Name: fourier-based diffraction analysis of live caenorhabditis elegans
Uploaded: 2017-09-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
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このプロジェクトでの彼の計算の貢献ありがとうフアン vasquez さん。ヴァッサー大学学部研究夏研究所 (URSI)、ルーシー ・ メイナード ・ サーモン研究基金と NSF 賞号 1058385 のサポートに感謝しております。

1 です。 c. の elegans の成長とメインテナンス <ol><li>準備線虫の培養皿。
	<ol><li>ペトリ皿の寒天液を詰めて、にして、OP50 の エシェリヒア属大腸菌 の培養と種子ひずみ 9 , 10 を固め、おきます</li>。
	</ol></li> <li>大腸菌 パッチと新鮮な寒天培地充てんペトリ皿にいくつかの大人のワームを動かすことによって各プレート上の大人の線虫の開始人口を準備します。インキュベーターで 20 ° C で線虫の文化を維持します 。
	注: 線虫の系統は、線虫 ゲノム センターから入手できます。この研究、野生型、N2、ひずみ、OH7547 に (otls199 [猫 2::GFP + rgel-1 (F25B3.3):: した dsRed ローラー表現型を展示、rol-6(su1006)]) 株を利用した +</li>。
	<li>将来の文化の伝達のワーム。
	線虫 と未使用の生息地低温インキュベーターからペトリ皿を含む <ol><li>削除ペトリ料理。解剖顕微鏡のステージの上に置きます</li>。
		<li>はブンゼン バーナーの光し、赤く点灯するまで炎に金属を配置することによってプラチナの線虫のピックを消毒します。部屋の温度に冷却するための選択を許可します。ピックを設定または汚染物質と接触ピックを聞かせしないでください</li>。
		<li>は、細菌の円の端にピックの先端をそっと触れます。この物質は粘着性と個々 の大人線虫を簡単にピッキングを行います</li>。
		<li>線虫の成長媒体 (NGM) 寒天培地充てんペトリ プレートに最大 4 妊娠線虫を転送し、20 ° c. で孵化させなさいワームは 4 日間では、成熟卵が産むされます</li>。
		<li>4 つの大人の線虫を移動した後、インキュベーターに残りの線虫を戻ります</li>。
	</ol></li></ol> 2。光セットアップ ( 図 1) <ol><li>セキュア ヘリウム ネオン レーザー光のワークベンチの後ろの左隅付近、電源ソースに接続します 。
	注: レーザー &#39; s 梁がオーバー サンプリングのための要件を満たす必要があります。線虫 は長さ約 1 mm、回折パターンが見つけにくいようににレーザー光線で、線虫のインシデントが 5 mm を超える 2 mm より大きい直径したがって必要があります</li>。
	<li>レーザー ビームはサンプルを到達する前にフィルターを通過するようにヘリウム ネオン レーザーとサンプル間の中性密度フィルターを配置します</li>。
	使用 2 つのフロント アルミ ステアリング <li>ミラーは、中性密度フィルター後最初のミラーを確保することで潜望鏡をビルドします。2 番目のミラーにレーザービームを操縦し、ミラー間キュベットを挿入する余地を与える最初のミラーの下約 10 cm を確保します。レーザービームがキュヴェットを垂直方向に通過されるようレーザー光とキュベット整列します 。
	注: 回折の有機体からフォト ダイオードまでの距離は、遠視野の回折を達成するためにそれ自身の有機物よりもはるかに大きい必要があります。この実験では、キュベットからフォト ダイオードまでの距離は 20 cm</li>。
	<li>ミラーに直面してそのセンサーと 2 番目のミラーの真向かいフォト ダイオードをセキュリティで保護します 。
	注: 線虫を含むキュベットは、化学のクランプを使用して 2 つのミラー間配置されます。セクション 4 と 5 を参照してください</li>。
	<li>は、スタンドに水で満たされたキュベットを配置します。スタンドの高さを調整します。レーザー光フォト ダイオードで直接ではなく、近くを目指したキュベットを通過できるように、高さとミラー 1 ・ ミラー 2 の角度を調整します</li>。
	<li>は、スタンド フォーム キュヴェットの水平面を確保するため、レベルを使用します。必要に応じて、さらにミラーを調整します</li>。
	<li>は、デジタル ・ オシロ スコープに付属 USB ケーブルを使用してデジタル ・ オシロ スコープにフォト ダイオードを接続します。デジタル ・ オシロ スコープを記録し、データを保存するために使用、コンピューターに接続します</li>。
</ol> 3。オシロ スコープのセットアップ <ol><li>コンピューターで、オシロ スコープのソフトウェアを使用してワームのスラッシング サイクルを十分に解決する少なくとも 8 Hz にサンプル レートを設定します 。
	注: サンプル レートされるべき 2 倍以上種の予想されるスラッシング周波数ナイキスト定理 11 が満たされるようにします</li>。
</ol> 4。データ収集のワームとキュベットを準備 <ol><li>4 アダルト線虫プレートに転送、新鮮な NGM 10 寒天培地充てんペトリ薄い、平らにされたプラチナ ワイヤー ピック (セクション 1.3 を参照) を使用しています</li>。
	<li>だけその畝の両側のキュベットに触れるように注意しながら、パッケージから 1 つの使い捨てプラスチック キュベットを削除します</li>。
	<li>マイクロ ピペット ピペット キュヴェットが約 80% になるまでのキュヴェットに蒸留水に満ちて使用蒸留水します 。
	注:、蒸留水または M9 10 などリン酸緩衝生理食塩水 (PBS) イオン バッファーのみに重要な線虫を処理するとき水道水には、微生物を殺す成分が含まれています</li>。
	<li>切り裂くスコープ下に c. の elegans を含むペトリ皿を配置します</li>。
	<li>プラチナのピックを使用すると、シャーレから 1 つの成熟した 線虫 を削除し、線虫を取り除く必要がある場合、円でピックを移動、キュヴェットにピックを水没します</li>。
