다. 마이크로 드라이브 어레이와 함께, 그것은 주 일 과정을 통해 정확한 배치와 많은 tetrodes의 안정적인 제어를 달성하는 것이 가능합니다. 이 프로토콜에서는, 우리는 조작 및 기본 도구와 재료를 사용하여 조건 tetrodes은, 만성의 멀티 드라이브 tetrode 배열에 tetrodes를 설치하는 방법을 보여줍니다 인 생체내 밀고에서 녹음, 마이크로 드라이브 배열 접지 와이어 연결을 확인하고, 환경과 물리적인 접촉에서 tetrodes를 보호하기 위해 마이크로 드라이브 어레이에 보호 원추형을 이메일에 첨부해주십시오.

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Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

이 프로토콜에서는 쥐에서 만성 electrophysiological 레코딩을 위해 설계되었습니다 마이크로 드라이브 어레이와 함께 사용하기 위해 조작 및 조건 tetrodes하는 방법을 보여줍니다. 또한, 우리는 지상 설치 와이어 및 보호 원추형을 포함 마이크로 드라이브 배열 건설의 마지막 단계를 보여줍니다.

만성에 대한 마이크로 드라이브 배열 생체내에 녹화 : Tetrode 조립

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

micro-drive-array-for-chronic-in-vivo-recording-tetrode-assembly

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

33.1K 조회수.  MIT - Massachusetts Institute of Technology. 이 프로토콜에서는 쥐에서 만성 electrophysiological 레코딩을 위해 설계되었습니다 마이크로 드라이브 어레이와 함께 사용하기 위해 조작 및 조건 tetrodes하는 방법을 보여줍니다. 또한, 우리는 지상 설치 와이어 및 보호 원추형을 포함 마이크로 드라이브 배열 건설의 마지막 단계를 보여줍니다.

비디오: Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

만성 실험에 장착 전극 또는 Microdialysis 프로브를위한 라이트 - 치료 치과 접착제 수지의 응용

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

연구

생물학

Immunohistochemistry on Paraffin Sections of Mouse Epidermis Using Fluorescent Antibodies

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, suprabasal, and stratum corneum layers. The precise localization within the epidermis of a particular protein lends clues toward its functional role within the epidermis. In this chapter, we describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory. Paraffin sections generally provide much better morphology, hence, superior results and photographs; however, not all antibodies will work with the harsh fixation and treatment involved in their processing. Therefore, the protocol for frozen sectioning is also included. Within paraffin sectioning, two fixation protocols are described (Bouin's and paraformaldehyde); the choice of fixative will be directly related to the antibody specifications and may require another fixing method.

We describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory.

형광 항체를 사용하여 마우스 표피의 파라핀 섹션에 Immunohistochemistry

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A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

만성 뇌 영상에 대한 Craniotomy 외과 절차

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In Vitro Nuclear Assembly Using Fractionated Xenopus Egg Extracts

Nuclear membrane assembly is an essential step in the cell division cycle; this process can be replicated in the test tube by combining Xenopus sperm chromatin, cytosol, and light membrane fractions. Complete nuclei are formed, including nuclear membranes with pore complexes, and these reconstituted nuclei are capable of normal nuclear processes.

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Fractionated Xenopus 에그 추출물을 사용하여 체외 핵 어셈블리

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Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. Lightweight recording devices carrying a high density array of tetrodes allow for the simultaneous monitoring of the activity of tens to hundreds of individual neurons. Here we describe a protocol for the fabrication of a micro-drive array with twenty one independently movable micro-drives. This device has been used successfully to record from hippocampal and cortical neurons in our lab. We show how to prepare a custom designed, 3-D printed plastic base that will hold the micro-drives. We demonstrate how to construct the individual micro-drives and how to assemble the complete micro-drive array. Further preparation of the drive array for surgical implantation, such as the fabrication of tetrodes, loading of tetrodes into the drive array and gold-plating, is covered in a subsequent video article.