	泡、キュヴェットの形成を防ぐために <li>水でキュヴェットを入力は、それは少しキュヴェットの膨らみまで &#39; s トップ。キュベットを埋める &#39; 水、完全 s キャップはすぐにキュヴェットにキャップを置く</li>。
	<li>以上、光の任意の小さい残りの水滴をきれいにする紙を洗浄こぼした場合があります水滴を除去する光洗浄布を使用します</li>。
</ol> 5。回折パターン変化のリアルタイム データ集録 <ol><li>オンにヘリウム ネオン レーザーし、赤ビームを生成する周波数/色の設定を調整します。センサーを有効にします 。
	注意:632 で低エネルギービームを使用して nm、線虫 を避ける高周波 (青) の光 12</li>。
	<li>は、キュベットでワームを探します。マツ材線虫病は約キュヴェットの部分の中心部まで優しくキュヴェットを傾けるその畝の両側のキュベットを保持します 。
	注: 振動またはキュベットを激しく傾斜キュヴェットの壁と衝突するワームが発生します。これは線虫を損傷することができます。
	<ol><li>レーザー内でワームを中心とした光学系でスタンドにキュベットの場所 &#39; s ビーム反射ミラー 1 ミラー 2。迷光を排除してください</li>。
	</ol></li> <li>レーザ光線でワームを中心します。
	<ol><li>フォト ダイオードの位置と回折パターンの中心部最大一致しないように回折パターンのフォト ダイオードを配置します</li>。
		<li>は、フォト ダイオードの飽和を防ぐために中性密度フィルターを調整します。光の強度を調節する中立的な密度のフィルター ホイールを回転させます。
		<ol><li>中性密度フィルター、フォト ダイオードからの出力電圧が増加するよう回転します 。
			注: デジタル フォト ダイオード用ソフトウェアを使用して、出力電圧が観察されます。フォト ダイオードは電圧が変化しない場合に飽和状態します。その場合は、平坦で最小の読書でせずに電圧が減少するまで中立的な密度のフィルターを回転します。電圧信号はフォト ダイオードの飽和を示すピークの測定値でない平らにすることを確認します。飽和が発生した場合、中立的な密度のフィルター ホイールを回転させることにより光の強度を減らす</li>。
		</ol></li> <li>移動回折パターンは、ワームを監視しながら、オシロ スコープを制御するソフトウェアのスタート ボタンをクリックすると、フォト ダイオードを用いた表示、収集データ一度 &#39; s の動き。ワームがレーザー光線と、能の外に移動するまで測定を続けるションのパターンが消えて、通常かかる約 20 秒。
		オシロ スコープ用ソフトウェアの停止ボタンをクリックして <ol><li>データ収集停止プロセス。各試行を保存 &#39; s データを .csv または .txt 形式</li>。
		</ol></li></ol></li> <li>各々 の表現型の少なくとも 50 のデータ セットが収集されてまで手順 5.2 5.3 を繰り返します。トライアルあたり 8 から 10 の動物を使用します</li>。
	<li>キュヴェットは場合傷処分とワーム、および手順 4 を繰り返します。ワームが転送である場合、それを処分、繰り返し手順 4 同じキュベットを使用して前に蒸留水でキュヴェットをすすいでください</li>。
	<li>手順を繰り返します 5、OH7547 を使用して &#34; ローラー &#34; ワームひずみを示すデータをラベルに注意しながらひずみ</li>。
</ol> 6。データのフーリエ スペクトル <ol><li>離散フーリエ変換 3 を行うことができるデータ解析プログラムに取得したデータをインポートします</li>。
	<li>ソフトウェアの高速フーリエ変換 (FFT) オプションを使用して各データ セット上の実行フーリエ変換します</li>。
	<li>N2 野生型の各振幅のワームの FFT の結果から周波数を平均します</li>。
	<li>手順を繰り返します、OH7547 から Fft を使用して 6.3 &#34; ローラー &#34; ワーム</li>。
</ol> 7。フーリエ スペクトルのモデリング <ol><li>プログラム バイナリ モデル線虫の歩行 (補足資料に含まれているプログラムを参照してください). 
	注: このモデルは概算でまずワームの動きの顕著な特徴を表示します。モデルは、成果が実際のワームと比較して洗練されたことができます。ワームの形状は、顕微鏡画像 13 を使用して近似です。
	<ol><li>バイナリ モデルの少なくとも 2 つのワーム サイクル ( 図 2 a) 移動の連続したフレームを作成します。補足資料のビデオを見るC ワーム ビデオ (CWorm.avi) および W ワーム ビデオ (WWorm.avi) です</li>。
	</ol></li> <li>逐次回折パターンを作り出します。補足資料にビデオを参照してください。C ワーム回折ビデオ (CWormDiff.avi) および W ワーム ビデオ (WWormDiff.avi)。
	<ol><li>フーリエ変換各ワームのイメージのバイナリ フレームです。なるほどのパディングのワームを囲むフレームより回折像の解像度になります 。
		注: 各フーリエ変換されたフレームの絶対値は対応する回折パターン ( 図 2 b) に比例します</li>。
		<li>は、回折パターンの強度を対数目盛にマッピングして回折像のコントラストを調整します 。
		注: カメラと目の非線形スケールで機能する傾向があります。対数スケールは、どのように回折パターンは通常人間の目によって感知されるシミュレートできます</li>。
	</ol></li> <li>モデル化された回折信号を抽出します。
	<ol><li>回折パターンでフォト ダイオードの位置に対応する中心から外れた場所を選択します</li>。
		<li>は、フォト ダイオードのサイズをシミュレートするフォト ダイオードの位置を囲む隣接行列の要素を追加します。フォト ダイオードのサイズは通常モデルの回折パターンの 0.1% です</li>。
		<li>レコードとプロット回折の大きさの順序を示します。信号が物理的に合理的であることを確認してください (すなわち、定期的なスラッシングの場合、フォト ダイオードからの信号べき周期同様).</li>
	</ol></li> <li>フーリエ 7.3 で得られた回折信号を変換し、実験データと結果を比較します</li>。
	<li>系統のワームの繰り返しを比較しています</li>。
</ol>

<ol>
	<li>Magnes, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Freely+Swimming+C.+elegans+Using+Laser+Diffraction.">Analysis of Freely Swimming C. elegans Using Laser Diffraction.</a> Open J. Biophys. 2, 101-107 (2012).</li><li>Magnes, J., Raley-Susman, K. M., Eells, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Locomotion+Study+of+Freely+Swimming+Micro-organisms+Using+Laser+Diffraction.">Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction.</a> J. Vis. Exp. (68), (2012).</li><li>James, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Student's Guide to Fourier Transforms with Applications in Physics and Engineering. , (1995).</li><li>Korta, J., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mahadevan, L., Samuel, A. D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensation+and+mechanical+load+modulate+the+locomotory+gait+of+swimming+C.+elegans.">Mechanosensation and mechanical load modulate the locomotory gait of swimming C. elegans.</a> J. Exp. Biol. 210, (2007).</li><li>Martin-Garcia, J. M., Conrad, C. E., Coe, J., Roy-Chowdhury, S., Fromme, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serial+femtosecond+crystallography:+A+revolution+in+structural+biology.">Serial femtosecond crystallography: A revolution in structural biology.</a> Arch. Biochem. Biophys. 602, 32-47 (2016).</li><li>Thibault, P., Rankenburg, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+diffraction+microscopy+in+a+teaching+laboratory.">Optical diffraction microscopy in a teaching laboratory.</a> Amer. J. Phys. 75 (9), 827-832 (2007).</li><li>Miao, J., Ishikawa, T., Anderson, E. H., Hodgson, K. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+retrieval+of+diffraction+patterns+from+non+crystalline+samples+using+the+oversampling+method.">Phase retrieval of diffraction patterns from non crystalline samples using the oversampling method.</a> Phys. Rev. B. 67, 174104 (2003).</li><li>Zhang, Y. P., Zhang, J. Q., Xu, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+for+eliminating+zero-order+diffraction+in+lensless+Fourier+transform+digital+holography.">Method for eliminating zero-order diffraction in lensless Fourier transform digital holography.</a> Optik - International Journal for Light and Electron Optics. 124 (21), 4873-4875 (2013).</li><li>Brody, A. H., Chou, E., Gray, J. M., Pokrywka, N. J., Raley-Susman, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mancozeb-induced+behavioral+deficits+precede+structural+neural+degeneration.">Mancozeb-induced behavioral deficits precede structural neural degeneration.</a> NeuroToxicology. 34, 74-81 (2013).</li><li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+C.+elegans.">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook. , (2006).</li><li>Dasalukunte, D., &#214;wall, V., Rusek, F., Anderson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Faster than Nyquist Signaling. Algorithms to Silicon. , (2014).</li><li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans.">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biol. 6 (8), e198 (2008).</li><li>Bilbao, A., Wajnryb, E., Vanapalli, S. A., Blawzdziewicz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nematode+Locomotion+in+Confined+and+Unconfined+Fluids.">Nematode Locomotion in Confined and Unconfined Fluids.</a> Phys. Fluids. 25, 081902 (2013).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