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

In this protocol we demonstrate how to fabricate a micro-drive array for chronic electrophysiological recordings in rats.

만성에 대한 마이크로 드라이브 배열 생체내에 녹화 : 드라이브 제작

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Assembly, Loading, and Alignment of an Analytical Ultracentrifuge Sample Cell

The analytical ultracentrifuge (AUC) is a powerful biophysical tool that allows us to record macromolecular sedimentation profiles during high speed centrifugation. When properly planned and executed, an AUC sedimentation velocity or sedimentation equilibrium experiment can reveal a great deal about a protein in regards to size and shape, sample purity, sedimentation coefficient, oligomerization states and protein-protein interactions.
This technique, however, requires a rigorous level of technical attention. Sample cells hold a sectored center piece sandwiched between two window assemblies. They are sealed with a torque pressure of around 120-140 in/lbs. Reference buffer and sample are loaded into the centerpiece sectors and then after sealing, the cells are precisely aligned into a titanium rotor so that the optical detection systems scan both sample and reference buffer in the same radial path midline through each centerpiece sector while rotating at speeds of up to 60, 000 rpm and under very high vacuum
Not only is proper sample cell assembly critical, sample cell components are very expensive and must be properly cared for to ensure they are in optimum working condition in order to avoid leaks and breakage during experiments. Handle windows carefully, for even the slightest crack or scratch can lead to breakage in the centrifuge. The contact between centerpiece and windows must be as tight as possible; i.e. no Newton s rings should be visible after torque pressure is applied. Dust, lint, scratches and oils on either the windows or the centerpiece all compromise this contact and can very easily lead to leaking of solutions from one sector to another or leaking out of the centerpiece all together. Not only are precious samples lost, leaking of solutions during an experiment will cause an imbalance of pressure in the cell that often leads to broken windows and centerpieces. In addition, plug gaskets and housing plugs must be securely in place to avoid solutions being pulled out of the centerpiece sector through the loading holes by the high vacuum in the centrifuge chamber. Window liners and gaskets must be free of breaks and cracks that could cause movement resulting in broken windows.
This video will demonstrate our procedures of sample cell assembly, torque, loading and rotor alignment to help minimize component damage, solution leaking and breakage during the perfect AUC experiment.

The analytical ultracentrifuge (AUC) sample cell holds sample and reference buffer and during experiments and is exposed to high vacuum and rotor speeds up to 60,000 rpm. This video will demonstrate the rigorous attention to detail necessary for assembly, loading and alignment of this very important component of an AUC experiment.

조립, 로딩 및 분석 초원 심 분리기 샘플 셀 정렬

The analytical ultracentrifuge (AUC) is a powerful biophysical tool that allows us to record macromolecular sedimentation profiles during high speed ...

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, retina-specific or conditional knockout mouse models often display early lethality or suffer from severe malformations, preventing an analysis beyond embryonic or early postnatal stages.
Primary cell culture is an alternative to investigate the effects of exogenously applied recombinant factors, overexpression of genes or siRNA-mediated gene knockdown in a controlled environment. Dissociated cell culture has the advantage that the endogenous signals reaching the target cells are reduced, thereby facilitating the identification of exogenously triggered effects after pharmacological manipulation. However, important cell-cell interactions are initially destroyed by enzymatic digestion or mechanical dissociation, even if re-aggregated retinospheroid cultures1 are used.
By contrast, organotypic retinal wholemount cultures provide a system close to the physiological in vivo situation with neuronal interactions and connections still preserved2-5.
In this video article we provide a step by step demonstration of (1) the establishment of in vivo-like organotypic retinal wholemount cultures including dissection peculiarities of embryonic, postnatal and adult murine eyes and (2) a dissociation and cytospin procedure for analysis of neuronal apoptosis and retinal cell proliferation in organotypic wholemounts, e.g. after culture in the presence of exogenously applied recombinant factors.