人工的に低い周波数平均が結果になりますので非アクティブ データの伸張を含む結果が歪曲されます。フォト ダイオードの飽和は、平らな山または raw データで「切断」のピークによって認識することができます。ピーク強度によって各 raw データ セットを分割は、レーザー強度変動の会計処理に役立ちます。
ピーク周波数の全体的な指標は、スラッシング周波数;しかし、複雑な動きは回折パターンのビート周波数の干渉を引き起こす、慎重に検討する必要があります。
このメソッドは、他の線虫の移動を調査する使用することができます。環境は、別のメディアに変更できます。波長だけでなく変更できます。電磁スペクトルの目に見える範囲での作業は、最も簡単なと最も安全なです。
洗練されたモデルは、将来的により現実的に回折スペクトルをシミュレートします。将来のモデルは周波数の場所が相対的なピークの高さには影響しません、向きを変えることができるワームを含めることができます。現実的なモデルは、スラッシングの周波数は、実験データのようにピークを広げることの確率分布になります。周波数拡散をスラッシング周波数のばらつきを占めます。
現在のワーム形状は、現在のモデルよりもよりテーパーにする必要があります頭と尾の地域特に原油です。興味深い異なる突然変異における歩行の複雑さについての手がかりを与えることができるので、信号の時系列データの詳細な分析を実施する場合があります。
この手法が同時に複数の線虫を特徴付ける進出の実用性を考慮した価値があります。このメソッドは、従来の顕微鏡を使用して既存のメソッドに相補的な方法として理解すべき。このメソッドには、焦点面からワームを移動ことがありますように、データ集録時に顕微鏡を要求しないという利点があります。平均周波数スペクトルはワームの動きに明らかな違いを示すし、流行している周波数のピークによって定量することができますワーム運動を定量化する手法であります。回折署名のデータ分析が発展で、うまくいけば複数の突然変異体および個人の自動認識プロセスに 。

このメソッドは、非常に異なる歩行パターンの 2 つの系統を用いた線虫の運動の実験とモデル化された周波数スペクトルを比較します。線虫は、明確な顕微鏡画像は解析には必要ありませんので、水の列で泳ぐように、周波数スペクトルが変化に依存することを示した。このメソッドは、リアルタイム定量が可能、伝統的な顕微鏡で得られた画像/動画に相補的な情報を提供します。フラウンホーファー回折、遠視野の回折とも呼ばれますは、ライブの回折データ1,2を取得するための基礎を提供します。回折パターンで任意の単一の時点で光の強度は、線虫の3の概要のすべてのポイントからの光を重ね合わせの結果です。その結果、光の強度を時間をかけて収集は線虫の移動についての情報を運ぶ。時間依存型回折信号の分析は従来のビデオ解析を補完する歩行に関与するすべての周波数の分析から対応する突然変異体の特徴的な運動を識別できます。この場合、「ローラー」の歩行と野生型線虫の特徴的な違いは、線虫の 2 つの異なる系統の周波数スペクトルを比較することによって確認しています。
いくつかの以前の特性は、周波数2,4の水泳など回折信号の周波数解析を用いた確認されています。もっと重要なは、このメソッドは、データが収集されていると、コンピューターの画面上でリアルタイムに歩行を観察する伝統的な顕微鏡に相補的な方法として使用できます。異なる歩行パターンを持つワームの周波数スペクトルは、フーリエ変換回折信号の信号を考慮した定量化することができます。
この作品での回折のフーリエ ベースの学際的な性質には、生物学と物理学のフィールドが含まれます。アンダー ・ サンプリングによる回折は、結晶構造生物学5と他の分野を調査するため長い間使用されています。この実験では、しかし、6、7をオーバー サンプリングが作成され遠視野の回折パターン レーザー光線で生物を中心します。オーバー サンプリングは通常レンズ少ないイメージング8元のオブジェクトのイメージを再構築フェーズ検索アルゴリズムと組み合わせて使用されます。位相回復による線虫の場合、散乱体が存在する場合を達成することは困難です。回折の時間署名は、ワームの動きの鍵域を評価するのに十分です。このメソッドは、計算負荷が少ないと運動を定量化する方法が光を提供します。この手法は、適応変異や行動を変える環境条件の分析のため容易にかもしれない。

<table><tbody><tr><td>Tunable Helium-Neon laser</td><td>Research Electro-Optics</td><td>30602</td><td>Four wavelengths can be selected between 543 nm and 633 nm.</td></tr><tr><td>2 Front Surface Aluminum Mirrors</td><td>Thorlabs</td><td>PF10-03-F01</td><td></td></tr><tr><td>Photodiode: SI Amplified Detector</td><td>Thorlabs</td><td>PDA 100A</td><td></td></tr><tr><td>Quartz Cuvette</td><td>Starna Cells</td><td>21/G/5</td><td>Plastic cells may be used as well.</td></tr><tr><td>MatLab (Software)</td><td>MathWorks</td><td>R2016b (9.1.0.441655)</td><td>Use the fft command to simulate diffraction</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>14.7.1</td><td>Used for data analysis of Figure 4</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Caenorhabditis elegans&lt;/em&gt; Roller</td><td>&lt;em&gt;University of Minnesota Caenorhabditis elegans Center (CGC)&lt;/em&gt;</td><td>Strain: OH7547&lt;br/&gt; Genotype: otIs199.</td><td>https://cbs.umn.edu/cgc/home</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Caenorhabditis elegans&lt;/em&gt; Wild Type</td><td>&lt;em&gt;University of Minnesota Caenorhabditis elegans Center (CGC)&lt;/em&gt;</td><td>Strain:N2 Genotype: C. elegans wild isolate</td><td>https://cbs.umn.edu/cgc/home</td></tr></tbody></table>

fourier-based diffraction analysis of live caenorhabditis elegans

本稿では、一時的な遠視野の回折の署名を使用して線虫を分類する方法について説明します。1 つのc. の elegansは光キュベット内の水柱で中断されます。632 nm 連続波 HeNe レーザーがフロント面の鏡を使用してキュベットを介して送られます。旅キュヴェットを光が通過した後、少なくとも 20 〜 30 cm のかなりの距離により有用な遠方界 (フラウンホーファー) 回折パターンになります。線虫とリアルタイムで回折パターンの変化は、レーザー ビーム内で泳ぐ。フォト ダイオードは、回折パターンの中心から外れてが配置されます。フォト ダイオードからの電圧信号をリアルタイムに観察し、デジタル ・ オシロ スコープを使用して記録しました。139 の野生型および 108「ローラー」 c. の elegansのこのプロセスが繰り返されます。野生型のワームは、ソリューションの急速な振動パターンを表わします。「ローラー」ワーム滑らかな歩行を妨げるクチクラの重要なコンポーネントの突然変異があります。彩度と非アクティブの自由ではない時間間隔は破棄されます。各平均の相対強度を比較する最大除算する実用的です。各ワームのための信号は、各ワームの周波数パターンが現れるようにフーリエ変換です。ワームの種類ごとに信号の平均です。野生型と「ローラー」線虫の平均のフーリエ スペクトルとはまったく違うとフーリエ解析を用いた 2 つの別のワーム系統の動的ワーム形状を区別できることを明らかにします。各ワームのひずみのフーリエ スペクトルと一致歩行瞬間に対応する 2 つの異なるバイナリ ワーム形状を用いた近似モデル。実際、モデル化されたワームの平均頻度分布の封筒は、モデル データに一致するを確認します。このメソッドは、すべての微生物はそのユニークなフーリエ スペクトルを持っている多くのミクロ種のフーリエ分析のためのベースラインとして使用できます。

図 1に示すように光の実験のセットアップは、微生物の研究、焦点面に縛られることがなくフォト ダイオードからのスラッシングの信号は、データが収集されるコンピューターの画面上でリアルタイムに観察できます。異常なパターンの詳細ビデオを分析することがなくすぐに目に見えることがされます。
パターンは図 2に示すようにモデル化されたシーケンシャル ワームの動きと対応する回折の例です。定性的モデル化された回折実験のパターン1のように、シミュレーションが正常に線虫をモデルすること最初の徴候です。
ここで学んだの線虫の 2 つのタイプの一時的な回折署名のサンプルは図 3に示します。それ見ることができる質的各線虫が異なる速度振幅でバタバタしています。カーブフィッティングに以前文書1で行われたいくつかの相違点の定量化できます。離散フーリエ変換は、ただし、埋め込み周波数に関する詳細を明らかにします。
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56154/56154eq1.jpg">、(1)
Fkはデジタルのフーリエ変換 (FT) fnは離散時間と時間依存生回折信号n変数と離散周波数可変・ k ・ Nがどこの合計数データ ポイントです。平均デジタル フーリエ変換線虫その回折周波数スペクトル (図 4) の振幅によって識別することができます。野生型のスペクトルは、ローラーの動きスペクトルよりも低い周波数によって支配されます。
ローラー c. の elegansノート対野生型に近いモデル野生型ローラーはほぼ振動の C 形 (のような 1 つの側面を支持する傾向がある間波状 (W や S 形) 運動 (図 2 a) で徹底的に議論する傾向があります。図 5)。これは、異なるスペクトルのいくつかの解説をしています。W 振動は、2 つの向かい合う C 運動として考えることができますしながら、ローラは片側に C を形成主。このため、W モーションは明らかに C モーションよりもより多くの二次低周波複雑です。この結果は、計算のモデルで確認されています。W 形状が C 形 (図 6) よりもはるかに高い周波数の密度です。これは図 4ローラー周波数が中完全に離散的にクラスターより FFT で確認です。ローラは野生型歩行に一時的に戻すことができますので、ローラーの統計情報が偏っています。
ローラー タイプの平滑化スペクトル線虫~1.5 Hz でスイミング野生型線虫展示マルチ モーダル スペクトル (~1.0 Hz と 1.75 Hz 含むピーク)、ブロードなピークを示します。フォト ダイオード (PD) の有限サイズはいくつかの行列要素上で広がっています。個々 の行列要素または回折パターン上のポイントは強度が違うので建設的かつ破壊的な干渉が異なります。とはいえ、強度が変化する周波数は図 7に見られるようにすべての行列要素の同じであります。時間微分方程式 1 を考慮した位相マトリックスではなく元のオブジェクトの変動のみ周波数変動に依存しないことを見ることができます。
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/56154/56154eq2.jpg">、(2)
いくつかの行列要素を PD として、ピーク位置の一貫した周波数プロファイルに平均します。いくつかのバリエーションが期待できるし、ワームの向きについての手がかりを与えることができます。ワーム変更の歩行として度数分布が変わります。現在のモデルだけ相対的なピークの高さよりもむしろピーク位置の評価ができるシンプルなモデルです。異なる歩行パターンは、異なるピーク位置を平均します。