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

This video article demonstrates the establishment of organotypic retinal wholemount cultures and a cytospin procedure for analysis of exogenously induced effects. Organotypic retinal wholemount cultures mimic the in vivo situation and significantly facilitate the accessibility of murine retinas for experimental manipulations while circumventing the disadvantages of classical murine animal models.

에서 Organotypic Murine 망막 Wholemount 문화 생체내 같은

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

1 채널의 세포 부착 된 패치 클램프 녹음

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Array Comparative Genomic Hybridization (Array CGH) for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a clinical diagnostic service laboratory. DNA extracted from a patient&#8217;s sample (blood, saliva or other tissue types) is labeled with a fluorochrome (either cyanine 5 or cyanine 3). A reference DNA sample is labeled with the opposite fluorochrome. There follows a cleanup step to remove unincorporated nucleotides before the labeled DNAs are mixed and resuspended in a hybridization buffer and applied to an array comprising ~60,000 oligonucleotide probes from loci across the genome, with high probe density in clinically important areas. Following hybridization, the arrays are washed, then scanned and the resulting images are analyzed to measure the red and green fluorescence for each probe. Software is used to assess the quality of each probe measurement, calculate the ratio of red to green fluorescence and detect potential copy number variants.

Array Comparative Genomic Hybridization Array CGH for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a diagnostic service laboratory.

게놈 복사 번호 변종의 탐지를위한 배열 비교 게놈 교잡 (배열 CGH)

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its ...

Measuring DNA Damage and Repair in Mouse Splenocytes After Chronic In Vivo Exposure to Very Low Doses of Beta- and Gamma-Radiation

Low dose radiation exposure may produce a variety of biological effects that are different in quantity and quality from the effects produced by high radiation doses. Addressing questions related to environmental, occupational and public health safety in a proper and scientifically justified manner heavily relies on the ability to accurately measure the biological effects of low dose pollutants, such as ionizing radiation and chemical substances. DNA damage and repair are the most important early indicators of health risks due to their potential long term consequences, such as cancer. Here we describe a protocol to study the effect of chronic in vivo exposure to low doses of &#947;- and &#946;-radiation on DNA damage and repair in mouse spleen cells. Using a commonly accepted marker of DNA double-strand breaks, phosphorylated histone H2AX called &#947;H2AX, we demonstrate how it can be used to evaluate not only the levels of DNA damage, but also changes in the DNA repair capacity potentially produced by low dose in vivo exposures. Flow cytometry allows fast, accurate and reliable measurement of immunofluorescently labeled &#947;H2AX in a large number of samples. DNA double-strand break repair can be evaluated by exposing extracted splenocytes to a challenging dose of 2 Gy to produce a sufficient number of DNA breaks to trigger repair and by measuring the induced (1 hr post-irradiation) and residual DNA damage (24 hrs post-irradiation). Residual DNA damage would be indicative of incomplete repair and the risk of long-term genomic instability and cancer. Combined with other assays and end-points that can easily be measured in such in vivo studies (e.g., chromosomal aberrations, micronuclei frequencies in bone marrow reticulocytes, gene expression, etc.), this approach allows an accurate and contextual evaluation of the biological effects of low level stressors.

Measuring DNA Damage and Repair in Mouse Splenocytes After Chronic In Vivo Exposure to Very Low Doses of Beta- and Gamma-Radiation

A protocol to evaluate changes in DNA damage levels and DNA repair capacity that may be induced by chronic in vivo low dose irradiation in mouse spleen lymphocytes, by measuring phosphorylated histone H2AX, a marker of DNA double-strand breaks, using flow cytometry is presented.

만성 후 마우스 비장 세포에서 DNA 손상 및 복구를 측정<em&gt; 생체</em&gt; 베타와 감마 방사선의 매우 낮은 복용량에 노출

Low dose radiation exposure may produce a variety of biological effects that are different in quantity and quality from the effects produced by high ...