<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig1.jpg"> 
図 1。実験のセットアップ。低消費電力のレーザー ビーム通過中性密度フィルターはミラー M2、およびフォト ダイオードへの旅の上にワームを含むキュベットからダウン ミラー M1 に反映されます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig2.jpg"> 
図 2。シーケンシャル ワーム形状と対応する回折パターン。(、) 一部はモデルの W 形状線虫、(b) 対応する逐次回折パターンの逐次バイナリ イメージを選択しています。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig3.jpg"> 
図 3。実験試料回折署名します。回折署名収集 (、) OH7547「ローラー」と (b) N2 野生型線虫回折パターン.に単一のフォト ダイオードを使用して<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig4.jpg"> 
図 4。実験的平均ローラーと野生型フラウンホーファー回折シリーズのパワー スペクトル。フォト ダイオードと時系列の平均のフーリエ変換で周波数を提示スペクトル表示が記録されます。ガウス フィルター標準偏差 0.075 Hz、3 標準偏差で切り捨て平滑化に使用されます。~1.5 Hz (~1.0 と 1 のピークを含むマルチ モーダル平滑野生型スペクトルと比較して平滑ローラー スペクトルの広いスペクトル ピークを注意してください。.75 Hz)。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig5.jpg"> 
図 5。回折形成図。回折パターンは無限小のストレート ラインを (左) として各線分の思考見なすことができます。C 型のマツ材線虫病によって生成される遠視野の回折パターンの構築を示します (右) にこれらの行を重ね合わせます。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig6.jpg"> 
図 6。ローラーと野生型フラウンホーファー回折シリーズのパワー スペクトルをシミュレートします。200 (垂直) と 175 (水平) (、) C 形と (b) W 形ワーム、フォト ダイオードを用いた中心行列要素と。W シェープより複雑な運動による周波数のより高い密度を示しています。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig6large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56154/56154fig7.jpg"> 
図 7。ローラーと異なるフォト ダイオードの場所で野生型フラウンホーファー回折シリーズのパワー スペクトルをシミュレートします。(、) W 形状のワームやフォト ダイオードのさまざまな場所をシミュレートするさまざまな場所で 1 つの行列要素の (b) C 形ワーム。ピークの高さによって異なるさまざまな位置がある;ただし、ピーク位置は、特定の図形と同じままです。<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56154/56154fig7large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

本稿では、遠視野の回折の署名を使用して別の線虫を区別する方法について説明します。連続波レーザーを使用して単一の場所に一時的なフラウンホーファー回折の署名に関連付けられている周波数を平均することによって 139 の野生型および 108「ローラー」 c. の elegansの歩行を比較します。

フーリエ ベース回折分析のライブの線虫

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column ...

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Universidad de Cartagena UDEC

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Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

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7.9K ビュー.  Vassar College. 本稿では、遠視野の回折の署名を使用して別の線虫を区別する方法について説明します。連続波レーザーを使用して単一の場所に一時的なフラウンホーファー回折の署名に関連付けられている周波数を平均することによって 139 の野生型および 108「ローラー」 c. の elegansの歩行を比較します。

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Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, acceleration and forces involved in the locomotory behavior of nematodes suspended in a column of water in response to single wavelengths of light. We demonstrate how to evaluate the locomotion of a microscopic organism using Single Wavelength Shadow Imaging (SWSI) using two different examples.
The first example is a systematic and statistically viable study of the average descent of C. elegans in a column of water. For this study, we used living and dead wildtype C. elegans. When we compared the velocity and direction of nematode active movement with the passive descent of dead worms within the gravitational field, this study showed no difference in descent-times. The average descent was 1.5 mm/sec &#177; 0.1 mm/sec for both the live and dead worms using 633 nm coherent light.
The second example is a case study of select individual C. elegans changing direction during the descent in a vertical water column. Acceleration and force are analyzed in this example. This case study demonstrates the scope of other physical properties that can be evaluated using SWSI while evaluating the behavior using single wavelengths in an environment that is not accessible with traditional microscopes. Using this analysis we estimated an individual nematode is capable of thrusting with a force in excess of 28 nN.
Our findings indicate that living nematodes exert 28 nN when turning, or moving against the gravitational field. The findings further suggest that nematodes passively descend in a column of water, but can actively resist the force of gravity primarily by turning direction.

Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

The technique presented here measures the path of freely swimming microscopic species using single wavelength exposure. C. elegans are used to demonstrate shadow imaging as an inexpensive alternative to costly microscopes. This technique can be adapted to accommodate various orientations, environments and species to measure direction, speed, acceleration and forces.

の単一波長シャドウイメージング<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</emフォース予測など&gt;ロコモーション

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

工学

Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction

Soil and aquatic microscopic organisms live and behave in a complex three-dimensional environment. Most studies of microscopic organism behavior, in contrast, have been conducted using microscope-based approaches, which limit the movement and behavior to a narrow, nearly two-dimensional focal field.1 We present a novel analytical approach that provides real-time analysis of freely swimming C. elegans in a cuvette without dependence on microscope-based equipment. This approach consists of tracking the temporal periodicity of diffraction patterns generated by directing laser light through the cuvette. We measure oscillation frequencies for freely swimming nematodes.
Analysis of the far-field diffraction patterns reveals clues about the waveforms of the nematodes. Diffraction is the process of light bending around an object. In this case light is diffracted by the organisms. The light waves interfere and can form a diffraction pattern. A far-field, or Fraunhofer, diffraction pattern is formed if the screen-to-object distance is much larger than the diffracting object. In this case, the diffraction pattern can be calculated (modeled) using a Fourier transform.2
C. elegans are free-living soil-dwelling nematodes that navigate in three dimensions. They move both on a solid matrix like soil or agar in a sinusoidal locomotory pattern called crawling and in liquid in a different pattern called swimming.3 The roles played by sensory information provided by mechanosensory, chemosensory, and thermosensory cells that govern plastic changes in locomotory patterns and switches in patterns are only beginning to be elucidated.4 We describe an optical approach to measuring nematode locomotion in three dimensions that does not require a microscope and will enable us to begin to explore the complexities of nematode locomotion under different conditions.

Microscopic organisms like the free-swimming nematode C. elegans, live and behave in a complex three-dimensional environment. We report on a novel approach that provides analysis of C. elegans using diffraction patterns. This approach consists of tracking the temporal periodicity of diffraction patterns generated by directing laser light through a cuvette.

自由レーザー回折を用いた微生物水泳の定量的ロコモーションスタディ

Soil and aquatic microscopic organisms live and behave in a complex three-dimensional environment. Most studies of microscopic organism behavior, in ...

生物工学

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and pathways as well as its ease of cultivation. Several C. elegans disease models have been reported, including neurodegenerative disorders such as Parkinson's disease (PD), which involves the degeneration of dopaminergic (DA) neurons 1. Both transgenes and neurotoxic chemicals have been used to induce DA neurodegeneration and consequent movement defects in worms, allowing for investigations into the basis of neurodegeneration and screens for neuroprotective genes and compounds 2,3.
Screens in lower eukaryotes like C. elegans provide an efficient and economical means to identify compounds and genes affecting neuronal signaling. Conventional screens are typically performed manually and scored by visual inspection; consequently, they are time-consuming and prone to human errors. Additionally, most focus on cellular level analysis while ignoring locomotion, which is an especially important parameter for movement disorders.
We have developed a novel microfluidic screening system (Figure 1) that controls and quantifies C. elegans' locomotion using electric field stimuli inside microchannels. We have shown that a Direct Current (DC) field can robustly induce on-demand locomotion towards the cathode ("electrotaxis") 4. Reversing the field's polarity causes the worm to quickly reverse its direction as well. We have also shown that defects in dopaminergic and other sensory neurons alter the swimming response 5. Therefore, abnormalities in neuronal signaling can be determined using locomotion as a read-out. The movement response can be accurately quantified using a range of parameters such as swimming speed, body bending frequency and reversal time.
Our work has revealed that the electrotactic response varies with age. Specifically, young adults respond to a lower range of electric fields and move faster compared to larvae 4. These findings led us to design a new microfluidic device to passively sort worms by age and phenotype 6.
We have also tested the response of worms to pulsed DC and Alternating Current (AC) electric fields. Pulsed DC fields of various duty cycles effectively generated electrotaxis in both C. elegans and its cousin C. briggsae 7. In another experiment, symmetrical AC fields with frequencies ranging from 1 Hz to 3 KHz immobilized worms inside the channel 8.
Implementation of the electric field in a microfluidic environment enables rapid and automated execution of the electrotaxis assay. This approach promises to facilitate high-throughput genetic and chemical screens for factors affecting neuronal function and viability.

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

A semi-automated micro-electro-fluidic method to induce on-demand locomotion in Caenorhabditis elegans is described. This method is based on the neurophysiologic phenomenon of worms responding to mild electric fields (&#x201C;electrotaxis&#x201D;) inside microfluidic channels. Microfluidic electrotaxis serves as a rapid, sensitive, low-cost, and scalable technique to screen for factors affecting neuronal health.

のオンデマンド定量分析のためのマイクロ流体ベースの走電性<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em&gt; &#39;ロコモーション

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and chromosome dynamics. While the germline is an excellent model, the analysis is often two dimensional due to the time and labor required for three-dimensional analysis. Major readouts in such studies are the number/position of nuclei and protein distribution within the germline. Here, we present a method to perform automated analysis of the germline using confocal microscopy and computational approaches to determine the number and position of nuclei in each region of the germline. Our method also analyzes germline protein distribution that enables the three-dimensional examination of protein expression in different genetic backgrounds. Further, our study shows variations in cytoskeletal architecture in distinct regions of the germline that may accommodate specific spatial developmental requirements. Finally, our method enables automated counting of the sperm in the spermatheca of each germline. Taken together, our method enables rapid and reproducible phenotypic analysis of the C. elegans germline.

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

We present an automated method for three-dimensional reconstruction of the Caenorhabditis elegans germline. Our method determines the number and position of each nucleus within the germline and analyses germline protein distribution and cytoskeletal structure.

核の分布、蛋白質および細胞骨格を研究する線虫生殖細胞の解析

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

発生生物学

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. Animals cope with these stimuli by modifying their behavior. Understanding the mechanisms underlying such behavioral modification requires quantification of neural activity during the behavior of interest. Here, we report a method for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with nonlocalized vibration of specific frequency, displacement, and duration. This method allows the production of well-controlled, nonlocalized vibration using an acoustic transducer and quantification of evoked calcium responses at single-cell resolution. As a proof of principle, the calcium response of a single interneuron, AVA, during the escape response of C. elegans to vibration is demonstrated. This system will facilitate understanding of neural mechanisms underlying behavioral responses to mechanical stimuli.

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Reported here is a system for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with well-controlled, nonlocalized vibration. This system allows researchers to evoke nonlocalized vibrations with well-controlled properties at nano-scale displacement and to quantify calcium currents during responses of C. elegans to the vibrations.

自由に行動する カエノルハブディティス・エレガンス におけるカルシウムイメージングと、十分に制御された非局在振動

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. ...

行動学

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

ミトコンドリア病の ケノハブディティス・エレガンス モデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

の長期カルシウムイメージングのためのアガロースマイクロチャンバー<em&gt;線虫（Caenorhabditis elegans）</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

神経科学

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

カエノラブディティス ・ エレガンスにおける縦断的イメージングのためのマイクロ流体プラットフォーム

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

Tracking Calcium in the Early Developmental Phases of C. elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode Caenorhabditis elegans provides several unique advantages for the study of the OET as it is transparent and has an ordered gonad that produces one mature oocyte every ~23 min at 20 &#176;C. We have modified the genetically encoded calcium indicator jGCaMP7s to fluorescently indicate the moment of fertilization within a living organism. We have termed this reporter &#34;CaFE&#34; for Calcium during Fertilization in C. elegans. The CaFE reporter was&#160;engineered into a safe harbor locus in single copy, has no significant impact on physiology or fecundity, and produces a robust signal upon fertilization. Here, a series of protocols is presented for utilizing the CaFE reporter as an in vivo tool for dissecting the OET and embryogenesis. We include methods to synchronize worms, examine the effects of RNAi knockdown, mount worms for imaging, and to visualize calcium in oocytes and embryos. Additionally, we present the generation of additional worm strains to aid in this type of analysis. Demonstrating the utility of the CaFE reporter to visualize the timing of fertilization, we report that double ovulation occurs when ipp-5 is targeted by RNAi and that only the first oocyte undergoes immediate fertilization. Furthermore, the discovery of single-cell calcium transients during early embryogenesis is reported here, demonstrating that the CaFE reporter persists into early development. Importantly, the CaFE reporter in worms is simple enough to use for incorporation into course-based undergraduate research (CURE) laboratory classes. The CaFE reporter, coupled with the ordered gonad and ease of RNAi in worms, facilitates inquiry into the cell-cell dynamics required to regulate internal fertilization and early embryogenesis.

Here, we present protocols and tools for visualizing calcium during fertilization and early embryogenesis using a genetically encoded calcium reporter expressed in the germline of the model nematode C. elegans.

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode ...

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for the conversion and replication of their benign cellular isoform. Accumulating evidence suggests that many protein aggregates can act as self-propagating templates and corrupt the folding of cognate proteins. Although aggregates can be functional under certain circumstances, this process often leads to the disruption of the cellular protein homeostasis (proteostasis), eventually leading to devastating diseases such as Alzheimer&#8217;s disease (AD), Parkinson&#8217;s disease (PD), Amyotrophic lateral sclerosis (ALS), or transmissible spongiform encephalopathies (TSEs). The exact mechanisms of prion propagation and cell-to-cell spreading of protein aggregates are still subjects of intense investigation. To further this knowledge, recently a new metazoan model in Caenorhabditis elegans, for expression of the prion domain of the cytosolic yeast prion protein Sup35 has been established. This prion model offers several advantages, as it allows direct monitoring of the fluorescently tagged prion domain in living animals and ease of genetic approaches. Described here are methods to study prion-like behavior of protein aggregates and to identify modifiers of prion-induced toxicity using C. elegans.

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prion-like propagation of protein aggregates has recently emerged as being implicated in many neurodegenerative diseases. The goal of this protocol is to describe, how to use the nematode C. elegans as a model system to monitor protein spreading and to investigate prion-like phenomena.

拡散とプリオン様タンパク質の毒性は後生動物モデル生物を用いて調査<em&gt; C。エレガンス</em

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for ...

フーリエベース回折分析のライブの線虫

要約

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の単一波長シャドウイメージング

自由レーザー回折を用いた微生物水泳の定量的ロコモーションスタディ

のオンデマンド定量分析のためのマイクロ流体ベースの走電性

核の分布、蛋白質および細胞骨格を研究する線虫生殖細胞の解析

自由に行動するカエノルハブディティス・エレガンスにおけるカルシウムイメージングと、十分に制御された非局在振動

ミトコンドリア病のケノハブディティス・エレガンスモデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析

の長期カルシウムイメージングのためのアガロースマイクロチャンバー

カエノラブディティス・エレガンスにおける縦断的イメージングのためのマイクロ流体プラットフォーム

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

拡散とプリオン様タンパク質の毒性は後生動物モデル生物を用いて調査

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